Bu çalışma, Sağlık Hibe R01 GM54408 LC Griffith verilen Ulusal Sağlık Enstitüleri tarafından da desteklenmiştir. Fred Wolf Biz bizim kare odasının tasarımı ve tayini, Frank Mello, Odamızın, bina ve analiz konularla ilgili yararlı konuşmalar için Dan Valente ve Tim Lebestky Brandeis Üniversitesi makine atölyesi kurma tüm yardımlarından dolayı teşekkür etmek istiyorum.

Bölüm 1: sinek Besleme ve Yönetim <ol><li> Sinekler, maya-standart medya içeren şişelerde yetiştirilen olmalıdır. Bu sinekler çok sayıda ihtiyaç, bu yüzden haçlar buna göre ayarlanması gerekir. 25 º C&#39;de karanlık döngüsü: Sinekler, 12 saat ışık altında yetiştirilen olmalıdır </li><li> Sinekler, kısa bir süre eclosion sonra (1-3 gün) alınmalıdır. Sinekler Bu aşamada az karbondioksit difüzör ile birlikte çalıştı ve otoklav veya maya-medya içeren test tüpleri içine sıralanır olmalıdır. Biz, sadece, saklı erkeklerde 10 bir test tüpünde kullanın. </li><li> Davranışsal deneyler çalıştırmadan önce karbon dioksit kullanımdan sonra en az bir veya iki gün izin verin. Biz ECLOSION takiben 3-5 gün bizim davranış tahlil sinek çalıştırın. </li><li> Tahliller sirkadiyen ritim sorunları önlemek için her zaman aynı 2-3 saatlik zaman penceresi her gün içinde yapılmalıdır. </li></ol> Bölüm 2: kontrollü bir ortamda izleme sistemi kurma <ol><li> Bütün deneyler,% 70 nem oranı ile 25 º C sabit sıcaklık sağlayan bir ortam odada yapılır. </li><li> Askıya alma (kamera aşağı bakacak şekilde) kayıt altına alan üzerinde bir dijital video kamera. Bizim izleme yazılımı kontrast tabanlı olduğu için, bir ışık kutusu üzerinde kamera askıya aldı. Kamera kayıtları videoların doğrudan bir firewire bağlantısı üzerinden bir Dell bilgisayar üzerine. Biz bir Dell bilgisayar, Windows MovieMaker ile bağladım video edinimi için bir Sharp dijital video kamera, (Vista sürümü) kullanın. </li><li> Hava bakliyat bu protokolü uygulanmalıdır, hava akışı için bir kaynak odasında mevcut olmalıdır. Kauçuk borular kullanarak, hava filtreleme için bir karbon filtre hava kaynağı bağlamak. </li><li> Daha fazla kauçuk borular kullanarak, içi boş bir lastik tıpa ile bir Erlenmeyer şişesinin karbon filtresi diğer tarafında bağlanmak ve su yaklaşık bir buçuk inç şişeyi doldurun. Bu hava nemlendirme. </li><li> Balon tabancası, kauçuk borular aracılığı ile Y-şekilli kapak bağlanmak olmalıdır. </li><li> Y-valf bir dal, bir debimetre bağlı olmalıdır. Diğer şube kare lokomosyon odasına hava ulaştırmaları gerekmektedir. </li></ol> Bölüm 3: lokomosyon odasına sinek teslim <ol><li> Kare lokomosyon odası, Wolf ve ark tasarım 2002 1, odanın içinde uçan sinek önlemek için küçük bir damla tepsiler ilavesi ile . Odasının dışında alınacak ve tüm bileşenleri,% 70 etanol ile iyice sildi ve kullanmadan önce kurutulmuş olmalıdır. </li><li> Anestezi, hemen davranışsal analiz yapmadan önce potansiyel performansı bozabilir. Bunu önlemek için, sinek küçük bir çıkış ile bir huni kullanarak odasına yavaşça serdi. Doğru büyüklükte bir çıkış yapmak için, bir huni sonuna kadar mavi pipet ucu (P1000) ekleyebilirsiniz. Geçmesi için yeterli bir sinek açılış büyük yapmak için pipet ucu sonuna kesmek için makas kullanın. </li><li> Odamızın üst kenarlarında vida ile sabitlenir pleksiglas küçük bir parça. Vidaları çıkarılır, delikler sinekler odasına teslim etmek için kullanılabilir. Vida deliği bir vida normal oturur yerine doğrudan iç haznesi üzerinde oturur böylece pleksiglas üst konumda. Sineklerin içeren bir test tüpü alın ve sonra vida deliği konulmalıdır huni üzerinde baş aşağı yerleştirin. </li><li> Bu sinekler zarar veya zarar verebilir, huni hareket yapmayın. Bütün sinekler odasının içine kadar yerine yavaşça, tüm, tüm oda bang huni ve. Bu çalıyor bu beceriyor şok absorbe etmek için bir mouse pad yapılmalıdır. Sinekler içinde iken, huni kaldırmak ve pleksiglas üst vida yatakları üzerinde yeniden konumlandırın. Yerleştirin sonra yeniden pleksiglas üst vida. </li></ol> Bölüm 4: lokomotor Testi Koşu <ol><li> Sinekler düzgün bir şekilde yüklendikten sonra, onlara 30 dakika boyunca odasına gelmesini sağlar. Bu aklimasyonundan süre kontrollü bir ortamda (25 º C,% 70 nem) yer almalı ve odanın ışık kutusunun üstünde yer almalıdır (açık olmalıdır). Diğer oda ışıkları kapatın. </li><li> Aklimasyonundan döneminin ardından, hava debimetre akacaktır, hava akış sistemi Y-valf geçiş. Hava açın ve istenilen hızı (4,0-6,0 L / dk) hava kadar rampa. Biz genellikle 5.0-5.5 L / dk, ancak bu aralıktaki herhangi bir hızda çalışacak kullanın. </li><li> İstenen boranasi elde sonra hava lokomosyon odasına akar, böylece, Y-valf geçin. Zaman bu hava 15 saniye boyunca nabız ve sonra aniden hava kapatmak. Hava kapatmak, kamera kayıt moduna geçiş yapın. (Bu bölüm, tek seferde her şeyi pratik gerektirir). </li><li> Kaydı durdurmak ve istenilen süre sonra SAKLAYIN. Biz, saniyede 10 kare (genotip için en az 8 çalışma) 30 saniyelik çalışmalarda kayıt. </li></ol> Bölüm 5: Video Analizi <ol><li> Biz kullanımıDinamik Görüntü Analiz Sistemi (DİAS) 2 hareketi izleme yazılımı 3.2. Bu yazılımı kullanmak için, öncelikle Quicktime 7.5.5 ile videolarınızı AVI dosya biçimi dönüştürmek. </li><li> Kontrast dayalı sinekler izlemek için, fonksiyon &quot;Eşik tarafından autotrace&quot; kullanın. Daha sonra bu izleri dijital ortama aktarmak için fonksiyon &quot;İzleme olun Yol&quot; kullanabilirsiniz. </li><li> Her sineğin anlık hızları çıkış için, bir veritabanı dosyası (DİAS özel) üretmek için &quot;Compute Parametreleri&quot; fonksiyonunu kullanabilirsiniz. Bu işlevi kullanarak, biz de bir &quot;5,15,60,15,5&quot; Tukey Smoothing Pencere kullanarak veri pürüzsüz. </li><li> Bu bilgileri bir veritabanı dosyası olarak outputted sonra, Microsoft Excel&#39;de açılabilir. Biz excel içinde anlık hızları derlemek ve hareket dinamiklerini ve butik yapısını anlamak için gerekli ek parametreleri hesaplamak için bir Matlab komut dosyası kullanabilirsiniz. </li></ol> Temsilcisi Sonuçlar: Şekil 1, vahşi tip Kanton G organizmalar (Şekil 1, sol panel) temsilcisi izlerini gösterir ve iki büyük örtüşen silmeler (Df (3R) x307 ve Df (3R) x313) (Şekil 1 geçerek oluşturulan dCASK gen için null uçar , sağ panel). dCASK boş sinekler daha önce Kanton S ile karşılaştırıldığında, Buridan Kullanıcı Paradigma 3 kullanarak lokomotor sorunlar var, ve bir paradigma olmuştur, bunlar büyük ölçüde hareketlilik azalma göstermektedir . Biz her zaman koşullar ve davranış, belirli bir günde normal aralık içinde olduğundan emin olmak için ilk vahşi tip organizmalar çalıştırmak. Biz test gün% 5&#39;inden az, standart tepkileri sapmalar gözlemledik. Söz konusu farklılıklar genellikle bizim kontrollü bir ortamda parametreleri ile ilgili sorunlar isnat edilebilir. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_1.png" alt="" width="600" height="298" /> Şekil 1 DİAS oluşturulan Kanton G vahşi tür sinek (üstte, solda) ve üst üste silmeler (üstte, sağda) ile oluşturulan lokomotor eksikliği dCASK Boş uçar hem de izleri. Izleri kaydedilen videoları görülür temsil eder. 8-10 sinekler iki resim contrain bir hava darbesinin izlerini aşağıdaki video izleme tayininde 30 saniye boyunca çalışır. <img src="/files/ftp_upload/1096/figure_2.png" alt="" width="600" height="438" /> Şekil 2 Wild tip sinekler, bir hava nabız (mor çubuklar) lokomotor assay (üstte) ve bir hava darbesi (mavi) olmadan çalıştırmak . Analiz programı tarafından hesaplanan tüm parametreler, bu iki durum arasında anlamlı bir fark (iki kuyruklu Student t-testi ile belirlenen) vardı. Bu, kurulum normal bir hava darbe sonrasında locomote uçar göstermektedir.

<ol>
	<li>Wolf, F. W., Rodan, A. R., Tsai, L. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-Resolution+Analysis+of+Ethanol-Induced+Locomotor+Stimulation+in+Drosophila.">High-Resolution Analysis of Ethanol-Induced Locomotor Stimulation in Drosophila.</a> J Neurosci. 22 (24), 11035-11044 (2002).</li><li>Soll, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+computers+in+understanding+how+animal+cells+crawl.">The use of computers in understanding how animal cells crawl.</a> International review of cytology. 163, 43-104 (1995).</li><li>Martin, J. R., Ollo, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+Drosophila+Ca2+/calmodulin-dependent+protein+kinase+(Caki)+is+localized+in+the+central+nervous+system+and+implicated+in+walking+speed.">A new Drosophila Ca2+/calmodulin-dependent protein kinase (Caki) is localized in the central nervous system and implicated in walking speed.</a> The EMBO journal. 15 (8), 1865-1876 (1996).</li><li>Levine, J. D., Funes, P., Dowse, H. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Resetting+the+Circadian+Clock+by+Social+Experience+in+Drosophila+melanogaster.">Resetting the Circadian Clock by Social Experience in Drosophila melanogaster.</a> Science. 298, 2010-2012 (2002).</li></ol>

Kurulumda, orta derecede güçlü bir hava nabız geçici fly hareketini durdurur. Hava darbe sona erdiğinde, sinekler, Şekil 2&#39;de gösterildiği gibi, bu durağan durum ve normal locomote serbest bırakılır. Bu hava darbe etkili nüfusun lokomosyon senkronize Çünkü, biz, biz de bir ivme kıran uyaranı takiben hareket başlangıcında çalışma böylece deneme başlamak için de kullanabilirsiniz. Başlanmasının ardından, lokomotor parametreleri hava darbesi (Şekil 2) etkilenmez beri tahlil, ancak, bir ...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Square Chamber</td>
<td>Tool</td>
<td>Machine Shop</td>
<td>N/A</td>
<td>Design from Wolf et al. 20021</td>
</tr>
<tr>
<td>Digital Camera</td>
<td>Camera</td>
<td>Sharp</td>
<td>ViewcamZ VL-23</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Flowmeter</td>
<td>Tool</td>
<td>Cole Parmer</td>
<td>SY-32003-12</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Light Box</td>
<td>Tool</td>
<td>DNASTAR, Inc.</td>
<td>Seq-Easy</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Charcoal Filter</td>
<td>Tool</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>09-744-37</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>DIAS 3.2</td>
<td>Software</td>
<td>Soll technologies</td>
<td>N/A</td>
<td>www.solltechnologies.com</td>
</tr>		</tbody>
		</table>
		</div>

high-resolution video tracking of locomotion in adult drosophila melanogaster

Sinekler, bu alandaki araştırmacılar genetik araçları bolluğu nedeniyle karmaşık davranışlar eğitim için önemli bir model sağlar. Lokomotor davranışlarının incelenmesi<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Hareket sırasında ya da belirli bir görev için yanıt değişiklikleri ölçmek için mümkün yeteneğine dayanıyor. Bu nedenle, biz bu yazıda tarif eden biri olarak bir yüksek çözünürlüklü video izleme sistemi, gerçek zamanlı olarak lokomosyon ölçmek için değerli bir araçtır. Protokol, kare bir odasında 1 / 32 filme dönemi takip eden sinekler momentum, kırmak için bir başlangıç ​​hava darbe kullanımını gerektirir. Bir izleme programı daha sonra 10 milisaniye aralıklarla odanın içinde her sineğin anlık hızını hesaplamak için kullanılır. Analiz yazılımı daha sonra bu verileri derler ve anesthetization veya immobilizasyon olmaksızın sinekler işleme Bu protokol, davranışsal görevler için uygun beslenme ve sinek yönetimi ele alacak, ortalama hız, maksimum hız, hareket için harcanan zaman, ivme, vb gibi çeşitli parametrelerin çıkışları kontrollü bir ortamda oluşturulması, ve tahlil çalışan baştan sona.

Watch this Scientific Journal Video about High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster at JoVE.com

High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Karmaşık lokomotor davranış çalışma<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Yeteneği belirli bir sineğin hareket değişiklikleri ölçmek için bağımlı. Bu makale, yüksek çözünürlüklü bir izleme sistemi ile bunun nasıl yapılacağını gösteriyor.

Yetişkin Drosophila melanogaster Locomotion Yüksek Çözünürlüklü Video Takip

Flies provide an important model for studying complex behavior due to the plethora of genetic tools available to researchers in this field.  Studying ...

high-resolution-video-tracking-locomotion-adult-drosophila

Research

JoVE Journal

Biology

13.4K Görüntüleme.  Brandeis. Karmaşık lokomotor davranış çalışma Drosophila melanogaster Yeteneği belirli bir sineğin hareket değişiklikleri ölçmek için bağımlı. Bu makale, yüksek çözünürlüklü bir izleme sistemi ile bunun nasıl yapılacağını gösteriyor.

Video: High-Resolution Video Tracking of Locomotion in Adult Drosophila Melanogaster

Dissection of Larval CNS in Drosophila Melanogaster

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to examine the expression of various novel and marker proteins.  Staining of whole larvae is impractical because the tough cuticle prevents antibodies from penetrating inside the body cavity.  In order to stain these tissues it is necessary to dissect the animal prior to fixing and staining.  In this article we demonstrate how to dissect Drosophila larvae without damaging the CNS.  Begin by tearing the larva in half with a pair of fine forceps, and then turn the cuticle "inside-out" to expose the CNS.  If the dissection is performed carefully the CNS will remain attached to the cuticle.  We usually keep the CNS attached to the cuticle throughout the fixation and staining steps, and only completely remove the CNS from the cuticle just prior to mounting the samples on glass slides.  We also show some representative images of a larval CNS stained with Eve, a transcription factor expressed in a subset of neurons in the CNS.  The article concludes with a discussion of some of the practical uses of this technique and the potential difficulties that may arise.

In this article we demonstrate how to dissect the central nervous system from third instar Drosophila larvae.

Drosophila melanogaster Larvaların MSS diseksiyonu

The central nervous system (CNS) of Drosophila larvae is complex and poorly understood.  One way to investigate the CNS is to use immunohistochemistry to ...

Biyoloji

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

Yüksek çözünürlüklü Ölçüm Drosophila Larva Koku-Driven Davranış

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Visually Mediated Odor Tracking During Flight in Drosophila

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual stabilization of upwind tracking directly aids in odor tracking. But do olfactory signals directly influence visual tracking behavior independently from wind cues? Additionally, recent advances in olfactory molecular genetics and neurophysiology have motivated novel quantitative behavioral analyses to assess the behavioral influence of (e.g.) genetically inactivating specific olfactory activation circuits. We modified a magnetic tether system originally devised for vision experiments by equipping the arena with narrow laminar flow odor plumes. Here we focus on experiments that can be performed after a fly is tethered and is able to navigate in the magnetic arena. We show how to acquire video images optimized for measuring body angle, how to judge stable odor tracking, and we illustrate two experiments to examine the influence of visual cues on odor tracking.

Here we describe how to optimize the acquired video image for an olfactory magnetic-tether (OMT) apparatus. We also describe two sample experimental protocols for studying visuo-olfactory fusion.

Drosophila Uçuş sırasında Görme aracılığı Koku Takibi

Flying insects use visual cues to stabilize their heading in a wind stream. Many animals additionally track odors carried in the wind. As such, visual ...

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides protection against desiccation and other environmental challenges. Several of these cuticular hydrocarbon (CHC) compounds also function as semiochemical signals, and as such mediate pheromonal communications between members of the same species, or in some instances between different species, and influence behavior. Specialized cells referred to as oenocytes are regarded as the primary site for CHC synthesis. However, relatively little is known regarding the involvement of the oenocytes in the regulation of the biosynthetic, transport, and deposition pathways contributing to CHC output. Given the significant role that CHCs play in several aspects of insect biology, including chemical communication, desiccation resistance, and immunity, it is important to gain a greater understanding of the molecular and genetic regulation of CHC production within these specialized cells. The adult oenocytes of D. melanogaster are located within the abdominal integument, and are metamerically arrayed in ribbon-like clusters radiating along the inner cuticular surface of each abdominal segment. In this video article we demonstrate a dissection technique used for the preparation of oenocytes from adult D. melanogaster. Specifically, we provide a detailed step-by-step demonstration of (1) how to fillet prepare an adult Drosophila abdomen, (2) how to identify the oenocytes and discern them from other tissues, and (3) how to remove intact oenocyte clusters from the abdominal integument. A brief experimental illustration of how this preparation can be used to examine the expression of genes involved in hydrocarbon synthesis is included. The dissected preparation demonstrated herein will allow for the detailed molecular and genetic analysis of oenocyte function in the adult fruit fly.

Dissection of Oenocytes from Adult Drosophila melanogaster

In insects, the oenocytes produce cuticular hydrocarbon compounds. These compounds protect against desiccation and facilitate chemical communication. Here we demonstrate a dissection technique used to isolate the oenocytes from adult Drosophila melanogaster, and illustrate how this preparation can be utilized to study genes involved in hydrocarbon synthesis.

Yetişkin gelen Oenocytes diseksiyonu Drosophila melanogaster</em

In Drosophila melanogaster, as in other insects, a waxy layer on the outer surface of the cuticle, composed primarily of hydrocarbon compounds, provides ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

İzolasyonu Drosophila melanogaster Testisler

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function to maintain glucose homeostasis during developmental larval stages 1,2. Studies on largely post-mitotic adult flies have revealed perturbation of glucose homeostasis as the result of genetic ablation of insulin-like peptide (ILP) producing cells (IPCs) 3. Thus, adult fruit flies hold great promise as a suitable genetic model system for metabolic disorders including type II diabetes. To further develop the fruit fly system, comparable physiological assays used to measure glucose tolerance and insulin sensitivity in mammals must be established. To this end, we have recently described a novel procedure for measuring oral glucose tolerance response in the adult fly and demonstrated the importance of adult IPCs in maintaining glucose homeostasis 4,5. Here, we have modified a previously described procedure for insulin injection 6 and combined it with a novel hemolymph extraction method to measure peripheral insulin sensitivity in the adult fly. Uniquely, our protocol allows direct physiological measurements of the adult fly's ability to dispose of a peripheral glucose load upon insulin injection, a methodology that makes it feasible to characterize insulin signaling mutants and potential interventions affecting glucose tolerance and insulin sensitivity in the adult fly.

Insulin Injection and Hemolymph Extraction to Measure Insulin Sensitivity in Adult Drosophila melanogaster

Conserved insulin signaling pathways found in the fruit fly Drosophila melanogaster make this organism a potential tool for modeling metabolic disorders including type II diabetes. To this end, it is critical to establish physiological assays to effectively measure systemic insulin action in peripheral glucose disposal in the adult fly.

İnsülin Enjeksiyon ve Yetişkin İnsülin Hassasiyet Tedbir hemolimf Ekstraksiyon Drosophila melanogaster</em

Conserved nutrient sensing mechanisms exist between mammal and fruit fly where peptides resembling mammalian insulin and glucagon, respectively function ...

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced physical performance and increased risk of disease. Individual aging is manifest at the population level as an increase in age-dependent mortality, which is often measured in the laboratory by observing lifespan in large cohorts of age-matched individuals. Experiments that seek to quantify the extent to which genetic or environmental manipulations impact lifespan in simple model organisms have been remarkably successful for understanding the aspects of aging that are conserved across taxa and for inspiring new strategies for extending lifespan and preventing age-associated disease in mammals.
The vinegar fly, Drosophila melanogaster, is an attractive model organism for studying the mechanisms of aging due to its relatively short lifespan, convenient husbandry, and facile genetics. However, demographic measures of aging, including age-specific survival and mortality, are extraordinarily susceptible to even minor variations in experimental design and environment, and the maintenance of strict laboratory practices for the duration of aging experiments is required. These considerations, together with the need to practice careful control of genetic background, are essential for generating robust measurements. Indeed, there are many notable controversies surrounding inference from longevity experiments in yeast, worms, flies and mice that have been traced to environmental or genetic artifacts1-4. In this protocol, we describe a set of procedures that have been optimized over many years of measuring longevity in Drosophila using laboratory vials. We also describe the use of the dLife software, which was developed by our laboratory and is available for download (<a href="http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software">http://sitemaker.umich.edu/pletcherlab/software</a>). dLife accelerates throughput and promotes good practices by incorporating optimal experimental design, simplifying fly handling and data collection, and standardizing data analysis. We will also discuss the many potential pitfalls in the design, collection, and interpretation of lifespan data, and we provide steps to avoid these dangers.

Measurement of Lifespan in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is a powerful model organism for exploring the molecular basis of longevity regulation. This protocol will discuss the steps involved in generating a reproducible, population-based measurement of longevity as well as potential pitfalls and how to avoid them.

In ömrü ölçümü<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Aging is a phenomenon that results in steady physiological deterioration in nearly all organisms in which it has been examined, leading to reduced ...

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

Bir bakımı<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Nüfus Kafes

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

Optical Cross-Sectional Muscle Area Determination of Drosophila Melanogaster Adult Indirect Flight Muscles

Muscle mass wasting, known as muscle atrophy, is a common phenotype in Drosophila models of neuromuscular diseases. We have used the indirect flight muscles (IFMs) of flies, specifically the dorso-longitudinal muscles (DLM), as the experimental subject to measure the atrophic phenotype brought about by different genetic causes. In this protocol, we describe how to embed fly thorax muscles for semi thin sectioning, how to obtain a good contrast between muscle and the surrounding tissue, and how to process optical microscope images for semiautomatic acquisition of quantifiable data and analysis. We describe three specific applications of the methodological pipeline. First, we show how the method can be applied to quantify muscle degeneration in a myotonic dystrophy fly model; second, measurement of muscle cross-sectional area can help to identify genes that either promote or prevent muscle atrophy and/or muscle degeneration; third, this protocol can be applied to determine whether a candidate compound is able to significantly modify a given atrophic phenotype induced by a disease-causing mutation or by an environmental trigger.

Optical Cross-Sectional Muscle Area Determination of Drosophila Melanogaster Adult Indirect Flight Muscles

We report a method to quantify muscle area, which is an indirect method to determine muscle mass in Drosophila adults. We demonstrate the application of our methodology by analyzing the indirect flight muscles in a Drosophila model of Myotonic Dystrophy disease.

Drosophila Melanogaster yetişkin dolaylı uçuş kaslarının optik kesitsel kas alanı belirlenmesi

Muscle mass wasting, known as muscle atrophy, is a common phenotype in Drosophila models of neuromuscular diseases. We have used the indirect flight ...

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic infections, there has been a recent increase of interest in the mechanisms of gut immunocompetence to pathogens, which require methods to orally infect flies. Here we present a protocol to orally expose individual flies to an opportunistic bacterial pathogen (Pseudomonas aeruginosa) and a natural bacterial pathogen of D. melanogaster (Pseudomonas entomophila). The goal of this protocol is to provide a robust method to expose male and female flies to these pathogens. We provide representative results showing survival phenotypes, microbe loads, and bacterial shedding, which is relevant for the study of heterogeneity in pathogen transmission. Finally, we confirm that Dcy mutants (lacking the protective peritrophic matrix in the gut epithelium) and Relish mutants (lacking a functional immune deficiency (IMD) pathway), show increased susceptibility to bacterial oral infection. This protocol, therefore, describes a robust method to infect flies using the oral route of infection, which can be extended to the study of a variety genetic and environmental sources of variation in gut infection outcomes and bacterial transmission.

Oral Bacterial Infection and Shedding in Drosophila melanogaster

This protocol describes methods to orally expose and infect the fruit fly Drosophila melanogaster with bacterial pathogens, and to measure the number of infectious bacteria shed following gut infection. We further describe the effect of immune mutants on fly survival following oral bacterial infection.

Bakteriyel enfeksiyon ve atma Drosophila melanogaster içinde sözlü

The fruit fly Drosophila melanogaster is one of the best developed model systems of infection and innate immunity. While most work has focused on systemic ...