JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

We present a surgical procedure to catheterize the intestinal lymph trunk in neonatal pigs to collect large quantities of lipid metabolism components from efferent lymph.

Özet

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal (central) efferent lymph. Importantly, the collection of central lymph from the intestine enables researchers to study both the mechanisms and lipid constitutes associated with lipid metabolism, intestinal inflammation and cancer metastasis, as well as cells involved in immune function and immunosurveillance. A ventral mid-line surgical approach permits excellent surgical exposure to the cranial abdomen and relatively easy access to the intestinal lymph trunk vessel that lies near the pancreas and the right ventral segment of the portal vein underneath the visceral aspect of the right liver lobe. The vessel is meticulously dissected and released from the surrounding fascia and then dilated with sutures allowing for insertion and subsequent securing of the catheter into the vessel. The catheter is exteriorized and approximately 1 L/24 hr of lymph is collected over a 7 day period. While this technique enables the collection of large quantities of central lymph over an extended period of time, the success depends on careful surgical dissection, tissue handling and close attention to proper surgical technique. This is particularly important with surgeries in young animals as the lymph vessels can easily tear, potentially leading to surgical and experimental failure. The video demonstrates an excellent surgical technique for the collection of intestinal lymph.

Giriş

Lenf sistemi fizyolojisi ilgili yeterli bir alandır. Lenfatik kateterizasyon Klinik öncesi modeller farklı hayvan türleri 1-8 oluşur ve lipid 8-12 ve ilaç metabolizması 13-15, deneysel tedavi 17 kanser metastazı 16 katılan mekanizmaların araştırılması ilaç sanayi ve araştırma kurumları tarafından kullanılan ve bağışıklık fonksiyonu 18 -26. Bu çalışma, lipoprotein metabolizma bileşenlerini ölçmek için bir iç domuz modelinde bağırsak lenf gövde kateterizasyon kullanımını araştırıyor. Lipoprotein metabolizması üretimi ve salgılanması şilomikronlar bölgesinin ve ilişkili lipid ve toplam proteinin değişiklikler yer almaktadır. Yaygın olarak kullanılan kemirgen modellerinde ve insanlar arasında ve gibi lipid metabolizmasında önemli farklılıklar vardır Bunlar beni lipid incelemek için daha karşılaştırılabilir bilgiler verebilir bağırsak lenf toplamak için domuz modelleri kullanılarak, önemli hususlar vardırinsanlar 27-31 yılında tabolism.

Çeşitli cerrahi teknikler büyük hayvan türlerinde bağırsak lenf toplamak için kullanılır: kranial omuz yaklaşımı (yani, göğüs kanal kateterizasyon) 5, lateral üst kanadını yaklaşımı 32-34 ve ventral orta hat veya paramediyan yaklaşım 22,35. Bu video ayrıntılı olarak bağırsak lenf gövde kateterizasyon için ventral orta hat cerrahi yaklaşım kullanılarak domuzlarda cerrahi prosedürü tanımlamaktadır. Dikkatli cerrahi teknik izin lenfatik kateterizasyon bu yöntem, uzun zaman süreleri boyunca büyük lenf miktarlarda ve kendisine hedef toplamak için.

Bu teknik, çeşitli fizyolojik fonksiyonları inceleyerek birçok disiplinlerle uygulamalar sayısız açar. Uygulamalar içerir, ancak tüm vücut lipoprotein ve lipid metabolizması, immüno-tümör oluşumu ve metastaz, bağırsak fonksiyonu ve developm, bunlarla sınırlı değildirent ve bağırsak inflamatuvar hastalığın ilerlemesi.

Protokol

video ve yazıda hem anlatılan deney hayvanlarında Tüm işlemler Hayvan Bakım Kanada Konseyi tarafından belirlenen kurallar Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından onaylanmış ve takip edildi.

1. Cerrahi Anestezi ve Neonatal Domuzlar Cerrahi Hazırlık

  1. azaperone (0.3 mg / kg) ketamin hidroklorür (10 mg / kg), deksmedetomidin (15 ug / kg), bir ayrı Hol olarak, 25 kg ihtiva eden bir kas içi sedatif anestetik madde kokteyli ile boyun tabanına yakın domuz premedikasyon.
    Not: Geliştirilmiş intra-operatif ağrı kontrolü için önceden anestezik ilaç kokteyli buprenorfin (0,005-,02 mg / kg) ekleyin.
  2. Bir yüz maskesi kullanılarak (500 ml-1000 ml / dk O 2 4-5 izofluran%) solunan izofluran inhalasyon gaz ile domuz uyutmak. Bir veteriner laringeal kapsamı (17-25 cm uzunluğunda düz bıçak) kullanarak ses telleri görselleştirmek ve vokal topikal% 10 lidokain spray uygulamakkordonlar. lidokain sprey vokal kord spazm ve havayolu tıkanıklığına olasılığını azaltmak için entübasyon 30-60 sn önce ses telleri temas etmesine izin.
  3. Izofluran gaz ile anestezi ses tellerinin arasından bir kelepçeli endotrakeal tüpün (5,0-7,0 mm İç Çap (ID)) geçerek domuz entübe ve bakımını (/ 1,000-2,000 ml 0.5-2.0 izofluran% min O 2) ile bir kapalı ameliyat boyunca anestezi sistemi yeniden soluk devresi. çene sesi ile anestezi düzeyi ve hem pedal ve palpebral refleks tepkilerini nasıl değerlendiriyorsunuz. Süresi Doldu anestezik gaz uzaklaştırılmış ve cerrahi paketi dışında havalandırılır.
  4. % 70 izopropil alkol durulama ardından% 2.0 klorheksidin cerrahi fırçalama çözeltisi ile kulağın dış yüzeyini temizleyin. Ameliyat sırasında, bir 20 G kateter intravenöz ile intravenöz sıvı (5-10 ml / kg / saat laktatlı Ringer çözeltisi) temin etmek üzere bir kulak daman kateter. Med dil mukozal yüzeyine bir pals oksimetresi elde edinical bant kalp hızı ve periferik kan oksijenlenme doygunluk (SpO2) izlemek için.
  5. dorsal sırt üstü yatar pozisyonda anestezi domuz yerleştirin ve pubis ventral orta toraks kaudal ventral karın tıraş. İki% 2.0 Klorheksidin cerrahi önlük ve steril su yıkar alternatif bu bölgeyi temizleyin.
  6. Cerrahi paketine anestezi domuz aktarın ve% 70 izopropil alkol durulama nihai cerrahi fırçalayın uygulamak, bu kurumasını bekleyin ve sonra hayvan asmak.
  7. vücut ısısını izlemek için rektum içine bir rektal sıcaklık probu yaklaşık 2-4 cm yerleştirin. cerrahi işlem sırasında normal vücut sıcaklığına (38-40 ° C) muhafaza edilmesi için bir su sirkülasyon ısıtma pedi üzerinde domuz yerleştirin.
  8. karın çevresinde örten kadran desen yerleştirilir dört havlu perdeler ile domuz örtün. karın yaklaşık 5 c lateral boyunca, xiphisternum karşısında ikinci asmak ilk örtüyü yerleştirinKarın orta hat m yanal. (Karşı tarafta olmasına rağmen), yaklaşık 5 cm karın orta hatta yanal karın lateral boyunca yerleştirilir ikinci perde gibi, pelvis ileal kret ve dördüncü drape genelinde üçüncü asmak yerleştirin.
  9. altta yatan havlu perdeler üzerinde cerrahi sitesine erişim sağlayan bir yarık açılması ile, büyük bir tablo asmak yerleştirin ve domuz ve tüm cerrahi tabloyu kapsamaktadır. Nihai asmak büyük masa asmak üzerine yerleştirilen tek kullanımlık bir steri-drape olduğunu.

Bağırsak Lenfatik Trunk 2. Abdominal Cerrahi ve Kateterizasyon

  1. Altta yatan karın kasları ortaya çıkarmak için bir neşter bıçağı ile 20 cm'lik cilt kesi olun. parietal periton maruz mono-polar elektrokoter (20 Watt ayarı) ile karın kas katmanları İnsizyon. Karın iç organları ve lenfatik damar erişmek için Metzenbaum makas ile parietal periton bir 20 cm doğrusal segmenti açın.
  2. Ameliyat süresince açık karın boşluğuna tutmak için cerrahi kesi kafatası yönü de retractor yerleştirin.
  3. tüm cerrahi işlem için sıcak (37 ° C) steril serum fizyolojik ile tüm dokuların nemlendirin. Yavaşça karın boşluğuna gelen kolon, çekum, ileum ve jejunum da dahil olmak üzere bağırsak büyük bir kesimi kaldırın ve üst karın, karaciğer ve lenf damarı erişmek için domuz soldan onu exteriorize. yavaşça bağırsak desteklemek için bir askı oluşturmak için ek havlu perdeler ile pozisyonunda batın bağırsak sabitleyin.
  4. Lenfatik damar bulun, yaklaşık 4 cm sağ renal ven, 6 cm kuyruk-medial kaval ustabaşı ventral ve pankreas 22,36,37 yakın karaciğer sağ lobunda visseral yönü altında kranial-medial bırakır. Portal ven 36,37 sağ ventral kesimine bitişik bir saydam bir yapı olarak lenfatik damar belirlemek.
  5. lenfatik vess ayırınEl nazikçe Q-tip uygulayıcılar ile bağlı doku uzak alay ile çevredeki fasya gelen. kabın yan taraflarından çevreleyen dokudan ayrılır sonra, ince bir küt uçlu forseps teknenin altında bir "tüneli" açıklığı oluşturur.
  6. ince forseps ile lenfatik altında üç 2-0 ipek sütür geçirin. , Tıkamak dilate ve lenf ile gemi doldurmak için ilk olarak en kaudal dikiş Arter. Kasıtlı lenfatik kateteri sabitlemek için nispeten uzun bu sütür (4 cm) uçlarını bırakın. diğer iki dikiş birbirinden 1,0 cm ayrılmış ve güvenli kaudal sütür kranial 1.0-1.5 cm yaklaşık olarak yerleştirin. damar içine kateter hızlı emniyete için izin vermek için bir 'tek gevşek bağ kravat' bu iki sütür bırakın.
    Not: En kaudal lige sütür ve (iki kafatası sütür) orta sütür arasında bulunan lenfatik segment kateterizasyon için sitedir. SU ile ilgiliGerekirse Ture malzemesi, 2-0 polyglactin sütür 2-0 ipek dikişlerle yerine geçebilir.
  7. iris makas ile damar içine küçük bir delik kesin ve ince künt forseps ile gemi dilate. kabına bir eğimli ucu ile özel kateter tüp (4.06 Dış Çap (OD) x 2.31 mm ID) yaklaşık 1.0-1.5 cm yerleştirin ve yerine kateteri sabitlemek için iki kranial sütürler kravat. Geminin kateteri sabitlemek için kaudal dikiş uzun dikiş uçlarını kullanın.
  8. ılık serum fizyolojik ile bol miktarda batın bağırsak yıkayın ve yavaşça bağırsak doğru anatomik konumlandırılmasını sağlayan karın boşluğuna geri getirin.
  9. (Paralumbar fossa 5-10 cm ventral) Sol orta kanadında kateter exteriorize. bir neşter ile bir cilt kesi yapmak ve kateterin eksteriorizasyon için bir açıklık oluşturmak için deri yüzeyine karın boşluğuna bir Noktalayıcıyı geçmektedir. Karın cav kateteri exteriorize büyük Kelly forseps kullanabilirtrokar deliğinden Sığ.
  10. yuvarlak (konik) iğne ile 2-0 polyglactin dikiş basit sürekli dikiş deseni ile parietal periton kapatın. yuvarlak iğne 2-0 polyglactin sütür ile basit bir kesintiye dikiş deseni ile karın kas katmanları kapatın.
  11. Bir kesim iğne 2-0 polyglactin sütür ile bir subkütiküler desen cilt kapatın. Bir çanta-string dikiş deseni ile deri ve kesme iğne 2-0 naylon sütür ile batın kateter sabitleyin.
  12. hala yerleştirme kolaylığı ve kurtarma sırasında domuz stresi azaltmak için anestezi sırasında domuz üzerinde uzmanlaşmış bir ceket yerleştirin.

3. Post-cerrahi Kurtarma ve Lenf Koleksiyonu

  1. önce inhalasyon anestezi kesilmesi yaklaşık 10 dakika, hemen cerrahi sonrası analjezi sağlamak için kas içi bupenorphine (0.1 mg / kg) yönetmek. bupenorphine devam (0.1 mg / kg) 24-48 saat koruması için her 12 saatameliyat sonrası analjezi.
  2. ameliyat sonrası komplikasyonlar için 7 gün boyunca her 8-12 saat domuz izleyin.
  3. etilendiamin tetraasetik asit (EDTA) ile kaplanmış ve antibiyotikler ile takviye edilmiş 500 ml polipropilen yıkama şişeleri lenf, toplamak; penisilin (6000 IU), streptomisin (6 mg) ve amfoterisin B (3 mg), 7 günlük bir süre boyunca her 12 saat süredir.

Lipoprotein ApoB48, Trigliserid, Kolesterol ve toplam Protein 4. Niceleme Lenf Toplanan

  1. 4 ° C'de 5 dakika boyunca 1800 x g'de lenf santrifüjleyin. Süpernatant toplayın ve trigliserid, kolesterol ve toplam proteinin miktar tayini için kullanın.
  2. seyreltilmemiş bir numunesidir, örnek bir 1:20 seyreltilmiş damıtılmış su ve 1 seyreltilmiş bir son örneği: damıtılmış su ile 100, üç numune halinde süpernatant bölün.
  3. Bir ticari olarak temin edilebilir kit ile, kolesterol seviyelerini ölçmek için seyreltilmemiş süpernatant kullanın.
  4. 1:20 ve 1:10 kullanarak0 seyreltilmiş numuneler ticari olarak temin edilebilir kit sırasıyla bisinkoninik asit toplam protein tahlili ile, trigliserid ve toplam protein düzeylerini ölçmek için.

Lenf 38 Toplanan Lipoprotein ApoB48 5. miktarının belirlenmesi,

  1. Uyarlanmış bağışıklık Western Blot yöntemiyle 38 ile lipoprotein ApoB48 konsantrasyonunu belirleyin. % 3-8 tris-asetat- sodyum dodesil sülfat poliakrilamid jel elektroforezi (SDS-PAGE) ile ayırın toplam lenf.
  2. bir anti-keçi sekonder antikor ile birleştirmiş, sonra: Bir polivinil florür membran (0,45 mikron) ayrılmış proteinler aktarın ve ApoB (4.000 1) bir keçi poliklonal antikor ile kuluçkaya yatmaktadır.
  3. saflaştırılmış kemirgen ApoB48 protein standardı ile doğrusal dansitometrik karşılaştırma kullanılarak kemilüminesans ile lipoprotein ApoB48 niceliğini.

Sonuçlar

Yenidoğan domuz bağırsak lenfatik gövde lenfatik kateterizasyon 7 günlük süre içinde yaklaşık 1 L merkezi lenf / 24 saat toplanmasını sağlar. Bu deneylerde elde lenf lipid metabolizması, yani toplam lenf protein, ApoB48 kolesterol, trigliserid, toplam protein ve kolesterol bileşenlerini ihtiva etmiştir. Tablo 1 vurgulamaktadır üç domuz toplanmış lenf örneklerinden bu lipit bileşenleri temsil miktarları. Özellikle, lenf akışı ve lipid bileşenleri in-line...

Tartışmalar

Bağırsak lenf Toplama çeşitli deneysel hayvan modellerinde lipid 8-12 ve ilaç 13-15 metabolizması, kanser metastazı 16,17, hücre kaçakçılığı ve bağışıklık fonksiyonu 18-26 katılan mekanizmaları araştırmak için mükemmel bir yöntemdir. Nitekim, uzun bir süre boyunca ya periferik (afferent) ve merkezi (efferent ve büyük gövde damarlar) lenf büyük miktarlarda hasat yeteneği immün modülasyon ajanları 18-22 ile zorluklar aşağıdaki h?...

Açıklamalar

The authors have nothing to disclose.

Teşekkürler

The work was supported in part by funding from Alberta Livestock and Meat Agency and Natural Science and Research Council Discovery grant to S. D. Proctor.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
Miller laryngoscope bladeWelch Allyn68044182 mm length
Surgivet advisor: Vital signs monitorSurgivetV9203
Rectal temperature probeSurgivetV3417
Mono-polar electrosurgery generatorValley Lab
Metzenbaum scissorsFine Science14518-18
Tuffier retractorStevens162-11-676
Mosquito forcepsStevens162-7-10
Kelly forceps-curved (14cm)Stevens162-7-38
Allis tissue forcepsStevens162-7-38
Forceps dressing-eye (10.2cm)Stevens162-18-780
Forceps dressing-Adison (12.1cm)Stevens162-17-2510
Needle DriversStevens162-V98-42
Iris scissorsFine science14058-11
Circulating water pumpJorvetJ-783X
Maxitherm-Vinyl blanketJorvetJ-784C
Q tip applicatorsFisher Scientific22-037-960
Catheterization  tubing (4.06 OD X 2.31 ID)Braintree Scientific Inc.MRE-160Micro-Renethane implantation tubing
2-0 silk sutureEthiconLA556
2-0 polyglactin sutureEthiconJ443H2-0 vicryl
Large animal jacketLomir Biomedical Inc.SSJ2YC
Polypropylene wash bottlesFisher Scientific03-409-22C500 ml
Penicillin-StreptomycinSigma AldrichD4333
EDTASigma Aldrich60-00-4
Amphotericin BSigma AldrichA2411
AzaperoneElanco Animal HealthStresnil
Dexmedetomidine hydrochlorideZoetis6295Dexdomitor
IsofluraneAbbott Animal  Health05260-5IsoFlo
Ketamine hydrochlorideZoetis2626Ketaset
Bupenorphine hydrochlorideChampion Alstoe Animal HealthDIN:02347510
6 mm Endotracheal tubeJorvetJ-165d
10% Lidocaine sprayAstraZenecaDIN:02003767
4 % Chlorhexidine surgical scrubPartnar Animal HealthPCH-011Diluted: 2.0% solution
3M Surgical steri- drape3M Health Care1040
SDS page gelInvitrogenEA0375BOX3-8 % tris acetate
Polyvinylidene fluoride membraneMilliporeIPVH000100.45 μm pore size
ApoB antibody EMD MilliporeAB7421:4000 dilution
Donkey anti-goat IgG-HRPSanta Cruz BiotechnologySc-2304
ECL Prime Western Blotting ReagentGE Healthcare LifeSciencesRPN2232   
Triglyceride KitWako Pure Chemicals998-40391/994-40491
Total Cholesterol KitWako Pure Chemicals439-17501
Total Protein Pierce 23225Bicinchoninic Acid Assay

Referanslar

  1. Lindsay, F. E. F. The cisterna chyli as a source of lymph samples in the cat and dog. Res. Vet. Sci. 17, 256-258 (1974).
  2. Kohan, A. B., Howles, P. N., Tso, P. Methods for studying rodent intestinal lipoprotein production and metabolism. Curr. Protoc. Mouse Biol. 2, 219-230 (2012).
  3. Wang, X. D., et al. Intestinal uptake and lymphatic absorption of beta-carotene in ferrets: a model for human beta-carotene metabolism. Am. J. Physiol. 263 (4 Pt 1), G480-G486 (1992).
  4. Hein, W. R., Barber, T., Cole, S. A., Morrison, L., Pernthaner, A. Long-term collection and characterization of afferent lymph from the ovine small intestine. J.Immunol. Methods. 293 (1-2), 153-168 (2004).
  5. Hartmann, P. E., Lascelles, A. K. The flow and lipid composition of thoracic duct lymph in the grazing cow. J. Physiol. 184 (1), 193-202 (1966).
  6. Redgrave, T. G., Dunne, K. B. Chylomicron formation and composition in unanaesthetised rabbits. Atherosclerosis. 22 (3), 389-400 (1975).
  7. Binns, R. M., Hall, J. G. The paucity of lymphocytes in the lymph of unanaesthetised pigs. Br. J. Exp. Pathol. 47 (3), 275-280 (1966).
  8. Ohlsson, L., Kohan, A. B., Tso, P., Ahren, B. GLP-1 released to the mesenteric lymph duct in mice: Effects of glucose and fat. Regul. Pept. 189, 40-45 (2014).
  9. Ho, H. T., Kim, D. N., Lee, K. T. Intestinal apolipoprotein B-48 synthesis and lymphatic cholesterol transport are lower in swine fed high fat, high cholesterol diet with soy protein than with casein. Atherosclerosis. 77 (1), 15-23 (1989).
  10. Arnold, M., Dai, Y., Tso, P., Langhans, W. Meal-contingent intestinal lymph sampling from awake, unrestrained rats. Am. J. Physiol. Integr. Comp. Physiol. 302 (12), R1365-R1371 (2012).
  11. Nguyen, T. M., Sawyer, J. K., Kelley, K. L., Davis, M. A., Kent, C. R., Rudel, L. L. ACAT2 and ABCG5/G8 are both required for efficient cholesterol absorption in mice: evidence from thoracic lymph duct cannulation. J. Lipid Res. 53 (8), 1598-1609 (2012).
  12. Sato, M., Kawata, Y., Erami, K., Ikeda, I., Imaizumi, K. LXR agonist increases the lymph HDL transport in rats by promoting reciprocally intestinal ABCA1 and apo A-I mRNA levels. Lipids. 43 (2), 125-131 (2008).
  13. Boyd, M., Risovic, V., Jull, P., Choo, E., Wasan, K. M. A stepwise surgical procedure to investigate the lymphatic transport of lipid-based oral drug formulations: Cannulation of the mesenteric and thoracic lymph ducts within the rat. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 49 (2), 115-120 (2004).
  14. Sugawara, T., et al. Intestinal absorption of dietary maize glucosylceramide in lymphatic duct cannulated rats. J. Lipid Res. 51 (7), 1761-1769 (2010).
  15. Shackleford, D. M., et al. Contribution of lymphatically transported testosterone undecanoate to the systemic exposure of testosterone after oral administration of two andriol formulations in conscious lymph duct-cannulated dogs. J. Pharmacol. Exp. Ther. 306 (3), 925-933 (2003).
  16. Lespine, A., et al. Contribution of lymphatic transport to the systemic exposure of orally administered moxidectin in conscious lymph duct-cannulated dogs. Eur. J. Pharm. Sci. 27 (1), 37-43 (2006).
  17. Carr, J., Carr, I., Dreher, B., Betts, K. Lymphatic metastasis: invasion of lymphatic vessels and efflux of tumour cells in the afferent popliteal lymph as seen in the Walker rat carcinoma. J. Pathol. 132 (4), 287-305 (1980).
  18. Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. I. Lymphocyte circulation in gut-associated lymphoid tissue. Immunology. 42 (3), 469-474 (1981).
  19. Knight, J. S., Baird, D. B., Hein, W. R., Pernthaner, A. The gastrointestinal nematode Trichostrongylus colubriformis down-regulates immune gene expression in migratory cells in afferent lymph. BMC Immunol. 11, 51 (2010).
  20. Milling, S. W., Jenkins, C., MacPherson, G. Collection of lymph-borne dendritic cells in the rat. Nat. Protoc. 1 (5), 2263-2270 (2006).
  21. Pernthaner, A., Cole, S. A., Gatehouse, T., Hein, W. R. Phenotypic diversity of antigen-presenting cells in ovine-afferent intestinal lymph. Arch. Med. Res. 33 (4), 405-412 (2002).
  22. Thielke, K. H., Pabst, R., Rothkotter, H. J. Quantification of proliferating lymphocyte subsets appearing in the intestinal lymph and the blood. Clin. Exp. Immunol. 117 (2), 277-284 (1999).
  23. Mayrhofer, G., Fisher, R. IgA-containing plasma cells in the lamina propria of the gut: failure of a thoracic duct fistula to deplete the numbers in rat small intestine. Eur. J. Immunol. 9 (1), 85-91 (1979).
  24. Beh, K. J. The origin of IgA-containing cells in intestinal lymph of sheep. Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 55 (3), 263-274 (1977).
  25. Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. II. Migration to the intestinal lamina propria of antigen-specific cells generated in response to intestinal immunization in the pig. Immunology. 42 (3), 475-479 (1981).
  26. Rothkotter, H. J., Huber, T., Barman, N. N., Pabst, R. Lymphoid cells in afferent and efferent intestinal lymph: lymphocyte subpopulations and cell migration. Clin. Exp. Immunol. 92 (2), 317-322 (1993).
  27. Vilahur, G., Padro, T., Badimon, L. Atherosclerosis and thrombosis: insights from large animal models. J. Biomed. Biotechnol. 1, (2011).
  28. Getz, G. S., Reardon, C. A. Animal models of atherosclerosis. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 32 (5), 1104-1115 (2012).
  29. Skold, B. H., Getty, R., Ramsey, F. K. Spontaneous atherosclerosis in the arterial system of aging swine. Am. J. Vet. Res. 27 (116), 257-273 (1966).
  30. Reiser, R., Sorrels, M. F., Williams, M. C. Influence of high levels of dietary fats and cholesterol on atherosclerosis and lipid distribution in swine. Circ. Res. 7, 833-846 (1959).
  31. Casani, L., Sanchez-Gomez, S., Vilahur, G., Badimon, L. Pravastatin reduces thrombogenicity by mechanisms beyond plasma cholesterol lowering. Thromb. Haemost. 94 (5), 1035-1041 (2005).
  32. Romosos, D. R., McGilliard, A. D. Preparation of thoracic and intestinal lymph duct shunts in calves. J. Dairy Sci. 53 (9), 1275-1278 (1970).
  33. Shannon, A. D., Lascelles, A. K. The intestinal and hepatic contributions to the flow and composition of thoracic duct lymph in young milk-fed calves. Q.J. Exp. Physiol. Cogn. Med. Sci. 5 (2), 194-205 (1968).
  34. Aliev, A. A. Intestinal lymph of ruminants. I. Operative techniques for collecting intestinal lymph from ruminants. Acta Vet.Hung. 38 (1-2), 105-120 (1990).
  35. Butterfield, A. B., Lumb, W. V., Litwak, P. Surgical preparation of miniature swine for atherosclerosis research. Am. J. Vet. Res. 37 (12), 1519-1523 (1976).
  36. Saar, L. I., Getty, R. Lymphatic system. Sisson and Grossman's: The anatomy of domestic animals. 2, 1343-1358 (1975).
  37. Zanchet, D. J., de Souza Montero, E. F. Pig liver sectorization and segmentation and virtual reality depiction. Acta. Cirurgica. Basilera. 17 (6), 382-387 (2002).
  38. Vine, D. F., Takechi, R., Russell, J. C., Proctor, S. D. Impaired postprandial apolipoprotein-B48 metabolism in the obese, insulin-resistant JCR:LA-cp rat: increased atherogenicity for the metabolic syndrome. Atherosclerosis. 190 (2), 282-290 (2007).
  39. Li, W. C., et al. Biomechanical properties of ascending aorta and pulmonary trunk in pigs and humans. Xenotransplantation. 15 (6), 384-389 (2008).
  40. Arkill, K. P., Moger, J., Winlove, C. P. The structure and mechanical properties of collecting lymphatic vessels: an investigation using multimodal nonlinear microscopy. J. Anat. 216 (5), 547-555 (2010).
  41. Uwiera, R. R. E., et al. Plasmid DNA induces increased lymphocyte trafficking: a specific role for CpG motifs. Cell. Immunol. 214 (2), 155-164 (2001).
  42. Black, D. D., Davidson, N. O. Intestinal apolipoprotein synthesis and secretion in the suckling pig. J. Lipid Res. 30 (2), 207-218 (1989).
  43. Heider, J. G., Pickens, C. E., Lawrence, K. A. Role of acyl CoA:cholesterol acyltransferase in cholesterol absorption and its inhibition by 57-118 in the rabbit. J. Lipid Res. 24, 1127-1134 (1983).
  44. Noh, S. K., Koo, S. I. Milk sphingomyelin is more effective than egg sphingomyelin in inhibiting intestinal absorption of cholesterol and fat in rats. J. Nutr. 134, 2611-2616 (2004).
  45. Brunham, L. R., et al. Intestinal ABCA1 directly contributes to HDL biogenesis in vivo. J. Clin. Invest. 116 (4), 1052-1062 (2006).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

T pSay 109Ba rsak lenf g vdecerrahiefferent lenfuzun vadeliyenido an domuzApoB48 lipoproteinlipoprotein metabolizmakateterizasyon

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır