1. Koku dilüsyonları <ol><li> En koku parafin yağı çözünür. Ancak, DMSO veya etanol aynı zamanda özellikle kokuları için alternatif çözücüler olarak kullanılabilir. Cam şişe saf koku:: Uygun dilüsyonları (v v hacmi örneğin 01:10 hacmi) hazırlayın. Çoğu koku dilüsyonları oda sıcaklığında, ancak yüksek uçucu bileşikler için, bir haftalık çalışma dilüsyonları yapmak daha iyidir. Her sensillum farklı bir konsantrasyon aralığında farklı kokular yanıt verir. Drosophila, yararlı bir look-up tablosu için 6, 7, belirli bir sensillum kullanım için uygun konsantrasyonlarda bulunabilir . Drosophila ve Anofel için: (parafin yağı v 10 -7 v) ve 1-octen-3-ol: video deneme için, biz bir çözücü kontrolü ve metil asetat gibi parafin yağı kullanın (parafin yağı v 10 -6 v) sırasıyla kayıtları. </li><li> Makas kullanarak, Pasteur pipetler içine sığacak x 5 cm şeritler 3 mm kromatografi kağıdı kesti. </li><li> Pipet 30 filtre bir kağıt şerit üzerine istenilen koku mcL ve cam pipet içine yerleştirin. Kes ~ 3 cm hava hattı hortumu ve bir bağlayıcı ile kapatarak, pipet açık ucuna takın. Konektörü, deneme sırasında koku sunmak için zamanı geldiğinde, bir hava pompası, hava borusu eklenecektir pipet mühür için kullanılır. </li></ol> 2. Koku teslimat sistemi <ol><li> Küçük bir matkap kullanarak, 10 ml plastik Serolojik pipet (4 ml işareti) kesilmiş ve kokuları içeren pipetler tutmak için kullanılır olacak iki delik (örneğin -1.5 ml ve -0.5 mL işaretleri) oluşturmak. Dikenli kuplör 200 mcL pipet sokun ve 10 ml pipet künt ucunu bağlayıcı tanıtmak. Pipet koku için dağıtım sisteminin bir parçası olarak kullanılacaktır. </li><li> Bir pipet kelepçe ile bir manyetik standı pipet takın ve mikroskop yakın pozisyon. </li></ol> 3. Bileme elektrotlar <ol><li> Elektrotlar keskinleştirmek için, 0.5 M potasyum hidroksit çözeltisi (KOH) hazırlamak ve ince parçacıklar (örneğin bir 45 mikron filtre kullanarak) kaldırmak için filtre. 20 ml şırınga alın ve duvara yakın bir iğne ucu elektrik teli içine eklenir (ucundan ~ 1 cm), (Şekil 1A). Kullanarak küçük bir delik (~ 2 mm çapında) </li><li> 0.5 M KOH ile şırınga doldurun ve uç görüş alanı (Şekil 1B, C) yerleştirilir, böylece mikroskop altında bir stand bu kelepçe. Tel doğrudan şırınga girişinin önünde olmadığından emin olmak için, şırınga duvar (Şekil 1B) üzerinde küçük bir delik içine elektrik teli takın. Bir DC güç kaynağı (örn. Yaban Heerbrugg MTR32 yöntemleri bakınız) ya da bir AC güç kaynağı (örneğin Vahşi Heerbrugg-LEP 990.018) bir kutup katot bu tel bağlayın. Mikroskop sağ tarafında manuel mikromanipülatör üzerine elektrot tutucu mili takın ve bir timsah klibi ile elektrot tutucu milinin üssünde bir elektrik kablosu takmak. DC güç kaynağı veya AC güç kaynağı (Şekil 1A), diğer kutup anot bağlayın. </li><li> (~ 5 cm uzunluğunda) tungsten tel elektrot tutucu içine yerleştirin ve manipülatör elektrot tutucu mili ekleyin. 6 V güç kaynağı ayarlayın ve süreci (Şekil 1C) sırasında mikroskop altında ucu izlemek için dikkatli olmak, bilemek için art arda şırıngaya telin ucuna takın. Kayıt için ideal bir elektrot elde etmek için 1 dakika kadar çözüm süresini% 90 yerleştirin ve yavaşça çekin. Daha sonra 30 saniye daha ince ~ sadece% 50 elektrot eklemek ve bilenmiş (~ 10 kez) Telin ucu almak için bu işlemi tekrarlayın. Elektrot ucu kadar ince olmayan kayıtları sırasında (adım 6 ve 7) dokunduğu zaman bend sensillum girmek için yeterince ince, ama gerekmektedir. Diseksiyon mikroskobu altında elektrot ucu sivriltilmiş edilirken izlerken sadece kayıt mikroskop altında yüksek büyütmede bakarak, belirli bir elektrot kayıt için uygun olup olmadığı konusunda net bir fikir verecektir kalınlığı iyi bir gösterge olmasına rağmen. </li></ol> 4. Böcek hazırlık: Drosophila anten <ol><li> Bir sinek aspiratör oluşturun. (Yaklaşık 90 - 120 cm), boynunuza rahatça asmak için yeterince uzun hava hattı boru bir parça kesin. 200 mcL pipet ucu kesin ve tüpün bir ucunu takın. Diğer ucunu, pozisyon ~ 1.5 cm x fiziksel bir bariyer oluşturur ancak tüp dışarı akan hava engellemez böylece örgü 1,5 cm parçası. Mesh arasında engelleme, tüp açma 1 ml pipet ve konumunu daha geniş bir ipucu kesin. Bu bölümü, pick up ve yetişkin sirke sinekleri (Şekil 2) işlemek için kullanılacaktır. </li><li> Bir mikroskop lamı alın ve kabaca uzun kenarı ortasında diş balmumu bir parça yer. Bu positio üstündecam kapak na biraz balmumu doğrudan mikroskop altında sirke sineği görselleştirme önleyecek en üst parçası altında olmadığından emin olmak için, yukarı doğru (~ 30) yatırılabilir. Dikey çektirmesi ile cam elektrot çekin. Ucu ikinci ve üçüncü antennal segment arasına sığacak kadar ince ve esnek, ve kayıtları için anten sabit tutmak gerekir. Mum başka bir parça cam elektrot yerleştirin ve yeteri kadar ipucu alçaltılmış olduğunda kapağı cam (Şekil 3A) köşesine ulaşır, yan kapak cam üzerine yerleştirin. </li><li> İstenen genotip erişkin sineklerin bir şişe ya da şişeden çalışarak, yetişkin sirke sineği sinek aspiratör kullanarak bir pick up. Kadınlarda genellikle büyük boyutu nedeniyle kullanılmakla birlikte, erkeklerde de kullanılabilir. Sinek kaçmasını önlemek için, 1 ml ucu üstünde 200 mcL pipet yerleştirin. Sinek 200 mcL pipet ucu sonuna doğru itilir, böylece tüpe üfleyin. Pipet ucu jiletle sinek kendisinden birkaç milimetre uzaklıkta geniş sonunu kesin, daha sonra dışarı destek sinek önlemek için bazı mum yerleştirin. Mikroskop altında, hayvan zarar vermemeye dikkat ederek, sirke sineği başkanı yakınında yine kesti. Küçük bir pipet ile, gözleri yaklaşık yarısı ucu (Şekil 3B) a&#39;ya böylece sinek kafası dışarı atmak için, balmumu itin. Bacaklarının yanı sıra gelmez, ya da kayıtları ile taşımak ve etkileşebilir bu emin olun. </li><li> Balmumu bir parça sinek Dağı başını yukarı bakacak ve kapak cam önünde slayt üzerine yerleştirin. Antenler genişletmek ve böylece cam dinlenmek, cam köşe baş hafifçe bastırın. Ikinci ve üçüncü antennal segment (Şekil 3B) arasında kılcal cam ucu indirin. </li><li> Anteni farklı bölgelerinde farklı sensilla türlerine erişim verecektir. Özellikle deneysel ihtiyaçlarına bağlı olarak, farklı sensilla türlerine erişimine izin vermek için farklı anten odaklı gerekecektir. Bizim örneğimizde olduğu gibi büyük basiconic sensilla kayıt için arista cam (Şekil 3B) aşağı doğru itilir. </li></ol> 5. Böcek hazırlık: Anofel maksiller palps <ol><li> Bir elektrikli aspiratör (Şekil 2E) kullanarak, küçük bir plastik kafesi (Şekil 2F) 40 ila 60 3-5 gün eski sivrisinek (karışık erkek ve kadın) toplamak. Sivrisinekler 25-28 bir böcek inkübatör veya insectary, yani normal şartlar altında yetiştirilen olması gerektiğini ° C% 70-80 nem. Soğuk anestezi kadar yaklaşık 15 dakika süreyle buz hayvanları ile küçük plastik kafes yerleştirin. , Hayvanların hareket durdurulduğunda, işlemleri sırasında buz üzerinde hayvanların geri kalanı tutmak, herhangi bir zamanda sahneye mikroskop altında sadece 4-6 hayvan transfer. Kadınlarda genellikle CO 2 duyarlılık nedeniyle kullanılmakla birlikte, erkeklerde de istihdam edilebilirler. Kendi anten yapısı (filament gibi kadın, erkek tüy gibi) tarafından bakarsak, kadın veya erkek sivrisinek seçin ve onları hareketsiz ince forseps ile kendi kanatları ve bacakları kaldırmak. Onları kuruttuktan önlemek için küçük bir plastik bardak, altındaki ıslak bir kağıt ile saklayın. </li><li> Merkezinde ve slayt cam kenarındaki çift taraflı bant (~ 1 cm arayla) birbirlerine paralel iki adet (~ 1 cm uzunluğunda), (Şekil 3C) koyun. Diseksiyon mikroskobu altında ince forseps kullanarak, bir sivrisinek merkezi bant yerleştirin ve yanlara doğru açın ve teyp gövdesi ve bir gözü sopa. Hem palps bant (Şekil 3B) paralel uzanan böylece maksiller palps konumunu ayarlayın. Üssünde ve palps (Şekil 3B) ucunda iki ince dizeleri (örneğin insan kılların) koyarak maksiller palps sabitleyin. Merkezi bant, her kayıt (Şekil 3C) sonra değiştirilmesi gerekir iken yan bant, ince dizeleri için bir depo olarak kullanılır. </li></ol> 6. Kayıt Drosophila melanogaster <ol><li> (Şekil 4A), düşük büyütme ve kabaca view (FOV) (Şekil 4B) alanın ortasındaki konumu anten mikroskop altında slayt yerleştirin. Yavaşça elektrot, referans elektrot, sinek ve kayıt elektrot anten yakın (Şekil 4C) göz yakınında bulunan böylece düşük. FOV (Şekil 4D) ortasında büyütme ve yeniden pozisyon anten artırın. </li><li> Anten işaret ederek, sineğin kafasına koku teslim cihaz yakın yerleştirin. </li><li> Düşük büyütme (Şekil 4C), referans elektrot sineğin göz içine yerleştirin. Yüzeyine dokunmadan anten üstüne kayıt elektrodu indirin. </li><li> Mikromanipülatör yüksek büyütme geçiş ile kayıt elektrodu kontrolü ve seçilen sensillum (Şekil 4D) yerleştirin. Sensillum uzunluğu boyunca herhangi bir noktada kayıt için iyidir. Sensillum içinde, elektrot daha uzağa itti olabilir (bazen tüm yol ile)daha iyi bir sinyal gürültü oranı elde etmek. Elektrot sensillum sonra, hücrelerin spontan aktivite tespit edilebilir. </li></ol> 7. Kayıt Anofel gambiae <ol><li> Mikroskop altında düşük büyütme (10x) ve kabaca ortasında FOV ve üst baş pozisyonu maksiller palps cam slayt yerleştirin (Şekil 4E). Palps bir kayıt elektrodu ile bir dik açı kadar sahne döndürün. </li><li> Referans elektrot sadece sivrisinek ve kayıt elektrot maksiller palps yakın göz üzerine yerleştirilmiş, böylece elektrotlar yüksekliği ayarlayın. </li><li> O kadar yakın palps mümkün böylece koku teslim cihazı yerleştirin. </li><li> Alt büyütme (10x) referans elektrot göz içine yerleştirin ve yüksek büyütme (100x) geçiş dokunaç (Şekil 4F) peg sensillum kayıt elektrodu takın. Elektrot sensillum sonra, hücrelerin spontan aktivite tespit edilebilir. </li></ol> 8. Temsilcisi sonuçları Sensillum ve kayıt kalitesine bağlı olarak, tek bir iz içinde farklı sayıda olfaktör nöronların ayırt edebilir. Drosophila melanogaster büyük basiconic sensilla, örneğin, başak genlik farklı hücreleri 2 ila 4, 9, 10 kayıt sırasında görünmelidir . Drosophila ab2 sensillum video deneyde, iki hücre, bir hücre (Şekil 5, mavi sivri) ve B hücresi (Şekil 5, yeşil sivri). Ne hücre sadece bir hücre, metil asetat 10 -6 seyreltme (Şekil 5B) yanıt ise, parafin yağı (Şekil 5A) uygulanması sırasında devreye girer . Anofel gambiae maksiller dokunaç, yivli peg sensillum üç hücreleri içerir, ancak sadece iki kolayca ayrımcılık yapılmaktadır (Şekil 5C, mavi ve yeşil sivri). Video deneyde B hücresi (Şekil 5D) 1-octen-3-ol 10 -7 seyreltme nasıl tepki vereceğini göstermektedir. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1. Elektrot kalemtıraş Elektrot kalemtıraş aparat (A) genel görünümü (B) (C) şırınga açılış yanındaki elektrot ucu yakın elektrot (sağ) netleştirmek için kullanılan 0.5 M KOH (solda). Içeren şırınga. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2. Nasıl hazırlanacağı, bir sinek aspiratör ve sivrisinek aspiratör (A) malzeme Başlangıç:... Hava hattı plastik boru, iki kesim pipet uçları, ve örgü (B) sinek aspiratör tamamlandıktan sonra sirke sinekleri yakalamak için kullanılan sonunda Detay (C) (D) Detay sinek aspiratör diğer ucunu (E) elektrik aspiratör sivrisinek toplanması için bir ana gövde ve çıkarılabilir plastik kafes oluşur. sivrisinekler için (F) çıkarılabilir plastik kafes. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig3.jpg" alt="Şekil 3" /> Şekil 3. Kayıt için bir sirke sineği (Drosophila melanogaster) ve sıtma sivrisinek (Anopheles gambiae) hazırlanması (A) sirke resmi mikroskop altında yerleştirmeden önce slayt monte uçmak (B) (C) cam kapiller yerinde tutulan anten ile sirke sineği kafa kapatın. Sivrisinek resmi üzerine monte edilmiş Slayt (D) Yakın çekim kaset üzerine yapışmasını burnumun ve palps ile sivrisinek kafa. <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig4.jpg" alt="Şekil 4" /> Şekil 4. Bir sirke sineği (Drosophila melanogaster) ve sıtma sivrisinek (Anopheles gambiae) kayıt (A) elektrofizyoloji kurulum (B) Yakın çekim sinek preparat mikroskop üzerine monte edilmiş. Sinek anten kayıt elektrodu (sol), koku dağıtım sistemi (orta pipet), ve kayıt elektrot (sağ) ilgili olarak durduğuna dikkat edin. (C) 10x hedefi altında sinek Image (D) Görüntü altında 100x amacı; kayıt için monte edilmiş bir sivrisinek-duyumsal olmayan kıllar (ok başları) arasında serpiştirilmiş büyük basiconic sensilla (oklar), (E) 10x görünümü sivrisinek dokunaç ve peg sensillum (ok) (F) Yüksek büyütme . . <img src="/files/ftp_upload/1725/1725fig5.jpg" alt="Şekil 5" /> Şekil 5. Örnekler ve Drosophila melanogaster kayıtlarıAnofel gambiae (A) Drosophila melanogaster ab2 sensillum iki duyusal nöronlar evler;. A hücresi (mavi ani) ve B hücre (yeşil sivri) (B) 10 -6 metil asetat uygulaması sırasında A ve B hücreleri (C) Bir hücre (mavi ani) ve B hücre (yeşil sivri) (D) Uygulama 10 -7 peg sensillum 1-octen-3-ol; Anofel gambiae peg sensillum iki duyusal nöronlar evler.

<ol>
	<li>Boeckh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Elektrophysiologische+Untersuchungen+an+einzelnen+Geruchsrezeptoren+auf+der+Antenne+des+TotengrAbers+(Necrophorus+Coleoptera).">Elektrophysiologische Untersuchungen an einzelnen Geruchsrezeptoren auf der Antenne des TotengrAbers (Necrophorus Coleoptera).</a> Z. Vergl. Physiol. 46, 212-248 (1962).</li><li>Schneider, D., Hecker, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zur+Elektrophysiologic+der+Antenne+des+Seidenspinners+Bombyx+mori+bei+Reizung+mit+angereicherten+Extrakten+des+Sexuallockstoffes.">Zur Elektrophysiologic der Antenne des Seidenspinners Bombyx mori bei Reizung mit angereicherten Extrakten des Sexuallockstoffes.</a> Z. Naturforschg. 11b, 121-124 (1956).</li><li>Touhara, K., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sensing+odorants+and+pheromones+with+chemosensory+receptors.">Sensing odorants and pheromones with chemosensory receptors.</a> Annu Rev Physiol. 71, 307-332 (2009).</li><li>Sato, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors+are+heteromeric+ligand-gated+ion+channels.">Insect olfactory receptors are heteromeric ligand-gated ion channels.</a> Nature. 452, 1002-1006 (2008).</li><li>Wicher, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+odorant+receptors+are+both+ligand-gated+and+cyclic-nucleotide-activated+cation+channels.">Drosophila odorant receptors are both ligand-gated and cyclic-nucleotide-activated cation channels.</a> Nature. 452, 1007-1011 (2008).</li><li>Hallem, E. A., Ho, M. G., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+basis+of+odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">The molecular basis of odor coding in the Drosophila antenna.</a> Cell. 117, 965-979 (2004).</li><li>Hallem, E. A., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coding+of+odors+by+a+receptor+repertoire.">Coding of odors by a receptor repertoire.</a> Cell. 125, 143-160 (2006).</li><li>Boeckh, J., Kaissling, K. E., Schneider, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Insect+olfactory+receptors.">Insect olfactory receptors.</a> Cold Spring Harb Symp Quant Biol. 30, 263-280 (1965).</li><li>de Bruyne, M., Foster, K., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+Drosophila+antenna.">Odor coding in the Drosophila antenna.</a> Neuron. 30, 537-552 (2001).</li><li>Lu, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odor+coding+in+the+maxillary+palp+of+the+malaria+vector+mosquito+Anopheles+gambiae.">Odor coding in the maxillary palp of the malaria vector mosquito Anopheles gambiae.</a> Curr Biol. 17, 1533-1544 (2007).</li><li>Hallem, E. A., Fox, A. N., Zwiebel, L. J., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Olfaction:+mosquito+receptor+for+human-sweat+odorant.">Olfaction: mosquito receptor for human-sweat odorant.</a> Nature. 427, 212-213 (2004).</li><li>Couto, A., Alenius, M., Dickson, B. J. M. o. l. e. c. u. l. a. r. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=anatomical,+and+functional+organization+of+the+Drosophila+olfactory+system.">anatomical, and functional organization of the Drosophila olfactory system.</a> Curr. Biol. 15, 1535-1547 (2005).</li><li>Fishilevich, E., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+and+functional+subdivision+of+the+Drosophila+antennal+lobe.">Genetic and functional subdivision of the Drosophila antennal lobe.</a> Curr Biol. 15, 1548-1553 (2005).</li></ol>

Olfaktör ipuçları yiyecek kaynakları, potansiyel arkadaşları ve yırtıcılar tanımlamak için organizmalar tarafından kullanılır. Olfaktör duyusal nöronları (OSNs), dış uyaranlara ve beynin bilgi ileri işlenmiş yüksek merkezleri arasındaki ilk aktarma merkezi. Drosophila melanogaster ve Anofel gambiae, OSNs kolayca erişilebilir ve koku ponponları tarafından uyarılır, elektriksel aktivitenin izlendiği olabilir. Tek sensillum kayıt (SSR) tekniği, y...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Paraffin oil</td>
<td>Odors</td>
<td>Fluka</td>
<td>76235</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>High purity odors (&gt;98%)</td>
<td>Odors</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Methyl acetate 
#296996 
1-octen-3-ol 
#74950 </td>
</tr>
<tr>
<td>Filter paper strips</td>
<td>Odors</td>
<td>Fisherbrand</td>
<td>05-714-1</td>
<td>Chromatography paper</td>
</tr>
<tr>
<td>Connectors</td>
<td>Odors</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06365-40</td>
<td>1/16x1/8"</td>
</tr>
<tr>
<td>Glass vials</td>
<td>Odors</td>
<td>Agilent Technologies</td>
<td>5182-0556</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Air line plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Python Products</td>
<td>500PAL</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 serological pipette</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Corning</td>
<td>4101</td>
<td>10 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Plastic tubing</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Cole-Parmer</td>
<td>EW-06418-0</td>
<td>0.050"x0.090"OD</td>
</tr>
<tr>
<td>Disposable borosilicate glass Pasteur pipettes</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>13-678-20A</td>
<td>5-3/4 inches</td>
</tr>
<tr>
<td>Programmable stimulus controller</td>
<td>Odor Delivery</td>
<td>Syntech</td>
<td>CS-55</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Anti-vibration table</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>63533</td>
<td>36&#x201D;Wx30&#x201D;Dx29&#x201D;H</td>
</tr>
<tr>
<td>Faraday cage</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>TMC</td>
<td>MI8133303</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Inverted microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>E600FN ECLIPSE</td>
<td>Recording microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>10x and 100x objectives</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>10x Plan Fluor 100x L Plan</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dissecting microscope</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Nikon</td>
<td>EZ645</td>
<td>electrode sharpening/insect prep microscope</td>
</tr>
<tr>
<td>Magnetic stands</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Newport</td>
<td>MODEL 150</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>IDAC</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>IDAC-4</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Acquisition software</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>Autospike</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>1 macromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>NARISHIGE</td>
<td>MN-151</td>
<td>Joystick manipulator 
Used for positioning reference electrode
</td>
</tr>
<tr>
<td>1 micromanipulator</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>EXFO</td>
<td>PCS-6000</td>
<td>Used for positioning recording electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>Crocodile clip</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>AL-B-12-0</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Electric cable</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Pomona</td>
<td>B-36-0</td>
<td>Test Cable Assembly</td>
</tr>
<tr>
<td>2 electrode holders</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Electrode holders (set of 2) for tungsten wire electrode</td>
</tr>
<tr>
<td>AC probe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Syntech</td>
<td>N/A</td>
<td>Universal single ended probe (10xAC)</td>
</tr>
<tr>
<td>Tungsten electrodes</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Microprobes</td>
<td>M210</td>
<td>straight tungsten rods, 0.005&#x201C;x3&#x201C;</td>
</tr>
<tr>
<td>Potassium hydroxide</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>221473</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Syringe</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>BD</td>
<td>301625</td>
<td>20 mL</td>
</tr>
<tr>
<td>Power supply</td>
<td>Electrophysiology Equipment</td>
<td>WILD HEERBRUGG 6V 40W</td>
<td>e.g MTR32</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Vertical puller</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Narishige</td>
<td>PB-7</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Razor blade</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>55411-050</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dental wax</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Patterson</td>
<td>091-1503</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Microscope slide</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-550A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cover glass</td>
<td>Insect prep</td>
<td>FisherBrand</td>
<td>12-541A</td>
<td>18X18 #1.5</td>
</tr>
<tr>
<td>Polypropylene mesh</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Small Parts inc.</td>
<td>CMP-0500-B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Glass electrode</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Frederick Haer & Co.</td>
<td>27-32-0-075</td>
<td>Capillary tubing borosilicate 1.5mm OD x 1.12mm ID x 75 mm</td>
</tr>
<tr>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
<td>Insect prep</td>
<td>3M</td>
<td>MMM6652P3436</td>
<td>Double-sided tape (3M)</td>
</tr>
<tr>
<td>Forceps</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>021x0053</td>
<td>Dumont #5 Mirror Finish Forceps</td>
</tr>
<tr>
<td>Small plastic cup</td>
<td>Insect prep</td>
<td>VWR</td>
<td>89009-662</td>
<td>7 x 5.7 (23/4 x 21/4)</td>
</tr>
<tr>
<td>Electric aspirator</td>
<td>Insect prep</td>
<td>Gempler&#x2019;s</td>
<td>RHM200</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

single sensillum recordings in the insects drosophila melanogaster and anopheles gambiae

Koku alma duygusu, gıdalar, arkadaşları, predatör ve bulmak için siteler 3 yöntemlerinin koloni böcekler için esastır . Böcek koku alma duyu nöronları (OSNs) koku alma organlarının yüzeyini kaplayan sensilla denilen duyu kılları, içine alınır. Her sensillum yüzey koku üzerinden geçmek ve belirli bir sensillum ev sahipliği OSNs duyusal dendritler banyoları sensillum lenf adı verilen bir sıvı içinde çözülür, küçük gözenekler ile kaplıdır. OSN dendritler odorant reseptör (OR) proteinleri ifade, hangi böceklerin koku-kapılı iyon kanalları 4, 5 olarak fonksiyon. OR ya artırır koku etkileşimi veya OSN bazal atış hızı azalır. Aksiyon potansiyelleri şeklinde Bu nöronal aktivitenin ilk temsili kalitesi, yoğunluğu ve odorant 6, 7 zamansal özellikleri bünyesinde barındırıyor. Bu duyu kılları kolay erişim göz önüne alındığında, referans elektrot böceğin göz ya da vücudun lenf alınırken, sensillum lenf bir kayıt elektrodu getirerek tek OSNs ekstraselüler kayıtlar yapmak mümkün. Drosophila, bir ile dört OSNs arasında sensilla ev, ama her OSN genellikle karakteristik bir başak genlik görüntüler. Spike sıralama teknikleri, bireysel OSNs spike yanıtları atamak mümkün kılmaktadır. Bu tek sensillum kayıt (SSR) tekniği sensillum lenf ve OSNs 1, 2, 8 reseptör aktivitesi tarafından üretilen elektrik ani olarak referans elektrot arasındaki potansiyel farkı izler. Odorant yanıt ani sayısı değişiklikler, böcekler içinde koku kodlama hücresel temeli temsil eder. Burada, şu anda Drosophila melanogaster ve Anofel gambiae SSR gerçekleştirmek için laboratuarda kullanılan hazırlama yöntemi tarif ve sensillum özel bir şekilde koku ile indüklenen temsilcisi izleri .

Watch this Scientific Journal Video about Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae at JoVE.com

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Koku için koku alma duyu nöronlarının elektrofizyolojik yanıtlar tek sensillum kayıtları kullanarak böcekleri ölçülebilir. Bu video makalede, sirke sineği antenler tek sensillum kayıtları nasıl gerçekleştirileceği gösterecektir (<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt;) Ve sıtma sivrisinek maksiller palps (<em&gt; Anofel gambiae</em&gt;).

Böcekler Tek Sensillum Kayıtlar Drosophila melanogaster Ve Anofel gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

single-sensillum-recordings-insects-drosophila-melanogaster-anopheles

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

25.0K Görüntüleme.  Rockefeller University. Koku için koku alma duyu nöronlarının elektrofizyolojik yanıtlar tek sensillum kayıtları kullanarak böcekleri ölçülebilir. Bu video makalede, sirke sineği antenler tek sensillum kayıtları nasıl gerçekleştirileceği gösterecektir ( Drosophila melanogaster) Ve sıtma sivrisinek maksiller palps ( Anofel gambiae).

Video: Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Tek birim In vivo</emSıçan, optik kiazma> Kayıtlar

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Nörobilim

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" (or "startle") response during the adult stage is mediated by the multi-component neuronal circuit called the Giant Fiber System (GFS). The comparative large size of the neurons, their distinctive morphology and simple connectivity make the GFS an attractive model system for studying neuronal circuitry. The GFS pathway is composed of two bilaterally symmetrical Giant Fiber (GF) interneurons whose axons descend from the brain along the midline into the thoracic ganglion via the cervical connective. In the mesothoracic neuromere (T2) of the ventral ganglia the GFs form electro-chemical synapses with 1) the large medial dendrite of the ipsilateral motorneuron (TTMn) which drives the tergotrochanteral muscle (TTM), the main extensor for the mesothoracic femur/leg, and 2) the contralateral peripherally synapsing interneuron (PSI) which in turn forms chemical (cholinergic) synapses with the motorneurons (DLMns) of the dorsal longitudinal muscles (DLMs), the wing depressors. The neuronal pathway(s) to the dorsovental muscles (DVMs), the wing elevators, has not yet been worked out (the DLMs and DVMs are known jointly as indirect flight muscles - they are not attached directly to the wings, but rather move the wings indirectly by distorting the nearby thoracic cuticle) (King and Wyman, 1980; Allen et al., 2006). The di-synaptic activation of the DLMs (via PSI) causes a small but important delay in the timing of the contraction of these muscles relative to the monosynaptic activation of TTM (~0.5 ms) allowing the TTMs to first extend the femur and propel the fly off the ground. The TTMs simultaneously stretch-activate the DLMs which in turn mutually stretch-activate the DVMs for the duration of the flight. The GF pathway can be activated either indirectly by applying a sensory (e.g."air-puff" or "lights-off") stimulus, or directly by a supra-threshold electrical stimulus to the brain (described here). In both cases, an action potential reaches the TTMs and DLMs solely via the GFs, PSIs, and TTM/DLM motoneurons, although the TTMns and DLMns do have other, as yet unidentified, sensory inputs. Measuring "latency response" (the time between the stimulation and muscle depolarization) and the "following to high frequency stimulation" (the number of successful responses to a certain number of high frequency stimuli) provides a way to reproducibly and quantitatively assess the functional status of the GFS components, including both central synapses (GF-TTMn, GF-PSI, PSI-DLMn) and the chemical (glutamatergic) neuromuscular junctions (TTMn-TTM and DLMn-DLM). It has been used to identify genes involved in central synapse formation and to assess CNS function.

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

The Giant Fiber System is a simple neuronal circuit of adult Drosophila melanogaster containing the largest neurons in the fly. We describe the protocol for monitoring synaptic transmission through this pathway by recording post synaptic potentials in dorsal longitudinal (DLM) and tergotrochanteral (TTM) muscles following direct stimulation of the Giant Fiber interneurons.

Dev Fiber Pathway Elektrofizyolojik Kayıtlar D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Içinde proprioseptörlere Görselleştirmesi<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva ve Pupa

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Merkez Sinir Sistemi Tek Hücreler Etiketleme<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Yılında Escape Davranış Optogenetic Uyarım<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such behavior is spontaneous locomotor activity. Here we describe our protocol that utilizes Drosophila population monitors and a tracking system that allows continuous monitoring of the spontaneous locomotor activity of flies for several days at a time. This method is simple, reliable, and objective and can be used to examine the effects of aging, sex, changes in caloric content of food, addition of drugs, or genetic manipulations that mimic human diseases.

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster are useful in studying genetic or environmental manipulations that affect behaviors such as spontaneous locomotor activity.&#160; Here we describe a protocol that utilizes monitors with infrared beams and data analysis software to quantify spontaneous locomotor activity.&#160;

Olarak spontan lokomotor aktivitenin belirlenmesi<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy and cheap methods to distinguish between individuals in a trial. A standard technique for this is CO2 anaesthesia and then labelling or wing clipping each fly. However, this is invasive and has been shown to affect behavior. Other techniques have used coloration to identify flies. This article presents a simple and non-invasive method for labelling Drosophila that allows them to be individually identified within experiments, using food coloring. This method is used in trials where two males compete to mate with a female. Dyeing allowed quick and easy identification. There was, however, some difference in the strength of the coloration across the three species tested. Data is presented showing the dye has a lower impact on mating behavior than CO2 in Drosophila melanogaster. The impact of CO2 anaesthesia is shown to depend on the species of Drosophila, with D. pseudoobscura and D. subobscura showing no impact, whereas D. melanogaster males had reduced mating success. The dye method presented is applicable to a wide range of experimental designs.

Dyeing Insects for Behavioral Assays: the Mating Behavior of Anesthetized Drosophila

This protocol describes a simple, cost effective way to individually identify Drosophila or other insects. Demonstration data investigating mating success across three species of Drosophila show that this method is comparable or better than the use of CO2 anaesthesia.

Davranış Tahliller için Boyama Böcekler: anestezi ve Çiftleşme Davranışı<em&gt; Drosophila</em

Mating experiments using Drosophila have contributed greatly to the understanding of sexual selection and behavior. Experiments often require simple, easy ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Sosyal Space Etkileyen Koşullar<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Arasında Mechanosensation için bir davranış tahlilinde klonlarda MARCM tabanlı<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Kullanımı Ödül arayan davranış değişiklikleri Tedbir Basit Yolu<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...