Biyoloji Bölümü, Kentucky Genç Araştırmacılar ve Lisans Eğitim-EuReKA G. Ribble Bursu tarafından sağlanan Finansman! Ofisi (KY Üniv).

GİRİŞ Hem böcekler ve omurgalılar için kalp fonksiyon hücresel mekanizmaları inanılmaz benzer Drosophila melanogaster insanlar (Bier ve Bodmer, 2004 de dahil olmak üzere diğer hayvanlarda hastalık durumları için sorumlu olan gen mutasyonlarının araştırılması için kullanılmaktadır. Peron ve ark, 2009). (Bier ve Bodmer, 2004;;. Ocorr ve ark, 2007a, b; Johnson ve ark, 1998; Ganetzky, 2000 Dowse ve ark, 1995) ve umuyoruz ki, Şimdi çeşitli hastalıklar bu uysal Genetik organizmada meydana ediliyor Zaman gen tedavisi normal işlev geri kazanmak için test edilebilir. Drosophila Buna ek olarak bir hücresel düzeyde fizyolojik fonksiyonu için iyi bir model olarak hizmet vermektedir. Drosophila kalp geçmiş çalışmaların çoğu, embriyonun gelişim yönlerini (Azpiazu ve Frasch 1993, Bodmer 1993, Bodmer ve ark 1990) hedef olmuştur . O ve Adler, 2001; Molina ve Cripps, 2001; Ponzielli ve ark, 2002; Sláma ve Farkas, 2005; fizyolojik fonksiyonu Birkaç çalışmalar ön-pupa, pupa veya yetişkin evrelerinde (Ashton ve ark, 2001 yılında meydana gelen Wessells ve Bodmer, 2004). Ancak pupa aşamada metamorfoz ve değişen hormonlar gibi dalgalanan çeşitli biyojen aminler biridir. Ayrıca kalp miyosit fizyolojisini araştıran değişkenler için kontrol etmek zor olduğu ispat yapısal dönüşüm geçirmekte (Dulcis ve ark 2005; Johnson ve ark 2002; Miller, 1997; Papaefthimiou ve Theophilidis, 2001). Larva aşamasında miyojenik olarak bilinen kalp gibi dolaşan hormonlar veya peptidlerin (Dowse ve arkadaşları 1995 gibi değişkenlerin bileşik sınırlamak için belirli bir fizyolojik tuzlu su ile yıkanıyor kolayca temizlenebilir veya in situ sol olabilir.. Johnson ve ark, 1997 Dasari ve Cooper, 2006; Feng ve ark 2004). Larva kalp miyojenik doğa banyo organlarda etkili olabilmesi için bir yön sıvı pompalamak için kalbin geri kalan sürücü Kalp pili olduğunu memeli kalp karşılaştırılabilir. Memeli kalp fonksiyonu için temel ilkeleri ve patolojik etkileri test etmek için hızlı bir aracı olarak hizmet yanı sıra bu yana Drosophila larva kalp kronotropik ve inotropik doğa ilgi gibi iyonik düzenleme gibi hücresel fizyoloji için karşılaştırmalı bir model geliştirmek için yardım kalp pili hücreleri. Johnson ve ark 1997, 2000;. Nichols ve ark 1999; Zornik ve ark larva kalp bağlı olarak besin kaynağı ya da bir hayvanın içsel durumu (Dasari ve Cooper, 2006 hemolimf değişir biyojenik aminler ve peptidler karşı son derece hassastır . 1999). Endojen veya eksojen bileşiklerin mekanistik kalbi nasıl etkilediğini Adresleme ilgi. Muhtemelen roman diğer canlılar üzerindeki etkileri daha az olan böcek, böcek fizyoloji ve farmakoloji bir anlayışa geliştirilebilir. Larva nörotransmitterlerin ve kalp modülatörleri eylem hücresel mekanizma iyonik akımlar ve larva kalp pacemaker aktivitesi düzenleyen ve katkıda bulunan kanal türleri yeterli anlayışı olmamıştır olarak bugüne kadar tanımlanmamıştır. Bildiğim kadarıyla biz farkında olarak, larva Drosophila modülatörlerin mekanik etkileri adresi iyonik akımlar değerlendirmek için miyositler ekstrasellüler ya da hücre içi kayıtları belgeleyen herhangi bir rapor vardır. Bu yazıda larva kalp kalp hızı ve fizyolojik özellikleri kaydetmek için çeşitli yöntemler sunuyoruz. YÖNTEM Bozulmamış larva: <ol><li> Sağlam bir dayak larva kalp görselleştirme iyi bir araç doğrudan mikroskop ile Bununla birlikte, larva hala kasılmaları saymak için yeterli kalmalıdır. Biz geliştirme yöntemleri larvaları gibi ölçülü larvalar, serbestçe hareket eden kalp hızı monitörü. Bağlı olanlar üzerinde deneysel soru bir yaklaşımı, diğerlerinden daha uygun olabilir. </li><li> Bu yaklaşımlar, bakım dehidratasyonu önlemek için kullanıldığı takdirde uzun bir süre içinde tek bir takip için kullanılabilir. Bu yöntemler aynı zamanda diyet tanıtıldı farmakolojik ajanların değerlendirmek veya mutasyon hatlarında geliştirme veya ısı şok genlerin indüksiyon ile çeşitli zamanlarda incelemek için kullanılabilir. </li><li> Ilk dizginlenmemiş yöntemi terim, &quot;Ant çiftlik&quot;. Bu teknik larvaları gıda ince bir tabaka tarafından arayla iki cam levha oluşur. Larvaları odak düzlemi içinde görüntülenmiştir. Bu teknik aynı zamanda larva elektriksel aktivite sirkadiyen hareketi (Cooper ve Cooper, 2004) izlemek için kullanılmıştır. (1 ile 1 dar aralıklı Bu teknik, iki cam plaka (75 x 25 mm J. Melvin Freed Marka mikroskop lamı) oluşur.Larvaların bir düzlem içinde odak görüntülenebilmekte mümkün olduğu kadar larvaları gıda ince bir tabaka (Lewis, 1960 örneğin nemli mısır yemek değiştirilmiş bir sürümü) dışında 5 mm). Jel electrophoreses plakalar için yaygın olarak kullanılan Rondela (mini jel Bio-Rad, Yaşam Bilimleri Araştırma, Hercules, CA 94.547, ABD), 1., 2. veya 3. instar larvaları karınca çiftliği prosedürleri kullanmak için kalınlığı değişen satın alınabilir bu yana çok iyi çalışmaz. Ayrıca bir seçenek, belirli bir kalınlıkta sağlam bir plastik kullanımı ve tarama alanı olarak kullanmak için bölgeyi kesip. </li><li> Istenilen kalınlıkta bir plastik kullanılan iki tabak, cam kenarlarından dışarı sürünerek larvaları önlemek için. 20 ila 45 derece hafifçe eğerek platform larvaları kalmasına neden olur, zamanın büyük bir çoğunluğu, kendi kafa ile aşağı çekti ve kuyruk, gıda yukarıda veya gıda tabakası hava geçişini içinde spiracles içeren. </li><li> Bu &quot;Ant Farm Tekniği&quot;, aynı zamanda gıda ile aynı kalınlıkta bir tek düzlem içinde video görüntüleme sağlar. Bu yapılandırmada larvaları gıda boyunca tarama değil eğilimindedir, ancak bunun yerine yemek ve kademeli olarak 2 boyutlu düzlemde dolaşmak. Beyaz ışık, kalp sözleşmeleri ise hareket kalp ya da iki trakea en iyi kontrast buna göre hareket ettirilebilir ve böylece bir ayna ile mikroskop aşamasında alt tahmin edilmektedir. A mikroskobu (ayarlanabilir zoom 0,67-4,5; Dünya Hassas Çalgı; Model 501.379) kullanılır. 2X temel amacı ve tüp hedefi 0.5x 0.5 cm dikdörtgen bir 1cm karşılamak için yeterli uzaysal çözünürlük ve büyütme elde etmek için kullanılır. Trinoküler montaj yoluyla monte edilmiş bir kamera (Dünya Precision Instrument Mintron, MTV) kullanılır. Ortam sıcaklığı 20 ° C&#39;de muhafaza <img src="/files/ftp_upload/1596/1596fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1, sağlam bir 3. instar larva Dorsal görünümü . Kalpten gelen ekleri çekerek nedeniyle trakea hareketi kalp atış hızını gözlemlemek için kullanılır. </li><li> Serbestçe hareket hayvan izlemek için bir seyreltilmiş gıda karışımı hayvanların başının üzerine birkaç damla yerleştirebilirsiniz. Bu iletilen ışık kalp tüp görselleştirmek için larva geçmesine böylece bir cam tabak içinde yapılmalıdır. Kalp atışı izlemek ve sayıları elde etmek için, yukarıda açıklandığı gibi ayarlayabilirsiniz aynı mikroskopi kullanılabilir. </li><li> Diğer bir yaklaşım, çift kaset sopa kullanarak bir bardak slayt ve teyp (Baker ve ark, 1999) larva ventral tarafında yerleştirerek bir konuma larva dizginlemek için . Larvaları besleme bant ıslanırsa Ancak bu yaklaşım iyi çalışmaz. Önlemek için ıslak bir elde bant Vazelin (larva tabanı etrafında ve bant kenarı etrafında küçük bir iğne dışarı enjekte) kullanabilirsiniz. Burada bir zaman içinde bir çanak üzerinde hareket ederken, odak düzlemi içine larva kovalamak veya kalmadan larva besleyebilir. Bir dilek larvaların serbest Eğer bant nemlendirilmiş ve hayvan bu yapışkanlık kaybeder olabilir. </li></ol> Bir deney için larva kurtararak ilgilenen değilse bir cam slayt yapıştırma hayvan larva frenleyici kalıcı bir yöntem kullanabilirsiniz. Süper yapıştırıcı yönteminin kullanımı ile, hayvanın yemek ve cam kapak slip yapıştırılır kalırken, nemli bir çözüm bile karşılanabilir. Bu prosedürler şunlardır: <ol><li> Temiz bir slayt atın ve bunun bir ucunda bir kapak kayma bir yer. </li><li> Superglue, kapak kayma bir köşesinde küçük bir dab koyun. </li><li> Drosophila larva bulun ve test tüpü çıkarın. </li><li> Petri kabı içerisinde larva yerleştirin ve herhangi bir aşırı gıda kaldırmak için küçük bir miktar su ile durulayın. </li><li> Köşesinde küçük bir doku ya da kağıt havlu ile gıda raybalama içinize çekin. </li><li> Cımbız ile hafifçe larva pick up ve kapak kayma zıt ucunda slayt üzerine yerleştirin. </li><li> Slayt mikroskop altında yerleştirin ve ayarlamak larva katıyor. Larva arkasına bakacak şekilde yukarı karnına alınmalıdır. Sırtlarını trakea iki &quot;Racing Stripes&quot; özelliği nedeniyle larva iki tarafı ayırt edebilirsiniz. Mide çok ince siyah kıllar ile birlikte çalışan soluk yatay oluk vardır. </li><li> Larva yanlış bir şekilde karşı karşıya ise, sadece cımbızla yavaşça ters çevirerek doğru yol açmak. </li><li> Cımbız bir dizi yeni özellikle yapıştırıcı için kullanılan kayma ve diğer ucunu köşesine yerleştirin açılan kapağı sonunda küçük bir dab ile. Tutkal Kesirli miktarda kullanmanız gerekir; cımbız baş örtüsü için yeterli. Ayrıca, yapıştırılmış kapattı olmazlar böylece cımbız ucu silin emin olun. </li><li> Mikroskop altında, çift larva hala doğru konumda olduğundan emin olmak için kontrol edin. Devretti, sekiz adıma bakın. </li><li> Şimdi, larva işlemek için kullanılan cımbız, larva, pick up vetutkal taze yama hafifçe yerleştirin. Siyah ağız kanca yakın veya kapak kayma kenarında bulunan ve kendilerinin ya da kahverengi spiracles ne yapıştırıcı ile temas halinde gelir emin olun. </li><li> Düzleştirmek için larva dikkatlice bastırın. </li><li> Şimdi larva yerinde olduğunu, onları test etmek istediğiniz maddeler yönetebilirsiniz. </li><li> Madde hazırlamak ve yemek için küçük dozlarda larva başkanı tarafından bir şırınga kullanıyorsanız, bu en iyi şekilde gerçekleştirilir. </li><li> Sonuç olarak, kalp hızı, bir dakika içinde spiracles bakliyat sayısını sayma görülebilir. </li></ol> In situ: Diseksiyon ve kalp hızı sayma: Preparatlar orta-ventral uzunlamasına ekseni boyunca yarık ve düz tutturulmuş. Hazırlık çanak bir tarafa yapıştırılır manyetik bant ile cam slayt (VWR) (En İyi perakende dışında izin Buys) oluşuyordu. Manyetik şerit merkezinde bir delik hazırlık iletilen ışık görülebilmesini sağlar. Diseksiyon pimleri (Güzel Bilimsel Araçlar, WA) eğildi ve ataç yapıştırılmış. Ataç kolayca fileto hazırlık yerinde tutmak için manyetik teyp manevra. Bu tür kayıt çanak sülük ventral sinir kablosu (Muller ve ark, 1981) izole ganglionlar bağlantılarını kullanımı için daha önce tarif edilmiştir . <ol><li> Diseksiyonu plaka sağlam 3. instar larva yerleştirin. Trakea manikür ile artık görünür olana kadar, ventral tarafta larva döndürün. </li><li> Sağlam larva dört iğne yerleştirin. Ağız kanca iki tarafında iki pin ve iki pin spiracles iki tarafına gitmek. </li><li> Tuzlu su ekleyin ve yatay bir kesi başkanı pimleri küçük bir mesafe, daha sonra yatay bir kesi ile uzunlamasına eksen uzunluğu aşağı devam etmektedir. </li><li> Gerçek kalp kısa bir mesafe kesme durdurma. Spiracles gerçek kalbin etrafında ve kenarı boyunca kesin. </li><li> Bir sırt pin kaldırın ve manikür altında kanca. Pin, vücut boşluğuna açık ve açık yaymak için kullanın. Kalan iğneler ile bu işlemi tekrarlayın. </li><li> Trakea veya kalp ya zarar vermemek için dikkatli olmak cesaret çıkarın. Bazı yapıların kalbe bağlı olan ve kaldırılır eğer zarar verebilir dikkat edilmelidir. Bunlar, birkaç yağ organları ve beyin içerir. Cesaret çıkarırken gergin olan kalp görebiliyorsanız, bu yapıyı kaldırmak için çalışırken hemen durdurun. </li></ol> Kalp şimdi açık ve deneysel koşullara maruz kalma için hazırdır. <img src="/files/ftp_upload/1596/1596fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2 kalp doğrudan 3. instar Ventral diseksiyonu. Diseksiyonu bozulmamış ya da merkezi sinir sistemi olmadan doğrudan kalp bileşikler uygulamak için kullanıldıktan sonra sırtında hayvan İğneleme. Küçük ok, kalp ve aorta (aşağıya bakın) transeksiyon dorsal damar çalışmaları için ayrılmış nerede gösterir. Tr, Trakea; Sp, Spiracles, H, Kalp, AO, Aort. Bu diseksiyon tekniği farmakolojik ajanların doğrudan kalbi Drosophila larvaları (Gu ve Singh, 1995) değerlendirmek için kullanılır olmuştur. Diseksiyonu süre 3-6 dk. Hazırlık diseksiyonu sonra 3-5 dakika HL3 tuzlu su ile yıkanan süre dinlenmek için izin verilir. HL3 serum fizyolojik pH 7,2 İK yüksek pH yavaşlatır ve düşük pH (Badre ve ark, 2005) hızlandırır dikkatle kontrol edildi. Gu ve Singh (1995), pH 7.0 kalp farmakolojik analizi için kullanılan ve aynı zamanda muhafaza canlılığı gösterdi. Bu çalışmalar sırasında serum fizyolojik bir behere 21-gauge bir iğne ile, arka arkaya tuzlu su enjekte yoluyla çözüm sallanarak gazlı kaldı. İK ölçmek ya doğrudan gözlemler kullanılabilir veya bir ekran VHS kasetleri veya oynatma için bir dijital kamera görüntüleri kaydedilmiş olabilir. Bir fotodiyot yöntemi (Dasari ve Cooper, 2006) tarif edilmiştir. Maruz kalınan ısı şoku: <ol><li> Larva teşrih. </li><li> Kapağındaki disseke hazırlık yerleştirin. </li><li> Isı su banyosu. </li><li> Bir kapak plakası üzerinde bir sıcaklık probu yüzen banyo sıcaklığı iç kontrol edin. </li><li> Sıcaklığı tatmin edici bir yer hazırlama ve banyo kapak plakası. </li><li> Bırakın ve bir zaman istenilen miktarda hazırlık bittiğinde kaldırmak. </li></ol> Bir her ısı nabız ve sıcaklık, deneyler için gerekli ne kullanabilirsiniz. Elektrikle hızda kalp sürücü: <ol><li> Açık ucuna eklenmiş ve mühürlü bir şırınga kullanarak ve elektrot içine salin (HL3) sinek oda sıcaklığında (21 ° C) çizim bir odak elektrot (çapı yaklaşık 20 mikron) doldurun. O inci, kontrol, manipülatör Mount elektrote tel elektrodun içinde tuzlu su ve stimülatör kapalıdır. </li><li> Diseksiyon mikroskobu, bir Drosophila larva 3. instar larva kalp disseke hazırlık koyun ve bir yere sabitleyin . Topraklama kablosu hazırlanması pimleri ve yanlar ile temasını engellemek için dikkatli hazırlanması tuzlu su içine koyun. </li><li> Mikroskop odak gerektiği şekilde ayarlayarak, kalp üstüne elektrodun ucunun manipülatör kullanın. Bunu başarmak için en iyi yolu, elektrot ucu aşağı doğru hareket ettirerek odaklanmak. </li><li> Ucu pozisyon olarak algılanan, stimülatörü (S9 modeli Çim Aletleri, Quincy, Massachusetts, ABD), 1 ms ve voltaj düşük ayarda 0.5, 2 Hz frekansta süresi açık olmalıdır. Gecikme ayarı 12 ve 14 arasında olmalıdır. </li><li> Kalp ritim gözlemleyerek, frekans yaklaşık 3 Hz açık olmalı ve görülen kalp ritmi stimülatör tarafından üretilen ritmine karşılık kadar gerilim yavaş yavaş artmıştır. Disseke sinek kalp Normalde uyarılmış ritim içsel hızından daha yüksek olduğunda, kalp görüleceği, yaklaşık 2 Hz frekansta atıyor, kalbin normalden daha hızlı bir oranda yenmek için görülecektir. Voltaj hazırlık gereksiz hale hücre hasarı, yüksek gerilim oluşabilir olarak yaklaşık 20 V geçmemek gerekir. Genellikle, bir mesafe ve kalp üzerinde yarattığı mühür bağlı olarak, 2 ve 8 V arasında kalp uyarabilir. </li><li> Maksimum gerilim ulaştı ve hiçbir etkisi görülürse, polarite ters olabilir. Bu da işe yaramazsa, prob, kalp üzerinde daha iyi bir bağlantı kurmak için hareket ettirilmelidir. </li><li> Stimülasyon odaklı bir ritim kurulduktan sonra, ritim, sıklığı ve süresi ayarlarını değiştirerek manipüle edilebilir. 4 Hz üstünde frekansları tetani kalp koyabilirsiniz, ancak bilinen yapılmış olmalıdır. Çeşitli alkoller ve farmakolojik ajanlar eklenebilir ve istenilen ritmi sağlandıktan sonra gap junction üzerindeki etkisi görülebilir. Engellenen gap junction bir akım yapmayın ve yayılır ritim sona erecek. <img src="/files/ftp_upload/1596/1596fig3.jpg" alt="Şekil 3"/> <img border="0" src="/files/ftp_upload/1596/1596fig4tmb.jpg" alt="Şekil 4"/> Lütfen , bu rakamın büyük bir halini görmek <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/1596/1596fig4.jpg">için buraya</a> tıklayın . </li></ol> Alan potansiyelleri ölçün: <ol><li> Cam elektrotlar Kimax cam (dış çap: 1.5 mm) yapılır. Cam tüp çekilir ve 10 ila 20 mm arasında değişen iç çaplarda yama ipuçları üretmek için yangın cilalı. </li><li> Elektrot lümen banyo orta ile doludur. Amplifikatör ve kayıt bir bilgisayar satır aşağıda intrasellüler kayıtları için kullanılan aynı. </li><li> Bir &#39;makro-yama&#39; kayıt elektrot lümen (Stühmer ve ark, 1983), kalbin bir bölge üzerinde yer almaktadır . Kas liflerinin spontan pacing odak elektrot ile izlenebilir bir alan potansiyel üretir. </li><li> Bakım hafifçe lümen düşürücü ve kontrol edilmesi gereken kalp her bölge üzerinde yükselterek tarafından verilmesi gerekir. Potansiyelleri bir makro-yama elektrot ile kaydedilir. </li></ol> Doğrudan sayma, kalp hızı ve elektriksel olayların izlenmesi mümkündür. Bu potansiyelleri kayıt sırasında banyo medya değiştirme alanındaki potansiyeller üzerine etkileri eşek uygulanabilir. Intrasellüler potansiyelleri ölçün: 3 M KCl ile dolu keskin intrasellüler elektrot (20 ila 30 mOhm direnç) ile kalp bir bölge kazığa miyositler transmembran potansiyelleri izlemek için. Standart bir kafa sahne ve amplifikatör hücre içi kayıt için kullanılabilir; ancak biz (Moleküler Aygıtlar, Sunnyvale, CA, USA) bir model 2B Axonclamp amplifikatör ve 1 X LU baş sahne. Kalp kuyruk ucuna daha katıdır ve bu daralma bu bölgede zaman çoğunluğu (Badre ve ark, 2005 başlatır yılından beri kalp pili hücreleri ikamet ettiği anlaşılmaktadır; Dasari ve Cooper 2006; Dasari ve arkadaşları, 2007. .)

<ol>
	<li>Ashton, K., Wagoner, A. P., Carrillo, R., Gibson, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+trait+loci+for+the+monoamine-related+traits+heart+rate+and+headless+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">Quantitative trait loci for the monoamine-related traits heart rate and headless behavior in Drosophila melanogaster.</a> Genetics. 157, 283-294 (2001).</li><li>Azpiazu, N., Frasch, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tinman+and+Bagpipe:+Two+homeo+box+genes+that+determine+cell+fates+in+the+dorsal+mesoderm+of+Drosophila.">Tinman and Bagpipe: Two homeo box genes that determine cell fates in the dorsal mesoderm of Drosophila.</a> Genes &#38; Development. 7, 1325-1340 (1993).</li><li>Badre, N. H., Martin, M. E., Cooper, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physiological+and+behavioral+effects+of+carbon+dioxide+on+Drosophila+melanogaster+larvae.">The physiological and behavioral effects of carbon dioxide on Drosophila melanogaster larvae.</a> Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 140, 363-376 (2005).</li><li>Baker, J. D., McNabb, S. L., Truman, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hormonal+coordination+of+behavior+and+physiology+at+adult+ecdysis+in+Drosophila+melanogaster.">The hormonal coordination of behavior and physiology at adult ecdysis in Drosophila melanogaster.</a> J. Exp. Biol. 202, 3037-3048 (1999).</li><li>Bier, E., Bodmer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila,+an+emerging+model+for+cardiac+disease.">Drosophila, an emerging model for cardiac disease.</a> Gene. 342, 1-11 (2004).</li><li>Bodmer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+gene+tinman+is+required+for+specification+of+the+heart+and+visceral+muscles+in+Drosophila.">The gene tinman is required for specification of the heart and visceral muscles in Drosophila.</a> Development. 118, 719-729 (1993).</li><li>Bodmer, R., Jan, L. Y., Jan, Y. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+homeobox-containing+gene,+msh-2,+is+transiently+expressed+early+during+mesoderm+formation+of+Drosophila.">A new homeobox-containing gene, msh-2, is transiently expressed early during mesoderm formation of Drosophila.</a> Development. 110, 661-669 (1990).</li><li>Cooper, A. S., Cooper, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monitoring+activity+of+Drosophila+larvae:+Impedance+&#38;+video+microscopy+measures.">Monitoring activity of Drosophila larvae: Impedance &#38; video microscopy measures.</a> Drosophila Information Service. 87, 85-87 (2004).</li><li>Dasari, S., Cooper, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+influence+of+serotonin+on+the+larval+heart+of+Drosophila+melanogaster.">Direct influence of serotonin on the larval heart of Drosophila melanogaster.</a> J. Comp. Physiol. B. 176, 349-357 (2006).</li><li>Dasari, S., Viele, K., Turner, A. C., Cooper, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+p-CPA+and+MDMA+on+physiology,+development+and+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">Influence of p-CPA and MDMA on physiology, development and behavior in Drosophila melanogaster.</a> European J. Neurosci. 26, 424-438 (2007).</li><li>Dowse, H., Ringo, J., Power, J., Johnson, E., Kinney, K., White, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+congenital+heart+defect+in+Drosophila+caused+by+an+action-potential+mutation.">A congenital heart defect in Drosophila caused by an action-potential mutation.</a> J. Neurogenetics. 10, 153-168 (1995).</li><li>Dulcis, D., Levine, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glutamatergic+innervation+of+the+heart+initiates+retrograde+contractions+in+adult+Drosophila+melanogaster.">Glutamatergic innervation of the heart initiates retrograde contractions in adult Drosophila melanogaster.</a> J. Neurosci. 25, 271-280 (2005).</li><li>Feng, Y., Ueda, A., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+modified+minimal+hemolymph-like+solution,+HL3.1,+for+physiological+recordings+at+the+neuromuscular+junctions+of+normal+and+mutant+Drosophila+larvae.">A modified minimal hemolymph-like solution, HL3.1, for physiological recordings at the neuromuscular junctions of normal and mutant Drosophila larvae.</a> J. Neurogenetics. 18, 377-402 (2004).</li><li>Ganetzky, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+analysis+of+ion+channel+dysfunction+in+Drosophila.">Genetic analysis of ion channel dysfunction in Drosophila.</a> Kidney International. 3, 766-771 (2000).</li><li>GG, G. u. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacological+analysis+of+heartbeat+in.">Pharmacological analysis of heartbeat in.</a> Drosophila. J. Neurobiol. 28, 269-280 (1995).</li><li>He, B., Adler, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+mechanisms+in+the+development+of+the+Drosophila+arista.">Cellular mechanisms in the development of the Drosophila arista.</a> Mechanisms of Development. 104, 69-78 (2001).</li><li>Johnson, E., Ringo, J., Dowse, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+Drosophila+heartbeat+by+neurotransmitters.">Modulation of Drosophila heartbeat by neurotransmitters.</a> J. Comp. Physiol. B. 167, 89-97 (1997).</li><li>Johnson, E., Ringo, J., Bray, N., Dowse, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+and+pharmacological+identification+of+ion+channels+central+to+the+Drosophila+cardiac+pacemaker.">Genetic and pharmacological identification of ion channels central to the Drosophila cardiac pacemaker.</a> J. Neurogenetics. 12, 1-24 (1998).</li><li>Johnson, E., Ringo, J., Dowse, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Native+and+heterologous+neuropeptides+are+cardioactive+in+Drosophila+melanogaster.">Native and heterologous neuropeptides are cardioactive in Drosophila melanogaster.</a> J. Insect Physiol. 1, 1229-1236 (2000).</li><li>Johnson, E., Sherry, T., Ringo, J., Dowse, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modulation+of+the+cardiac+pacemaker+of+Drosophila:+cellular+mechanisms.">Modulation of the cardiac pacemaker of Drosophila: cellular mechanisms.</a> J. Comp. Physiol. B, Biochem., Systemic, Environmental Physiol. 172, 227-236 (2002).</li><li>Lewis, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+standard+food+medium.">A new standard food medium.</a> Drosophila Inform. Serv. 34, 117-117 (1960).</li><li>Miller, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+circulation+in+insects.">Control of circulation in insects.</a> General Pharmacol. 29, 23-38 (1997).</li><li>Molina, M. R., Cripps, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ostia,+the+inflow+tracts+of+the+Drosophila+heart,+develop+from+a+genetically+distinct+subset+of+cardial+cells.">Ostia, the inflow tracts of the Drosophila heart, develop from a genetically distinct subset of cardial cells.</a> Mechanisms of Development. 118, 51-59 (2001).</li><li>Muller, K. J., Nicholls, J. G., Stent, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neurobiology of the Leech. , 254-254 (1981).</li><li>Nichols, R., Kaminski, S., Walling, E., Zornik, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulating+the+activity+of+a+cardioacceleratory+peptide.">Regulating the activity of a cardioacceleratory peptide.</a> Peptides. 20, 1153-1158 (1999).</li><li>Ocorr, K., Akasaka, T., Bodmer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-related+cardiac+disease+model+of+Drosophila.">Age-related cardiac disease model of Drosophila.</a> Mechanisms of Ageing and Development. 128, 112-116 (2007a).</li><li>Ocorr, K. A., Crawley, T., Gibson, G., Bodmer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+variation+for+cardiac+dysfunction+in+Drosophila.">Genetic variation for cardiac dysfunction in Drosophila.</a> PLoS ONE. 2, e601-e601 (2007).</li><li>Papaefthmiou, C., Theophilidis, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+in+vitro+method+for+recording+the+electrical+activity+of+the+isolated+heart+of+the+adult+Drosophila+melanogaster.">An in vitro method for recording the electrical activity of the isolated heart of the adult Drosophila melanogaster.</a> In Vitro Cellular &#38; Developmental Biol. Animal. 37, 445-449 (2001).</li><li>Peron, S., Zordan, M. A., Magnabosco, A., Reggiani, C., Megighian, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=From+action+potential+to+contraction:+Neural+control+and+excitation-contraction+coupling+in+larval+muscles+of+Drosophila.">From action potential to contraction: Neural control and excitation-contraction coupling in larval muscles of Drosophila.</a> Comp. Biochem.Physiol. A: Molecular &#38; Integrative Physiol. 154, 173-183 (2009).</li><li>Ponzielli, R., Astier, M., Chartier, A., Gallet, A., Therond, P., Semeriva, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+tube+patterning+in+Drosophila+requires+integration+of+axial+and+segmental+information+provided+by+the+Bithorax+Complex+genes+and+hedgehog+signaling.">Heart tube patterning in Drosophila requires integration of axial and segmental information provided by the Bithorax Complex genes and hedgehog signaling.</a> Develop. 129, 4509-4521 (2002).</li><li>Sl ma, K., Farkas, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heartbeat+patterns+during+the+postembryonic+development+of+Drosophila+melanogaster.">Heartbeat patterns during the postembryonic development of Drosophila melanogaster.</a> J. Insect Physiol. 51, 489-503 (2005).</li><li>St hmer, W., Roberts, W. S., Almers, W., Sakmann, B., Neher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Single channel recordings. The loose patch clamp, 123-132 (1983).</li><li>Wessells, R. J., Bodmer, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Screening+assays+for+heart+function+mutants+in+Drosophila.">Screening assays for heart function mutants in Drosophila.</a> Biotechniques. 37, 58-66 (2004).</li><li>Zornik, E., Paisley, K., Nichols, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+transmitters+and+a+peptide+modulate+Drosophila+heart+rate.">Neural transmitters and a peptide modulate Drosophila heart rate.</a> Peptides. 20, 45-51 (1999).</li></ol>

<ol><li> Diseksiyon araçları: Güzel # 5 cımbız ve (Güzel Bilim Araçları (USA), Inc, 373-G Vintage Park Drive, Foster City, CA 94.404-1139 elde edilen) ince makas </li><li> Diseksiyon ve kalp hızı sayma zoom fonksiyonu ile mikroskop Diseksiyon. Bu kalp odak uyarılması için de gereklidir. </li><li> Ekstrasellüler ve intrasellüler kayıtları için dik hedefleri (4 x ve 20X) ile bileşik mikroskop kullanılır. Standart hücre içi amplifikatör ve A / D kurulu bir bilgisayar line kayıt için. Elektrik sinyalleri, bir PowerLab/4s arayüzü (ADInstruments Avustralya) satır kaydedilir. Grafik veya Kapsam adlı ADInstruments standart yazılım kullanın. </li><li> Kimyasallar: Tüm tuzlu su kimyasalları, Sigma kimya şirketi (St. Louis, MO) elde edilir. </li><li> Intrasellüler kayıtları için cam kapiller tüp (katalog # 30-31-0 FHC, Brunswick, ME, 04011, USA) ve odak macropatch kayıt ve biz Kimax-51 kullanan uyarıcı elektrotlar, Kimble Ürünler Sanat kullanın. 100mm No 34.502, ID 0.8-1.1mm, uzunluk. Intrasellüler elektrot 20 ila 30 mOhm arasında bir direnç olmalıdır. Macropatch elektrot sonra ince uçlu bir elektrot çektirmenin yapıldı cam ucu kopan tarafından yaptırılmıştır. Kırık kapalı ucu çapı 20μM hakkında bir temiz dik sonu olması gerekir. Ucu sonra odak ekstraselüler kayıt için 10μM iç çapı cilalı ısı. Kalp sürücü için uyarıcı elektrot çapı 20-50 hakkında mcM son bir ucu kullanın. Elektrot mili aşamalı bir bend ile yaklaşık 45 derecelik viraj neden bir gözü üzerinde çalışır. Bu hazırlık için başka bir 45 derece üretecek mikro-manipülatör ile açı olarak kalp tüpü üzerinde düz veya dik elektrot lümen üretir. </li></ol>

monitoring heart function in larval drosophila melanogaster for physiological studies

Biz larva kardiyak fonksiyonu kaydetmek için çeşitli yöntemler mevcut<em&gt; Drosophila</em&gt;. Yaklaşımlar, kalp hızı dizginlenmemiş ve ölçülü bütün larva ölçülecek izin verir. Kalp çevresi doğrudan kontrolü için başka bir yaklaşım disseke larvaları ve iç organların çıkarılması istenilen bileşikler kalp banyo için kullanır. Maruz kalan kalp de membran potansiyelleri miyositler ve kalp tüpü boyunca elektrik iletimi için oluşturulan iyonik akımların fikir verebilir izlenebilir sağlar. Bu yaklaşımlar tartışılmıştır gelecek deneyler için çeşitli avantaj ve dezavantajları var. Larva kalp hazırlık yanı sıra ek bir model sunar<em&gt; Drosophila</em&gt; Iskelet NMJ hücresel fonksiyonları, hücre içi kalsiyum yönetmelik rolünü araştırmak. Öğrenme, çeşitli türlerde miyositler eylem potansiyelleri şekillendiren altta yatan iyonik akımlar hakkında memelilerin çeşitli hastalıklar için sorumlu olan spesifik genlerin ilişkili bilinen iyonik işlev bozuklukları ele almak için umut olabilir.

Watch this Scientific Journal Video about Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies at JoVE.com

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

Larva kalp fonksiyonları izlemek için çeşitli yollar mevcut<em&gt; Drosophila</em&gt; Gap junction, iyon kanal mutasyonlar, pacemaker aktivitesi modülasyonu ve farmakolojik çalışmalar fonksiyonu ile ilgili sorular değerlendirmek için.

Larvaların olarak izlenmesi Kalp Fonksiyonu Drosophila melanogaster Fizyolojik Çalışmaları

We present various methods to record cardiac function in the larval Drosophila. The approaches allow heart rate to be measured in unrestrained  and  ...

monitoring-heart-function-larval-drosophila-melanogaster-for

Research

JoVE Journal

Biology

Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

18.7K Görüntüleme.  University of Kentucky, Lexington. Larva kalp fonksiyonları izlemek için çeşitli yollar mevcut Drosophila Gap junction, iyon kanal mutasyonlar, pacemaker aktivitesi modülasyonu ve farmakolojik çalışmalar fonksiyonu ile ilgili sorular değerlendirmek için.

Video: Monitoring Heart Function in Larval Drosophila melanogaster for Physiological Studies

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

Drosophila melanogaster Larvaların MSS diseksiyonu

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

Biyoloji

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field. Studying locomotor behavior in Drosophila melanogaster relies on the ability to be able to quantify changes in motion during or in response to a given task. For this reason, a high-resolution video tracking system, such as the one we describe in this paper, is a valuable tool for measuring locomotion in real-time. Our protocol involves the use of an initial air pulse to break the flies momentum, followed by a thirty second filming period in a square chamber. A tracking program is then used to calculate the instantaneous speed of each fly within the chamber in 10 msec increments. Analysis software then compiles this data, and outputs a variety of parameters such as average speed, max speed, time spent in motion, acceleration, etc. This protocol will discuss proper feeding and management of flies for behavioral tasks, handling flies without anesthetization or immobilization, setting up a controlled environment, and running the assay from start to finish.

The study of complex locomotor behavior in Drosophila melanogaster is dependent upon the ability to quantify changes in a given fly's movement. This article demonstrates how to do this using a high-resolution tracking system.

Yetişkin Drosophila melanogaster Locomotion Yüksek Çözünürlüklü Video Takip

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

Drosophila Larval NMJ Dissection

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use of the Drosophila motor system is due to its high accessibility. It can be analyzed with single-cell resolution. There are 30 muscles per hemisegment whose arrangement within the peripheral body wall are known. A total of 35 motor neurons attach to these muscles in a pattern that has high fidelity. Using molecular biology and genetics, one can create transgenic animals or mutants. Then, one can study the developmental consequences on the morphology and function of the NMJ. In order to access the NMJ for study, it is necessary to carefully dissect each larva. In this article we demonstrate how to properly dissect Drosophila larvae for study of the NMJ by removing all internal organs while leaving the body wall intact. This technique is suitable to prepare larvae for imaging, immunohistochemistry, or electrophysiology.

This protocol demonstrates how to dissect Drosophila larvae in preparation for immunohistochemistry and/or imaging of the neuromuscular junction.

Drosophila Larvaların NMJ Diseksiyon

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use ...

Drosophila Larval NMJ Immunohistochemistry

The Drosophila neuromuscular junction (NMJ) is an established model system used for the study of synaptic development and plasticity. The widespread use of the Drosophila motor system is due to its high accessibility. It can be analyzed with single-cell resolution. There are 30 muscles per hemisegment whose arrangement within the peripheral body wall are known. A total of 31 motor neurons attach to these muscles in a pattern that has high fidelity. Using molecular biology and genetics, one can create transgenic animals or mutants. Then, one can study the developmental consequences on the morphology and function of the NMJ. Immunohistochemistry can be used to clearly image the components of the NMJ. In this article, we demonstrate how to use antibody staining to visualize the Drosophila larval NMJ.

Drosophila Larval NMJ Immunohistochemistry

This protocol demonstrates how to perform immunohistochemistry on dissected Drosophila larva.

Drosophila Larvaların NMJ İmmünohistokimya

Visually Mediated Odor Tracking During Flight in Drosophila

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual stabilization of upwind tracking directly aids in odor tracking. But do olfactory signals directly influence visual tracking behavior independently from wind cues? Additionally, recent advances in olfactory molecular genetics and neurophysiology have motivated novel quantitative behavioral analyses to assess the behavioral influence of (e.g.) genetically inactivating specific olfactory activation circuits. We modified a magnetic tether system originally devised for vision experiments by equipping the arena with narrow laminar flow odor plumes. Here we focus on experiments that can be performed after a fly is tethered and is able to navigate in the magnetic arena. We show how to acquire video images optimized for measuring body angle, how to judge stable odor tracking, and we illustrate two experiments to examine the influence of visual cues on odor tracking.

Here we describe how to optimize the acquired video image for an olfactory magnetic-tether (OMT) apparatus. We also describe two sample experimental protocols for studying visuo-olfactory fusion.

Drosophila Uçuş sırasında Görme aracılığı Koku Takibi

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual ...

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

The Drosophila heart has recently emerged as a good model system for examining the genetic, cellular, and molecular mechanisms underlying function in myogenic hearts. A key step in examining heart function in the fly is finding a way to access the heart in a manner that preserves its myogenic function while still allowing the beating heart organ to be observed and recorded. Two different methods for observing and recording the beating heart in both larva and adult Drosophila are described here. Our semi-intact preparation using adult flies allows clear visualization of the abdominal heart without interference from the pigmented cuticle and overlying fat bodies. To record larval heart beats it is necessary to immobilize the larva, which minimizes body wall movements thereby reducing heart movements that are not associated with myocardial contractions. Our methodologies produce stable adult and larval heart preparations that can beat for hours at rates of 1-3 Hz.

Visualizing the Beating Heart in Drosophila

Technique required for visualizing the beating heart in larval and adult Drosophila are presented. Each life stage requires a different methodology.

Dayak Kalp görselleştirme Drosophila</em

The Drosophila heart has recently emerged as a good model system for examining the genetic, cellular, and molecular mechanisms underlying function in ...

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

The morphogenesis of the Drosophila embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell shape changes during embryonic development. One of the challenges faced in studying this structure is that the lumen of the heart tube, as well as the membrane features that are crucial to heart tube formation, are difficult to visualize in whole mount embryos, due to the small size of the heart tube and intra-lumenal space relative to the embryo. The use of transmission electron microscopy allows for higher magnification of these structures and gives the advantage of examining the embryos in cross section, which easily reveals the size and shape of the lumen. In this video, we detail the process for reliable fixation, embedding, and sectioning of late stage Drosophila embryos in order to visualize the heart tube lumen as well as important cellular structures including cell-cell junctions and the basement membrane.

Preparation of embryos for Electron Microscopy of the Drosophila embryonic heart tube

We describe a process for fixation, embedding, sectioning, and imaging of late stage Drosophila embryos for Trasmission Electron Microscopy of the embryonic heart tube. This technique allows for the visualization of the heart tube lumen as well as the basement membrane, which lines the lumen of the heart.

Elektron Mikroskobu için embriyo Hazırlık Drosophila Embriyonik kalp tüpü

The morphogenesis of the Drosophila  embryonic heart tube has emerged as a valuable model system for studying cell migration, cell-cell adhesion and cell ...

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work examining post-embryonic through adult cardiac development has been limited7-10. Examining the changing morphology of the maturing and aging heart are restricted by the lack of techniques available for staging and isolating juvenile and adult hearts. In order to analyze heart development over the fish's lifespan, we dissect zebrafish hearts at numerous stages and photograph them for further analysis11. The morphological features of the heart can easily be quantified and individual hearts can be further analyzed by a host of standard methods. Zebrafish grow at variable rates and maturation correlates better with fish size than age, thus, post-fixation, we photograph and measure fish length as a gauge of fish maturation. This protocol explains two distinct, size dependent dissection techniques for zebrafish, ranging from larvae 3.5mm standard length (SL) with hearts of 100&mu;m ventricle length (VL), to adults, with SL of 30mm and VL 1mm or larger. Larval and adult fish have quite distinct body and organ morphology. Larvae are not only significantly smaller, they have less pigment and each organ is visually very difficult to identify. For this reason, we use distinct dissection techniques.
We used pre-dissection fixation procedures, as we discovered that hearts dissected directly after euthanization have a more variable morphology, with very loose and balloon like atria compared with hearts removed following fixation. The fish fixed prior to dissection, retain in vivo morphology and chamber position (data not shown). In addition, for demonstration purposes, we take advantage of the heart (myocardial) specific GFP transgenic Tg(myl7:GFP)twu34 (12), which allows us to visualize the entire heart and is particularly useful at early stages in development when the cardiac morphology is less distinct from surrounding tissues. Dissection of the heart makes further analysis of the cell and molecular biology underlying heart development and maturation using in situ hybridization, immunohistochemistry, RNA extraction or other analytical methods easier in post-embryonic zebrafish. This protocol will provide a valuable technique for the study of cardiac development maturation and aging.

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

A clear, standardized method for dissection and isolation of the zebrafish heart at multiple developmental stages are described. Annotation and quantification techniques are also discussed.

Larvaların Kalp Diseksiyon, Çocuk ve Yetişkin Zebra balığı, Danio rerio</em

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

In ömrü ölçümü<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical coherence microscopy (OCM) has been demonstrated to be capable of imaging small animal hearts with high spatial resolution and ultrahigh imaging speed. The high image contrast and noninvasive properties make OCM ideal for performing longitudinal studies without requiring tissue dissections or staining. Drosophila has been widely used as a model organism in cardiac developmental studies due to its high number of orthologous human disease genes, its similarity of molecular mechanisms and genetic pathways with vertebrates, its short life cycle, and its low culture cost. Here, the experimental protocols are described for the preparation of Drosophila and optical imaging of the heartbeat with a custom OCM system throughout the life cycle of the specimen. By following the steps provided in this report, transverse M-mode and 3D OCM images can be acquired to conduct longitudinal studies of the Drosophila cardiac morphology and function. The en face and axial sectional OCM images and the heart rate (HR) and cardiac activity period (CAP) histograms, were also shown to analyze the heart structural changes and to quantify the heart dynamics during Drosophila metamorphosis, combined with the videos constructed with M-mode images to trace cardiac activity intuitively. Due to the genetic similarity between Drosophila and vertebrates, longitudinal study of heart morphology and dynamics in fruit flies could help reveal the origins of human heart diseases. The protocol here would provide an effective method to perform a wide range of studies to understand the mechanisms of cardiac diseases in humans.

Drosophila Preparation and Longitudinal Imaging of Heart Function In Vivo Using Optical Coherence Microscopy OCM

Here, the experimental protocols are described for preparing Drosophila at different developmental stages and performing longitudinal optical imaging of Drosophila heartbeats using a custom optical coherence microscopy (OCM) system. The cardiac morphological and dynamical changes can be quantitatively characterized by analyzing the heart structural and functional parameters from OCM images.

Drosophila Hazırlama ve Optik Koherens Mikroskobu Kullanımı In Vivo Kalp Fonksiyonu Boyuna Görüntüleme (OCM)

Longitudinal study of the heartbeat in small animals contributes to understanding structural and functional changes during heart development. Optical ...