Bu çalışma (RD) bir NRSA predoctoral hibe 1F31DC012985 tarafından ve JC NIH hibe tarafından desteklenen Biz yardım derleme rakamlar için el yazması, Dr Ryan Joseph yararlı yorumlar için Dr Linnea Weiss teşekkür etmek istiyorum, ve yardımcı teknik danışmanlık için Dr Frederic Marion-Anket olacaktır. Biz de dört yorumcular yararlı yorumlar kabul etmek istiyorum.

Aşağıdaki protokol Yale Üniversitesi&#39;nin tüm hayvan bakım kurallarına uygundur. 1.. Reaktifler ve Ekipmanları Hazırlık <ol><li> Kayıt ekipman kurulumu (Şekil 1A). <ol><li fo:keep-together.within-page="always"> Sıcaklık veya nem büyük farklılıklar ücretsiz ve aynı zamanda buzdolabı ve santrifüjler gibi elektriksel ve mekanik gürültü kaynaklarından izole olan teçhizat kurulumu için bir oda seçin. <img alt="Şekil 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig1.jpg" /> Şekil 1. Kayıt teçhizat kurulumu (A) genel bakış. Stereomikroskopta (a) mikromanipülatörler ile, (b). Referans elektrot tutucu (c) headstage (d) karşısında bir platform üzerine monte edilmiş bir anti-vibrasyon platform üzerine monte edilir. Sinek hazırlanması yönelik, nemlendirilmiş hava akımı sağlayan bir çıkış, plastik boru (e) t monte edilirplatformu diye. Headstage bir PC (h) ile bağlanan, dijital kazanım sistemi (DAS) (g), bağlanan bir amplifikatör (f), bağlanır. Elektrotlar ve çıkış borusu (B) Yapılandırma:. Referans soldaki elektrot, sağda kayıt elektrot ve sinek hazırlık yönelik hava akımı çıkış borusunun <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig1highres.jpg" target="_blank">büyük resmi görebilmek için buraya tıklayın.</a> </li><li> Anti-titreşim tablo veya platformun merkezine Dağı stereomikroskopta. </li><li> Manyetik bantları kullanarak sırasıyla mikroskop sağında ve solunda, referans elektrot / böcek hazırlanması ve headstage / kayıt elektrot için mikromanipülatörler takın. </li><li> Tüp açma sinek hazırlık yere doğru işaret edilmektedir şekilde odaklı mikroskop arka, (Şekil 1B bakınız) üçüncü micromanipulator Mount çıkış plastik tüp. </li><li> At, esnek plastik boru kullanılarakkısmen su ile dolu bir vakum şişeye tako çıkış plastik boru. Sinek doğru çıkış plastik tüpü boyunca nemli bir hava akımının üretilmesi, şişe içinde su ile kabarcık havaya küçük bir akvaryum pompası bağlayın. </li><li> Doğrudan hazırlanması aşağıda beyaz kart bir kağıt parçası aracılığıyla ışığı yansıtarak hazırlık aydınlatmak için çıkışlarını yönlendirme titreşim masadan Dağı fiber optik ışık kaynağı. Işık kaynağı masanın üzerinde dinlenmek değil emin olun. Not: Bir kağıt disk üzerindeki ışık kaynağı yansıtma faydası iki yönlüdür: görselleştirmek için Sensilla kolaylaştırarak, kontrastı artırır ve doğrudan ışıktan neden olacaktır hazırlık ısınmayı önler. </li><li> Tedarikçi kılavuzuna göre, dijital kazanım sistemi (DAS) ve bir kişisel bilgisayara DAS içine tastePROBE amplifikatör takın. Ayak pedalı tetiği Tak ve çalışma altında düzenlemek. Not: Elektrikle izole duvar amplifikatör için priz ve DAS derece Desir vardıredebiliyoruz. </li><li> Elektrikle timsah klipleri ve yalıtımlı elektrik teli ve elektrik bandı uzunlukları kullanarak tabloya metal parçaları bağlayarak mikroskobu, mikromanipülatörler ve ışık kaynağı zemin. Elektriksel zemin veya güç kaynağı fişi ile topraklanır DAS, bina bağlayarak metal bir platform zemin. </li><li> Kişisel bilgisayarda tercih DAS için uygun toplama yazılımı yükleyin. Not: Dijital edinme sürücüleri PC&#39;de işletim sistemi ile uyumlu olduğundan emin olun. </li><li> Yazılım amplifikasyon (10-100x) yapılandırın, sinyal filtreleme, ve örnekleme hızı (en az 10 KHz) (tipik bir Bessel bant geçiren filtre 100 Hz-3, 000 Hz arasında ayarlanabilir). Not: tat nörondan sinyal genlikleri 0.5-2 mV aralığında genellikle, bu yüzden ekran ölçek onların görselleştirme kolaylaştırmak için ayarlanır. Not: 100 Hz filtresi dışarıdan gelen elektriksel gürültü çıkarmak için yardımcı olur, ancak sivri şeklini değiştirir ve gelişmiş başak sıralama mor yapabilirsinize zorlu. Alternatif olarak, 1 Hz filtre kullanılabilir. </li><li> İsteğe bağlı olarak, bir Faraday kafesi bütün titreşim masa etrafında kurulabilir. Bununla birlikte, küçük bir alüminyum folyo levhalar genellikle dış çevre ya da araştırmacı tarafından üretilen herhangi bir gürültü azaltmak için yeterlidir. </li></ol></li><li fo:keep-together.within-page="always"> Cam Elektrot Hazırlanması <img alt="Şekil 2," fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig2.jpg" /> Şekil 2. Referans ve kayıt elektrotlar. (A) ile, referans elektrot içine çekti cam kılcal damarların büyütme altında ve kırık (B) ucu olmadan Fotoğraf ve kayıt elektrot (C). Beyaz bar 2 mm&#39;yi temsil eder. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig2highres.jpg" target="_blank">resmi büyütmek için buraya tıklayın.</a> <ol><li> Başvuru çekinBir pipet çektirmenin aleti kullanarak bir cam kılcal elektrot. Not: pipet çektirmenin programının kesin ayarlar cihazdan cihaza değişir. Çok uzun bir kademeli konik ulaşmak için çalışın. Bununla birlikte, yeterli izin vermeyen, elektrotun konik uzunluğunun çapı ne çok ince olduğundan emin olmak, uç sinek hazırlanması (Şekil 2A ve 2B) daha önce kırılacak çünkü ucundaki gözenek boyutu önemli değildir tat nöronlara zarar veya tükürük bezleri delinebilir labellum immobilizasyonu, ne de çok büyük. </li><li> Bir pipet çektirmenin enstrüman kullanarak teli olan bir borosilikat cam kılcal kayıt elektrot çekin. Referans elektrotunun daha sığ olan bir konik ve yaklaşık olarak 10-15 um (Şekil 2C) 28 arasında bir gözenek çapına elde deneyin. </li></ol></li><li> Tat yoğunluğu arttırıcı madde çözeltiler hazırlanması <ol><li> Mübaşir-Ephrussi Ringer Solu kullanıntion (B &amp; D) referans elektrot elektrolit olarak. B ve E bir litre için, 7.5 g NaCl, 0.35 g KCI ve 0.279 g CaCl çözülür 2 ∙ ultra saf bir litre su içinde 2H 2 O. -20 ° C&#39;de küçük alikotları saklayın </li><li> Acı veya şeker GRN tepkileri ölçülecek ise, kayıt elektrot elektrolit ve tat arttırıcı çözümler için 25 çözücü olarak 30 mm trikolin sitrat solüsyonu (TCC) kullanın. Su hücrenin yanıtlar için, alternatif olarak, 1-3 mM potasyum klorür solüsyonu kullanılabilir. </li><li> Tat yoğunluğu arttırıcı madde çözüm için, toz biçiminde tat yoğunluğu arttırıcı madde uygun miktarda tartmak ve bir başlangıç ​​stok konsantrasyonu için TCC ekleyin. Test için istenen konsantrasyonu elde etmek üzere, bu ilk stoğundan seri dilüsyonları için kullanın. Not: tat yoğunluğu arttırıcı madde, su içinde kolaylıkla çözülür yoksa, örneğin etanol gibi bir solvent, başlangıç ​​stok konsantrasyonu için kullanılabilir. Uygun bir kontrol TTK çözümü ve tat yoğunluğu arttırıcı olmadan çözücüBu durumda kullanılmalıdır. </li><li> -20 ° C&#39;de saklayın tümbölenleri uzun vadeli Tat yoğunluğu arttırıcı madde ve kimyasal özelliklerine bağlı olarak, en fazla bir hafta kullanım kayıt boyunca 4 ° C &#39;de, bir tat yoğunluğu arttırıcı madde çözeltisinin bir çalışma kısım saklayın. </li></ol></li></ol> 2.. Drosophila Hazırlık <img alt="Şekil 3," fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig3.jpg" /> Şekil 3,. Kayıt için sinek hazırlanması. Sineği dorsal toraksa referans elektrotunun (A) ekleme konumu. Beyaz ok referans elektrodu gösterir. (B) referans elektrot Ara pozisyon: boyun ve kafa ile gelişmiş, hortum henüz genişletilmiş değil. (C, D) labellum iç elektrot ucu ve hortum ile son konumda bir referans elektrot uçuntamamen uzatılmış. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig3highres.jpg" target="_blank">resmi büyütmek için buraya tıklayın.</a> <ol><li> Sıcaklık ve nem kontrollü koşullar altında yetiştirilen bakımlı sinek kültürleri, kayıt için yeni eclosed sinekleri toplayın, ve kaydetmeden önce taze kültür şişeleri 5-10 gün onları yaş. </li><li> Sinek hazırlamadan önce 15-30 dakika boyunca buz üzerinde mikroskop plaka Chill. </li><li> Nazikçe Dolgu Cam referans böyle bir spinal iğne ve 1 ml şırınga olarak 0.5 mm çapında uzun, ince bir plastik iğne kullanılarak B &amp; E çözeltisi ile elektrot ve herhangi kabarcıkları dışarı dokunun. Forseps kullanarak kapalı ucu küçük bir miktar kırmak ve diseksiyon mikroskop altında gözlemleyerek, bir doku ile geriye kalan tüm kabarcıklar çekmek için kılcal eylemi kullanabilirsiniz. </li><li> Slide B &amp; hava kabarcıkları tanıtmak için özen, referans elektrot tutucu tel üzerine referans elektrodu E-doldurdu. </li><li> Aspire inşa sinek aspiratörü kullanarak, bir P200 pipet içine sinekborudan, örgü, ve pipet ucu, 30-60 saniye boyunca buz kovası ve soğuk 29 yer. </li><li> , Buz mikroskop plakasını sökün nemi silin, ve mikroskop altında pozisyon. Yavaşça mikroskop tabağa pipet uçup dokunun. Not: sinek yeterli kolayca manipüle hareketsiz olmalıdır. </li><li> Forseps diğer çifti ile toraks kararlı tutarken düşük büyütme altında, yavaşça, forseps bir çift ön ayaklarını kaldırın. Dorsal yüzü yukarı bakacak, ventral tarafta sinek yerleştirin. Not: Her zaman mekanik hasarı en aza indirmek için hazırlık sürecinde her zaman forseps ile labellum dokunmamak için dikkatli olun. </li><li> Forseps bir çift ile yerde sinek tutarken, posterior dorsal toraks ve orta hatta referans elektrodu takın. Giriş önerilen bir açı baş (Şekil 3A) yönünde yaklaşık olarak kırk beş derecedir. </li><li> Referans elektrodu sabitlemeksinek yüksek büyütmede mikroskop altında görünür olduğu şekilde modelleme kil ile e yeri. Forseps iki çift kullanarak referans elektrot tutucuya doğru sinek kaydırarak, boyun ve kafa ile cam elektrot Manevra ve açı. Not: hızlı ama düzgün çalışır; sineği hala soğuk (Şekil 3B) den hareketsiz iken bu adımı tamamlamak için daha kolaydır. </li><li> Ayrıca cam referans elektrot aşağı sinek kayarken elektrot ucu labellum içinde ve hortum tam (Şekil 3C ve 3D) genişletilmiş kadar Yavaşça, forseps bir çift burnumun uzatmak. Not: Bu sinek zarar verebilir ve / veya nöronlar tat ve kayıt kalitesini etkileyebilir gibi, hortum dokusunun herhangi bir bölümünü delinme veya referans elektrodu ile labellum kenarını gerilmek için değil dikkat edin. </li></ol> 3. Labellar Sensilla itibaren kayıt <p class="jove_content" fo:keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img alt="Şekil 4," fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51355/51355fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51355/51355fig4.jpg" /> Yüksek büyütme altında sağda temas için hizalanmış kayıt elektrot ile soldan sinek hazırlanması Şekil 4. Sinek kaydı. (A) labellum. (B) kayıt elektrot ve yüksek büyütme altında temas labellum üzerinde tek Sensillum. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51355/51355fig4highres.jpg" target="_blank">resmi büyütmek için buraya tıklayın.</a> <ol><li> Önce her zaman kayıt işlemi sırasında herhangi bir ekipman dokunmadan titreşim tablo veya platform metal yüzeye dokunarak kendinizi topraklayın! Not: O devrelerine zarar verebilir gibi Headstage statik yükü teslim etmek son derece önemlidir. </li><li> Micromanipulator Güvenli referans elektrot tutucu recordin hava masaya monte edilmişg kulesi. Yüksek büyütmede (tipik olarak en az 140x) altında mikroskop görüş alanında labellum konumu bir lob, ve nemlendirilmiş hava akımı doğrultusunda. </li><li> Nemlendirilmiş hava akımı, bilgisayar, DAS, ve amplifikatör açın. Açık kazanım yazılım. </li><li> Durulayın ve istenilen tat yoğunluğu arttırıcı cam kayıt elektrodu doldurun. <ol><li> Tüpün en az on kat ile az miktarda su çekmek için bir şırınga ve plastik boru 28 kullanılarak saf su ile cam kayıt elektrodu durulayın. </li><li> Tat yoğunluğu arttırıcı ile en az beş defa kayıt elektrodu durulayın. Yaklaşık üçte biri tat yoğunluğu arttırıcı ile yarıya kadar dolu kayıt elektrodu doldurun ve tüp kaldırmak. Hava kabarcıkları varsa, serbest ya da sadece elektrot dolum dokunun. </li><li> Hava kabarcıkları tanıtmak için değil çok hızlı ve sorunsuz headstage gümüş tel üzerine elektrot kaydırın. </li></ol></li><li> Tat yoğunluğu arttırıcı madde dolu kayıt elektrot ile tek Sensillum uyarır. <ol><li> Micromanipu kullanınilgi Sensillum ile uyumlu kayıt elektrodu getirmek lator. </li><li> Amplifikatör satın alma moduna tetiklemek için ayak pedalına basın. </li><li> Bu Sensillum ve kayıt başlar ucu ile temas edinceye kadar dikkatlice micromanipulator ince kontrol düğmesi ile kayıt elektrodu ilerlemek. </li><li> 1-2 sn sonra elektrodu sökün. </li><li> Eğer arzu edilirse, diğer Sensilla ile adım 3.5 tekrarlayın. Not: aynı Sensillum sunumlar arasında en az 1 dakika bekleyin. Zaman uzun bir süre için tek bir tat yoğunluğu arttırıcı ile kayıt varsa, tat yoğunluğu arttırıcı çözüm kuruyabilir ve ucu çözümü daha fazla konsantre olabilir. Bu hafifçe kılcal eylem tarafından sıvı küçük bir miktar kaldırmak için pürüzsüz kağıt, cam elektrot ucu temas çözülebilir. </li></ol></li><li> , Başka bir tat yoğunluğu arttırıcı yanıtlarını kaydetmek durulayın ve yeni tat yoğunluğu arttırıcı ile yük kayıt elektrot ve adım 3.4 tekrarlayın. Not: iyice tat yoğunluğu arttırıcı arasındaki elektrot durulama absÇapraz bulaşmayı önlemek için olutely önemlidir. </li><li> Tarih, genotip ve tat yoğunluğu arttırıcı olarak bilgiyi belirleme ile periyodik veri dosyaları kaydedin. Not: Bu veri analizi için oturum kayıt sırasında tat yoğunluğu arttırıcı ve her sunum Sensillum kimliğinin yazılı kaydını tutmak için önemlidir. </li></ol>

<ol>
	<li>Glendinning, J. I., Jerud, A., Reinherz, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+hungry+caterpillar:+an+analysis+of+how+carbohydrates+stimulate+feeding+in+Manduca+sexta.">The hungry caterpillar: an analysis of how carbohydrates stimulate feeding in Manduca sexta.</a> The Journal of experimental biology. 210, 3054-3067 (2007).</li><li>Yarmolinsky, D. A., Zuker, C. S., Ryba, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Common+sense+about+taste:+from+mammals+to+insects.">Common sense about taste: from mammals to insects.</a> Cell. 139, 234-244 (2009).</li><li>Thistle, R., Cameron, P., Ghorayshi, A., Dennison, L., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contact+chemoreceptors+mediate+male-male+repulsion+and+male-female+attraction+during+Drosophila+courtship.">Contact chemoreceptors mediate male-male repulsion and male-female attraction during Drosophila courtship.</a> Cell. 149, 1140-1151 (2012).</li><li>Toda, H., Zhao, X., Dickson, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Drosophila+female+aphrodisiac+pheromone+activates+ppk23(+)+sensory+neurons+to+elicit+male+courtship+behavior.">The Drosophila female aphrodisiac pheromone activates ppk23(+) sensory neurons to elicit male courtship behavior.</a> Cell reports. 1, 599-607 (2012).</li><li>Lu, B., LaMora, A., Sun, Y., Welsh, M. J., Ben-Shahar, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=ppk23-Dependent+chemosensory+functions+contribute+to+courtship+behavior+in+Drosophila+melanogaster.">ppk23-Dependent chemosensory functions contribute to courtship behavior in Drosophila melanogaster.</a> PLoS Genet. 8, e1002587 (2012).</li><li>Stocker, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+organization+of+the+chemosensory+system+in+Drosophila+melanogaster:+a+review.">The organization of the chemosensory system in Drosophila melanogaster: a review.</a> Cell and tissue research. 275, 3-26 (1994).</li><li>Hiroi, M., Marion-Poll, F., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differentiated+response+to+sugars+among+labellar+chemosensilla+in+Drosophila.">Differentiated response to sugars among labellar chemosensilla in Drosophila.</a> Zoological Science. 19, 1009-1018 (2002).</li><li>Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Molecular+and+Cellular+Basis+of+Bitter+Taste+in+Drosophila.">The Molecular and Cellular Basis of Bitter Taste in Drosophila.</a> Neuron. 69, 258-272 (2011).</li><li>Falk, R., Bleiser-Avivi, N., Atidia, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Labellar+taste+organs+of+Drosophila+melanogaster.">Labellar taste organs of Drosophila melanogaster.</a> Journal of Morphology. 150, 327-341 (1976).</li><li>Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+antagonistic+gustatory+receptor+neurons+responding+to+sweet-salty+and+bitter+taste+in+Drosophila.">Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila.</a> Journal of neurobiology. 61, 333-342 (2004).</li><li>Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Candidate+taste+receptors+in+Drosophila.">Candidate taste receptors in Drosophila.</a> Science (New York, N.Y.). 287, 1830-1834 (2000).</li><li>Cameron, P., Hiroi, M., Ngai, J., Scott, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+molecular+basis+for+water+taste+in+Drosophila.">The molecular basis for water taste in Drosophila.</a> Nature. 465, 91-95 (2010).</li><li>Croset, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ancient+protostome+origin+of+chemosensory+ionotropic+glutamate+receptors+and+the+evolution+of+insect+taste+and+olfaction.">Ancient protostome origin of chemosensory ionotropic glutamate receptors and the evolution of insect taste and olfaction.</a> PLoS Genet. 6, e1001064 (2010).</li><li>Brand, A. H., Perrimon, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+gene+expression+as+a+means+of+altering+cell+fates+and+generating+dominant+phenotypes.">Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes.</a> Development (Cambridge, England). 118, 401-415 (1993).</li><li>Parks, A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Systematic+generation+of+high-resolution+deletion+coverage+of+the+Drosophila+melanogaster+genome.">Systematic generation of high-resolution deletion coverage of the Drosophila melanogaster genome.</a> Nature genetics. 36, 288-292 (2004).</li><li>Hodgson, E. S., Lettvin, J. Y., Roeder, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiology+of+a+primary+chemoreceptor+unit.">Physiology of a primary chemoreceptor unit.</a> Science (New York, N.Y.). 122, 417-418 (1955).</li><li>Dahanukar, A., Lei, Y. T., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+Gr+genes+underlie+sugar+reception+in+Drosophila.">Two Gr genes underlie sugar reception in Drosophila.</a> Neuron. 56, 503-516 (2007).</li><li>Lee, Y., Kim, S. H., Montell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Avoiding+DEET+through+insect+gustatory+receptors.">Avoiding DEET through insect gustatory receptors.</a> Neuron. 67, 555-561 (2010).</li><li>Descoins, C., Marion-Poll, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+responses+of+gustatory+sensilla+of+Mamestra+brassicae+(Lepidoptera,+Noctuidae)+larvae+to+three+ecdysteroids:+ecdysone,+20-hydroxyecdysone+and+ponasterone.">Electrophysiological responses of gustatory sensilla of Mamestra brassicae (Lepidoptera, Noctuidae) larvae to three ecdysteroids: ecdysone, 20-hydroxyecdysone and ponasterone.</a> A. J Insect Physiol. 45, 871-876 (1999).</li><li>Glendinning, J. I., Davis, A., Ramaswamy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Contribution+of+different+taste+cells+and+signaling+pathways+to+the+discrimination+of+"bitter"+taste+stimuli+by+an+insect.">Contribution of different taste cells and signaling pathways to the discrimination of "bitter" taste stimuli by an insect.</a> The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 22, 7281-7287 (2002).</li><li>Sanford, J. L., Shields, V. D., Dickens, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gustatory+receptor+neuron+responds+to+DEET+and+other+insect+repellents+in+the+yellow-fever+mosquito,+Aedes+aegypti.">Gustatory receptor neuron responds to DEET and other insect repellents in the yellow-fever mosquito, Aedes aegypti.</a> Die Naturwissenschaften. 100, 269-273 (2013).</li><li>Merivee, E., Must, A., Milius, M., Luik, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+identification+of+the+sugar+cell+in+antennal+taste+sensilla+of+the+predatory+ground+beetle+Pterostichus+aethiops.">Electrophysiological identification of the sugar cell in antennal taste sensilla of the predatory ground beetle Pterostichus aethiops.</a> J Insect Physiol. 53, 377-384 (2007).</li><li>Popescu, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Function+and+central+projections+of+gustatory+receptor+neurons+on+the+antenna+of+the+noctuid+moth+Spodoptera+littoralis.">Function and central projections of gustatory receptor neurons on the antenna of the noctuid moth Spodoptera littoralis.</a> Journal of comparative physiology. A, Neuroethology. 199, 403-416 (2013).</li><li>Marion-Poll, F., Der Pers, J. V. a. n. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Un-filtered+recordings+from+insect+taste+sensilla.">Un-filtered recordings from insect taste sensilla.</a> Entomologia Experimentalis et Applicata. 80, 113-115 (1996).</li><li>Wieczorek, H., Wolff, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+labellar+sugar+receptor+of+Drosophila.">The labellar sugar receptor of Drosophila.</a> J. Comp. Physiol. A. Neuroethol Sens. Neural Behav. Physiol. 164, 825-834 (1989).</li><li>Morita, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Initiation+of+spike+potentials+in+contact+chemosensory+hairs+of+insects.+III.+D.C.+stimulation+and+generator+potential+of+labellar+chemoreceptor+of+calliphora.">Initiation of spike potentials in contact chemosensory hairs of insects. III. D.C. stimulation and generator potential of labellar chemoreceptor of calliphora.</a> Journal of cellular and comparative physiology. 54, 189-204 (1959).</li><li>Lacaille, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+inhibitory+sex+pheromone+tastes+bitter+for+Drosophila+males.">An inhibitory sex pheromone tastes bitter for Drosophila males.</a> PLoS One. 2, e661 (2007).</li><li>Benton, R., Dahanukar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+recording+from+Drosophila+taste+sensilla.">Electrophysiological recording from Drosophila taste sensilla.</a> Cold Spring Harbor protocols. 2011, 839-850 (2011).</li><li>Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single+sensillum+recordings+in+the+insects+Drosophila+melanogaster+and+Anopheles+gambiae.">Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae.</a> J. Vis. Exp. , e1725 (2010).</li><li>Axon Instruments. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Axon Guide for Electrophysiology &amp; Biophysics Laboratory Techniques. , (1993).</li><li>Fujishiro, N., Kijima, H., Morita, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impulse+frequency+and+action+potential+amplitude+in+labellar+chemosensory+neurones+of+Drosophila+melanogaster.">Impulse frequency and action potential amplitude in labellar chemosensory neurones of Drosophila melanogaster.</a> Journal of insect physiology. 30, 317-325 (1984).</li><li>Marion-Poll, F., Tobin, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Software+filter+for+detecting+spikes+superimposed+on+a+fluctuating+baseline.">Software filter for detecting spikes superimposed on a fluctuating baseline.</a> Journal of neuroscience. 37, 1-6 (1991).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Lansky, P., Rospars, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimation+of+the+individual+firing+frequencies+of+two+neurons+recorded+with+a+single+electrode.">Estimation of the individual firing frequencies of two neurons recorded with a single electrode.</a> Chem Senses. 28, 671-679 (2003).</li><li>Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peripheral+coding+of+bitter+taste+in+Drosophila.">Peripheral coding of bitter taste in Drosophila.</a> Journal of neurobiology. 56, 139-152 (2003).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Labellar Sensilla bağlı morfolojik organizasyonu ve anatomik farklılıklara kayıt kolaylığı değişir. Bazen bir Sensillum, herhangi bir tat yoğunluğu arttırıcı olumlu bir yanıt ortaya çıkarmak için bilinen bir tane bile yanıt vermiyor. Bu durumda sıklığı, Sensillum türüne bağlı olarak değişir. L Sensilla en tutarlı duyarlı ve nedeniyle uzunluğa erişmek için nispeten kolaydır. Genel olarak, S Sensilla sürekli duyarlı olan, ancak kısa boyu ve labellum pozisyon iyi temas zorlu hale. I p...

Tat duygusu bir böcek çözünen kimyasallar geniş bir yelpazede algılamasını sağlar ve bir besleyici maddenin kabulü önemli bir rol ya da bir zararlı veya toksik birinin reddi oynar. Tat da feromon 1-5 saptanması yoluyla, ortak seçiminde bir rol oynadığı düşünülmektedir. Bu önemli ve farklı fonksiyonları duyu sistemleri çevresel ipuçları uygun bir davranış çıkışlara çevirmek nasıl içine böcek tat alma sistemi soruşturmanın zorlayıcı bir hedef haline gelmiştir. Drosophila melanogaster tat sisteminin temel birimi tat saç veya Sensillum olduğunu. Moleküller ucu 2,6 bir gözenek yoluyla Sensillum girin. Sensilla labellum, bacak, kanat marjı ve farenks 6 bulunur. Labellum üzerine, Sensilla sayısı ve konumu streotiplenmiştir. Uzun (L), ara madde (I) ve kısa (S: Üç morfolojik uzunluğuna göre Sensilla sınıfları vardır<html> ) 7,8 Sensilla. Her iki Sensillum (I-tipi) veya dört (L-ve S-tipi) tat reseptör nöronları (GRNs) 9 ya içerir. Farklı GRNs tat uyaranlara farklı kategorilerde cevap: acı, şeker, tuz ve osmolaritesi 7,10 ve tat reseptörlerinin 8,11-13 farklı alt grupları ifade eder. Sadece I ve S-tipi Sensilla acı-duyarlı GRNs 8,10 içerir. Subesophageal ganglion (SOG) ve lezzet molekülleri ile bunların aktivasyon için GRNs Proje, davranış yanıtı 6 ile sonuçlanan, kod çözme için daha yüksek bir merkezi sinir sistemine iletilir. Nöronlar, nispeten az sayıda ve moleküler ve davranışsal analiz amenability Drosophila tat sistemi genel olarak tat sistemlerinin araştırılması için mükemmel bir model olun. Sistem genetik mutasyona veya GAL4-UAS sentezleme sistemi ile manipüle edilebildiği nispeten kolay olması, aynı zamanda, bir değerli bir araç 14,15 olarak hizmet vermektedir. Bu Sensilla labellum yüzeyinden çıkıntı için &quot;ontent&gt;, bunlar elektrofizyoloji için mükemmel bir hedef yapmak. GRNs ait ateşleme hücre dışı kayıt kullanılarak izlenebilir. Tarihsel olarak, içine yerleştirilen bir cam elektrod kullanarak yan duvar kayıt yöntemi, Sensillum nöronal aktivitenin kaydetmek için, 26 kullanılmıştır. Bununla birlikte, bu yöntem gerçekleştirmek için teknik olarak zor ve uzun her preparattan kayıt yapmak zordur. bir elektrotla nöronların tepkisini ölçer ucu kayıt yöntemi, bu eş zamanlı olarak, bir tat yoğunluğu arttırıcı maddeyi sunar, bu yana seçim 9,16 göre bir yöntem haline gelmiştir. O Drosophila melanogaster 8,10,17,18 tadı sisteminin yanı sıra diğer böcek türleri 19-23 bir dizi araştırmak için kullanılmıştır. O sahiptir büyük ölçüde telafi tarafından uç-kayıt yönteminin önemli sakıncaları biri üstesinden tastePROBE amplifikatör gelişimi ile kolaylaştırıldıGRN aksiyon potansiyelleri aşırı amplifikasyonu ya da filtre 24 olarak kaydedilmiş izin veren referans elektrot ile böcek Sensillum arasında büyük bir potansiyel farkı. Bir diğer önemli gelişme kaydederken elektrolit 25 olarak trikolin sitrat kullanımı oldu. TCC ozmolaritenin duyarlı GRN yanıtlarını bastırır ve 25 analiz etmek çok daha kolay acı ve şeker tat yoğunluğu arttırıcı tarafından oluşturulan yanıtları yapma, tuz-duyarlı GRN teşvik etmez. Burada Drosophila labellar Sensilla ucu kayıt anda Carlson laboratuvarda yapılır anlatacağız. Bu protokol, uygun bir elektrofizyoloji nasıl sinek hazırlamak için teçhizat, ve nasıl tat kayıtları gerçekleştirmek için nasıl kurulacağını anlatacağım. Bu kullanırken Biz de Drosophila Sensilla altkümelerinden yanı sıra bazı ortak sorunlar ve karşılaşılabilecek olası çözümleri kayıt sonucu elde edilen bazı temsilci veri mevcuttekniği.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="783">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:168px;">Stereo Zoom Microscope</td>
			<td style="width:187px;">Olympus&#160;</td>
			<td style="width:211px;">SZX12 DFPLFL1.6x PF eyepieces: WHN10x-H/22</td>
			<td style="width:219px;">capable of ~150x magnification with long working distance table mount stand</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Anti-vibration Table</td>
			<td style="width:187px;">Kinetic Systems</td>
			<td>BenchMate2210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Micromanipulators</td>
			<td style="width:187px;">Narishige</td>
			<td>NMN-21</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Magnetic stands</td>
			<td style="width:187px;">ENCO</td>
			<td>Model #625-0930</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Reference Electrode Holder</td>
			<td style="width:187px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:211px;">ESP/W-F10N</td>
			<td>Can be mounted on 5ml serological pipette for extended range</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">&#160;Silver Wire</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:211px;">AGW1510</td>
			<td>0.3-0.5mm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Retort Stand</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Outlet Plastic Tube</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic, 1cm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Flexible Plastic Tubing</td>
			<td style="width:187px;">Nalgene&#160;</td>
			<td>8000-0060</td>
			<td style="width:219px;">VI grade 1/4 in internal diameter&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">500 ml Conical Flask</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>generic,&#160; with side arm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Aquarium Pump</td>
			<td style="width:187px;">Aquatic Gardens</td>
			<td style="width:211px;">Airpump 2000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Fiber Optic Light Source</td>
			<td style="width:187px;">Dolan-Jenner Industries</td>
			<td>Fiber-Lite 2100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">White Card/Paper</td>
			<td style="width:187px;">Whatman</td>
			<td style="width:211px;">1001-110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Digital Acquisition System</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">IDAC-4</td>
			<td>Alternative: National Instruments NI-6251 &#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Headstage</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">DTP-1</td>
			<td>Tasteprobe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Tasteprobe Amplifier</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">DTP-1</td>
			<td>Tasteprobe</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Alligator Clips</td>
			<td style="width:187px;">Grainger</td>
			<td style="width:211px;">1XWN7</td>
			<td>Any brand is fine</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Insulated Electrical Wire</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Gold Connector Pins</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td align="right" style="width:211px;">5482</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Personal Computer</td>
			<td style="width:187px;">Dell&#160;</td>
			<td style="width:211px;">Vostro</td>
			<td>Check for compatibility with digital acquisition system and software</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Acquisition Software</td>
			<td style="width:187px;">Syntech</td>
			<td style="width:211px;">Autospike</td>
			<td>Autospike works with IDAC-4; alternatively, use Labview with NI-6251</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Aluminum Foil and/or Faraday Cage</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Electro-magnetic noise shielding</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Borosilicate Glass Capillaries</td>
			<td style="width:187px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:211px;">1B100F-4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Pipette Puller</td>
			<td style="width:187px;">Sutter Instrument Company</td>
			<td style="width:211px;">Model P-87 Flaming/Brown Micropipette Puller</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Beadle and Ephrussi Ringer Solution</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>See recipe in protocol section</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Tricholine citrate, 65%&#160;</td>
			<td style="width:187px;">Sigma</td>
			<td style="width:211px;">T0252-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;"></td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Stereo Microscope</td>
			<td style="width:187px;">Olympus</td>
			<td style="width:211px;">VMZ 1x-4x</td>
			<td style="width:219px;">Capable of 10x-40x magnification</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Ice Bucket</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">p200 Pipette Tips</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Spinal Needle</td>
			<td style="width:187px;">Terumo</td>
			<td style="width:211px;">SN*2590</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">1ml Syringe</td>
			<td style="width:187px;">Beckton-Dickenson</td>
			<td align="right" style="width:211px;">301025</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Fly Aspirator</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Assembled from P1000 pipette tips, flexible plastic tubing, and mesh</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Modeling Clay</td>
			<td style="width:187px;"></td>
			<td style="width:211px;"></td>
			<td>Generic</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:168px;">Forceps</td>
			<td style="width:187px;">Fine Science Tools By Dumont</td>
			<td style="width:211px;">11252-00</td>
			<td>#5SF (super-fine tips)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">10ml Syringe&#160;</td>
			<td style="width:187px;">Beckton-Dickinson</td>
			<td align="right" style="width:211px;">301029</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:168px;">Plastic Tubing</td>
			<td style="width:187px;">Tygon</td>
			<td style="width:211px;">R-3603</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

electrophysiological recording from drosophila labellar taste sensilla

Böceklerin çevresel tat tepkisi güçlü elektrofizyolojik teknikler ile araştırılabilir. Burada anlatılan yöntem olup, araştırmacı böcek sinir sisteminin ortamında tat uyaranlara aldığı duyusal giriş yansıtan doğrudan ve kantitatif tat tepkilerini ölçmek için izin verir. Bu protokol, bu tekniği yerine getiren bütün önemli adımlar sıralanıyor. Bu tür gerekli ekipman ve kayıt için uygun bir ortam seçimi gibi bir elektrofizyoloji teçhizat, montaj kritik adımlar, çizilir. Biz de uygun başvuru ve kayıt elektrotları yaparak kayıt için nasıl hazırlanacağını tarif ve tat arttırıcı çözümleri. Ayrıntılı olarak proboscis hareketsiz kılmak için anında bir cam referans elektrotunun sokulması ile böcek hazırlanması için kullanılan bir yöntem tarif eder. Bir şeker ve acı bir bileşiğe karşılık olarak tat nöronların ateş elektrik darbeleri izlerini gösterir. Protokolün Yönleri t vardırechnically zorlu ve biz böyle sinyal veya sistemde aşırı gürültü olmaması ve olası çözümler olarak karşılaşılabilecek bazı ortak teknik zorluklar, geniş bir açıklama içerir. Tekniği gibi, geçici karmaşık uyaranlara teslim teslim uyaran hemen öncesinde ateş arka plan gözlemlemek, ya da uygun suda çözünmeyen tat bileşikleri kullanmak için yetersizlik olarak sınırlamaları vardır. Bu kısıtlamalara rağmen, (protokol başvurulan minör varyasyonlar dahil), bu teknik, bileşikler tat Drosophila nöron yanıtları kaydetmek için genel olarak kabul edilen prosedür bir standarttır.

Şekil 5A, bir şeker, sakaroz bir L Sensillum tepkisini gösterir. Aynı Sensillum acı bir bileşiğine cevap vermez, berberin. Şekil 5B, bir acı duyarlı nöron ihtiva eden bir I tipi Sensillum, berberin yanıt olarak büyük genlik sivri ve sakaroz tepki olarak daha küçük bir amplitüd sivri görüntüler gösterir. I TCC esasen hiçbir karşılık vermez (Şekil 5) göstermek Sensilla ise L, çözücü kontrol, TCC için minimal arka plan yanıt görüntüleme...

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla at JoVE.com

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

Bu protokol Drosophila labellar tat nöronlar tarafından ateş aksiyon potansiyel yanıtları hücre dışı kayıt açıklar.

Elektrofizyolojik Kayıt<em&gt; Drosophila</em&gt; Labellar Sensilla Taste

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

electrophysiological-recording-from-drosophila-labellar-taste-sensilla

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

16.2K Görüntüleme.  Yale University.  Bu protokol Drosophila labellar tat nöronlar tarafından ateş aksiyon potansiyel yanıtları hücre dışı kayıt açıklar. 

Video: Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

Larva Zebra balığı olarak önbeyin Elektrofizyolojik Kaydı

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Nörobilim

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

Much information about the coupling of presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained from invertebrate preparations, most notably the squid giant synapse1. However, except for the preparation described here, few vertebrate preparations exist in which it is possible to make simultaneous measurements of neurotransmitter release and presynaptic ionic currents. Embryonic Xenopus motoneurons and muscle cells can be grown together in simple culture medium at room temperature; they will form functional synapses within twelve to twenty-four hours, and can be used to study nerve and muscle cell development and synaptic interactions for several days (until overgrowth occurs). Some advantages of these co-cultures over other vertebrate preparations include the simplicity of preparation, the ability to maintain the cultures and work at room temperature, and the ready accessibility of the synapses formed2-4. The preparation has been used widely to study the biophysical properties of presynaptic ion channels and the regulation of transmitter release5-8. In addition, the preparation has lent itself to other uses including the study of neurite outgrowth and synaptogenesis9-12, molecular mechanisms of neurotransmitter release13-15, the role of diffusible messengers in neuromodulation16,17, and in vitro synaptic plasticity18-19.

Simultaneous Pre- and Post-synaptic Electrophysiological Recording from Xenopus Nerve-muscle Co-cultures

This video demonstrates the procedures used to grow primary cultures of embryonic Xenopus nerve and muscle cells and the usefulness of this preparation for making simultaneous pre- and post-synaptic patch clamp recordings.

Eşzamanlı Öncesi ve Sonrası-sinaptik Elektrofizyolojik Recording<em&gt; Xenopus</em&gt; Sinir-kas Co-kültürlerin

Much information about the coupling of  presynaptic ionic currents with the release of neurotransmitter has been obtained  from invertebrate preparations, ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Eşzamanlı Elektrofizyolojik Kayıt ve Suprakiazmatik Nucleus Nöronlar Kalsiyum Görüntüleme

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Sağlam Yetişkin Zebra balığı Beyin Elektrofizyolojik Kayıt

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

Recording Hücre içi Gerilim Yanıtları için Elektrofizyolojik Yöntem<em&gt; Drosophila</em&gt; Işık Uyaranların için Fotoreseptörler ve internöronlar<em&gt; İn Vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

Yetişkin için tat Tercihi Testi<em&gt; Drosophila</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, enabling the use of D. melanogaster molecular genetics to study inositol-lipid signaling and Transient Receptor Potential (TRP) channels at the single-molecule level. A handful of labs have mastered this powerful technique, which enables the analysis of the physiological responses to light under highly controlled conditions. This technique allows control over the intracellular and extracellular media; the membrane voltage; and the fast application of pharmacological compounds, such as a variety of ionic or pH indicators, to the intra- and extracellular media. With an exceptionally high signal-to-noise ratio, this method enables the measurement of dark spontaneous and light-induced unitary currents (i.e.&#160;spontaneous and quantum bumps) and macroscopic Light-induced Currents (LIC) from single D. melanogaster photoreceptors. This protocol outlines, in great detail, all the key steps necessary to perform this technique, which includes both electrophysiological and optical recordings. The fly retina dissection procedure for the attainment of intact and viable ex vivo isolated ommatidia in the bath chamber is described. The equipment needed to perform whole-cell and fluorescence imaging measurements are also detailed. Finally, the pitfalls in using this delicate preparation during extended experiments are explained.

Electrophysiological Method for Whole-cell Voltage Clamp Recordings from Drosophila Photoreceptors

Whole-cell recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors enable the measurement of spontaneous dark bumps, quantum bumps, macroscopic responses to light, and current-voltage relationships under various conditions. In combination with D. melanogaster genetic manipulation tools, this method enables the study of the ubiquitous inositol-lipid signaling pathway and its target, the TRP channel.

Tam Hücreli Gerilim Kelepçesi Kayıtları için Elektrofizyolojik Yöntem<em&gt; Drosophila</emPhotoreceptors

Whole-cell voltage clamp recordings from Drosophila melanogaster photoreceptors have revolutionized the field of invertebrate visual transduction, ...

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, oviposition, and mating. Myriad chemicals of varying volatilities have been identified as natural odorants that activate insect Olfactory Receptor Neurons (ORNs). However, studying the olfactory responses to low-volatility odorants has been hampered by an inability to effectively present such stimuli using conventional odor-delivery methods. Here, we describe a procedure that permits the effective presentation of low-volatility odorants for in vivo Single-Sensillum Recording (SSR). By minimizing the distance between the odor source and the target tissue, this method allows for the application of biologically salient but hitherto inaccessible odorants, including palmitoleic acid, a stimulatory pheromone with a demonstrated effect on ORNs involved in courtship and mating behavior1. Our procedure thus affords a new avenue to assay a host of low-volatility odorants for the study of insect olfaction and pheromone communication.

Electrophysiological Recording from Drosophila Trichoid Sensilla in Response to Odorants of Low Volatility

The overall goal of this protocol is to demonstrate how to present odorants of low volatility for single-sensillum recording from Drosophila olfactory receptor neurons that respond to long-chain cuticular pheromones.

Elektrofizyolojik Kayıt<em&gt; Drosophila</em&gt; Düşük Volatilite Kokularına Karşı Trikoid Sensilla

Insects rely on their sense of smell to guide a wide range of behaviors that are critical for their survival, such as food-seeking, predator avoidance, ...

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar Drosophila Melanogaster

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield deleterious consequences, yet the current methods for recording nervous system activity of an individual animal is costly and laborious. This suction electrode preparation of the third-instar larval central nervous system of Drosophila melanogaster, is a tractable system for testing the physiological effects of neuroactive agents, determining the physiological role of various neural pathways to CNS activity, as well as the influence of genetic mutations to neural function. This ex vivo preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of insect neuronal activity. A wide variety of chemical modulators, including peptides, can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline to measure the influence on the CNS activity. Further, genetic technologies, such as the GAL4/UAS system, can be applied independently or in tandem with pharmacological agents to determine the role of specific ion channels, transporters, or receptors to arthropod CNS function. In this context, the assays described herein are of significant interest to insecticide toxicologists, insect physiologists, and developmental biologists for which D. melanogaster is an established model organism. The goal of this protocol is to describe an electrophysiological method to enable the measurement of electrogenesis of the central nervous system in the model insect, Drosophila melanogaster, which is useful for testing a diversity of scientific hypotheses.

Electrophysiological Recording of The Central Nervous System Activity of Third-Instar  Drosophila Melanogaster

This protocol describes a method to record the descending electrical activity of the Drosophila melanogaster central nervous system to enable the cost-efficient and convenient testing of pharmacological agents, genetic mutations of neural proteins, and/or the role of unexplored physiological pathways.

Üçüncü-biçim Drosophila Melanogaster merkezi sinir sisteminin etkinliğinin elektrofizyolojik kayıt

The majority of the currently available insecticides target the nervous system and genetic mutations of invertebrate neural proteins oftentimes yield ...

Electrophysiological Methods for Measuring Photopigment Levels in Drosophila Photoreceptors

The Drosophila G-protein-coupled photopigment rhodopsin (R) is composed of a protein (opsin) and a chromophore. The activation process of rhodopsin is initiated by photon absorption-inducing isomerization of the chromophore, promoting conformational changes of the opsin and resulting in a second dark-stable photopigment state (metarhodopsin, M). Investigation of this bi-stable photopigment using random mutagenesis requires simple and robust methods for screening mutant flies. Therefore, several methods for measuring reductions in functional photopigment levels have been designed. One such method exploits the charge displacements within the photopigment following photon absorption and the huge amounts of photopigment molecules expressed in the photoreceptors. This electrical signal, named the early receptor potential (or early receptor current), is measured by a variety of electrophysiological methods (e.g., electroretinogram and whole-cell recordings) and is linearly proportional to functional photopigment levels. The advantages of this method are the high signal-to-noise ratio, direct linear measurement of photopigment levels, and independence of phototransduction mechanisms downstream to rhodopsin or metarhodopsin activation. An additional electrophysiological method called prolonged depolarizing afterpotential (PDA) exploits the bi-stability of Drosophila photopigment and the absorption-spectral differences of fly R and M pigment states. The PDA is induced by intense blue light, converting saturating amounts of rhodopsin to metarhodopsin, resulting in the failure of light-response termination for an extended time in darkness, but it can be terminated by metarhodopsin to rhodopsin conversion using intense orange light. Since the PDA is a robust signal that requires massive photopigment conversion, even small defects in the biogenesis of the photopigment lead to readily detected abnormal PDA. Indeed, defective PDA mutants led to the identification of novel signaling proteins important for phototransduction.

Electrophysiological Methods for Measuring Photopigment Levels in Drosophila Photoreceptors

We present a protocol to electrophysiologically characterize bi-stable photopigments: (i) exploiting the charge displacements within the photopigment molecules following photon-absorption and their huge amount in the photoreceptors, and (ii) exploiting the absorption-spectra differences of rhodopsin and metarhodopsin photopigment states. These protocols are useful to screen for mutations affecting bi-stable photopigment systems.&#160;

Drosophila Fotoreseptörlerinde Fotopigment Düzeylerini Ölçmek için Elektrofizyolojik Yöntemler

The Drosophila G-protein-coupled photopigment rhodopsin (R) is composed of a protein (opsin) and a chromophore. The activation process of rhodopsin is ...