JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

We present a surgical procedure to catheterize the intestinal lymph trunk in neonatal pigs to collect large quantities of lipid metabolism components from efferent lymph.

Аннотация

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal (central) efferent lymph. Importantly, the collection of central lymph from the intestine enables researchers to study both the mechanisms and lipid constitutes associated with lipid metabolism, intestinal inflammation and cancer metastasis, as well as cells involved in immune function and immunosurveillance. A ventral mid-line surgical approach permits excellent surgical exposure to the cranial abdomen and relatively easy access to the intestinal lymph trunk vessel that lies near the pancreas and the right ventral segment of the portal vein underneath the visceral aspect of the right liver lobe. The vessel is meticulously dissected and released from the surrounding fascia and then dilated with sutures allowing for insertion and subsequent securing of the catheter into the vessel. The catheter is exteriorized and approximately 1 L/24 hr of lymph is collected over a 7 day period. While this technique enables the collection of large quantities of central lymph over an extended period of time, the success depends on careful surgical dissection, tissue handling and close attention to proper surgical technique. This is particularly important with surgeries in young animals as the lymph vessels can easily tear, potentially leading to surgical and experimental failure. The video demonstrates an excellent surgical technique for the collection of intestinal lymph.

Введение

Лимфатическая система является изученной областью физиологии. Доклинические модели лимфатической катетеризацией встречаются у разных видов животных 1-8 и используются фармацевтической промышленности и научно - исследовательских институтов для изучения механизмов , участвующих в липида и 8-12 метаболизма лекарственных средств, 13-15 метастазирования рака 16 с экспериментального лечения 17 и иммунной функции 18 -26. Это исследование исследует использование кишечного лимфатического ствола катетеризацию в отечественной модели свиньи для измерения компонентов метаболизма липопротеинов. Метаболизм липопротеинов участвует в производстве и секреции хиломикронов, а также изменения в связанных липидов и общего белка. Это важные соображения, как существуют значительные различия в липидного обмена между наиболее часто используемых моделях грызунов и человека, и как таковые, с использованием модели свиньи для сбора кишечных лимфы может обеспечить более сопоставимую информацию для изучения липидного меняtabolism у людей 27-31.

Несколько хирургических методов используются для сбора кишечника лимфу в крупных видов животных: черепную плечо подход (т.е. грудной проток катетеризацию) 5, боковая верхняя бочка подход 32-34 и вентральной средней линии или парамедианный подход 22,35. Это видео подробно описывает хирургическую процедуру в свиней с использованием вентральной средней линии хирургического подхода к катетеризацией кишечного лимфатического ствола. Осторожная хирургическая техника допускает этот метод лимфатической катетеризацией для сбора большого количества лимфы и его составные части в течение длительного периода времени.

Этот метод открывает множество приложений для многих дисциплин, исследующих различные физиологические функции. Приложения могут включать в себя, но не ограничиваются ими, весь липопротеина тела и липидного обмена, иммунологического, генезис и метастазирования опухолей, функции кишечника, и Разработлор и прогрессирование воспалительного заболевания кишечника.

протокол

Все процедуры на экспериментальных животных, описанных в обоих видео и рукописи были утверждены по уходу и использованию комитета Institutional животных путем и следовал руководящим принципам, установленным Канадским советом по уходу за животными.

1. хирургической анестезии и хирургических Подготовка новорожденных поросят

  1. В отделенной прихожую, Premedicate 25 кг свиней у основания шеи с внутримышечной коктейлем седативно-анестезирующий препарат, содержащий: azaperone (0,3 мг / кг), гидрохлорид кетамина (10 мг / кг), Дексмедетомидин (15 мкг / кг).
    Примечание: Добавить бупренорфин (0,005-0,02 мг / кг) в предварительно анестетика коктейль наркотиков для улучшенного интраоперационного контроля боли.
  2. Обезболить свиней с вдыхаемым изофлуран ингаляции газа (4-5% изофлуран в 500 мл-1000 мл / мин O 2) , используя маску. Визуализируйте голосовые связки с помощью ветеринарного ларингеальный сферы (длинная 17-25 см ПРЯМОЛОПАСТНОЙ), а также применять местное 10% лидокаина Spay вокалушнуры. Дайте лидокаин спрей связаться голосовые связки 30-60 сек до интубации, чтобы уменьшить возможность вокального спазма шнура и обструкции дыхательных путей.
  3. Интубировать свиней путем пропускания манжетой эндотрахеальной трубки (5,0-7,0 мм Внутренний диаметр (ID)) между голосовыми связками и поддержания анестезии с изофлуран газа (0,5-2,0% изофлуран в 1000-2000 мл / мин O 2) с использованием закрытой схема передыханию обезболивающий системы по всей операции. Оценить уровень анестезии щековыми тон, и обе педали и антимонголоидный разрез глаз рефлекторных реакций. Истекло анестезирующий газ продувается и выводятся за пределы хирургического набора.
  4. Очистите внешнюю поверхность уха с 2,0% раствором хлоргексидина хирургический скраб с последующим 70% изопропилового спирта полощут. С внутривенный катетер 20 G, катетеризировать в вену уха, чтобы обеспечить внутривенное введение жидкости (раствор Рингера с лактатом; 5-10 мл / кг / ч) во время операции. Закрепить пульсоксиметр на поверхности слизистой оболочки языка с медскую ленту для контроля частоты сердечных сокращений и насыщенность периферической крови кислородом (SPO 2).
  5. Поместите наркозом кота в дорсальной лежачем положении и бритье вентральной части живота от середины грудной клетки каудально к вентральной лобка. Очистите эту область с двумя чередующимися 2,0% хлоргексидина хирургических скрабы и стерильные промывок водой.
  6. Передача обезболены свинью хирургического набора и применить окончательный хирургический скраб 70% полоскании изопропилового спирта, дайте ему высохнуть, а затем задрапировать животное.
  7. Вставьте ректального датчика температуры примерно 2-4 см в прямую кишку, чтобы контролировать температуру тела. Поместите свиней на грелку воды рециркуляционным для поддержания нормальной температуры тела (38-40 ° C) во время хирургической процедуры.
  8. Драпируйте свинья с четырьмя полотенцами драпировками, помещенных в вышележащих шаблон квадранта вокруг живота. Поместите первый драпировка через мечевидного отростка, второй драпировка вдоль латеральной части живота примерно 5 грм сбоку от брюшной средней линии. Поместите третий драпировка через подвздошную гребня таза и четвертой драпировка, как и второй драпировки (хотя на противоположной стороне), расположена вдоль латеральной поверхности живота примерно 5 см латеральнее брюшной средней линии.
  9. Поместите большой стол драпировка, с щелевой отверстия, дающего возможность доступа к операционному полю, над нижележащих полотенце драпировки и покрывают свинью и весь операционный стол. Окончательный драпировка представляет собой одноразовый стерильными-драпировки помещается над большим столом драпировкой.

2. Абдоминальная хирургия и катетеризация кишечника лимфатической Магистральные

  1. Сделайте разрез кожи на 20 см с скальпелем, чтобы выставить основные мышцы живота. Надрезать брюшной мышечные слои с однополярного электрокоагуляции (20 Вт) настройки, чтобы выставить париетальной брюшины. Открыть 20 см линейный сегмент париетальной брюшины с Metzenbaum ножницами, чтобы получить доступ к брюшной полости и лимфатический сосуд.
  2. Поместите втягивающим в черепной аспекте хирургического разреза, чтобы держать брюшную полость открытой для продолжительности операции.
  3. Смочить все ткани с теплым (37 ° С) стерильного солевого раствора в течение всей хирургической процедуры. Аккуратно поднимите большой сегмент кишечника, включая рак толстой кишки, слепой кишки, подвздошной и тощей из брюшной полости и экстериоризоваться его на левый фланг свиньи, чтобы получить доступ к верхней части живота, печени и лимфатический сосуд. Закрепите выводили кишечник в положении с дополнительными полотенцесушители шторами, чтобы сформировать стропу, чтобы мягко поддерживать кишечник.
  4. Найдите лимфатический сосуд, он лежит около 4 см черепно-медиальной правой почечной вены, 6 см каудально-medial- вентральной из кавальных бригадиров и под висцеральной аспектом правой доли печени вблизи поджелудочной железы 22,36,37. Определить лимфатический сосуд в виде полупрозрачной структуры , примыкающего к правой вентральной сегмент воротной вены 36,37.
  5. Отделить лимфатическую VESSэль от окружающих фасции, осторожно дразня прочь прилагаемую ткань с Q-Tip аппликаторов. После того, как боковые стороны судна отделены от окружающих тканей, создают "Туннель" отверстие под сосуд с тонкой тупым наконечником пинцет.
  6. Проходят три 2-0 шелковыми швами под лимфатический сосуд с тонким пинцетом. Перевязывать наиболее хвостового швом сначала закупорить, и заполнить расширяют сосуд с лимфой. Целенаправленно оставить концы этой нити относительно длинной (4 см), чтобы закрепить катетер в лимфатический сосуд. Поместите две другие шовные материалы разделены 1,0 см друг от друга и составляют примерно 1,0-1,5 см черепных обеспеченному хвостового швом. Оставьте эти два швами с «одной свободной лигатуры галстука", чтобы позволить для более быстрого закрепления катетера в сосуд.
    Примечание: Сегмент лимфатический сосуд, расположенный между наиболее хвостового лигирования швом и средним швом (из двух черепных швов) является местом для катетеризацией. Что касается суратура материал, 2-0 полиглактином шовный материал может заменить 2-0 шелковыми швами, если требуется.
  7. Вырезать небольшое отверстие в сосуд с ирисами ножницами и расширяют сосуд с мелкими тупыми щипцами. Вставьте приблизительно 1,0-1,5 см специализированной трубки катетера (4,06 Внешний диаметр (OD) X 2,31 мм ID) со скошенным концом в сосуд и связать два черепных швов, чтобы закрепить катетер на месте. Используйте длинные шовные концы хвостового швом, чтобы закрепить катетер в сосуд.
  8. Промыть выводили кишечник с большим количеством теплого солевого раствора и осторожно вернуть его в брюшной полости, обеспечивая правильное анатомическое расположение кишечника.
  9. Экстериоризироваться катетер на левой середине фланг (5-10 см вентрально от paralumbar ямки). Делают разрез кожи скальпелем и проходить троакара из брюшной полости к поверхности кожи, чтобы создать отверстие для экстериоризацию катетера. Используйте большой пинцет Келли экстериоризоваться катетер из брюшной CAVности через отверстие троакара.
  10. Закройте париетальной брюшины с простым непрерывным швом узор 2-0 полиглактином швом с круглым (коническим) иглы. Закройте брюшной мышечные слои с помощью простого прерванного паттерна шовного с 2-0 полиглактином швом на круглом иглы.
  11. Закройте кожу в субкутикулярных модели с 2-0 полиглактином швом на разделочной иглы. Закрепите экстериоризированного катетер к коже с рисунком шовного кошелек-струнной и 2-0 нейлоновой нити на разделочной иглы.
  12. Поместите специальную куртку на свинье, все еще под наркозом, чтобы облегчить его размещение и уменьшить стресс свиньи во время восстановления.

3. Послеоперационное восстановление и лимфы Коллекция

  1. Примерно за 10 минут до прекращения ингаляционной анестезии, управлять bupenorphine (0,1 мг / кг) внутримышечно, чтобы обеспечить немедленное после операции обезболивание. Продолжить bupenorphine (0,1 мг / кг) каждые 12 ч в течение 24-48 ч для поддержанияпослеоперационное обезболивание.
  2. Монитор свиней для послеоперационных осложнений каждые 8-12 ч в течение периода 7 дней.
  3. Собирают лимфу в 500 мл полипропилен вымытые бутылки, покрытые этилендиаминтетрауксусной кислоты (ЭДТА), и дополненной антибиотиками; пенициллин (6000 МЕ), стрептомицин (6 мг) и амфотерицином В (3 мг) каждые 12 ч в течение периода 7 дней.

4. Количественное липопротеина ApoB48, триглицерида, холестерина и общего белка Собранные из Лимфы

  1. Центрифуга лимфы образца при 1,800 мкг в течение 5 мин при температуре 4 ° С. Собирают супернатант и использовать его для определения количества триглицеридов, холестерина и общего белка.
  2. Разделить супернатант на три образца: неразведенном образце, образец разводили 1:20 дистиллированной водой и окончательного образца, разбавленного 1: 100 с дистиллированной водой.
  3. Используйте неразбавленный супернатант для измерения уровня холестерина, с помощью коммерчески доступного набора.
  4. Используйте в 1:20 и 1:100 разведенные образцы для измерения триглицеридов и уровни общего белка с коммерчески доступного набора и кислотостойкой общего белка анализа бицинхониновой соответственно.

5. Количественное липопротеина ApoB48, собранный из Лимфы 38

  1. Определить концентрацию липопротеинов ApoB48 с адаптированной иммунной Вестерн - блоттинга методом 38. Отдельная общая лимфы с 3-8% трис-acetate- додецилсульфат натрия сульфат электрофорез в полиакриламидном геле (SDS-PAGE).
  2. Передача Разделенные белки в поливинилиденфторидом мембраной (0,45 мкм) и инкубировать их с козьим поликлональных антител апоВ (1: 4000), а затем связать его с анти-козьими вторичными антителами.
  3. Количественная липопротеинов ApoB48 с хемилюминесценции с использованием линейного денситометрическую сравнения с очищенными грызунами стандарта ApoB48 белка.

Результаты

Лимфатической катетеризацию кишечника лимфатической ствола неонатальных свиней позволяет собирать около 1 л / 24 ч центральной лимфы в течение 7 дней. Лимфы, собранные в этом эксперименте содержали компоненты липидного обмена, а именно общего белка лимфы, ApoB48 липоп?...

Обсуждение

Сбор кишечника лимфы является отличным методом для изучения механизмов , участвующих в липида 8-12 и наркотиков 13-15 метаболизма, метастаз рака 16,17, незаконный оборот клеток и иммунной функции 18-26, в различных экспериментальных моделях на животных. Действительно, с?...

Раскрытие информации

The authors have nothing to disclose.

Благодарности

The work was supported in part by funding from Alberta Livestock and Meat Agency and Natural Science and Research Council Discovery grant to S. D. Proctor.

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Miller laryngoscope bladeWelch Allyn68044182 mm length
Surgivet advisor: Vital signs monitorSurgivetV9203
Rectal temperature probeSurgivetV3417
Mono-polar electrosurgery generatorValley Lab
Metzenbaum scissorsFine Science14518-18
Tuffier retractorStevens162-11-676
Mosquito forcepsStevens162-7-10
Kelly forceps-curved (14cm)Stevens162-7-38
Allis tissue forcepsStevens162-7-38
Forceps dressing-eye (10.2cm)Stevens162-18-780
Forceps dressing-Adison (12.1cm)Stevens162-17-2510
Needle DriversStevens162-V98-42
Iris scissorsFine science14058-11
Circulating water pumpJorvetJ-783X
Maxitherm-Vinyl blanketJorvetJ-784C
Q tip applicatorsFisher Scientific22-037-960
Catheterization  tubing (4.06 OD X 2.31 ID)Braintree Scientific Inc.MRE-160Micro-Renethane implantation tubing
2-0 silk sutureEthiconLA556
2-0 polyglactin sutureEthiconJ443H2-0 vicryl
Large animal jacketLomir Biomedical Inc.SSJ2YC
Polypropylene wash bottlesFisher Scientific03-409-22C500 ml
Penicillin-StreptomycinSigma AldrichD4333
EDTASigma Aldrich60-00-4
Amphotericin BSigma AldrichA2411
AzaperoneElanco Animal HealthStresnil
Dexmedetomidine hydrochlorideZoetis6295Dexdomitor
IsofluraneAbbott Animal  Health05260-5IsoFlo
Ketamine hydrochlorideZoetis2626Ketaset
Bupenorphine hydrochlorideChampion Alstoe Animal HealthDIN:02347510
6 mm Endotracheal tubeJorvetJ-165d
10% Lidocaine sprayAstraZenecaDIN:02003767
4 % Chlorhexidine surgical scrubPartnar Animal HealthPCH-011Diluted: 2.0% solution
3M Surgical steri- drape3M Health Care1040
SDS page gelInvitrogenEA0375BOX3-8 % tris acetate
Polyvinylidene fluoride membraneMilliporeIPVH000100.45 μm pore size
ApoB antibody EMD MilliporeAB7421:4000 dilution
Donkey anti-goat IgG-HRPSanta Cruz BiotechnologySc-2304
ECL Prime Western Blotting ReagentGE Healthcare LifeSciencesRPN2232   
Triglyceride KitWako Pure Chemicals998-40391/994-40491
Total Cholesterol KitWako Pure Chemicals439-17501
Total Protein Pierce 23225Bicinchoninic Acid Assay

Ссылки

  1. Lindsay, F. E. F. The cisterna chyli as a source of lymph samples in the cat and dog. Res. Vet. Sci. 17, 256-258 (1974).
  2. Kohan, A. B., Howles, P. N., Tso, P. Methods for studying rodent intestinal lipoprotein production and metabolism. Curr. Protoc. Mouse Biol. 2, 219-230 (2012).
  3. Wang, X. D., et al. Intestinal uptake and lymphatic absorption of beta-carotene in ferrets: a model for human beta-carotene metabolism. Am. J. Physiol. 263 (4 Pt 1), G480-G486 (1992).
  4. Hein, W. R., Barber, T., Cole, S. A., Morrison, L., Pernthaner, A. Long-term collection and characterization of afferent lymph from the ovine small intestine. J.Immunol. Methods. 293 (1-2), 153-168 (2004).
  5. Hartmann, P. E., Lascelles, A. K. The flow and lipid composition of thoracic duct lymph in the grazing cow. J. Physiol. 184 (1), 193-202 (1966).
  6. Redgrave, T. G., Dunne, K. B. Chylomicron formation and composition in unanaesthetised rabbits. Atherosclerosis. 22 (3), 389-400 (1975).
  7. Binns, R. M., Hall, J. G. The paucity of lymphocytes in the lymph of unanaesthetised pigs. Br. J. Exp. Pathol. 47 (3), 275-280 (1966).
  8. Ohlsson, L., Kohan, A. B., Tso, P., Ahren, B. GLP-1 released to the mesenteric lymph duct in mice: Effects of glucose and fat. Regul. Pept. 189, 40-45 (2014).
  9. Ho, H. T., Kim, D. N., Lee, K. T. Intestinal apolipoprotein B-48 synthesis and lymphatic cholesterol transport are lower in swine fed high fat, high cholesterol diet with soy protein than with casein. Atherosclerosis. 77 (1), 15-23 (1989).
  10. Arnold, M., Dai, Y., Tso, P., Langhans, W. Meal-contingent intestinal lymph sampling from awake, unrestrained rats. Am. J. Physiol. Integr. Comp. Physiol. 302 (12), R1365-R1371 (2012).
  11. Nguyen, T. M., Sawyer, J. K., Kelley, K. L., Davis, M. A., Kent, C. R., Rudel, L. L. ACAT2 and ABCG5/G8 are both required for efficient cholesterol absorption in mice: evidence from thoracic lymph duct cannulation. J. Lipid Res. 53 (8), 1598-1609 (2012).
  12. Sato, M., Kawata, Y., Erami, K., Ikeda, I., Imaizumi, K. LXR agonist increases the lymph HDL transport in rats by promoting reciprocally intestinal ABCA1 and apo A-I mRNA levels. Lipids. 43 (2), 125-131 (2008).
  13. Boyd, M., Risovic, V., Jull, P., Choo, E., Wasan, K. M. A stepwise surgical procedure to investigate the lymphatic transport of lipid-based oral drug formulations: Cannulation of the mesenteric and thoracic lymph ducts within the rat. J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 49 (2), 115-120 (2004).
  14. Sugawara, T., et al. Intestinal absorption of dietary maize glucosylceramide in lymphatic duct cannulated rats. J. Lipid Res. 51 (7), 1761-1769 (2010).
  15. Shackleford, D. M., et al. Contribution of lymphatically transported testosterone undecanoate to the systemic exposure of testosterone after oral administration of two andriol formulations in conscious lymph duct-cannulated dogs. J. Pharmacol. Exp. Ther. 306 (3), 925-933 (2003).
  16. Lespine, A., et al. Contribution of lymphatic transport to the systemic exposure of orally administered moxidectin in conscious lymph duct-cannulated dogs. Eur. J. Pharm. Sci. 27 (1), 37-43 (2006).
  17. Carr, J., Carr, I., Dreher, B., Betts, K. Lymphatic metastasis: invasion of lymphatic vessels and efflux of tumour cells in the afferent popliteal lymph as seen in the Walker rat carcinoma. J. Pathol. 132 (4), 287-305 (1980).
  18. Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. I. Lymphocyte circulation in gut-associated lymphoid tissue. Immunology. 42 (3), 469-474 (1981).
  19. Knight, J. S., Baird, D. B., Hein, W. R., Pernthaner, A. The gastrointestinal nematode Trichostrongylus colubriformis down-regulates immune gene expression in migratory cells in afferent lymph. BMC Immunol. 11, 51 (2010).
  20. Milling, S. W., Jenkins, C., MacPherson, G. Collection of lymph-borne dendritic cells in the rat. Nat. Protoc. 1 (5), 2263-2270 (2006).
  21. Pernthaner, A., Cole, S. A., Gatehouse, T., Hein, W. R. Phenotypic diversity of antigen-presenting cells in ovine-afferent intestinal lymph. Arch. Med. Res. 33 (4), 405-412 (2002).
  22. Thielke, K. H., Pabst, R., Rothkotter, H. J. Quantification of proliferating lymphocyte subsets appearing in the intestinal lymph and the blood. Clin. Exp. Immunol. 117 (2), 277-284 (1999).
  23. Mayrhofer, G., Fisher, R. IgA-containing plasma cells in the lamina propria of the gut: failure of a thoracic duct fistula to deplete the numbers in rat small intestine. Eur. J. Immunol. 9 (1), 85-91 (1979).
  24. Beh, K. J. The origin of IgA-containing cells in intestinal lymph of sheep. Aust. J. Exp. Biol. Med. Sci. 55 (3), 263-274 (1977).
  25. Bennell, M. A., Husband, A. J. Route of lymphocyte migration in pigs. II. Migration to the intestinal lamina propria of antigen-specific cells generated in response to intestinal immunization in the pig. Immunology. 42 (3), 475-479 (1981).
  26. Rothkotter, H. J., Huber, T., Barman, N. N., Pabst, R. Lymphoid cells in afferent and efferent intestinal lymph: lymphocyte subpopulations and cell migration. Clin. Exp. Immunol. 92 (2), 317-322 (1993).
  27. Vilahur, G., Padro, T., Badimon, L. Atherosclerosis and thrombosis: insights from large animal models. J. Biomed. Biotechnol. 1, (2011).
  28. Getz, G. S., Reardon, C. A. Animal models of atherosclerosis. Arterioscler. Thromb. Vasc. Biol. 32 (5), 1104-1115 (2012).
  29. Skold, B. H., Getty, R., Ramsey, F. K. Spontaneous atherosclerosis in the arterial system of aging swine. Am. J. Vet. Res. 27 (116), 257-273 (1966).
  30. Reiser, R., Sorrels, M. F., Williams, M. C. Influence of high levels of dietary fats and cholesterol on atherosclerosis and lipid distribution in swine. Circ. Res. 7, 833-846 (1959).
  31. Casani, L., Sanchez-Gomez, S., Vilahur, G., Badimon, L. Pravastatin reduces thrombogenicity by mechanisms beyond plasma cholesterol lowering. Thromb. Haemost. 94 (5), 1035-1041 (2005).
  32. Romosos, D. R., McGilliard, A. D. Preparation of thoracic and intestinal lymph duct shunts in calves. J. Dairy Sci. 53 (9), 1275-1278 (1970).
  33. Shannon, A. D., Lascelles, A. K. The intestinal and hepatic contributions to the flow and composition of thoracic duct lymph in young milk-fed calves. Q.J. Exp. Physiol. Cogn. Med. Sci. 5 (2), 194-205 (1968).
  34. Aliev, A. A. Intestinal lymph of ruminants. I. Operative techniques for collecting intestinal lymph from ruminants. Acta Vet.Hung. 38 (1-2), 105-120 (1990).
  35. Butterfield, A. B., Lumb, W. V., Litwak, P. Surgical preparation of miniature swine for atherosclerosis research. Am. J. Vet. Res. 37 (12), 1519-1523 (1976).
  36. Saar, L. I., Getty, R. Lymphatic system. Sisson and Grossman's: The anatomy of domestic animals. 2, 1343-1358 (1975).
  37. Zanchet, D. J., de Souza Montero, E. F. Pig liver sectorization and segmentation and virtual reality depiction. Acta. Cirurgica. Basilera. 17 (6), 382-387 (2002).
  38. Vine, D. F., Takechi, R., Russell, J. C., Proctor, S. D. Impaired postprandial apolipoprotein-B48 metabolism in the obese, insulin-resistant JCR:LA-cp rat: increased atherogenicity for the metabolic syndrome. Atherosclerosis. 190 (2), 282-290 (2007).
  39. Li, W. C., et al. Biomechanical properties of ascending aorta and pulmonary trunk in pigs and humans. Xenotransplantation. 15 (6), 384-389 (2008).
  40. Arkill, K. P., Moger, J., Winlove, C. P. The structure and mechanical properties of collecting lymphatic vessels: an investigation using multimodal nonlinear microscopy. J. Anat. 216 (5), 547-555 (2010).
  41. Uwiera, R. R. E., et al. Plasmid DNA induces increased lymphocyte trafficking: a specific role for CpG motifs. Cell. Immunol. 214 (2), 155-164 (2001).
  42. Black, D. D., Davidson, N. O. Intestinal apolipoprotein synthesis and secretion in the suckling pig. J. Lipid Res. 30 (2), 207-218 (1989).
  43. Heider, J. G., Pickens, C. E., Lawrence, K. A. Role of acyl CoA:cholesterol acyltransferase in cholesterol absorption and its inhibition by 57-118 in the rabbit. J. Lipid Res. 24, 1127-1134 (1983).
  44. Noh, S. K., Koo, S. I. Milk sphingomyelin is more effective than egg sphingomyelin in inhibiting intestinal absorption of cholesterol and fat in rats. J. Nutr. 134, 2611-2616 (2004).
  45. Brunham, L. R., et al. Intestinal ABCA1 directly contributes to HDL biogenesis in vivo. J. Clin. Invest. 116 (4), 1052-1062 (2006).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

109ApoB48

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены