Сегодня мы будем демонстрировать технику трансдермального измерения гломерулярной фильтрации или tGFR у мышей. Есть ряд особенностей этого метода, который я думаю, стоит упомянуть. Прежде всего, в настоящее время tGFR является наиболее точным способом оценки функции почек у мышей.
Во-вторых, tGFR выполняется в сознательных, свободно движущихся мышей, чтобы избежать осложнений анестезии. В-третьих, как только вы освоили технику, разумно иметь возможность выполнять от 30 до 40 измерений tGFR в течение одного дня. Наконец, измерения tGFR могут быть выполнены повторно в пробирке мышей.
Это означает, что мы можем проводить серийные измерения функции почек в острых и хронических заболеваниях. Основным преимуществом этого метода является то, что он позволяет исследователям измерять скорость гломерулярной фильтрации или GFR в сознательных, свободно движущихся мышей с высокой точностью и чувствительностью. За один-два дня до измерения tGFR, после подтверждения отсутствия реакции на щепотку ноша, поместите анестезированую мышь в положение, подверженное жаре.
Используя электрическую бритву, обрезать против направления роста, чтобы удалить большую часть меха с одной стороны спины мыши от верхней части задних ног до шеи и через ребра. Используйте ватный тампон, чтобы применить тонкий слой крема для депиляции к открытой коже против направления роста, чтобы гарантировать, что крем наносится как можно ближе к коже, как это возможно, и удалить крем через одну-три минуты с чистыми ватными тампонами и теплой водой. В день процедуры, обрезать шесть на три сантиметра клей патч размером с устройство GFR, прежде чем отслаиваться задней части патча и прилипания устройства к клейкой стороне патча с светоизлучающих диодов расположен непосредственно над ясным окном.
Затем приклеить небольшой кусочек патча к батарее. Чтобы прикрепить монитор, с анестезией мыши в положении склонны, очистить предварительно бритая кожа с 70% этанола и настроить ширину примерно 12 сантиметров кусок ленты, разрывая его вдоль. Поместите ленту под мышь с двумя сантиметрами на одной стороне животного, складывая через один край правой стороны ленты для легкого размещения и удаления после измерения.
Затем подключите батарею к устройству, удалив поддержку от батареи и надежно поместив батарею на устройство. Устройство готово к использованию, и сбор данных начинается, когда синие светодиоды начинают мигать. Удалите поддержку из патча на устройстве и поместите устройство на бритую кожу так, что окно, обнажающее светодиоды, находится над ребрами, обеспечивающими правую сторону устройства лентой.
Важно обеспечить надежное крепление устройства, не ограничивая подвижность мыши и не при давление слишком сильного давления на кожу. Затем твердо оберните левую сторону ленты вокруг мыши и устройства. Разрешить устройству записывать устойчивое фоновое чтение в течение трех минут.
А пока разогрейте хвост головной подушечки и загрузите инсулиновый шприц с соответствующим экспериментальным объемом FITC-синистрана для инъекции округлых до ближайших 10 микролитров. Администрирование FITC-синистрана внутривенно в одном гладком, но быстром болюсе. Важно, чтобы пользователю было комфортно с IV инъекциями, так как необходимо успешно администрировать FITC-синистран в одном болюсе, а не в течение нескольких попыток, которые приведут к нескольким пикам в кривой зазора.
Чтобы измерить tGFR, поместите мышь в свою собственную клетку с мониторингом до полного упокоителя и позвольте зазору FITC-sinistrin быть зарегистрированным в течение 1,5 часов. В конце периода измерения поместите мышь на проволочную стойку поверх клетки и позволив мыши схватить металлические прутья, вытащите ленту из-под живота одним быстрым плавным движением. Затем удалите любую ленту с устройства и патч с кожи, заботясь о том, чтобы батарея не отключаться от устройства и вернуть мышь в клетку.
Для оценки данных тщательно отключите батарею и используйте USB-кабель для подключения устройства к компьютеру. Откройте программное обеспечение для чтения и нажмите Connect, Read, Rename and Save. Затем закройте программу и обработать и оцените данные в программном обеспечении анализа в соответствии с инструкциями производителя.
В то время как FITC-синистран быстро очищается от кровообращения у здоровых мышей, этот клиренс резко задерживается у мышей с острой травмой почек. У мышей с очень тяжелой острой травмой почек, может быть очень мало или в отсутствие очистки FITC-синистрана флуоресценции в течение всего 90-минутного периода измерения, что свидетельствует о полном отсутствии гломерулярной фильтрации. Трансдермальные измерения GFR является минимально инвазивным и поэтому могут быть использованы для мониторинга изменений функции почек у отдельных животных в течение нескольких точек времени.
Действительно, в этом репрезентативном эксперименте последовательные измерения продемонстрировали изменения функции почек при нуле, один, два и четыре дня после травмы ишемии. В этой модели хронических заболеваний почек мыши обратная связь полуинсистории FITC-sinistrin с GFR может быть напрямую коррелирована с нарушенной функцией почек, наблюдаемой у этих животных. Действительно, FITC-sinistrin полурасход тесно коррелирует с полуколичной гистологической оценки трубчатой травмы в течение всего спектра измерений GFR у невредимых мышей и у мышей с различными разрывами ишемии реперфузии травмы индуцированной острой травмы почек.
В отличие от этого, креатинин сыворотки и азот мочевины в крови демонстрируют положительную, но более слабую корреляцию с зазором FITC-sinistrin, указывающим на транскотановые измерения GFR, обеспечивают более надежную меру почечного повреждения, чем креатинин сыворотки или азот мочевины в крови. Трансдермальные измерения GFR является более чувствительным показателем функции почек, чем традиционные биомаркеры, такие как креатинин и BUN. Это обеспечивает более точную оценку эффективности новых методов лечения заболеваний почек в доклинических исследованиях.
Наиболее важными шагами в этом методе являются правильное прикрепление устройства к спине мыши и успешное IV администрирование FITC-синистрана. Эти шаги необходимы для получения точной оценки GFR у мышей.
