Для соединения, которое необходимо вводить непосредственно в кровоток, оптимизация внутривенного введения является ключевой частью экспериментальной процедуры. Наш подробный протокол содержит пошаговые инструкции по проведению многократного внутривенного болюсного введения через яремную вену мыши, а также по проведению артериальной катетеризации и катетеризации правого желудочка для точной оценки гемодинамики в модели легочной артериальной гипертензии мыши. Процедуры, представленные здесь, являются важными результатами для исследователей, заинтересованных в платформе для внутривенного введения корня соединения, для разработки лечения первичной артериальной гипертензии.
Исследователи могут использовать этот метод болюсных инъекций в яремную вену для скрининга соединений для разработки лекарств на любых моделях заболеваний мышей. Успешная внутривенная болюсная инъекция и измерение артериального давления требуют большой практики. Для начала извлеките мышь из наркозной камеры.
Поместите мышь под наркозом в положение лежа на спине на инъекционной платформе под диссекционным микроскопом. Поддерживайте анестезию через носовой конус с 1,5% изофлураном и осторожно удерживайте четыре ноги лейкопластырем, чтобы обездвижить тело. Аккуратно потрите прооперированную область три раза тремя чередующимися циклами раствора повидон-йода и 70% этанола.
Сделав продольный надрез 0,5 сантиметра, с помощью щипцов отделите мышечную и жировую ткани и найдите правую наружную яремную вену. Затем введите стерильную иглу 28G в яремную вену. Скосом иглы вверх.
Медленно нажмите на поршень шприца, чтобы ввести соединение в вену. Оставьте иглу в вене еще на 10 секунд, чтобы предотвратить обратный поток. Извлеките иглу и ватным тампоном надавите на место инъекции, чтобы предотвратить кровотечение.
Зашить кожу швом 5/0 и поместить животное в клетку для восстановления, дно клетки застелить бумажным полотенцем без подстилки. Во-первых, измерьте расстояние от места введения катетера до желаемого места наконечника катетера. Отметьте две отметки расстояния до катетера, чтобы обеспечить визуальную индикацию глубины введения, нанесите ветеринарную мазь непосредственно на глазную поверхность глаз мыши, чтобы предотвратить сухость.
Поместите мышь в положение лежа на спине на инъекционной платформе под диссекционным микроскопом. После разреза кожи от нижней челюсти до грудины отделите слюнные железы и обнажите трахею. Введите в полость 0,5 миллилитра PBS, чтобы замедлить развитие спазма сосудов при манипуляциях с сонной артерией.
Аккуратно изолируйте пятимиллиметровый участок правой сонной артерии, подложив под сосуд лист белой бумаги в качестве фона. Использование 8-0 Наложите шов, завяжите постоянный узел, чтобы закрыть черепной конец сосуда. Далее завяжите первый свободный узел, чтобы временно перекрыть кровоток из аорты.
Затем завяжите второй свободный узел между первыми двумя швами. С помощью иглы 25G сделайте небольшое отверстие, достаточно большое, чтобы пройти катетер на одной линии с сосудом между постоянным и вторым свободным узлом. Держите катетер на расстоянии 1,5 дюйма от кончика и осторожно введите кончик катетера через отверстие артерии.
Затяните второй свободный узел вокруг катетера и сосуда, который все еще пропускает катетер. Аккуратно отпустите первый свободный узел. Продолжайте вводить катетер по направлению к восходящей аорте в соответствии с отметкой на катетере, пока анализ давления не покажет профиль артериального давления.
Записывайте системные данные артериального давления с помощью системы сбора данных и программного обеспечения. Ослабьте средний шовный узел, чтобы катетер можно было вытащить. Затем затяните первый свободный узел, чтобы предотвратить кровотечение, и вытащите катетер из сонной артерии.
Тщательно изолируйте правую наружную яремную вену от окружающей соединительной ткани. Использование 8-0 Наложите швы, перевяжите все мелкие ветви и завяжите постоянный узел, чтобы закрыть краниальный конец сосуда. Затем завяжите свободный узел на хвостовом конце сосуда.
Используйте иглу 25G, чтобы сделать небольшое отверстие проксимальнее постоянного узла. Держите катетер и введите катетер в разрез вены и затяните хвостовой узел вокруг катетера и сосуда. Медленно протолкните катетер в правые отделы сердца.
Контролируйте глубину наконечника катетера в зависимости от метки катетера. Оцените положение наконечника катетера в соответствии с трассировкой волны давления в программном обеспечении. Когда кончик катетера находится в правом желудочке, монитор покажет типичное отслеживание систолического давления в правом желудочке.
Держите катетер стабильным и собирайте данные в течение пяти минут. После завершения записи осторожно вытащите катетер и убедитесь, что давление не регистрируется. Завяжите хвостовой узел вокруг сосуда.
Поместите катетер обратно в раствор PBS. Во время катетеризации правого желудочка у контролируемой нормоксией черной мыши C57 был получен успешный доступ к камере правого желудочка, что видно по изменению формы гемодинамических волн в различных отделах венозной системы. Системное артериальное давление и систолическое давление правого желудочка измеряли у мышей с закрытой грудной клеткой через четыре недели после воздействия гипоксии или нормоксии.
По сравнению с группой нормоксии, систолическое давление правого желудочка было значительно повышено в группе гипоксии. Лечение соединением микроРНК 7C1/let-7 приводило к достоверному снижению систолического давления в правом желудочке по сравнению с группой гипоксии, в то время как системное артериальное давление не изменялось ни в одной группе. Оценка систолического давления в красном желудочке у мышей с закрытой грудной клеткой является сложной задачей из-за сложной анатомии красного желудочка.
Исследователям следует избегать длительных и повторяющихся попыток катетеризации красного желудочка. Наша процедура яремного и болюсного дозирования может быть использована для скрининга соединений для разработки лекарств на любых моделях заболеваний мышей. Мы можем использовать платформу для внутривенного введения корня соединения для разработки лечения легочной артериальной гипертензии.
