Une fenêtre permanente pour enquêter sur les métastases cancéreuses au poumon

Résumé

Nous présentons ici un protocole pour l’implantation chirurgicale d’une fenêtre optique à demeure permanente pour le thorax murin, qui permet une imagerie intravitale à haute résolution du poumon. La permanence de la fenêtre la rend bien adaptée à l’étude des processus cellulaires dynamiques dans le poumon, en particulier ceux qui évoluent lentement, tels que la progression métastatique des cellules tumorales disséminées.

Résumé

Les métastases, qui représentent environ 90% de la mortalité liée au cancer, impliquent la propagation systémique des cellules cancéreuses des tumeurs primaires aux sites secondaires tels que les os, le cerveau et les poumons. Bien que largement étudiés, les détails mécanistes de ce processus restent mal compris. Alors que les modalités d’imagerie courantes, y compris la tomodensitométrie (TDM), la tomographie par émission de positons (TEP) et l’imagerie par résonance magnétique (IRM), offrent divers degrés de visualisation globale, chacune n’a pas la résolution temporelle et spatiale nécessaire pour détecter la dynamique des cellules tumorales individuelles. Pour y remédier, de nombreuses techniques ont été décrites pour l’imagerie intravitale des sites métastatiques courants. Parmi ces sites, le poumon s’est avéré particulièrement difficile d’accès pour l’imagerie intravitale en raison de sa délicatesse et de son rôle essentiel dans le maintien de la vie. Bien que plusieurs approches aient déjà été décrites pour l’imagerie intravitale unicellulaire du poumon intact, toutes impliquent des procédures hautement invasives et terminales, limitant la durée maximale possible de l’imagerie à 6-12 h. Une technique améliorée pour l’implantation permanente d’une fenêtre optique thoracique mini-invasive pour l’imagerie pulmonaire à haute résolution (WHRIL) est décrite ici. Combinée à une approche adaptée de la microcartographie, la fenêtre optique innovante facilite l’imagerie intravitale en série du poumon intact à une résolution unicellulaire sur plusieurs sessions d’imagerie et sur plusieurs semaines. Compte tenu de la durée sans précédent pendant laquelle les données d’imagerie peuvent être recueillies, le WHRIL peut faciliter la découverte accélérée des mécanismes dynamiques sous-jacents à la progression métastatique et de nombreux processus biologiques supplémentaires dans les poumons.

Introduction

Responsable d’environ 90% des décès, les métastases sont la principale cause de mortalité liée au cancer¹. Parmi les principaux sites de métastases cliniquement observées (os, foie, poumon,^cerveau)2,le poumon s’est avéré particulièrement difficile pour l’imagerie in vivo par microscopie intravitale. C’est parce que le poumon est un organe délicat en mouvement perpétuel. Le mouvement continu des poumons, aggravé par le mouvement cardiaque intrathoracique, représente un obstacle important à l’imagerie précise. Par conséquent, en raison de son inaccessibilité relative aux modalités de l’imagerie optique intravitale à haute résolution, la croissance du cancer dans le poumon a souvent été considérée comme un processus occulte³.

Dans le milieu clinique, les technologies d’imagerie telles que la tomodensitométrie (TDM), la tomographie par émission de positons (TEP) et l’imagerie par résonance magnétique (IRM) permettent une visualisation profonde dans des organes vitaux intacts tels que le poumon⁴. Cependant, bien que ces modalités fournissent d’excellentes vues de l’organe brut (révélant souvent même une pathologie avant l’apparition des symptômes cliniques), elles sont d’une résolution inadéquate pour détecter les cellules tumorales disséminées individuelles à mesure qu’elles progressent dans les premiers stades des métastases. Par conséquent, au moment où les modalités susmentionnées fournissent toute indication de métastases au poumon, les foyers métastatiques sont déjà bien établis et prolifèrent. Étant donné que le microenvironnement tumoral joue un rôle central dans la progression du cancer et la formation de métastases^5,6, il existe un grand intérêt à étudier les premières étapes de l’ensemencement métastatique in vivo. Cet intérêt est en outre alimenté par l’appréciation accrue que les cellules cancéreuses se propagent avant même que la tumeur primaire ne soit détectée^7,8 et par les preuves croissantes qu’elles survivent en tant que cellules uniques et dans un état dormant pendant des années à des décennies avant de se transformer en macro-métastases⁹.

Auparavant, l’imagerie du poumon à résolution unicellulaire impliquait nécessairement des préparations ex vivo ou explantées^10,11,12,13, limitant les analyses à des points temporels uniques. Bien que ces préparations fournissent des informations utiles, elles ne fournissent aucun aperçu de la dynamique des cellules tumorales dans l’organe connecté à un système circulatoire intact.

Les progrès technologiques récents en imagerie ont permis la visualisation intravitale du poumon intact à une résolution unicellulaire sur des périodes allant jusqu’à 12 h^14,15,16. Cela a été accompli dans un modèle murin utilisant un protocole qui impliquait la ventilation mécanique, la résection de la cage thoracique et l’immobilisation pulmonaire assistée par le vide. Cependant, bien qu’elle offre les premières images à résolution unicellulaire du poumon physiologiquement intact, la technique est très invasive et terminale, empêchant ainsi d’autres séances d’imagerie au-delà de la procédure d’index. Cette limitation empêche donc son application à l’étude des étapes métastatiques qui durent plus de 12 h, telles que la dormance et la réinitiation de la croissance^14,15,16. De plus, les modèles de comportement cellulaire observés à l’aide de cette approche d’imagerie doivent être interprétés avec prudence, étant donné que les différences de pression induites par le vide sont susceptibles de provoquer des détournements dans le flux sanguin.

Pour surmonter ces limitations, une fenêtre mini-invasive pour l’imagerie pulmonaire à haute résolution (WHRIL) a récemment été développée, facilitant l’imagerie en série sur une longue période de jours à plusieurs semaines, sans avoir besoin de ventilation mécanique¹⁷. La technique implique la création d’une « cage thoracique transparente » avec une cavité thoracique scellée pour la préservation de la fonction pulmonaire normale. La procédure est bien tolérée, ce qui permet à la souris de récupérer sans altération significative de l’activité et de la fonction de base. Pour localiser de manière fiable exactement la même région pulmonaire à chaque séance d’imagerie respective, une technique connue sous le nom de microcartographie a été appliquée à cette fenêtre¹⁸. Grâce à cette fenêtre, il a été possible de capturer des images de cellules lorsqu’elles arrivent au lit vasculaire du poumon, traversent l’endothélium, subissent une division cellulaire et se développent en micro-métastases.

Ici, l’étude présente une description détaillée d’un protocole chirurgical amélioré pour l’implantation du WHRIL, qui simplifie la chirurgie tout en augmentant simultanément sa reproductibilité et sa qualité. Bien que ce protocole ait été conçu pour permettre l’étude des processus dynamiques sous-jacents aux métastases, la technique peut également être appliquée à l’investigation de nombreux processus de biologie et de pathologie pulmonaires.

Protocole

Toutes les procédures décrites dans ce protocole ont été effectuées conformément aux lignes directrices et aux règlements pour l’utilisation des animaux vertébrés, y compris l’approbation préalable du comité de soins et d’utilisation des animaux en établissement de l’Albert Einstein College of Medicine.

1. Passivation des fenêtres

1. Rincer les cadres de fenêtre optiques (Figure supplémentaire 2) avec une solution à 1% (p/v) de détergent enzymatiquement actif.
2. À l’intérieur d’un bocal en verre, immerger les cadres optiques des fenêtres dans une solution d’hydroxyde de sodium à 5 % (p/v) pendant 30 min à 70 °C.
3. Retirez et lavez les cadres de fenêtre avec de l’eau désionisée.
4. À l’intérieur d’un nouveau bocal en verre, immerger les cadres optiques des fenêtres dans une solution d’acide citrique à 7 % (p/v) pendant 10 min à 55 °C.
5. Encore une fois, retirez et lavez les cadres de fenêtre avec de l’eau désionisée.
6. Répétez l’étape 1.2; ensuite, retirez et lavez les cadres de fenêtre avec de l’eau désionisée.

2. Préparation à la chirurgie

1. Effectuez la chirurgie dans une hotte ou une armoire à flux laminaire. Pour éviter la contamination du champ opératoire, assurez-vous de zones distinctes et séparées pour la préparation, la chirurgie et la récupération, respectivement.
2. Avant la chirurgie, stérilisez tous les instruments chirurgicaux dans un autoclave. Si des procédures ultérieures sont prévues, stérilisez à nouveau les instruments à l’aide d’un stérilisateur à billes chaudes. Pour cette intervention chirurgicale, une technique de pointe uniquement est utilisée.
3. Allumez le stérilisateur de perles et de perles chirurgicales chauffées.
4. Anesthésier la souris avec 5% d’isoflurane dans la chambre d’anesthésie.
5. Pour enlever les poils, appliquez généreusement une crème dépilatoire sur le site d’incision thoracique en haut à gauche. Après pas plus de 20 s, essuyez fermement les cheveux et la crème dépilatoire à l’aide de papier de soie humidifié. Répétez si nécessaire pour enlever tous les poils du site chirurgical.
6. À l’aide d’une suture de soie 2-0, nouez un nœud à la base d’un cathéter de 22 G, en laissant une queue de 2 pouces de long (voir figure 1A).

3. Chirurgie de la fenêtre pulmonaire

1. Lavez-vous les mains à l’aide de savon antiseptique.
2. Avant chaque nouvelle chirurgie, enfilez de nouveaux gants stériles.
3. Pour prévenir le dessèchement de la cornée et les dommages aux yeux de la souris, appliquez une pommade ophtalmique sur les deux yeux.
4. Diluer 10 μL (0,1 mg/kg) de buprénorphine dans 90 μL de PBS stérile, puis injecter par voie sous-cutanée pour assurer une analgésie préopératoire.
5. Intuber la souris avec le cathéter 22 G attaché à la suture de soie¹⁵. À l’aide d’une ampoule gonflante, confirmez la réussite de l’intubation en notant l’élévation bilatérale de la poitrine lors de la compression de l’ampoule.
6. Fixez le cathéter d’intubation en attachant la suture de soie 2-0 autour du museau de la souris (voir figure 1B).
7. Placez la souris sur le support chirurgical chauffé et positionnez-la dans le décubitus latéral droit pour exposer le thorax gauche.
8. Connectez le ventilateur au cathéter d’intubation.
9. Assurer une ventilation contrôlée et stable sur le ventilateur, puis abaisser l’isofluorane à 3%. Au début de la procédure et périodiquement pendant toute la durée de la procédure, évaluez l’adéquation de l’anesthésie en effectuant un test de pincement des orteils.
10. À l’aide de ruban adhésif en papier, fixez les membres antérieurs et postérieurs, respectivement, au stade chirurgical chauffé. Placez un autre morceau de ruban adhésif le long du dos de la souris pour maximiser l’exposition au champ chirurgical (voir La figure 1C).
11. Ouvrez tous les instruments chirurgicaux sous le capot pour préserver la stérilité.
12. Stériliser le site chirurgical par une application généreuse d’antiseptique sur la peau de la souris.
13. À l’aide d’une pince, soulevez la peau et faites une incision circulaire d’environ 10 mm, d’environ 7 mm à gauche du sternum et d’environ 7 mm au-dessus de la marge sous-costale(Figure 1D).
14. Identifiez soigneusement tous les principaux navires. Si la division des vaisseaux est nécessaire, cautériser aux deux extrémités avec le stylo d’électrocautérisation pour maintenir l’hémostase.
15. Exciser les tissus mous recouvrant les côtes.
16. Élevez la 6e ou^{la 7e} côte à^l’aide d’une pince. À l’aide d’une seule lame des ciseaux à micro-dissection émoussés, le côté arrondi vers le poumon, perce soigneusement le muscle intercostal entre les^{6 ème} et 7^ème côtes pour entrer dans l’espace intrathoracique (Figure 1E).
17. Déchargez délicatement la cartouche d’air comprimé au niveau du défaut pour effondrer le poumon et le séparer de la paroi thoracique. Tirez l’air comprimé en courtes rafales pour prévenir les lésions pulmonaires iatrogènes.
18. Placez le poinçon de biopsie sur l’outil de coupe (Figure supplémentaire 1) et manœuvrez soigneusement la base de l’outil de coupe à travers l’incision intercostale (Figure 1F).
19. Orientez la base de l’outil de coupe de manière à ce qu’elle soit parallèle à la paroi thoracique. Percez un trou circulaire de 5 mm à travers la cage thoracique (Figure 1G).
    REMARQUE: Assurez-vous que le tissu pulmonaire exposé est rose, sans signes de dommages.
20. À l’aide de la suture de soie 5-0, créez un point de cordon de la bourse à environ 1 mm du trou, circonférentiellement, entrelacé avec les côtes (Figure 1H).
21. Positionnez le cadre de la fenêtre de telle sorte que les bords du défaut circulaire s’alignent dans la rainure de la fenêtre (voir Figure 1I).
22. Verrouillez solidement la fenêtre implantée en attachant fermement la suture de soie 5-0.
23. Chargez 100 μL d’adhésif en gel cyanoacrylate dans la seringue de 1 mL.
24. Séchez le poumon en appliquant un flux doux et régulier d’air comprimé pendant environ 10 à 20 s(Figure 1J).
25. À l’aide de pinces pour saisir le cadre de la fenêtre par son bord extérieur, soulevez doucement pour assurer la séparation du poumon de la sous-surface du cadre de la fenêtre.
26. Distribuer une fine couche d’adhésif cyanoacrylate le long de la sous-surface du cadre de la fenêtre optique (Figure 1K).
27. Augmenter la pression expiratoire positive (PEEP) sur le ventilateur pour gonfler le poumon.
28. En maintenant pendant 10 à 20 s, appliquez une pression douce mais ferme pour fixer le cadre de la fenêtre optique sur le tissu pulmonaire(Figure 1L).
29. Distribuer une goutte de 5 mm de l’adhésif de gel cyanoacrylate restant sur un couvercle rectangulaire.
30. Récupérez le couvercle de 5 mm à l’aide de micros sous vide. Trempez la sous-surface du couvercle dans l’adhésif, puis grattez l’excès d’adhésif trois fois contre le côté du couvercle rectangulaire, de sorte qu’il ne reste qu’une très fine couche (Figure 1M).
31. Positionnez soigneusement le couvercle pour qu’il s’adapte à l’intérieur de l’évidement au centre du cadre optique de la fenêtre et est maintenu au-dessus du tissu pulmonaire à un angle. Serrez brièvement le ventilateur pour générer une pression positive, hyper-gonflant le poumon. À l’aide d’un mouvement de rotation, orientez le couvercle parallèlement au tissu pulmonaire pour créer une apposition directe entre la surface du poumon et la sous-surface du couvercle. Maintenez une pression douce, ce qui permet à l’adhésif cyanoacrylate de se fixer (~ 25 s).
32. Utilisez les pinces pour séparer le couvercle des capteurs à vide (Figure 1N).
33. En utilisant une suture de soie 5-0, créez à nouveau un point de cordon de la bourse, cette fois <1 mm circonférentiellement du bord coupé de l’incision cutanée. Placez tout excès de peau sous le bord extérieur du cadre de la fenêtre avant de l’attacher fermement avec des nœuds de verrouillage.
34. Pour assurer une étanchéité à l’air entre le couvercle et le cadre de la fenêtre, distribuer une petite quantité de cyanoacrylate liquide à l’interface métal-verre (voir Figure 1O).
35. Fixez une aiguille stérile à une seringue à insuline de 1 mL. Insérez l’aiguille sous le processus xiphoïde, en avançant vers l’épaule gauche, en entrant dans la cavité thoracique par le diaphragme. Retirez doucement la seringue pour retirer l’air résiduel de la cavité thoracique (voir Figure 1P).
36. Retirez la bande de la souris.
37. Désactivez l’isoflurane.
38. Continuez la ventilation avec 100% d’oxygène jusqu’à ce que la souris semble prête à se réveiller.
39. Coupez soigneusement la suture de soie 2-0 autour du museau de la souris et extubez la souris.
40. Transférez la souris dans une cage propre et surveillez jusqu’à ce qu’elle soit complètement rétablie. Euthanasier la souris si des signes de difficulté à respirer sont présents.
41. Fournir une analgésie postopératoire en injectant par voie sous-cutanée 10 μL (0,1 mg/kg) de buprénorphine diluée dans 90 μL de solution tamponnée stérile au phosphate (PBS).

Résultats

Les étapes de l’intervention chirurgicale décrites dans ce protocole sont résumées et illustrées à la figure 1. Brièvement, avant la chirurgie, les souris sont anesthésiées et les poils sur le thorax gauche sont enlevés. Les souris sont intubées et ventilées mécaniquement pour permettre leur survie lors de la rupture de la cavité thoracique. Les tissus mous recouvrant les côtes sont excisés et un petit défaut circulaire est créé, couvrant les^6ème et^7èm...

Discussion

Sur les sites de métastases à distance tels que le poumon, l’imagerie optique à haute résolution fournit un aperçu de la dynamique élaborée des métastases des cellules tumorales. En permettant la visualisation in vivo de cellules cancéreuses uniques et de leurs interactions avec le tissu hôte, l’imagerie intravitale à haute résolution s’est avérée essentielle à la compréhension des mécanismes sous-jacents aux métastases.

Décrit ici est un protocole chirurgical...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
1% (w/v) solution of enzyme-active detergent	Alconox Inc	N/A	concentrated, anionic detergent with protease enzyme for manual and ultrasonic cleaning
2 µm fluorescent microspheres	Invitrogen	F8827
5 mm coverslip	Electron Microscopy Sciences	72296-05
5% (w/v) solution of sodium hydroxide	Sigma-Aldrich	S8045
5% Isoflurane	Henry Schein, Inc	29405
5-0 braided silk with RB-1 cutting needle	Ethicon, Inc.	774B
7% (w/v) solution of citric acid	Sigma-Aldrich	251275
8 mm stainless steel window frame	N/A	N/A	Custom made, Supplementary Figure 2
9 cm 2-0 silk tie	Ethicon, Inc.	LA55G
5 mm disposable biopsy punch	Integra	33-35-SH
Blunt micro-dissecting scissors	Roboz	RS-5980
Brass window tool holder	N/A	N/A	Custom-made, Supplemental Figure 3
Buprenorphine	Hospira	0409-2012-32
Cautery pen	Braintree Scientific	GEM 5917
Chlorhexidine gluconate	Becton, Dickinson and Company	260100	ChloraPrep Single swabstick 1.75 mL
Compressed air canister	Falcon	DPSJB-12
Cyanoacrylate adhesive	Henkel Adhesives	LOC1363589
Fiber-optic illuminator	O.C. White Company	FL3000
Bead sterilizer	CellPoint Scientific	GER 5287-120V	Germinator 500
Graefe forceps	Roboz	RS-5135
Infrared heat lamp	Braintree Scientific	HL-1
Insulin syringes	Becton Dickinson	329424
Isoflurane vaporizer	SurgiVet	VCT302
Jacobson needle holder with lock	Kalson Surgical	T1-140
Long cotton tip applicators	Medline Industries	MDS202055
Nair	Church & Dwight Co., Inc.	40002957
Neomycin/polymyxin B/bacitracin	Johnson & Johnson	501373005	Antibiotic ointmen
Ophthalmic ointment	Dechra Veterinary Products	17033-211-38
Paper tape	Fisher Scientific	S68702
Murine ventilator	Kent Scientific	PS-02	PhysioSuite
Rectangular Cover Glass	Corning	2980-225
Rodent intubation stand	Braintree Scientific	RIS 100
Small animal lung inflation bulb	Harvard Apparatus	72-9083
Stainless steel cutting tool	N/A	N/A	Custom made, Supplementary Figure 1
Sulfamethoxazole and Trimethoprim oral antibiotic	Hi-Tech Pharmacal Co.	50383-823-16
SurgiSuite Multi-Functional Surgical Platform for Mice, with Warming	Kent Scientific	SURGI-M02	Heated surgical platform
Tracheal catheter	Exelint International	26746	22 G catheter
Vacuum pickup system metal probe	Ted Pella, Inc.	528-112