JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Burada, akciğerin yüksek çözünürlüklü, intravital görüntülemesini sağlayan murine toraks için kalıcı olarak indwelling optik pencerenin cerrahi implantasyonu için bir protokol sunuyoruz. Pencerenin kalıcılığı, akciğerdeki dinamik hücresel süreçlerin, özellikle de yayılan tümör hücrelerinin metastatik ilerlemesi gibi yavaş gelişen süreçlerin incelenmesine çok uygun hale getirir.

Özet

Kansere bağlı mortalitenin ~%90'ını oluşturan metastaz, kanser hücrelerinin primer tümörlerden kemik, beyin ve akciğer gibi ikincil bölgelere sistemik yayılmasını içerir. Kapsamlı bir şekilde çalışılsa da, bu sürecin mekanistik ayrıntıları yenememiştir. Bilgisayarlı tomografi (BT), pozitron emisyon tomografisi (PET) ve manyetik rezonans görüntüleme (MRG) dahil olmak üzere yaygın görüntüleme yöntemleri farklı derecelerde brüt görselleştirme sunarken, her biri bireysel tümör hücrelerinin dinamiklerini tespit etmek için gerekli zamansal ve mekansal çözünürlükte değildir. Bunu gidermek için, yaygın metastatik bölgelerin intravital görüntülemesi için çok sayıda teknik tanımlanmıştır. Bu sitelerden akciğer, inceliği ve yaşamı sürdürmedeki kritik rolü nedeniyle intravital görüntülemeye erişimin özellikle zor olduğunu kanıtlamıştır. Sağlam akciğerin tek hücreli intravital görüntülemesi için daha önce çeşitli yaklaşımlar tanımlanmış olsa da, hepsi son derece invaziv ve terminal prosedürler içerir ve mümkün olan maksimum görüntüleme süresini 6-12 saat ile sınırlar. Burada açıklanan, Akciğerin Yüksek Çözünürlüklü Görüntülenmesi için minimal invaziv torasik optik Pencerenin (WHRIL) kalıcı implantasyonu için geliştirilmiş bir tekniktir. Mikrokartografiye uyarlanmış bir yaklaşımla birlikte, yenilikçi optik pencere, çoklu görüntüleme seanslarında tek hücreli çözünürlükte ve birden fazla haftaya yayılan sağlam akciğerin seri intravital görüntülemesini kolaylaştırır. Görüntüleme verilerinin toplanabileceği eşi görülmemiş süre göz önüne alındığında, WHRIL metastatik ilerlemenin altında kalan dinamik mekanizmaların ve akciğer içindeki çok sayıda ek biyolojik işlemin hızlandırılmış keşfini kolaylaştırabilir.

Giriş

Ölümlerin ~%90'ından sorumlu olan metastaz, kansere bağlı mortalitenin başlıca nedenidir1. Klinik olarak gözlenen metastazın (kemik, karaciğer, akciğer, beyin) başlıca bölgeleri arasında2, akciğerin intravital mikroskopi ile in vivo görüntüleme için özellikle zor olduğu kanıtlanmıştır. Bunun nedeni, akciğerin sürekli hareket halinde hassas bir organ olmasıdır. Akciğerlerin intratorasik kardiyak hareketle daha da birleşen sürekli hareketi, doğru görüntüleme için önemli bir bariyeri temsil eder. Bu nedenle, yüksek çözünürlüklü intravital optik görüntüleme için yöntemlere görece erişilemeyenliği nedeniyle, akciğer içindeki kanser büyümesi genellikle bir okült süreç olarak kabul edilmiştir3.

Klinik ortamda, bilgisayarlı tomografi (BT), pozitron emisyon tomografisi (PET) ve manyetik rezonans görüntüleme (MRG) gibi görüntüleme teknolojileri akciğer4gibi sağlam hayati organların derinliklerinde görselleştirme sağlar. Bununla birlikte, bu yöntemler brüt organın mükemmel görüşlerini sağlarken (genellikle klinik semptomların başlangıcından önce patolojiyi ortaya çıkarır), metastazın erken aşamalarında ilerledikçe bireysel yayılan tümör hücrelerini tespit etmek için yetersiz çözünürlüktedirler. Sonuç olarak, yukarıda belirtilen yöntemler akciğere herhangi bir metastaz belirtisi sağladığında, metastatik odaklar zaten iyi kurulmuş ve çoğalmaktadır. Tümör mikroçevrasyonu kanser ilerlemesi ve metastaz oluşumunda önemli bir rol oynadığından5,6, metastatik tohumlamanın en erken adımlarını araştırmaya büyük ilgi vardır. Bu ilgi, kanser hücrelerinin primer tümör tespit etmeden önce bile yaydığı artan takdirve makro metastaz9'abüyümeden önce yıllarca tek hücreli ve uykuda bir durumda hayatta kaldıklarına dair artan kanıtlarla daha da besleniyor.

Daha önce, akciğerin tek hücreli çözünürlükte görüntülenmesi mutlaka ex vivo veya explant preparatlarını içeriyordu10,11,12,13, analizleri tek zaman noktalarıyla sınırlandırmak. Bu preparatlar yararlı bilgiler sağlarken, sağlam bir dolaşım sistemine bağlı organ içindeki tümör hücrelerinin dinamikleri hakkında herhangi bir fikir sağlamaz.

Görüntülemedeki son teknolojik gelişmeler, 12 saat14,15,16'ya kadar olan dönemlerde sağlam akciğerin tek hücreli çözünürlükte intravital görselleştirilmesini sağlamıştır. Bu, mekanik havalandırma, göğüs kafesinin rezeksiyonu ve vakum destekli akciğer hareketsizleştirmeyi içeren bir protokol kullanılarak bir murine modelinde gerçekleştirildi. Bununla birlikte, fizyolojik olarak bozulmamış akciğerin ilk tek hücre çözünürlüklü görüntülerini sunmasına rağmen, teknik son derece invaziv ve terminaldir, böylece indeks prosedürünün ötesinde daha fazla görüntüleme seansı önler. Bu nedenle, bu sınırlama, uyku hali ve büyümenin yeniden başlatılması gibi 12 saatten uzun süren metastatik adımların incelenmesine uygulanmasını engeller14,15,16. Ayrıca, vakum kaynaklı basınç farklarının kan akışında sapmalara neden olabileceği göz önüne alındığında, bu görüntüleme yaklaşımı kullanılarak gözlenen hücresel davranış kalıpları dikkatlice yorumlanmalıdır.

Bu sınırlamaların üstesinden gelmek için, mekanik ventilasyona gerek kalmadan, uzun bir süre boyunca haftalarca seri görüntülemeyi kolaylaştıran, Akciğerin Yüksek Çözünürlüklü Görüntülemesi (WHRIL) için minimal invaziv bir Pencere geliştirilmiştir17. Teknik, normal akciğer fonksiyonunun korunması için kapalı bir torasik boşluğa sahip bir 'şeffaf göğüs kafesi' oluşturulmasını gerektirir. Prosedür iyi tolere edilir, farenin temel etkinlik ve işlevde anlamlı bir değişiklik yapmadan iyileşmesine izin verilir. İlgili her görüntüleme seansında tam olarak aynı akciğer bölgesini güvenilir bir şekilde lokalize etmek için, bu pencereye mikrokartografi olarak bilinen bir teknik uygulanmıştır18. Bu pencereden, akciğerin damar yatağına ulaşan, endotelleri geçen, hücre bölünmesi geçiren ve mikro metastazlara dönüşen hücrelerin görüntülerini yakalamak mümkündü.

Burada, çalışma WHRIL implantasyonu için geliştirilmiş bir cerrahi protokolün ayrıntılı bir açıklamasını sunar, bu da ameliyatı basitleştirirken aynı zamanda tekrarlanabilirliğini ve kalitesini artırır. Bu protokol metastazın altında kalan dinamik süreçlerin araştırılmasını sağlamak için tasarlanmış olsa da, teknik alternatif olarak akciğer biyolojisi ve patolojisinin çok sayıdaki süreçlerinin araştırılmasına uygulanabilir.

Protokol

Bu protokolde açıklanan tüm prosedürler, Albert Einstein Tıp Fakültesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Komitesi tarafından önceden onaylandığı da dahil olmak üzere omurgalı hayvanların kullanımına ilişkin yönergelere ve düzenlemelere uygun olarak gerçek gerçekleştirildi.

1. Pencerelerin pasivasyonu

  1. Optik pencere çerçevelerini(Ek Şekil 2)%1 (w/v) enzimatik olarak aktif deterjan çözeltisi ile durulayın.
  2. Bir cam kavanozun içinde, optik pencere çerçevelerini 70 °C'de 30 dakika boyunca% 5 (w/ v) sodyum hidroksit çözeltisi içine batırın.
  3. Pencere çerçevelerini deiyonize suyla çıkarın ve yıkayın.
  4. Yeni bir cam kavanozun içinde, optik pencere çerçevelerini 55 °C'de 10 dakika boyunca% 7 (w/ v) sitrik asit çözeltisi içine batırın.
  5. Yine pencere çerçevelerini deiyonize su ile çıkarın ve yıkayın.
  6. 1.2. adımı yineleyin; ardından, pencere çerçevelerini deiyonize suyla çıkarın ve yıkayın.

2. Ameliyata hazırlık

  1. Ameliyatı bir başlıkta veya laminer akış kabininde gerçekleştirin. Ameliyat alanının kirlenmesini önlemek için, sırasıyla hazırlık, ameliyat ve iyileşme için ayrı, ayrılmış alanlar sağlayın.
  2. Ameliyattan önce, tüm cerrahi aletleri bir otoklavda sterilize edin. Sonraki prosedürler planlanıyorsa, sıcak boncuk sterilizatörü kullanarak aletleri yeniden sterilize edin. Bu cerrahi işlem için sadece uçlara yönelik bir teknik kullanılır.
  3. Isıtılmış cerrahi boncuk ve boncuk sterilizatör üzerinde güç.
  4. Anestezi odasında% 5 izofluran ile fareyi uyuşturun.
  5. Saçı çıkarmak için, sol üst göğüs kesi bölgesine cömertçe tüy döken krem uygulayın. 20 s'den uzun bir süre sonra, nemlendirilmiş kağıt mendil kullanarak saçları ve epilasyon kremini sıkıca silin. Tüm saçları cerrahi bölgeden çıkarmak için gerektiği gibi tekrarlayın.
  6. 2-0 ipek dikiş kullanarak, 22 G kateterin tabanına bir düğüm bağlayın ve 2 inç uzunluğunda kuyruklar bırakın (bkz. Şekil 1A).

3. Akciğer penceresi ameliyatı

  1. Antiseptik sabun kullanarak ellerinizi yıkayın.
  2. Her yeni ameliyattan önce, yeni steril eldivenler tak.
  3. Korneanın kurumasını ve farenin gözlerine zarar görmesini önlemek için her iki göze de oftalmik merhem uygulayın.
  4. 90 μL steril PBS'de 10 μL (0,1 mg/kg) buprenorfin seyreltin ve ardından ameliyat öncesi analjezi sağlamak için deri altı enjekte edin.
  5. Fareyi ipek dikişle bağlanmış 22 G kateter15ile entübe edin. Bir şişirme ampulü kullanarak, ampul sıkma üzerine bilateral göğüs yükselmesine dikkat ederek başarılı entübasyonu onaylayın.
  6. 2-0 ipek dikişi farenin snout'unun etrafına bağlayarak entübasyon kateterini sabitleyin (bkz. Şekil 1B).
  7. Fareyi ısıtılmış cerrahi standa yerleştirin ve sol toraksı ortaya çıkarmak için sağ yanal decubitus'a yerleştirin.
  8. Ventilatörü entübasyon kateterine bağlayın.
  9. Ventilatörde kontrollü, kararlı havalandırma sağlayın ve ardından izofluoranı% 3'e düşürün. İşlemin başlangıcında ve işlem süresi boyunca periyodik olarak, ayak parmağı çimdikleme testi yaparak anestezinin yeterliliğini değerlendirin.
  10. Kağıt bant kullanarak, sırasıyla ön ve arka uzuvları ısıtmalı cerrahi aşamaya kadar kranially ve kaudally sabitleyin. Cerrahi alana maruz kalmayı en üst düzeye çıkarmak için farenin sırtı boyunca başka bir bant parçası yerleştirin (bkz. Şekil 1C).
  11. Sterilitenin korunması için kaputun altındaki tüm cerrahi aletleri açın.
  12. Farenin cildine cömert bir antiseptik uygulaması ile cerrahi bölgeyi sterilize edin.
  13. Forseps kullanarak cildi kaldırın ve sternumun solunda ~7 mm ve altkostal kenardan ~7 mm daha üstün bir ~10 mm dairesel kesi yapın (Şekil 1D).
  14. Büyük gemileri dikkatlice tanımlayın. Damarların bölünmesi gerekliyse, hemostazı korumak için elektrokoter kalemi ile her iki ucunda da dağlayın.
  15. Kaburgaların üzerine gelen yumuşak dokuyu aşın.
  16. 6veya 7. kaburgayı ethps kullanarak yükseltin. Künt mikro diseksiyon makasının tek bir bıçağını kullanarak, akciğere doğru yuvarlanmış taraf, intratorasik boşluğa girmek için6 ve7. kaburgalar arasındaki interkostal kası dikkatlice delin (Şekil 1E).
  17. Akciğeri çökertmek ve göğüs duvarından ayırmak için kusurdaki basınçlı hava bidonlarını hassas bir şekilde boşaltın. İyatrojenik akciğer yaralanmasını önlemek için basınçlı havayı kısa aralıklarla ateşleyin.
  18. Biyopsi delme teli kesici aletin üzerine yerleştirin (Ek Şekil 1) ve kesici aletin tabanını interkostal kesiden dikkatlice manevra edin (Şekil 1F).
  19. Kesici aletin tabanını göğüs duvarına paralel olacak şekilde yönlendirin. Göğüs kafesi boyunca 5 mm dairesel bir delik açın (Şekil 1G).
    NOT: Maruz kalan akciğer dokusunun hasar belirtisi olmadan pembe olduğundan emin olun.
  20. 5-0 ipek dikişi kullanarak, delikten ~ 1 mm, çevresel olarak kaburgalarla kesişen bir çanta-dize dikişi oluşturun (Şekil 1H).
  21. Pencere çerçevesini dairesel kusurun kenarları pencerenin oluğuna hiza olacak şekilde konumlandırın (bkz. Şekil 1I).
  22. 5-0 ipek dikişi sıkıca bağlayarak implante edilmiş pencereyi güvenli bir şekilde kilitleyin.
  23. 100 μL siyanoakrilat jel yapıştırıcısını 1 mL şırınna yükleyin.
  24. ~10-20 sn (Şekil 1J) için sabit bir yumuşak basınçlı hava akışı uygulayarakakciğeri kurutun.
  25. Pencere çerçevesini dış kenarından kavramak için ön ayaklar kullanarak, akciğerin pencere çerçevesinin yüzey altı yüzeyinden ayrılmasını sağlamak için hafifçe kaldırın.
  26. Optik pencere çerçevesinin yüzey altı boyunca ince bir siyanoakrilat yapıştırıcı tabakası dağıtın (Şekil 1K).
  27. Akciğeri şişirmek için ventilatördeki pozitif uç ekspiratuar basıncı (PEEP) artırın.
  28. 10-20 sn boyunca tutarak, optik pencere çerçevesini akciğer dokusuna takmak için yumuşak ama sert basınç uygulayın (Şekil 1L).
  29. Kalan siyanoakrilat jel yapıştırıcısının 5 mm'lik bir damlasını dikdörtgen bir kapakçığa dağıtın.
  30. Vakumlu pikaplar kullanarak 5 mm kapak kapağını alın. Kapak alt kısmını yapıştırıcıya batırın ve daha sonra dikdörtgen kapak ucunun yanına üç kez fazla yapıştırıcı kazıyın, böylece sadece çok ince bir tabaka kalır (Şekil 1M).
  31. Kapak kapağını optik pencere çerçevesinin ortasındaki girintinin içine sığacak şekilde dikkatlice yerleştirin ve akciğer dokusunun üzerinde bir açıyla tutulur. Pozitif basınç oluşturmak için ventilatörü kısaca kenetleyin, akciğeri aşırı şişirin. Dönen bir hareket kullanarak, akciğer yüzeyi ile örtünün yüzeyi arasında doğrudan bir appozisyon oluşturmak için kapak kapağını akciğer dokusuna paralel olarak yönlendirin. Siyanoakrilat yapıştırıcının (~25 s) ayarını yaparak hafif basıncı koruyun.
  32. Kapak kapağını vakumlu pikaplardan ayırmak için tokmakları kullanın (Şekil 1N).
  33. 5-0 ipek dikiş kullanarak, yine bir çanta-dize dikiş oluşturun, bu kez cilt kesisinin kesme kenarından çevresel olarak <1 mm. Kilit düğümleri ile sıkıca bağlamadan önce pencere çerçevesinin dış kenarının altına fazla deri sokun.
  34. Kapak ve pencere çerçevesi arasında hava geçirmez bir sızdırmazlık sağlamak için, metal cam arayüzünde az miktarda sıvı siyanoakrilat dağıtın (bkz. Şekil 1O).
  35. 1 mL insülin şırıngasına steril bir iğne takın. İğneyi xiphoid işleminin altına yerleştirin, sol omuza doğru ilerleyin, diyaframdan torasik boşluğa girin. Torasik boşluktan kalan havayı çıkarmak için şırınnayı hafifçe geri çekin (bkz. Şekil 1P).
  36. Bandı fareden çıkarın.
  37. Isoflurane'yi kapatın.
  38. Fare uyanmaya hazır görünene kadar havalandırmaya% 100 oksijenle devam edin.
  39. Farenin snout etrafındaki 2-0 ipek dikişi dikkatlice kesin ve fareyi suşun.
  40. Fareyi temiz bir kafese aktarın ve tamamen iyileşene kadar izleyin. Nefes almada zorluk belirtileri varsa fareyi ötenazi edin.
  41. 90 μL steril fosfat tamponlu çözeltide (PBS) seyreltilmiş 10 μL (0,1 mg/kg) buprenorfin deri altından enjekte ederek postoperatif analjezi sağlayın.

Sonuçlar

Bu protokolde açıklanan cerrahi prosedürün adımları Şekil 1'deözetlenmiş ve gösterilmiştir. Kısaca, ameliyattan önce fareler uyuşturulur ve sol toraksın üzerindeki saçlar çıkarılır. Fareler, torasik boşluğun ihlali üzerine hayatta kalmayı sağlamak için entübe edilir ve mekanik olarak havalandırılır. Kaburgaları aşırı saran yumuşak doku eksilir ve6 ve7. kaburgaları kapsayan küçük bir dairesel kusur oluşturulur. Optik pencere çer...

Tartışmalar

Akciğer gibi uzak metastaz bölgelerinde, yüksek çözünürlüklü optik görüntüleme tümör hücre metastazının ayrıntılı dinamikleri hakkında fikir sağlar. Tek kanser hücrelerinin in vivo görselleştirilmesini ve konak doku ile etkileşimlerini sağlayarak, yüksek çözünürlüklü intravital görüntüleme metastazın altında kalan mekanizmaları anlamak için etkili olmuştur.

Burada, yüksek çözünürlüklü çoktoğraflı mikroskopi ile murine akciğerin seri...

Açıklamalar

Yazarlar çıkar çatışması olmadığını açıklarlar.

Teşekkürler

Bu çalışma aşağıdaki hibelerle desteklendi: CA216248, CA013330, Montefiore'den Ruth L. Kirschstein T32 Eğitim HibeSI CA200561, METAvivor Erken Kariyer Ödülü, Gruss-Lipper Biyofotoğraf Merkezi ve Entegre Görüntüleme Programı ve Jane A. ve Myles P. Dempsey. Görüntüleme desteği için Einstein Tıp Fakültesi Analitik Görüntüleme Tesisi'ne (AIF) teşekkür ederiz.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
1% (w/v) solution of enzyme-active detergentAlconox IncN/A concentrated, anionic detergent with protease enzyme for manual and ultrasonic cleaning
2 µm fluorescent microspheresInvitrogenF8827
5 mm coverslipElectron Microscopy Sciences72296-05
5% (w/v) solution of sodium hydroxideSigma-AldrichS8045
5% IsofluraneHenry Schein, Inc29405
5-0 braided silk with RB-1 cutting needleEthicon, Inc.774B
7% (w/v) solution of citric acidSigma-Aldrich251275
8 mm stainless steel window frameN/AN/ACustom made, Supplementary Figure 2
9 cm 2-0 silk tieEthicon, Inc.LA55G
5 mm disposable biopsy punchIntegra 33-35-SH
Blunt micro-dissecting scissorsRobozRS-5980
Brass window tool holderN/AN/ACustom-made, Supplemental Figure 3
BuprenorphineHospira0409-2012-32
Cautery penBraintree ScientificGEM 5917
Chlorhexidine gluconate Becton, Dickinson and Company260100ChloraPrep Single swabstick 1.75 mL
Compressed air canisterFalconDPSJB-12
Cyanoacrylate adhesiveHenkel AdhesivesLOC1363589
Fiber-optic illuminatorO.C. White CompanyFL3000
Bead sterilizerCellPoint ScientificGER 5287-120VGerminator 500
Graefe forcepsRobozRS-5135
Infrared heat lampBraintree ScientificHL-1
Insulin syringesBecton Dickinson329424
Isoflurane vaporizerSurgiVetVCT302
Jacobson needle holder with lockKalson SurgicalT1-140
Long cotton tip applicatorsMedline IndustriesMDS202055
NairChurch & Dwight Co., Inc.40002957
Neomycin/polymyxin B/bacitracinJohnson & Johnson501373005Antibiotic ointmen
Ophthalmic ointmentDechra Veterinary Products17033-211-38
Paper tapeFisher ScientificS68702
Murine ventilatorKent ScientificPS-02PhysioSuite
Rectangular Cover GlassCorning2980-225
Rodent intubation standBraintree ScientificRIS 100
Small animal lung inflation bulbHarvard Apparatus72-9083
Stainless steel cutting toolN/AN/ACustom made, Supplementary Figure 1
Sulfamethoxazole and Trimethoprim oral antibioticHi-Tech Pharmacal Co.50383-823-16
SurgiSuite Multi-Functional Surgical Platform for Mice, with WarmingKent ScientificSURGI-M02Heated surgical platform
Tracheal catheterExelint International2674622 G catheter
Vacuum pickup system metal probeTed Pella, Inc.528-112

Referanslar

  1. Mehlen, P., Puisieux, A. Metastasis: a question of life or death. Nature Reviews Cancer. 6 (6), 449-458 (2006).
  2. Lee, Y. T. Breast carcinoma: pattern of metastasis at autopsy. Journal of Surgical Oncology. 23 (3), 175-180 (1983).
  3. Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites. Nature Reviews Cancer. 2 (8), 563-572 (2002).
  4. Coste, A., Oktay, M. H., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Intravital imaging techniques for biomedical and clinical research. Cytometry Part A. 95 (5), 448-457 (2019).
  5. DeClerck, Y. A., Pienta, K. J., Woodhouse, E. C., Singer, D. S., Mohla, S. The tumor microenvironment at a turning point knowledge gained over the last decade, and challenges and opportunities ahead: A white paper from the NCI TME network. Cancer Research. 77 (5), 1051-1059 (2017).
  6. Borriello, L., et al. The role of the tumor microenvironment in tumor cell intravasation and dissemination. European Journal of Cell Biology. 99 (6), 151098 (2020).
  7. Hosseini, H., et al. Early dissemination seeds metastasis in breast cancer. Nature. 540 (7634), 552-558 (2016).
  8. Harper, K. L., et al. Mechanism of early dissemination and metastasis in Her2(+) mammary cancer. Nature. 540, 589-612 (2016).
  9. Risson, E., Nobre, A. R., Maguer-Satta, V., Aguirre-Ghiso, J. A. The current paradigm and challenges ahead for the dormancy of disseminated tumor cells. Nature Cancer. 1 (7), 672-680 (2020).
  10. Qian, B., et al. A distinct macrophage population mediates metastatic breast cancer cell extravasation, establishment and growth. PLoS One. 4 (8), 6562 (2009).
  11. Qian, B. Z., et al. CCL2 recruits inflammatory monocytes to facilitate breast-tumour metastasis. Nature. 475 (7355), 222-225 (2011).
  12. Miyao, N., et al. Various adhesion molecules impair microvascular leukocyte kinetics in ventilator-induced lung injury. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 290 (6), 1059-1068 (2006).
  13. Bernal, P. J., et al. Nitric-oxide-mediated zinc release contributes to hypoxic regulation of pulmonary vascular tone. Circulation Research. 102 (12), 1575-1583 (2008).
  14. Entenberg, D., et al. In vivo subcellular resolution optical imaging in the lung reveals early metastatic proliferation and motility. IntraVital. 4 (3), 1-11 (2015).
  15. Rodriguez-Tirado, C., et al. Long-term High-Resolution Intravital Microscopy in the Lung with a Vacuum Stabilized Imaging Window. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (116), e54603 (2016).
  16. Looney, M. R., et al. Stabilized imaging of immune surveillance in the mouse lung. Nature Methods. 8 (1), 91-96 (2011).
  17. Entenberg, D., et al. A permanent window for the murine lung enables high-resolution imaging of cancer metastasis. Nature Methods. 15 (1), 73-80 (2018).
  18. Dunphy, M. P., Entenberg, D., Toledo-Crow, R., Larson, S. M. In vivo microcartography and subcellular imaging of tumor angiogenesis: a novel platform for translational angiogenesis research. Microvascular Research. 78 (1), 51-56 (2009).
  19. Harney, A. S., Wang, Y., Condeelis, J. S., Entenberg, D. Extended time-lapse intravital imaging of real-time multicellular dynamics in the tumor microenvironment. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (112), e54042 (2016).
  20. Seynhaeve, A. L. B., Ten Hagen, T. L. M. Intravital microscopy of tumor-associated vasculature using advanced dorsal skinfold window chambers on transgenic fluorescent mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (131), e55115 (2018).
  21. Entenbery, D., et al. Time-lapsed, large-volume, high-resolution intravital imaging for tissue-wide analysis of single cell dynamics. Methods. 128, 65-77 (2017).
  22. Ueki, H., Wang, I. H., Zhao, D., Gunzer, M., Kawaoka, Y. Multicolor two-photon imaging of in vivo cellular pathophysiology upon influenza virus infection using the two-photon IMPRESS. Nature Protocols. 15 (3), 1041-1065 (2020).
  23. Ritsma, L., Ponsioen, B., van Rheenen, J. Intravital imaging of cell signaling in mice. IntraVital. 1 (1), 2-10 (2012).
  24. Kedrin, D., et al. Intravital imaging of metastatic behavior through a mammary imaging window. Nature Methods. 5 (12), 1019-1021 (2008).
  25. Harney, A. S., et al. Real-time imaging reveals local, transient vascular permeability, and tumor cell intravasation stimulated by TIE2hi macrophage-derived VEGFA. Cancer Discovery. 5 (9), 932-943 (2015).
  26. Karagiannis, G. S., et al. Assessing tumor microenvironment of metastasis doorway-mediated vascular permeability associated with cancer cell dissemination using intravital imaging and fixed tissue analysis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59633 (2019).
  27. Karagiannis, G. S., et al. Neoadjuvant chemotherapy induces breast cancer metastasis through a TMEM-mediated mechanism. Science Translational Medicine. 9 (397), (2017).
  28. Dreher, M. R., et al. Tumor vascular permeability, accumulation, and penetration of macromolecular drug carriers. Journal of the National Cancer Institute. 98 (5), 335-344 (2006).
  29. Rizzo, V., Kim, D., Duran, W. N., DeFouw, D. O. Ontogeny of microvascular permeability to macromolecules in the chick chorioallantoic membrane during normal angiogenesis. Microvascular Research. 49 (1), 49-63 (1995).
  30. Hoshino, A., et al. Tumour exosome integrins determine organotropic metastasis. Nature. 527 (7578), 329-335 (2015).
  31. Ueki, H., et al. In vivo imaging of the pathophysiological changes and neutrophil dynamics in influenza virus-infected mouse lungs. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (28), 6622-6629 (2018).
  32. Kornfield, T. E., Newman, E. A. Measurement of retinal blood flow using fluorescently labeled red blood cells. eNeuro. 2 (2), (2015).
  33. Dasari, S., Weber, P., Makhloufi, C., Lopez, E., Forestier, C. L. Intravital microscopy imaging of the liver following leishmania infection: An assessment of hepatic hemodynamics. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (101), e52303 (2015).
  34. Chaigneau, E., Roche, M., Charpak, S. Unbiased analysis method for measurement of red blood cell size and velocity with laser scanning microscopy. Frontiers in Neuroscience. 13, 644 (2019).
  35. Kim, T. N., et al. Line-scanning particle image velocimetry: an optical approach for quantifying a wide range of blood flow speeds in live animals. PLoS One. 7 (6), 38590 (2012).
  36. Presson, R. G., et al. Two-photon imaging within the murine thorax without respiratory and cardiac motion artifact. American Journal of Pathology. 179 (1), 75-82 (2011).
  37. Tabuchi, A., Mertens, M., Kuppe, H., Pries, A. R., Kuebler, W. M. Intravital microscopy of the murine pulmonary microcirculation. Journal of Applied Physiology. 104 (2), 338-346 (2008).
  38. Travis, W. D. Classification of lung cancer. Seminars in Roentgenology. 46 (3), 178-186 (2011).
  39. Scholten, E. T., Kreel, L. Distribution of lung metastases in the axial plane. A combined radiological-pathological study. Radiologica Clinica (Basel). 46 (4), 248-265 (1977).
  40. Braman, S. S., Whitcomb, M. E. Endobronchial metastasis. Archives of Internal Medicine. 135 (4), 543-547 (1975).
  41. Herold, C. J., Bankier, A. A., Fleischmann, D. Lung metastases. European Radiology. 6 (5), 596-606 (1996).
  42. Kimura, H., et al. Real-time imaging of single cancer-cell dynamics of lung metastasis. Journal of Cellular Biochemistry. 109 (1), 58-64 (2010).
  43. Thevenaz, P., Ruttimann, U. E., Unser, M. A pyramid approach to subpixel registration based on intensity. IEEE Transactions on Image Processing: A Publication of the IEEE Signal Processing Society. 7 (1), 27-41 (1998).
  44. Sharma, V. P. ImageJ plugin HyperStackReg V5.6. Zenodo. , (2018).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

Kanser Ara t rmalarSay 173

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır