İlköğretim Anastomoza sahip fare ileokolonik Bağırsak Rezeksiyon

Özet

Ileocolic resection is commonly performed in several human diseases; however, little is known regarding the impact of intestinal resection on surgical illnesses. This article provides instruction on executing the procedure in mice with high success, providing a means to study the effects of ileocolic resection in models of disease.

Özet

Intestinal resections are frequently required for treatment of diseases involving the gastrointestinal tract, with Crohn’s disease and colon cancer being two common examples. Despite the frequency of these procedures, a significant knowledge gap remains in describing the inherent effects of intestinal resection on host physiology and disease pathophysiology. This article provides detailed instructions for an ileocolic resection with primary end-to-end anastomosis in mice, as well as essential aspects of peri-operative care to maximize post-operative success. When followed closely, this procedure yields a 95% long-term survival rate, no failure to thrive, and minimizes post-operative complications of bowel obstruction and anastomotic leak. The technical challenges of performing the procedure in mice are a barrier to its wide spread use in research. The skills described in this article can be acquired without previous surgical experience. Once mastered, the murine ileocolic resection procedure will provide a reproducible tool for studying the effects of intestinal resection in models of human disease.

Giriş

Ileocolic resection (ICR) is a common procedure performed in both emergent and elective situations for a variety of illnesses. Crohn’s disease and colon cancers are the two most common indications for ICR. In both illnesses, recurrence in the bowel at the site of surgery represents a major clinical problem. Local recurrence rates for colon cancer remain an issue even with the most aggressive resections¹. Following ICR in Crohn’s disease, the disease most frequently (in up to 80%) recurs in the neo-terminal ileum at 1 year after surgery². Given the impact of these two illnesses and their recurrence after surgery, it is important to understand local intestinal factors after ICR, which may have intrinsic influences on the natural history of these diseases. Further, it is also important to consider anastomotic healing after ICR. In the early post-operative period, anastomotic leaks can have devastating consequences for patients resulting in repeat surgeries, stoma creations, significant morbidity, and even mortality³. Despite the importance of this topic, our current understanding of anastomotic healing remains in its infancy as a subject of research. Animal models of ICR, in particular mice, are an excellent platform for studying the intestinal and anastomotic healing following surgery.

A mouse model of ICR was initially developed by Helmrath et al. to be used as a model of short gut syndrome⁴. The authors experimented with various diet regiments and suture sizes to optimize animal survival following ICR. They concluded that feeding with liquid diet in the perioperative period and using 9-0 monofilament sutures resulted in an optimal post-operative survival of 88%. Since this initial publication, ICR in mice removing 50% of the small bowel has been used in several studies to explore the dynamics of massive small bowel resection and the adaptive growth response in attempt to develop new therapies for short gut syndrome^5,6.

The first application of the ICR mouse model to Crohn’s disease used the IL-10^-/- mouse model, which spontaneously develops colitis⁷. The authors found that after ICR these animals developed inflammation in the neo-terminal ileum similar to that seen in post-operative Crohn’s disease patients, and that this inflammation was dependent on the presence of bacteria⁷. More recently, this model was used to explore bacterial changes induced by ICR. In Crohn’s disease there is an associated dysbiosis with relative decreases in bacteria known to have anti-inflammatory properties and increases in invasive species of bacteria^8,9. The association holds true in cases of post-operative recurrence¹⁰. Two studies sought to identify microbial changes resulting from ICR. The first used IL-10 null mice, and performed denaturing gel electrophoresis to compare bacterial similarity between the small bowel and colon after ICR¹¹. This study demonstrated that bacterial populations became similar in the small intestine and colon following ICR. A subsequent study used wild type mice and 16s pyrosequencing for phylogenetic classification of bacterial species post-operatively. This study demonstrated a marked shift in bacterial species resulting from surgery alone with Clostridium species becoming dominant as well as an increase in ϒ-proteobacteria. The results also confirmed the findings of the previous study with similar populations found in the small bowel and colon after ICR¹².

ICR is a common procedure for patients with colon cancer involving the cecum and ascending colon, and it is becoming increasingly recognized that the host-response to surgery likely contributes to both local and distant tumor recurrence¹³. Despite this observation, models of ICR have not been utilized for the study of colorectal cancer and post-operative recurrence. Understanding both the systemic and local immunologic changes resulting from ICR will be important in investigating future therapies. Potential pathways involved in cancer recurrence post ICR include up regulation of growth factors, which may rescue cells from apoptosis and stimulate proliferation, mechanical tumor disruption with cell shedding, and loss of immune surveillance through post-operative immunosuppression^13,14.

Mouse models of ICR have the potential to be a powerful tool for the investigation of short bowel syndrome, Crohn’s disease, and colon cancer. They may also provide lessons on how to prevent early post-operative anastomotic complications by further defining the cellular and biochemical pathways involved in healing the newly constructed anastomosis. A major barrier in utilizing the murine ICR model is the technical difficulty. The intestinal anastomosis requires the use of 8-0 or 9-0 suture, an operating microscope, and training in microsurgical techniques. The goal of this article is to provide clear instructions on how to perform ICR in mice with the goal of utilizing this procedure in models of disease.

Protokol

Hayvan kullanım protokolleri Alberta Üniversitesi Sağlık Bilimleri Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından kabul edildi.

Instruments, Hayvanlar ve Operatif Kur'un 1. Hazırlık

1. Işlemden önce tüm katı gıda 24 saat bir yeni, temiz bir kafes Evde olmayan hayvanları aktarın. Bu işlemin zamanına kadar su serbest verilmiş ve sıvı diyeti ile ad lib olabilir.
2. Prosedür için gerekli tüm enstrümanları otoklavlayın. Temiz çalışma yüzeyi ve% 70 etanol ile anestezi burun konisi.
3. Ameliyatı yapan cerrahın rahat bir şekilde ameliyat mikroskobu, anestezik makine ve malzemeleri ile çalışma yüzeyi yukarı ayarlayın. Cerrahın dirsekler elleri ve ekipmanı ile engelsiz kolları, ameliyat masasında rahatça dinlenmek için izin verilmelidir. Instruments, dikişler, pamuklu çubuk ve bir 10 ml şırınga işlemi sırasında kolay erişime izin veren bir konuma yerleştirilmelidir.
4. Kurmakhavai ısı lambaları çalışma yüzeyi için prosedür ve ışık sırasında hayvan için sıcaklık hem sağlamak.
5. % 0.9 tuzlu su ile 50 ml konik tüp, ve çalışma yüzeyine yakın vazelin ve yer ile 1.5 ml'lik bir tüp doldurun.
   NOT: Tüm aletleri ve cerrahi malzemeleri sterilize edin. Bağırsak nakledilmiş olduğu için, bu prosedür kendisini steril değildir. Temiz-kontamine kabul edilir. Enfeksiyon dışsal kaynaklarının giriş önlemek için tedbirler almak.

Anastomoza 2. ileokolonik Rezeksiyon

1. Hayvanlarda solunum hızı yaklaşık 30-40 solunum / dk yavaşlatır kadar izofluran buharlaştırıcı gelen burun konisi üzerinden / dak 2 L oksijen akış hızı ile% 4 izofluran verilerek anestezi neden. Prosedürünü başlatmadan önce hiç acı cevap verilmesini sağlamak için fare arka ayak orta basınç uygulayın. Bu noktada, / dak 0.5 L% 2 izofluran ve oksijen akışını kapatmak. Aralıklı olarakİşlem sırasında ağrı yanıtı kontrol ve buna göre izofluran akış hızını ayarlayın.
2. Ameliyat sırasında kurumasını önlemek ve saydam bant ile sabitlenmesi uzuvları ile yatar pozisyonda fare hareketsiz gözlerine vazelin uygulayın.
3. Povodine / iyot çözeltisi ile karın temizleyin ve yeni steril eldiven dönüşür.
4. Fasya ve periton maruz diseksiyon makas keskin noktası kullanarak karnın üst orta hatta 1,5 cm cilt kesi olun. Periton içeriğini ortaya çıkarmak için linea alba üzerinden, benzer bir şekilde, fasyal / periton katman açın.
5. İnsanlarda aksine, fare çekum tipik olarak karın sol üst çeyrekte bulunur. Tespit kez, forseps ile yavaşça çekum kavramak ve kesiden teslim. Fana nemlendirilmiş pamuklu çubuk kullanmayın yaklasik karın yüzeyi (Şekil 1A) üzerinde bol dökümlü bir steril gazlı bez üzerine çekum uzanan terminal ileum 3 cm.Maruz kalan bağırsak prosedürün tamamı boyunca% 0.9 tuzlu su ile nemli tutulur emin olun.
6. İşletim mikroskop kullanılarak kolon (Şekil 1A) boyunca superior mezenterik arterin dallanma ileoçekal arter tanımlayın. , Ileoçekal arterin komşu avasküler dokuların teşrih kuşatmak ve 5-0 ipek kravat ile arteri bağlayın. Sonra, terminal ileum için bölgesel kan akımını bulmak ve ileoçekal kavşak bir transeksiyonudur nokta 1.5-2 cm proksimalinden seçin. Yukarıdaki gibi ileum bu bölüme dalları bağlayan. Mikro diseksiyon makas ile arterleri bölün.
7. Nakledilmiş uçları (Şekil 1B) yeterli kan temini olduğunu sağlanması ileum ve kolon iskemik bölümlerini bölün. O daha yakından kolon eşleşecek şekilde lümen çapını artırmak için 30 derece açıyla bölerek ileuma spatula genellikle yararlıdır. Bağırsağın ileosekal kısmı çıkarıldıktan sonra, hizalamaHer mesentrik sınırlarını sağlanması, tül üzerinde ileum ve kolon transeksiyon uçları hizalanır.
8. Kullanarak kolon nakledilmiş sonuna ileum nakledilmiş sonuna yaklaşan tarafından anastomoz Construct 8-0 polipropilen sütür (Şekil 1C) kesildi. Ileokolonik anastomoz su geçirmez kadar sonraki dikişler her 0,5 mm yerleştirilir ile ilk dikiş, mezenterik sınırında yer alır. Ileum ve kolon ile dikiş iğnesi geçerken, kesme kenar haddelenmiş olmadığından emin olun ve iğne ısırıkları barsak kesilmiş kenarlarından 0.5 mm. Tipik bir anastomoz 14-16 kesintiye sütür gerektirir. Anastomoz boyunca içeriğini zorlamak için ileum üzerinde distale bir pamuklu çubukla proksimalinde haddeleme tarafından tamamlanması üzerine anastomoz bütünlüğünü ve açıklığını kontrol edin. İnce bağırsak içeriği özgürce anastomoz kaçağı olmadan kolon içine geçmelidir.
9. 10 ml şırınga% 0.9 tuzlu su, 3-4 ml maruz bağırsak durulayınbağırsak yüzeyinden tabure yıkayacak, ve periton boşluğuna geri bağırsak teslim etmek. % 0.9 serum fizyolojik 2 ml kullanarak periton boşluğuna yıkayın ve yanal karın duvarına hafif basınç uygulayarak bu sıvıyı boşaltın.
10. 3-0 ipek çalışan sütür ile kesi kapatın ve izofluran akışını durdurma. Post-operatif ağrı kontrolü için -buprenorphine- subkutan uzun etkili opioid 0.1 mg / kg yönetmek.
11. Daha sonra mobil olduğu bir sürekli ısıtılmış bir kafeste aktarabilirsiniz kadar ısı lambası altında hayvanları gözlemlemek.

3. Post-operatif Bakım ve İzleme

1. Günün geri kalanı için sıkıntı belirtileri için sürekli ısıtılmış bir kafeste hayvan izleyin. Sıvı diyet ve suyla erişimi olan yeni bir steril kafesine geri hayvan bakım tesisi için hayvanları aktarın. Hayvanlar 3-4 gruplar halinde yerleştirilebilir.
2. Ertesi sabah post-operatif hayvanlar üzerinde bir kontrol gerçekleştirin,hayvanlar sıkıntı görünmüyor sağlamak. Sadece sıvı diyet besleyin. Onlar rahatsız (yani, kambur duruş ya da minimal aktivite) belirirse derialtı buprenorfmin ilave bir doz yönetmek. Operasyon sonrası gün sayısının 1 öğleden sonra bir kez daha hayvanlar kontrol edin.
3. Post-operatif 2 günün sabahı hayvanlar tamamen iyileşti görünmelidir. Gıda tüketimi ve dışkılama kanıtı toparlanma olumlu işaretler vardır. Şimdi hayvanlar için sağlam bir yemeği diyeti devam ettirmek.
   NOT: sıkıntı belirtileri kambur duruş, kötü tımar ve minimal aktivite içerir. Distres belirtileri önemli ise hayvanlar öldürüldü olmalıdır.
4. Hayvanlar kadar 2 litre / dakika arasında bir O ₂ akış hızında% 4 izofluran ile derin anestezi uyararak hayvanlar öldürülür ayak basıncı yanıt vermeyen. Servikal dislokasyon gerçekleştirin ve uygun euthanization belirtileri gözlemlemek.
5. Kuralları, böylece göstergeleri ile ilgili kurumların önerilerine bakınız değişirve farelerde euthanization uygun yöntemleri.

Sonuçlar

Ölüm oranları ve ağırlık değişimi post-op.
129S1 vahşi tip farelerde ICR ölüm oranlarının yaklaşık% 5 daha düşüktür. Ahlakın en sık nedeni anastomozdaki bağırsak tıkanıklığı olduğunu. Mortalitenin diğer nedenleri anastomoz kaçağı ve bağırsak obstrüksiyonu önde gelen iç fıtık bulunmaktadır.

Kilo kaybı operasyon sonrası 14 güne kadar görüldüğü gibi, ama genel olarak deforme olmayan önemli olabilir. Fareler tamamen post-operatif ...

Tartışmalar

Murin ICR bağırsak hastalıklarında cerrahi etkilerini incelemek için kullanılan güçlü bir modeldir. Bu makale% 95 başarı oranı ve yukarı işlem sonrası 28 gün stabil ağırlıkları tarafından yansıtıldığı gibi büyüme geriliği ile hiçbir sorunları ile farelerde ICR performans bir yöntem açıklanır. Başarılı UST için en önemli zorluklar anastomoz ve anastomoz kaçaklarının en bağırsak tıkanıklıkları kaçınarak içerir.

Tıkanıklığı önlemek için...

Malzemeler

Name	Company	Catalog Number	Comments
LD101 liquid rodent diet	testdiet.com
0.9% NaCl	Baxter	FKE1324	Injection quality saline
Operating Microscope	Ziess
Isoflurane Anesthetic Vaporizer	Harvard Apparatus	34-0483
Isoflurane	Abbott	05260-05
Glass plate			For operating surface
Cotton swabs
Micro Castroviejo Needle holder, curved	World Precision Instruments	503377
Castroviejo straight scissors	World Precision Instruments	555530S
Dissecting Scissors	World Precision Instruments	15922
Dressing Forceps x 2	World Precision Instruments	500363
5-0 silk pre-cut sutures	Ethicon	A182H	For vessel ligation
8-0 Prolene on BV130-5 needle	Ethicon	8732H	For anastomosis
3-0 Silk on FS-2 needls	Ethicon	8665G	For abdominal wall closure
Petroleum Jelly	Vaseline
10 ml syringe	BD biosciences
Povidone-iodine 7.5% surgical Scrub	betadine.com
Heat lamps
buprenorphine 0.3 mg/ml	Reckitt Benckiser Healthcare Ltd.	PL36699/0006