JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Существующий протокол, моделирующий синдром центрального пуповинного мозга (CCS) у мышей, улучшил воспроизводимость и минимизировал операционные повреждения экспериментальных животных, избегая чрезмерного нарушения анатомической структуры. Стратегия, описанная в данном исследовании, является выгодной, поскольку она позволяет исследовать механизмы травм путем получения последовательных результатов.

Аннотация

Животные модели синдрома центрального пуповинного мозга (CCS) могут принести существенную пользу в доклинических исследованиях. Идентифицируемые анатомические пути могут обеспечить минимально инвазивные подходы к воздействию и уменьшить дополнительные травмы экспериментальных животных во время работы, позволяя поддерживать последовательную и стабильную анатомическую морфологию во время экспериментов, чтобы свести к минимуму поведенческие и гистологические различия между индивидуумами для улучшения воспроизводимости экспериментов. В этом исследовании спинной мозг уровня C6 подвергался воздействию с использованием коаксиальной платформы для травмы спинного мозга (SCICP) и комбинации с минимально инвазивной техникой. С помощью стабилизатора позвонков мы фиксировали позвонки и сжимали спинной мозг мышей C57BL/6J весами 5 г/мм2 и 10 г/мм2 SCICP, чтобы индуцировать различные степени повреждения спинного мозга C6. В соответствии с предыдущим описанием CCS, результаты показывают, что поражение в этой модели сосредоточено в сером веществе вокруг центрального спинного мозга, что позволяет проводить дальнейшие исследования CCS. Наконец, гистологические результаты приводятся в качестве справочного материала для читателей.

Введение

В последние годы наблюдается постоянный рост заболеваемости травмами спинного мозга (ТСМ), при этом у пожилых людей больше травм из-за менее жестокой таума1. Эти травмы чаще затрагивают шейный отдел позвоночника и чаще приводят к неполной неврологической дисфункции2.

В XXI веке CCS является наиболее распространенным типом неполной ТСМ, на долю которого приходится более половины всех ТСМ. По сравнению с обычной неполной ТСМ, CCS характеризуется непропорционально большим поражением верхних, чем нижних конечностей3. Характеризуется преимущественно слабостью верхних конечностей с менее выраженной сенсорной дисфункцией и дисфункцией мочевого пузыря. Считается, что CCS вызывается посттравматическим кровоизлиянием и отеком центральной области или, как недавно было предложено, валлеровской дегенерацией в результате сдавливания спинного мозга при стенозе позвоночного канала. При ведении УХУ отсутствуют фактические данные высокого уровня, которыми можно руководствоваться, что требует всестороннего понимания его патофизиологии4. Тем не менее, о моделях CCS не сообщалось. Подходящие животные модели имеют важное значение для понимания патофизиологии, что может обеспечить исследовательскую базу для клинических и доклинических исследований 5,6,7,8,9,10.

В этом исследовании была создана модель CCS у мышей с коаксиальной платформой при повреждении спинного мозга (SCICP) и минимально инвазивным планом операции, что позволяет проводить дальнейшие исследования и понимать CCS. Достоверность модели подтверждается гистологическим, магнитно-резонансным томографом (МРТ) и иммунофлуоресцентным анализом.

протокол

Эксперименты были одобрены Комитетом по этике и благополучию лабораторных животных Медицинского колледжа Чилу Шаньдунского университета (номер одобрения: 22021). Они проводились в соответствии с Руководством по уходу за лабораторными животными и их использованию, опубликованным Национальными институтами здравоохранения (NIH Publications No. 85-23, пересмотрено в 1996 году). Все мыши, использованные в этом исследовании, были 9-10-недельными самками C57BL/6J, приобретенными у компании Jinan Pengyue Experimental Animal Company (Цзинань, Китай). В общей сложности 9 мышей, участвовавших в этом исследовании, были в равной степени рандомизированы в контрольную, легкую и тяжелую группы. Через 7, 28 и 70 дней после травмы в жертву приносили по одной мыши из каждой группы.

1. Ламинэктомия С6 и обнажение спинного мозга

ПРИМЕЧАНИЕ: Экспонирование проводилось под микроскопом. Кровотечения можно избежать, обратив внимание на два аспекта: (i) следует избегать всех кровеносных сосудов. (ii) Мышцы должны быть разделены в точках начала и окончания мышцы.

  1. Подготовьте хирургические инструменты и SCICP.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Структура SCICP была описана в предыдущем исследовании11. Отличие от предыдущего исследования заключается в том, что в данном протоколе повреждение спинного мозга осуществляется путем компрессии. Два различных веса (10,4 г и 20,8 г) этой платформы могут обеспечить сжатие 5 г/мм2 и 10 г/мм2 соответственно (рис. 1). Этапы воздействия и компрессии спинного мозга показаны на рисунке 2.
  2. Вводят изофлуран мыши путем ингаляции через носовой конус (индукция: 3%-5%, поддерживающая: 1,5%-2%).
  3. После того, как анестезия подействует, исследуйте небольшую выпуклость по средней линии за шеей мышей, которая является остистым отростком второго грудного позвонка (Т2).
  4. Сбрейте волосы вокруг этой выпуклости. Продезинфицируйте кожу тремя чередующимися аппликациями раствора йодофора с последующим нанесением кожных антисептиков 75% этилового спирта.
  5. Расположите мышь лежа на операционном столе. Нанесите глазную мазь для защиты глаз.
  6. Подложите под грудную клетку подушечку толщиной 3-4 мм, чтобы обеспечить выгибание шейного отдела позвоночника, облегчая обнажение межпластиночного пространства и беспрепятственный проход дыхательных путей во время операции. Вводят бупренорфин в качестве предоперационной анальгезии (0,05-0,1 мг/кг, SQ).
  7. Сделайте продольный разрез 1-1,5 см стерильным скальпелем по центру остистого отростка2-го грудного позвонка, чтобы обнажить фасциальный слой (рис. 2А).
  8. Удалите часть жировой ткани выше Т2 стерильными микроножницами, чтобы найти остистый отросток Т2.
  9. Отделите двусторонние трапециевидные и ромбовидные мышцы от С5-Т2 по средней линии микроножницами (рис. 2Б).
  10. Отделите мышцы на пластинке позвонков С5-Т2 микроножницами и оттяните мышечный слой в стороны стерильными микроретракторами (рис. 2В).
  11. Разрезают многожильные и шейные мышцы позвоночника на поверхности позвонков.
  12. Расположите Т2 по самой высокой точке остистых отростков. Зондируйте остистые отростки последовательно по направлению к ростральному концу от Т2 до нахождения С6 (рис. 3).
  13. Приподнимают пластинку С6 щипцами, отрезают пластинку, и спинной мозг обнажается (рис. 2D).

2. Компрессионная травма шейного отдела спинного мозга

  1. Зажмите фасеточные соединения С6-7 стабилизатором позвонков и зафиксируйте их (рис. 2E).
  2. Направьте стерильный наконечник груза на открытый спинной мозг и убедитесь, что плоская нижняя часть наконечника расположена параллельно дорсальной поверхности спинного мозга (Рисунок 2F).
  3. Отрегулируйте рукав так, чтобы вес сжимал спинной мозг. Прекратите регулировку, когда вес будет находиться в постоянном относительном положении по отношению к спинному мозгу (рис. 2G).
    ПРИМЕЧАНИЕ: Не делайте этот процесс слишком сильным или быстрым, если вес оказывает контузионное воздействие на спинной мозг.
  4. Снимите груз и стабилизатор позвонков после 5-минутной компрессии.
  5. Наблюдайте изменения цвета спинного мозга после компрессии под микроскопом (рис. 2H).
  6. Промойте стерильным PBS и используйте всасывание для очистки места операции.
  7. Послойно сшить мышцы и кожу с помощью полипропиленового нерассасывающегося шовного материала (размер: 6-0).
  8. Продезинфицируйте операционную область, положите мышь на теплую коврик до тех пор, пока мышь не придет в полное сознание, а затем верните мышь в клетку для мышей.
  9. Вводят бупренорфин для обезболивания (0,05-0,1 мг/кг, SQ) каждые 8-12 ч в течение 3 дней.

3. Гистологический анализ

  1. Обезболивайте мышь внутрибрюшинной инъекцией 1,25% трибромэтанола (0,02 мл/г массы тела) на 7, 28 или 70 день после травмы. Транскардиально введите мышам 60 мл фосфатно-солевого буфера (PBS) и 20 мл 4% параформальдегида11.
  2. Разрежьте спинной мозг на расстоянии 0,5 см от центра поражения с обеих сторон микроножницами и сохраните участок длиной 1 см.
  3. Консервированный участок спинного мозга погрузить в 30% сахарозу при 4 °C на 48 ч.
  4. Внедрите ткани с помощью ОКТ, нарежьте ткани на срезы толщиной 6 мкм с помощью криотома и соберите срезы на предметном стекле.
  5. Окрашивание гематоксилином и эозином
    1. Промойте участки размером 6 мкм 1x PBS в течение 5 минут 3 раза, чтобы удалить остаточные ОКТ.
    2. Погрузите срезы в гематоксилин на 90 с. Промойте срезы под проточной водой в течение 3 минут.
    3. Погрузите срезы в эозин на 4 минуты. Замочить в 95% спирте на 30 с, чтобы удалить излишки озина.
    4. Наконец, обезвоживайте предметные стекла спиртом (95% спиртом и 100% спиртом дважды, последовательно) в течение 30 с и поместите предметные стекла в ксилолевую ванну для очистки на 2 минуты. Затем запечатайте срезы покровным стеклом и гелем из смолы.
  6. Прусское синее окрашивание
    1. Погрузите предметные стекла на 20 мин в равную смесь ферроцианида калия (10%) и соляной кислоты (10%).
    2. Смойте 3 раза дистиллированной водой и окрашивайте в течение 5 минут Nuclear Fast Red.
    3. Трижды промыть дистиллированной водой, затем одно полоскание 95% спиртом и два полоскания 100% спиртом в течение 5 мин.
    4. Очистите срезы в ксилоле два раза по 3 мин каждый, а затем запечатайте гелем для смолы12.
  7. Иммунофлуоресцентное окрашивание
    1. Инкубируют предметные стекла со следующими первичными антителами в течение 1 ч при 37 °C: антиионизированная кальцийсвязывающая переходная молекула 1 кролика (Iba-1) (1:500), которая была повышена в микроглии после повреждения нерва; мышиный антиглиальный фибриллярный кислый белок (GFAP) (1:300), который экспрессируется в астроцитах центральной нервной системы; кролик анти-нейрофиламент-200 (NF-200) (1:2000), который экспрессируется в нейрофиламенте.
    2. Инкубируйте со вторичными антителами в течение 1 ч при комнатной температуре (RT): Alexa Fluor488 козий против мышей и Alexa Fluor594 козьих против кроликов (1:1,000).
    3. Фотографирование и дальнейший анализ с помощью флуоресцентного микроскопа13.

4. Магнитно-резонансная томография

  1. Обезболивайте мышь через 7 дней после травмы анестезией изофлураном (1%-2% изофлуран, 20%-30%O2), введенной через мини-маску.
  2. Сканирование шейного отдела спинного мозга в сагиттальной ориентации. Для получения МРТ-изображений используйте следующие настройки: последовательность спин-эхо (SE) в мультисрезовом и чередующемся виде с TR/TE = 2500/12 мс, матрица сбора данных = матрица 256 x 128 над полем зрения (FOV) = 12 x 8мм2, толщина среза = 1 мм и количество возбуждений (NEX) = 2.
    ПРИМЕЧАНИЕ: Поддерживайте частоту дыхания мыши на уровне 10-15/мин во время сканирования, чтобы устранить артефакты изображения, связанные с дыханием14.

Результаты

Сагиттальный срез ПЭ позволяет предположить, что, несмотря на то, что поврежденный участок в сером веществе был шире в тяжелой группе, непрерывность по белому веществу присутствовала. Кроме того, разница в зоне повреждения серого вещества между группами тяжелой и легкой степени подтверждает обоснованность настройки группы в протоколе (рис. 4).

Корональные срезы ПЭ показывают, что поражение в основном имеется в сером веществе в обеих группах. В тяжелой группе структура белого вещества, окружающего серое вещество, с большей вероятностью подвергалась воздействию, но очертания белого вещества все еще сохранялись (рис. 5). Иммунофлюоресценция NF-200 позволяет предположить, что, несмотря на то, что белое вещество, окружающее серое вещество, было поражено в тяжелой группе, белое вещество все еще оставалось относительно неповрежденным. Эти результаты согласуются с характеристиками, описанными для CCS в предыдущем исследовании4 (рис. 6).

Эритроциты не были обнаружены в сагиттальных срезах ПЭ через 7 дней после травмы как в легкой, так и в тяжелой группе. Прусское синее окрашивание не выявило гемосидероза в легкой группе, но в тяжелой группе. Эти результаты указывают на то, что индуцирование кровоизлияния может потребовать относительно тяжелой степени повреждения (рис. 7).

Иммунофлуоресценция выявила участки повышенной экспрессии GFAP и Iba-1 как при легкой, так и при тяжелой травме, что свидетельствует о воспалительной реакции и образовании глиального рубца в очаге поражения. Кроме того, в тяжелой группе площадь поражения была больше, чем в группе легкой формы (рис. 8).

МРТ является относительно малоинвазивным методом наблюдения за спинным мозгом. Полученные результаты свидетельствуют о том, что как в легкой, так и в тяжелой группах наблюдается гипоинтенсивное изменение сигнала в очаге поражения с высоким контуром сигнала. В тяжелой группе наблюдалась значительно большая область гипоинтенсивного сигнала (рис. 9). Гипоинтенсивный сигнал указывает на осадок из лизата ретикулоцитов в этой области, а окружающий гиперинтенсивный сигнал предполагает воспалительную реакцию. В нашем предыдущем исследовании мы провели несколько поведенческих тестов. Например, тест на силу хвата передних конечностей выявляет существенную разницу15.

figure-results-2689
Рисунок 1: Втулка и грузы SCICP. Площадь поверхности наконечника была рассчитана на 1,3 мм x 1,6 мм на основе открытой области спинного мозга, измеренной после ламинэктомии C6. Груз покрыт ПТФЭ, что эффективно снижает трение между внутренней стенкой гильзы и грузом. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-3328
Рисунок 2: Обнажение и компрессия спинного мозга. (А) Продольный разрез кожи; (Б) Отделить мышцы рострально от остистого отростка Т2; (В) Отделить мышцы над пластинками; (D) Ламинэктомия С6; (E) Фиксация тела позвонка; (F) Определение места сжатия; (G) Компрессия спинного мозга; (H) Отсутствие значительного повреждения белого вещества над спинным мозгом после компрессии спинного мозга. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-4225
Рисунок 3: Анатомия шейного скелета мыши. Участок, обозначенный стрелкой, является остистым отростком Т2. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-4703
Рисунок 4: Сагиттальные срезы, окрашенные HE. (A) Сагиттальный отдел шейного отдела спинного мозга. (В,В) Тяжелая группа имела более серьезные повреждения, чем группа с легкой формой, но обе были сосредоточены на сером веществе вокруг центрального спинного мозга. Изображения с разрешением 7, 28 и 70 dpi свидетельствуют об отсутствии существенных различий в выражении травмы в одной и той же группе повреждений в разные периоды и о том, что непрерывность белого вещества в верхнем и нижнем отделах спинного мозга сохраняется. Масштабная линейка: 1 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-5683
Рисунок 5: Повреждение шейного отдела спинного мозга корональными HE-окрашенными срезами. (А-С) Повреждение в первую очередь затрагивает серое вещество, окружающее центральный спинной мозг, как видно на панелях B и C. Группа с тяжелыми травмами страдает от более обширного спектра повреждений, чем группа с легкой травмой, которая с большей вероятностью затрагивает белое вещество. Масштабная линейка: 400 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-6504
Рисунок 6: Корональная иммунофлуоресценция NF-200 после травмы. Реакция NF-200 без существенных различий в очертаниях белого вещества. Масштабная линейка: 400 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-7044
Рисунок 7: Прусское синее окрашивание. (А-С) Гемосидероз наблюдался в тяжелой группе, но не в группе легкой. Масштабная линейка: 400 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-7609
Рисунок 8: Сагиттальная иммунофлуоресценция GFAP и Iba-1 после травмы. (А-С) По мере увеличения степени поражения площадь ответа GFAP и Iba-1 увеличивается. Масштабная линейка: 1 мм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

figure-results-8219
Рисунок 9: Сагиттальная МРТ после травмы шейного отдела спинного мозга (Т2-взвешенные изображения). Область травмы наблюдалась как гипоинтенсивный сигнал в группах легкой и тяжелой травмы, со значительно более широкой областью гипоинтенсивного сигнала в группе тяжелой травмы. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этого рисунка.

Обсуждение

Из многочисленных типов повреждений спинного мозга CCS является одним из наиболее потенциально излечимых типов повреждений 3,4. Из-за отсутствия моделей лабораторных исследований исследования CCS с 1950-х годов были сосредоточены на клинических исследованиях и исследованиях вскрытия трупов 3,16,17. В настоящем исследовании показано использование совместимых инструментов и минимально инвазивных процедур для создания модели CCS на мышах. С технической точки зрения эта платформа обладает высокой работоспособностью и хорошей воспроизводимостью. Учитывая, что результаты эксперимента демонстрируют валидность, наша методика создания модели, наиболее близкой к стандарту предыдущих исследований, определена для CCS4.

В предыдущих исследованиях компрессионных повреждений в основном использовались зажимы для аневризмы, баллоны и калиброванные щипцы 9,10,18. При этом большинство травм происходило на уровне грудного отдела спинного мозга18. Спинной мозг на уровне С6 был выбран в качестве поврежденного сегмента в этом исследовании для изучения характеристик CCS. Стоит обратить внимание на то, что выживаемость модели CCS также является существенным фактором в обеспечении экспериментальной согласованности. В настоящем исследовании сообщается о том, что двустороннее компрессионное повреждение шейного отдела спинного мозга мыши, в то время как травматическое повреждение спинного мозга высокой степени, особенно двустороннее, может быть смертельным для подопытных животных, если оно слишком серьезное. По словам Эль-Бохи, спинной мозг C4/5 с большей вероятностью влияет на нисходящий бульбоспинальный тракт и связанные с дыханием мотонейроны, что приводит подопытных животных к угнетению дыхания и смерти 18,19,20,21,22,23., В этом исследовании мыши с разной степенью компрессии на шейном отделе спинного мозга С6 имели значительно дифференцированные характеристики повреждения, предложенные гистологические исследования. Несмотря на то, что были выявлены значительные поведенческие и гистологические различия в мышиной модели пережатия шейного отдела спинного мозга, о которой сообщил Forgione, для того, чтобы пережать спинной мозг модифицированными зажимами, потребовалось разрушение ножек, суставных отростков, пластинок и даже нервных корешков, что оказало значительное влияние на стабильность шейных структур24. В другом исследовании травм шейного отдела сообщалось об использовании поперечного отростка в качестве места фиксации5. Несмотря на то, что суставные отростки были предотвращены от повреждения, чрезмерное разрушение мышечной ткани также могло привести к влиянию на стабильность спинного мозга. В настоящем исследовании была удалена только6-я шейная пластинка для поддержания стабильности шейного отдела спинного мозга, при этом прилегающие суставные суставы были сохранены, а чрезмерные мышечные повреждения были предотвращены. В то же время компрессия сверху спинного мозга предотвращает повреждение нервных корешков.

Результаты ПЭ свидетельствуют о том, что площадь повреждения шейного отдела спинного мозга мышей в каждой группе была в основном в сером веществе вблизи центрального спинного мозга, что характеризовало CCS, со значительными различиями в масштабах повреждения между различными группами. Примечательно, что патологические срезы, которые мы продемонстрировали, возможно, смягчили проявления травмы, потому что образцы были собраны через несколько дней после травмы. Иммунофлуоресценция (NF-200) показала меньшее повреждение нервных путей в области белого вещества спинного мозга, что также подтвердило, что повреждение при CCS было в основном сосредоточено вокруг центрального спинного мозга. Результат иммунофлюоресценции усугублялся предшествующими гистологическими результатами патологии. Предыдущие исследования показали, что CCS приводит к отеку вблизи центрального спинного мозга, что приводит к гематоме и, в конечном счете, к дисфункции в медиальной части латерального кортикоспинального тракта3. Сообщалось, что кровоизлияние является типичным компонентом CCS, но редко встречается в последующих исследованиях визуализации и аутопсии17. В этом исследовании результаты ПЭ через 7 дней после травмы свидетельствуют о признаках отека тканей во всех группах; Однако в области повреждения не было обнаружено никаких остаточных эритроцитов. Таким образом, прусская синяя использовалась для обследования области повреждения на предмет кровоизлияния, и результаты соответствовали гемосидерозу, наблюдаемому в области повреждения в группе тяжелой травмы через 7 дней после травмы, в то время как в группе легкой степени этого не произошло. Снимки МРТ Т2 показали, что как легкие, так и тяжелые травмы имели участки с низким сигналом в поврежденной области травмы через 7 дней после травмы, Здесь указывается на отложение лизата ретикулоцитов. Эти результаты являются косвенным доказательством того, что расхождение между ранее опубликованными результатами, вероятно, связано с тем, что МРТ-тест потенциально более чувствителен, чем гистологический тест14, в дополнение к тяжести травмы, которая также может повлиять на величину кровоизлияния в области травмы. GFAP также был широко выражен в поврежденной области. В то же время экспрессия Iba-1 также наблюдалась в интактных областях, что указывает на персистенцию воспалительной реакции, что согласуется с результатами МРТ, где кольцо гиперинтенсивного сигнала вокруг гипоинтенсивной сигнальной области в очаге поражения указывает на наличие воспалительной реакции. В конечном счете, основываясь на результатах настоящего исследования, область повреждения в модели была сосредоточена на сером веществе вокруг центрального спинного мозга, что в целом согласуется с описаниями, приведенными ранее13. К сожалению, мы не проводили МРТ многократно на каждом экспериментальном животном, чтобы показать, как место повреждения динамически меняется со временем. Будущие исследователи могут включить это в свою работу для лучшего изучения CCS. Кроме того, в исследование может быть включено иммуномечение с помощью нейронных маркеров, таких как NeuN, которые определяют серое вещество.

В заключение следует отметить, что характеристики результатов патологоанатомического и МРТ-сканирования имеют близкое сходство с теми, которые были описаны для CCS в предыдущих исследованиях4. Настоящий протокол, реально моделирующий CCS, позволяет проводить дальнейшие исследования и понимать CCS.

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Данное исследование выполнено при поддержке Национального ключевого научно-исследовательского проекта по изучению стволовых клеток и трансформации (2019YFA0112100) и Государственной ключевой программы национальных естественных наук Китая (81930070).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
4% fixative solutionSolarbioP11104%
Anti-Neurofilament heavy polypeptide antibodyAbcamab8135Dilution ratio (1:2000)
Eosin Staining Solution (water soluble)BiosharpBL727B
EthanolFuyu Reagent
Fluorescent microscopeKEYENCEBZ-X800
Frozen SlicerLeica
GFAP (GA5) Mouse mAb Cell Signaling TECHNOLOGY#3670Dilution ratio (1:600)
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor Plus 488ThermoFisher SCIENTIFICA32723TRDilution ratio (1:1000)
Goat anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor Plus 594ThermoFisher SCIENTIFICA32740Dilution ratio (1:1000)
Hematoxylin Staining SolutionBiosharpBL702A
MiceJinan Pengyue Experimental AnimalCompany C57BL/6J 
Microsurgery apparatus Shandong ULT Biotechnology Co., LtdAll the surgey instruments are custom-madeOphthalmic scissors, micro mosquito forceps, microsurgery forceps, micro scissors
Normal sheep serum for blocking (working solution)Zhong Shan Jin QiaoZLI-9022working solution
O.C.T. CompoundSAKURA4583
Phosphate buffered solution (PBS) SolarbioP1020pH 7.2–7.4
Prussian Blue Iron Stain Kit (With Eosin)SolarbioG1424
RWD Laboratory inhalation anesthetic stationRWD Life Science Co., LtdR550
Small animal in vivo microCT imaging systemPerkinElmer Quantum GX2
Spinal cord injury coaxial platformShandong ULT Biotechnology Co., LtdCustom-made(Feng's standard)https://shop43957633.m.youzan.com/wscgoods/detail/367x5ovgn69q18g?banner_id=f.81386274~goods.7~
1~b0yRFKOq&alg_id=
0&slg=tagGoodList-default%2COpBottom%2Cuuid%
2CabTraceId&components_
style_layout
=1&reft=1659409105184&spm=
g.930111970_f.81386274&alias=
367x5ovgn69q18g&from_uuid=
1362cc46-ffe0-6886-2c65-01903
dbacbba&sf=qq_sm&is_share=
1&shopAutoEnter=1&share_cmpt
=native_wechat&is_silence_auth=1
Surgery microscope Zumax Medical Co., Ltd.zumax, OMS2355
Tris Buffered Saline+Tween (TBST)SolarbioT1082Dilution ratio (1:19)
XyleneFuyu Reagent

Ссылки

  1. Liu, C., et al. Survival in 222 Patients With Severe CSCI: An 8-Year Epidemiologic Survey in Western China. Archives of Physical Medicine and Rehabilitation. 100 (10), 1872-1880 (2019).
  2. Qi, C., Xia, H., Miao, D., Wang, X., Li, Z. The influence of timing of surgery in the outcome of spinal cord injury without radiographic abnormality (SCIWORA). Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 15 (1), 223 (2020).
  3. Brooks, N. P. Central cord syndrome. Neurosurgery Clinics of North America. 28 (1), 41-47 (2017).
  4. Avila, M. J., Hurlbert, R. J. Central cord syndrome redefined. Neurosurgery Clinics of North America. 32 (3), 353-363 (2021).
  5. Forgione, N., Chamankhah, M., Fehlings, M. G. A mouse model of bilateral cervical contusion-compression spinal cord injury. Journal of Neurotrauma. 34 (6), 1227-1239 (2017).
  6. López-Dolado, E., Lucas-Osma, A. M., Collazos-Castro, J. E. Dynamic motor compensations with permanent, focal loss of forelimb force after cervical spinal cord injury. Journal of Neurotrauma. 30 (3), 191-210 (2013).
  7. Allen, L. L., et al. Phrenic motor neuron survival below cervical spinal cord hemisection. Experimental Neurology. 346, 113832 (2021).
  8. Reinhardt, D. R., Stehlik, K. E., Satkunendrarajah, K., Kroner, A. Bilateral cervical contusion spinal cord injury: A mouse model to evaluate sensorimotor function. Experimental Neurology. 331, 113381 (2020).
  9. Ropper, A. E., Ropper, A. H. Acute spinal cord compression. The New England Journal of Medicine. 376 (14), 1358-1369 (2017).
  10. Sun, G. D., et al. A progressive compression model of thoracic spinal cord injury in mice: function assessment and pathological changes in spinal cord. Neural Regeneration Research. 12 (8), 1365-1374 (2017).
  11. Elzat, E. Y., et al. Establishing a mouse contusion spinal cord injury model based on a minimally invasive technique. Journal of Visualized Experiments. (187), 64538 (2022).
  12. Lu, J., Xu, F., Lu, H. LncRNA PVT1 regulates ferroptosis through miR-214-mediated TFR1 and p53. Life Sciences. 260, 118305 (2020).
  13. Zeng, H., et al. Lentivirus-mediated downregulation of α-synuclein reduces neuroinflammation and promotes functional recovery in rats with spinal cord injury. Journal of Neuroinflammation. 16 (1), 283 (2019).
  14. Bilgen, M., Al-Hafez, B., Berman, N. E., Festoff, B. W. Magnetic resonance imaging of mouse spinal cord. Magnetic Resonance in Medicine. 54 (5), 1226-1231 (2005).
  15. Yilihamu, E. E., et al. A novel mouse model of central cord syndrome. Neural Regeneration Research. 18 (12), 2751-2756 (2023).
  16. Chikuda, H., et al. Effect of early vs delayed surgical treatment on motor recovery in incomplete cervical spinal cord injury with preexisting cervical stenosis: A randomized clinical trial. JAMA Network Open. 4 (11), e2133604 (2021).
  17. Jimenez, O., Marcillo, A., Levi, A. D. A histopathological analysis of the human cervical spinal cord in patients with acute traumatic central cord syndrome. Spinal Cord. 38 (9), 532-537 (2000).
  18. Menezes, K., et al. Human mesenchymal stromal/stem cells recruit resident pericytes and induce blood vessels maturation to repair experimental spinal cord injury in rats. Scientific Reports. 10 (1), 19604 (2020).
  19. Hutson, T. H., Di Giovanni, S. The translational landscape in spinal cord injury: focus on neuroplasticity and regeneration. Nature Reviews. Neurology. 15 (12), 732-745 (2019).
  20. El-Bohy, A. A., Schrimsher, G. W., Reier, P. J., Goshgarian, H. G. Quantitative assessment of respiratory function following contusion injury of the cervical spinal cord. Experimental Neurology. 150 (1), 143-152 (1998).
  21. El-Bohy, A. A., Goshgarian, H. G. The use of single phrenic axon recordings to assess diaphragm recovery after cervical spinal cord injury. Experimental Neurology. 156 (1), 172-179 (1999).
  22. Gonzalez-Rothi, E. J., Lee, K. Z. Intermittent hypoxia and respiratory recovery in preclinical rodent models of incomplete cervical spinal cord injury. Experimental Neurology. 342, 113751 (2021).
  23. Locke, K. C., Randelman, M. L., Hoh, D. J., Zholudeva, L. V., Lane, M. A. Respiratory plasticity following spinal cord injury: perspectives from mouse to man. Neural Regeneration Research. 17 (10), 2141-2148 (2022).
  24. Forgione, N., et al. Bilateral contusion-compression model of incomplete traumatic cervical spinal cord injury. Journal of Neurotrauma. 31 (21), 1776-1788 (2014).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

199C57BL 6JC6SCICPC57BL 6JC6

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены