Bu çalışma, Wellcome Trust hibe LP tarafından desteklenen

1. Ekipman ve Malzeme <ol><li> Bu deneyler, bir uyarıcıdır bir uyarıcı izolasyon ünitesi, iki mikroelektrot amplifikatörler, bir veri toplama sistemi ve toplama bir bilgisayar yazılımı ile oluşan bir standart elektrofizyoloji kurulum kullanın. Ek donanım, Faraday kafesi, bir patlama standında bir stereomikroskopta, bir titreşim izolasyonu tablo, bir ışık kaynağı ve bir kayıt platformu içerir. </li><li> Beş mikromanipülatörler kullanılır. İki mikromanipülatörler, diğer üç mikromanipülatörler sadece iki uyarımı elektrot ve toprak elektrot yerleştirmek için brüt kontrolleri gerektirir kayıt elektrotları konumlandırma için ince kontrolleri gerektirir. DLM kayıt elektrodu için mikromanipülatör hazırlık sonunda kuyruk yerleştirilir (deneyci sol) ve TTM kayıt elektrodu için mikromanipülatör hazırlık deneyci ve yan (biraz deneyci sol) arasına yerleştirilir. Simülasyon elektrotlar yapacak iki mikromanipülatörler hazırlık başkanı (sağ deneyci) yerleştirilir. Toprak elektrot için mikromanipülatör hazırlık uzak tarafında yer alır </li><li> M 40-60 dirençler cam kayıt Mikroelektronlar çekin ve balmumu tarafından desteklenen bir tabak içinde düz olarak saklayın. Stimülasyonu için, elektrolitik (NaOH) bilenmiş iki tungsten elektrot kullanılır. Bir tungsten tel, ya da üçüncü bir elektrolitik fabrikasyon elektrot bir zemin olarak kullanılır. Uyarıcı ve toprak elektrotları ve mikromanipülatörler bağlı hazırlanan deneysel oturumu başlamadan önce oturumun süresi için değiştirilmesi gerekmez. </li></ol> 2. D. Hazırlama melanogaster <ol><li> Donatım ayarlandıktan sonra, sineklerin hazırlamak için zaman. Buz soğutma veya CO 2 ile sinek anestezisi. CO 2 kullanılması durumunda, daha sonra gaz etkilerini deney başlamadan önce eskitmek için yeterli zaman (20mins hakkında) izin. </li><li> Forseps, yaklaşık 45 ° açıyla eğimli yumuşak balmumu bir platform içeren bir çanak bacaklarını hafifçe sineklerin aktarmak için kullanın. (Ama yakın) kayıt cihazları önümüzdeki dört adım uzakta bir diseksiyon mikroskop altında yapılır. </li><li> Bir sonraki adım, balmumu sinek güvence altına alınmasıdır. Yamacında ön bakan yukarı aşağı Orient sinek ventral tarafında. Bir çift güzel forseps kullanarak, çift, bacaklar dışa doğru genişletmek ve balmumu içine itmek. </li><li> Dorsal longitudinal kas, ya da DLM, ve tergotrochanteral kas, veya TTM: kaydedilecek kaslar yer hakkında bilgi edinin. DLMS subkütiküler eki siteleri göğüs orta hat ve anterior dorsal kıllar (ya da setanın) arasındaki bölge ile karşılık gelir. TTM ek siteler arka ve ön supra-alar kıllar dorsal bulunmaktadır. Kanatları, DSB veya TTM lifleri erişim engel kanatları dışa doğru tutun ve &#39;yapıştırıcı&#39; balmumu olmaz ki emin olun. </li><li> Güzel bir çift forseps kullanarak, burnumun dışa dikkatle çekin ve güvenli balmumu içine çeker. Bu, probosis yumuşak ve kolay baş geri kalanından kopuk olduğundan biraz pratik gerektiren bir kritik bir adımdır. Eğer bu gerçekleşirse, sinek atmak ve baştan başlayın. Gözüyle uyarıcı elektrotlar takarken bu şekilde baş güvenli takdirde sorunlara yol açar. </li></ol> 3. Elektrotlar yerleştirilmesi <ol><li> Sinek balmumu demirlemiş sonra, Faraday kafesi içinde bulunan stereomikroskop altında ekli sinek çanak aktarın. Orient yana uçan sinek deneyci sağ kafa ile. </li><li> Bir sonraki adım, elektrotlar eklemek için. Zemin ve uyarıcı elektrotlar mikroskop ile bakmadan eklenebilir. İyi kayıtları kesin Impalement güveniyor, mikromanipülatörler işleme uygulamaya iyi bir fikirdir. Elektrotlar yardımı ile uygun yerleştirilmesi ve sonraki kayıtları kolaylaştırmak için mikromanipülatörler ekleme siteleri yakın getirin. </li><li> Mikromanipülatör ayar çarkları kullanarak karın arka ucunu toprak elektrot indirin. Beyindeki bilenmiş tungsten uyarıcı elektrotlar yerleştirmek için, sadece bir sineğin gözleri dokunur, böylece bir elektrot ucu konumuna mikromanipülatör kullanın. Diğer iki elektrot sadece her bir gözün dış dokunmadan bu nedenle de aynı işlemi yapın. Sonra elektrotlar itmek, sırayla, her bir göz ile baş kapsülü (yaklaşık 2-3mm) arkasında yer alan elektrot uçları beyne ulaşmasına. </li><li> Doğru yerleştirilen elektrotlar Dev Fiber sistemi aktive eder. Uyarıcı elektrotlar doğru yerleştirildiğinden olduğunu test etmek için, 30-60 (0.03 ms) kısa bir uyarıcıyı uygulamayaV uyarıcı elektrotlar, kanat ve uçuş / bacak kas seyirmesi hareketi göz arasında &#39; </li><li> Bir sonraki adım, Hamilton veya ısı çekti plastik şırınga kullanarak 3M KCl ile cam Mikroelektronlar geri dolgu ve ince kontrol mikromanipülatörler içine yerleştirin. Düzgün yerleştirildiğini Mikroelektronlar deneyler birkaç tur için kullanılabilir. </li><li> Ilk kayıt elektrodu DLM lif eklenecektir. Bilateral simetrik iki DLMS vardır; her biri altı ayrı kas lifleri oluşmaktadır. Altı lifleri herhangi kayıtları yapılır, ancak en sık kullanılan DLM lifleri torasik manikür dorsal tarafında yoluyla iyi erişilebilirlik nedeniyle 45a ve 45b ve aynı motorneuron hem lifleri innerve olduğu gerçeği . </li><li> En uzak tarafında mikromanipülatör kullanarak, DLM fiber 45a veya b. bir kayıt elektrodu eklemek Platformunun eğimi DLM elektrot penetrasyon yardımcıları ~ 60-90 ° açı, dorsal manikür girmek için izin verir. Osiloskop modunda yazılımı kullanın ve göğüs kafesi içine kayıt elektrotları eklerken bilgisayar monitörü bakmak. Temel elektrot bir kas girdiğinde yakın sıfır veya negatif bir değere düşecektir. Kas yanıtı gözlemlemek olmadığını görmek için tek bir uyaran ile test. </li><li> Size en yakın TTM diğer kayıt elektrodu takın. Bu elektrot, önünüzde kas eki sitenin konumu nedeniyle, yanal eklenir. Yine monitör izleme elektrot kas olduğunu gösterir bu kez tek bir uyarıcı ve test yaparken gözlemliyoruz. </li></ol> 4. Uyarılma ve Kayıt <ol><li> Artık beyin ve kayıt yanıtları bacak ve uçuş kasları uyarıcı başlamak için hazırız. (Bilgisayar monitörü görüldüğü gibi, yani bir kas seğirme ve kas hücre depolarizasyon) bir yanıt gözlemlemek kadar 30 V ve 60 V artan uyarıcı elektrotlar arasında kısa bir uyaran (0.03 ms) uygulayın. Deney kalanı için, yanıt eşiğinin üzerinde gerilim 5-10 V ayarlayın. </li><li> Cevap gecikmesi ölçmek için, her bir uyaran arasında 5 saniyelik bir dinlenme süresi en az 5 tek uyaranlara verir. </li><li> Farklı hızlarda uyaranların trenler &quot;aşağıdaki frekans&quot; belirleyin. Genellikle 10 trenler 10 uyaranlara 200Hz (her uyaran arasındaki 5ms) ve 300Hz (3ms arasında her uyaran) 100Hz (her uyaran arasındaki 10ms) verilmiştir. Uyaranların her tren arasında 2 saniyelik bir dinlenme süresi izin verin. </li></ol> 5. Sonuçlar: Dev Fiber Pathway ardından Tepkisi Gecikme ve Frekans <ol><li> Yanıt gecikme beyin uyarımı ve kas depolarizasyon arasındaki zaman. Bu rakam tek bir uyarana yanıt latans DLM ve TTM karşılaştırır. Gecikme, 0.7 ve 1.2 ms GF-TTM yolun ve GF-DLM yol için 1.3 ve 1.7 ms arasında arasında sağlıklı bir hazırlık ve uygun kayıt tekniği göstermektedir. Gecikmeleri genotip, genetik arka plan, sıcaklık ve yaşa göre değişir. Şekil 1 (A ve B). Temsilcisi beyne uygulanan tek bir uyarıcı TTMs ve DLMS kaydedilen tepkiler gösteren izler. </li><li> Burada gösterildiği gibi, TTM kayıtları genlik ve büyük DLM liflerinden göre postsinaptik potansiyel (PSP) şekil açısından daha fazla değişkenlik göstermektedir; bu artan değişkenlik TTM kas lifleri küçük boyutu nedeniyle. Ancak, bu değişkenliği, Dev Fiber-to-TTM yolun yanıt latans değerleri etkiler değildir. Şekil 1 (C ve D) daha fazla &#39;tepki gecikme&#39; TTM ve DLM hem de 4 ayrı sinekler izler. Not PSP şeklinde TTM izleri sergi değişkenlik ama cevap gecikmesi etkilenmez. DLM için PSP şekli daha az değişkenlik yoktur. <img src="/files/ftp_upload/2412/2412fig1.jpg" alt="Şekil 1 A-D" /> </li><li> Her stimülasyon frekansta DLM ve TTM yollar hem de başarılı yanıtlar (10) oranı hesaplanarak, 100 Hz, 200 Hz ve 300 Hz &quot;aşağıdaki frekans&quot; karşılaştırın. 100 Hz, hem TTM ve DLM uyaranlara 01:01 izleyin. Iki internöronlar arasında aracılık kimyasal sinaps uyaranlar arasında kurtarmak için yeterli zaman olmadığı için, yukarıda stimülasyon frekansları 100 Hz DLM yanıtları hataları göstermeye başlar. TTM tepkiler, ancak, 1:1 300Hz ötesinde bile uyaranlara kalır. Şekil 2 &quot;aşağıdaki frekans&quot; kayıtları gösteren Temsilcisi izleri. 100Hz, her iki TTMs ve DLMS Tüm 10 (solda) uyaranlara yanıt verir. 200Hz, DLM yanıtlar (yıldız) başarısız başlar. <img src="/files/ftp_upload/2412/2412fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> </li></ol>6. Temsilcisi Sonuçlar Vahşi tip kısa gecikmeli yanıtlar (uyarılan elektrotlar duyu reseptörleri atlayarak doğrudan GF devre tetikleme, gözler yerleştirilir) GF-TTM yol için 0.7 ve 1.2 ms arasında genotip, genetik arka plan, sıcaklık ve yaş ve aralık bağlıdır and1.7 GF-DLM yolak 1.3 ms (Tanouye ve Wyman, 1980; Thomas ve Wyman, 1984; Engel ve Wu, 1992; Allen ve Murphey, 2007; Phelan ve ark, 2008; Augustin ve ark, yayınlanmamış.) . Bu çok kısa TTM gecikme monosinaptik yol ve uzun DLM gecikme sağlam GF-TTMN elektrokimyasal sinaps nedeniyle yolun disynaptic doğanın yanı sıra bir kimyasal sinaps (PSI DLMn) varlığı nedeniyle oluşur. Orta ve uzun gecikmeli tepkiler GF afferentlerin aktivasyonu ve daha düşük bir yoğunluğu stimülasyon kullanarak ya da görsel (&quot;ışık-off&quot;) sinyal sağlayarak elde edilir (&gt; 3 ms) sonucu. 100Hz TTM ve DLM uyaranlara 01:01 takip etmelidir. 100Hz şeyden DLM yanıtları PSI ve DLMns arasındaki kimyasal sinaps dışında 10ms az uyaranlara arasında kurtarmak için yeterli zamana sahip değildir hatalarını göstermeye başlayacaktır. Ancak, TTM tepkiler bile 300Hz (Engel ve Wu, 1992; Allen ve ark, 2007; Martinez ve ark, 2007 Tanouye ve Wyman, 1980) ötesinde uyaranlara 1:1 kalacaktır. GF-DLM şube tepkisiz bir Drosophila gap junction kanal kodlama (&quot;innexin&quot;) shakB genindeki mutasyonlar, GF-TTM yolak (~ 1.5 ms) tepki gecikme önemli ölçüde artış (Allen ve Murphey, 2007; Phelan ve ark, 2008). Mutant yanıt kesintiye nöromüsküler iletim nedeniyle gecikmeli etkisi olduğunu gösteren, torasik ganglionlar doğrudan uyararak restore edilebilir. Yüksek frekanslı stimülasyon takip yeteneği de vahşi tip GF-DLM ve GF-TTM yollar genellikle sırasıyla 100 Hz ve 300 Hz, 1:1 oranına sahip 10 uyaranlara takip edebiliyoruz uçar göre bu mutant bozulur. Bu frekansları sözleşme kasları sürekli uçuş (3-10 Hz) (Hummon ve Costello, 1989) sırasında alınan normal stimülasyon frekansları oldukça üstünde olduğunu not etmek önemlidir. GFS çıkışları istikrarı tanımlamak için kullanılan bir başka parametre &quot;refrakter dönem&quot;, ya da hala kas iki cevap üretir ikiz uyaran bakliyat arasındaki minimum süre. Refrakter TTMs ve DLMS için 7-15 ms ms 1-4 arasında değişir. DLMS için nispeten uzun bir refrakter dönem nispeten PSI DLMn kavşağı (Tanouye ve Wyman, 1980 kimyasal sinaps labil nedeniyle; Gorczyca ve Hall, 1984; Engel ve Wu, 1992; Banerjee ve ark, 2004; Allen ve Godenschwege 2010).

<ol>
	<li>Allen, M. J., Godenschwege, T., Zhang, B., Freeman, M. R., Wadde, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+Recordings+from+the+Drosophila+Giant+Fiber+System.">Electrophysiological Recordings from the Drosophila Giant Fiber System.</a> Drosophila Neurobiology: A Laboratory Manual. , (2010).</li><li>Allen, M. J., Godenschwege, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Making+an+escape:+development+and+function+of+the+Drosophila+giant+fibre+system.">Making an escape: development and function of the Drosophila giant fibre system.</a> Semin Cell Dev Biol. 17, 31-41 (2006).</li><li>Allen, M. J., Murphey, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+chemical+component+of+the+mixed+GF-TTMn+synapse+in+Drosophila+melanogaster+uses+acetylcholine+as+its+neurotransmitter.">The chemical component of the mixed GF-TTMn synapse in Drosophila melanogaster uses acetylcholine as its neurotransmitter.</a> Eur J Neurosci. 26, 439-445 (2007).</li><li>Banerjee, S., Lee, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Loss+of+flight+and+associated+neuronal+rhythmicity+in+inositol+1,4,5-trisphosphate+receptor+mutants+of+Drosophila.">Loss of flight and associated neuronal rhythmicity in inositol 1,4,5-trisphosphate receptor mutants of Drosophila.</a> J Neurosci. 24, 7869-7878 (2004).</li><li>Engel, J. E., Wu, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interactions+of+membrane+excitability+mutations+affecting+potassium+and+sodium+currents+in+the+flight+and+giant+fiber+escape+systems+of+Drosophila.">Interactions of membrane excitability mutations affecting potassium and sodium currents in the flight and giant fiber escape systems of Drosophila.</a> J Comp Physiol A. 171, 93-104 (1992).</li><li>Gorczyca, M., Hall, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+cholinergic+synapse+in+the+giant+fiber+pathway+of+Drosophila+using+conditional+mutations+of+acetylcholine+synthesis.">Identification of a cholinergic synapse in the giant fiber pathway of Drosophila using conditional mutations of acetylcholine synthesis.</a> J Neurogenet. 1, 289-313 (1984).</li><li>Hummon, M. R., Costello, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Giant+fiber+activation+of+flight+muscles+in+Drosophila:+asynchrony+in+latency+of+wing+depressor+fibers.">Giant fiber activation of flight muscles in Drosophila: asynchrony in latency of wing depressor fibers.</a> J Neurobiol. 20, 593-602 (1989).</li><li>Jacobs, K., Todman, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Synaptogenesis+in+the+giant-fibre+system+of+Drosophila:+interaction+of+the+giant+fibre+and+its+major+motorneuronal+target.">Synaptogenesis in the giant-fibre system of Drosophila: interaction of the giant fibre and its major motorneuronal target.</a> Development. 127, 5203-5212 (2000).</li><li>King, D. G., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anatomy+of+the+giant+fibre+pathway+in+Drosophila.+I.+Three+thoracic+components+of+the+pathway.">Anatomy of the giant fibre pathway in Drosophila. I. Three thoracic components of the pathway.</a> J Neurocytol. 9, 753-770 (1980).</li><li>Martinez, V. G., Javadi, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-related+changes+in+climbing+behavior+and+neural+circuit+physiology+in+Drosophila.">Age-related changes in climbing behavior and neural circuit physiology in Drosophila.</a> Dev Neurobiol. 67, 778-791 (2007).</li><li>Miller, A., Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+internal+anatomy+and+histology+of+the+imago+of+Drosophila+melanogaster.">The internal anatomy and histology of the imago of Drosophila melanogaster.</a> Biology of Drosophila. , 502-503 (1965).</li><li>Phelan, P., Goulding, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+mechanism+of+rectification+at+identified+electrical+synapses+in+the+Drosophila+giant+fiber+system.">Molecular mechanism of rectification at identified electrical synapses in the Drosophila giant fiber system.</a> Curr Biol. 18, 1955-1960 (2008).</li><li>Power, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+thoracico-abdominal+nervous+system+of+an+adult+insect,+Drosophila+melanogaster.">The thoracico-abdominal nervous system of an adult insect, Drosophila melanogaster.</a> J Comp Neurol. 88, 347-409 (1948).</li><li>Tanouye, M. A., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Motor+outputs+of+giant+nerve+fiber+in+Drosophila.">Motor outputs of giant nerve fiber in Drosophila.</a> J Neurophysiol. 44, 405-421 (1980).</li><li>Thomas, J. B., Wyman, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutations+altering+synaptic+connectivity+between+identified+neurons+in+Drosophila.">Mutations altering synaptic connectivity between identified neurons in Drosophila.</a> J Neurosci. 4, 530-538 (1984).</li></ol>

Biri yüksek kaliteli kayıtlar elde etmek için çalışırken dikkat etmek en önemli şeylerden biri hazırlanması doğru yönelim ve sağlık. İdeal olarak, sinek hala elektrik uyaranlara duyarlı kayıt oturumunun sonunda hayatta olması gerekir. Kayıt elektrotları en verimli şekilde torasik Exoskeleton nüfuz elektrotlar ile dik açı oluşturacak şekilde, sinek şekilde yüzeye yapıştırılmış olmalı, gerekirse, elektrot yerleştirme, bir kısmını kaldırarak kolaylaştırılabilir tungsten neşter ile birlikte dorsal torasik manikür böylece açığa DLM uçuş kası (bu adım cam elektrot uçları kırmak için zor karar ek bir avantaj sunuyor). Ayrıca, bakım subcuticularly bulunan DLMS ve TTMs aracılığıyla elektrotlar iterek önlemek için alınmalıdır. Sineğin baş ve beyin düzgün eklenecek uyarıcı elektrotlar için izin vermek ve onları kayıt oturumu sırasında çıkardı önlemek için güvence altına alınmalıdır. Büyüklüğü ve iyi tanımlanmış morfolojisi nedeniyle, GFS Drosophila en kolay nöronal yolların birini temsil eder. Nöronların elektriksel birleştiğinde görünüm için küçük bir molekül ağırlığı tracer boyalar elektrik sinaps geçirgenliği sağlar ve birçok kullanılabilir GAL4 hatları mümkün gen ekspresyon düzeyleri, hücre ya da hücre grupları (Jacobs ve ark, 2000 bir alt kümesi işlemek için; . Allen ve ark, 2006) Drosophila GDS nöronal plastisite eğitim için uygun bir model sistem (Engel ve Wu yukarıda belirtilen avantajları, hem afferent ve torasik bileşenler, alışkanlık, spontan iyileşme ve dishabituation olarak devre görüntü özellikleri, ek olarak, 1996).

<table border="1"><tbody><tr><td> ADI </td><td> ŞİRKET </td><td> CAT. # </td><td> YORUMLAR </td></tr><tr><td> S48 Meydanı Darbe Stimülatör </td><td> Çim Aletleri </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> Uyarım birim </td><td> Çim Aletleri </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> SIU5 RF Trafo İzolasyon Birimi </td><td> Çim Aletleri </td><td></td><td> http://www.grasstechnologies.com/ </td></tr><tr><td> 5A iki kanallı intrasellüler Mikroelektrod Amplifikatör </td><td> Araçların Başlarken </td><td></td><td> http://www.gettinginstruments.com/ </td></tr><tr><td> Digidata 1440A veri toplama sistemi </td><td> Moleküler Cihazlar </td><td></td><td> http://www.moleculardevices.com/ </td></tr><tr><td> Analog-Dijital Digidata 1320 ve Axoscope 9.0 yazılımı </td><td> Moleküler Cihazlar </td><td></td><td> http://www.moleculardevices.com/ </td></tr><tr><td> Manuel mikromanipülatörler kayıt platformu </td><td> Narishige, Sutter Ins, Dünya Hassas Ins. </td><td></td><td> http://narishige-group.com/ http://www.sutter.com/index.html http://www.wpi-europe.com/en/ </td></tr><tr><td> Işık kaynağı </td><td> Fostec </td><td></td><td> http://www.nuhsbaum.com/FOSTEC.htm </td></tr><tr><td> Vahşi M5 stereomikroskopta </td><td> Wild Heerbrugg </td><td></td><td> http://www.wild-heerbrugg.com/ </td></tr><tr><td> Titreşim izolasyonu tablosu </td><td> TMC </td><td></td><td> http://www.techmfg.com/ </td></tr><tr><td> Mikroelektronlar için borosilikat tüp </td><td> Sutter Enstrüman </td><td></td><td> http://www.sutter.com/index.html </td></tr><tr><td> P-95 Mikropipet çektirmesi </td><td> Sutter Enstrüman </td><td></td><td> http://www.sutter.com/index.html </td></tr><tr><td> Microfil 34 gauge, 67 mm (elektrot dolgu) </td><td> Dünya Hassas Aletler </td><td> MF34G-5 </td><td> http://www.wpi-europe.com/en/ </td></tr><tr><td> Mikrodisseksiyon araçları (forseps, ...) </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td></td><td> www.finescience.com </td></tr><tr><td> Diseksiyon (stereo) mikroskop </td><td> Leica </td><td></td><td> http://www.leica-microsystems.com/ </td></tr><tr><td> Faraday kafesi </td><td> Bilinmeyen üretici </td><td></td><td></td></tr></tbody></table> Diğer: plastik şırıngalar, tungsten toprak teli ve NaOH bilenmiş tungsten elektrotlar, KCl, mum platform, bir PC monitörü ile ...

electrophysiological recordings from the giant fiber pathway of d. melanogaster

Yetişkin ürküyor zaman D. melanogaster atlama ve havaya uçup tepki. D. de dahil olmak üzere pek çok omurgasız türleri , melanogaster yetişkin aşamasında, &quot;kaçış&quot; (veya &quot;irkilme&quot;) yanıt çok bileşenli nöronal devre Dev Fiber Sistemi (GDS) olarak adlandırılan aracılık eder . Nöronlar, kendi ayırt edici morfolojisi ve basit bağlantı karşılaştırmalı büyük boy GFS nöronal devre eğitimi için cazip bir model sistem olun. GFS yolu aksonlar servikal bağ üzerinden torasik ganglion içine orta hat boyunca beyin soyundan olan bilateral simetrik iki Giant Fiber (GF) internöronlar oluşmaktadır. Mesothoracic neuromere ventral ganglionlar 1) ipsilateral motorneuron tergotrochanteral kas sürücüler büyük medial dendrit (TTMN) (TTM), ana mesothoracic femur / bacak ekstansör GF&#39;lerin formu elektro-kimyasal sinaps (T2) , ve 2) kontralateral periferik synapsing interneuron (PSI) dönüş formları dorsal longitudinal kasları (DLMS) motorneurons (DLMns), kanat depressors kimyasal (kolinerjik) sinapsların. Kanatları doğrudan bağlı değil, hareket değildir dorsovental kasları (DVMs) nöronal yolağı (ler), kanat asansör, henüz (DLMS ve DVMs dolaylı uçuş kaslarının ortaklaşa bilinen çalışmış değil dolaylı olarak yakındaki torasik manikür bozan kanat) (King ve Wyman, 1980, Allen ve ark, 2006). DLMS di-sinaptik aktivasyon TTMs ilk femur genişletmek ve itmek için izin TTM monosinaptik aktivasyonu (~ 0.5 ms) göre, bu kasların kasılma zamanlaması (PSI yoluyla) küçük ama önemli bir gecikmeye neden olur yerden uçarlar. Aynı anda da karşılıklı uçuş süresi DVMs streç etkinleştirmek DLMS streç etkinleştirmek TTMs. GF yolu duyusal (örneğin &quot;air-puf&quot; ya da &quot;yanar-off&quot;) uyaran uygulanarak ya da dolaylı olarak aktif ya da doğrudan beyin burada açıklanan üstü bir eşik elektriksel uyaran olabilir. TTMns ve DLMns, henüz tanımlanmamış, diğer duyusal girdilerin var ancak her iki durumda da, bir aksiyon potansiyeli, sadece GF&#39;lerin, PSIs ve TTM / DLM motor nöronlar aracılığıyla TTMs ve DLMS ulaşır. &quot;Gecikme tepkisi&quot; (uyarımı ve kas depolarizasyon arasındaki zaman) ve Ölçme &quot;yüksek frekanslı stimülasyon için aşağıdaki&quot; (yüksek frekanslı uyaranlar belli bir sayıda başarılı yanıtlarının sayısı), tekrarlanabilir ve kantitatif fonksiyonel durumu değerlendirmek için bir yol sağlar GFS bileşenleri, hem merkezi sinaps (GF-TTMN, GF-PSI, PSI DLMn) ve kimyasal (glutamaterjik) nöromüsküler kavşaklar (TTMN-TTM ve DLMn-DLM) de dahil olmak üzere. Bu, merkezi sinaps oluşumu ilgili genler tespit ve merkezi sinir sistemi fonksiyonunu değerlendirmek için kullanılır olmuştur.

Watch this Scientific Journal Video about Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster at JoVE.com

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

Dev Fiber Sistemi yetişkin basit bir nöronal devre<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Sinek en büyük nöron içeren. Biz bu yolun Dev Fiber internöronlar doğrudan uyarılmasını takiben dorsal longitudinal (DLM) ve tergotrochanteral (TTM) kaslar post sinaptik potansiyeller kayıt yoluyla sinaptik iletim izlemek için protokol açıklar.

Dev Fiber Pathway Elektrofizyolojik Kayıtlar D. melanogaster</em

When startled adult D. melanogaster react by jumping into the air and flying away. In many invertebrate species, including D. melanogaster, the "escape" ...

electrophysiological-recordings-from-giant-fiber-pathway-d

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

14.4K Görüntüleme.  University College London - UCL. Dev Fiber Sistemi yetişkin basit bir nöronal devre Drosophila melanogaster Sinek en büyük nöron içeren. Biz bu yolun Dev Fiber internöronlar doğrudan uyarılmasını takiben dorsal longitudinal (DLM) ve tergotrochanteral (TTM) kaslar post sinaptik potansiyeller kayıt yoluyla sinaptik iletim izlemek için protokol açıklar.

Video: Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Böcekler Tek Sensillum Kayıtlar Drosophila melanogaster Ve Anofel gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Nörobilim

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled samples with little to no tissue damage enables us to analyze cell morphology and to compare individual samples to each other, hence allowing the identification of mutant anomalies.
In the demonstrated dissection method the nervous system remains mostly inside the adult fly. Through a dorsal incision, the abdomen and thorax are opened and most of the internal organs are removed. Only the dorsal side of the ventral nerve cord (VNC) and the cervical connective 
(CvC) containing the big axons of the giant fibers (GFs)1 are exposed, while the brain containing the GF cell body and dendrites remains2 in the 
intact head. In this preparation most nerves of the VNC should remain attached to their muscles. 
Following the dissection, the intracellular filling of the giant fiber (GF) with a fluorescent dye is demonstrated. In the CvC the GF axons are located at the dorsal surface and thus can be easily visualized under a microscope with differential interference contrast (DIC) optics. This allows the injection of the GF axons with dye at this site to label the entire GF including the axons and their terminals in the VNC. This method results in reliable and strong staining of the GFs allowing the neurons to be imaged immediately after filling with an epifluorescent microscope. Alternatively, the fluorescent signal can be enhanced using standard immunohistochemistry procedures3 suitable for high resolution confocal microscopy.

Whole Mount Preparation of the Adult Drosophila Ventral Nerve Cord for Giant Fiber Dye Injection

An in vivo dissection of the adult Drosophila ventral nerve cord (VNC) is demonstrated. This particular dissection method causes little damage to the VNC allowing the subsequent labeling of the giant fiber neurons with fluorescent dye for high resolution imaging.

Yetişkin Tüm Dağı Hazırlık Drosophila Dev Fiber Boya Enjeksiyon Ventral Sinir Kablosu

To analyze the axonal and dendritic morphology of neurons, it is essential to obtain accurate labeling of neuronal structures. Preparing well labeled ...

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We developed a novel nanoinjection/electrophysiology assay that allows the detection of bioactive modulatory effects of compounds on the function of a neuronal circuit that mediates the escape response in Drosophila melanogaster3,4. Our in vivo assay, which uses the Drosophila Giant Fiber System (GFS, Figure 1) allows screening of different types of compounds, such as small molecules or peptides, and requires only minimal quantities to elicit an effect. In addition, the Drosophila GFS offers a large variety of potential molecular targets on neurons or muscles. The Giant Fibers (GFs) synapse electrically (Gap Junctions) as well as chemically (cholinergic) onto a Peripheral Synapsing Interneuron (PSI) and the Tergo Trochanteral Muscle neuron (TTMn)5. The PSI to DLMn (Dorsal Longitudinal Muscle neuron) connection is dependent on D&alpha;7 nicotinic acetylcholine receptors (nAChRs)6. Finally, the neuromuscular junctions (NMJ) of the TTMn and the DLMn with the jump (TTM) and flight muscles (DLM) are glutamatergic7-12. Here, we demonstrate how to inject nanoliter quantities of a compound, while obtaining electrophysiological intracellular recordings from the Giant Fiber System13 and how to monitor the effects of the compound on the function of this circuit. We show specificity of the assay with methyllycaconitine citrate (MLA), a nAChR antagonist, which disrupts the PSI to DLMn connection but not the GF to TTMn connection or the function of the NMJ at the jump or flight muscles.
Before beginning this video it is critical that you carefully watch and become familiar with the JoVE video titled "Electrophysiological Recordings from the Giant Fiber Pathway of D. melanogaster " from Augustin et al7, as the video presented here is intended as an expansion to this existing technique. Here we use the electrophysiological recordings method and focus in detail only on the addition of the paired nanoinjections and monitoring technique.

Paired Nanoinjection and Electrophysiology Assay to Screen for Bioactivity of Compounds using the Drosophila melanogaster Giant Fiber System

A rapid in vivo assay to test for neuromodulatory compounds using the Giant Fiber System (GFS) of Drosophila melanogaster is described. Nanoinjections in the head of the animal along with electrophysiological recordings of the GFS can reveal bioactivity of compounds on neurons or muscles.

Kullanarak Bileşiklerin Biyoaktivite için eşli Nanoinjection ve Ekran için Elektrofizyoloji Testi Drosophila melanogaster Dev Elyaf Sistemi

Screening compounds for in vivo activity can be used as a first step to identify candidates that may be developed into pharmacological agents1,2. We ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Akut Hipokampal Dilimler içinde Synaptically-uyarılmış astroglial ve Nöronal Cevaplarının İkili Elektrofizyolojik Kayıtlar

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

Sağlam Yetişkin Zebra balığı Beyin Elektrofizyolojik Kayıt

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Design and Fabrication of Ultralight Weight, Adjustable Multi-electrode Probes for Electrophysiological Recordings in Mice

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic targeting for microcircuit dissection and disease modeling. The introduction of optogenetics, for example, has allowed for bidirectional manipulation of genetically-identified neurons, at an unprecedented temporal resolution. To capitalize on these tools and gain insight into dynamic interactions among brain microcircuits, it is essential that one has the ability to record from ensembles of neurons deep within the brain of this small rodent, in both head-fixed and freely behaving preparations. To record from deep structures and distinct cell layers requires a preparation that allows precise advancement of electrodes towards desired brain regions. To record neural ensembles, it is necessary that each electrode be independently movable, allowing the experimenter to resolve individual cells while leaving neighboring electrodes undisturbed. To do both in a freely behaving mouse requires an electrode drive that is lightweight, resilient, and highly customizable for targeting specific brain structures.
A technique for designing and fabricating miniature, ultralight weight, microdrive electrode arrays that are individually customizable and easily assembled from commercially available parts is presented. These devices are easily scalable and can be customized to the structure being targeted; it has been used successfully to record from thalamic and cortical regions in a freely behaving animal during natural behavior.

Understanding the neural substrates of behavior requires brain circuit ensemble recording. Because of its genetic tractability, the mouse offers a model for circuit dissection and disease mimicry. Here, a method of designing and fabricating miniaturized probes is described that is suitable for targeting deep brain structure in the mouse.

Farelerde Elektrofizyolojik Recordings Tasarım ve Ultralight Ağırlık Fabrikasyon, Ayarlanabilir Çoklu elektrot Probları

The number of physiological investigations in the mouse, mus musculus, has experienced a recent surge, paralleling the growth in methods of genetic ...

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular recording has historically been a common technique used to study sensitivities of individual photoreceptor cells to different light stimuli that is still being used today. However, there remains a dearth of detailed methodology in the literature for researchers wishing to replicate intracellular recording experiments in the eye. Here we present the insect as a model for examining eye physiology more generally. Insect photoreceptor cells are located near the surface of the eye and are therefore easy to reach, and many of the mechanisms involved in vision are conserved across animal phyla. We describe the basic procedure for in vivo intracellular recording of photoreceptor cells in the eye of a butterfly, with the goal of making this technique more accessible to researchers with little prior experience in electrophysiology. We introduce the basic equipment needed, how to prepare a live butterfly for recording, how to insert a glass microelectrode into a single cell, and finally the recording procedure itself. We also explain the basic analysis of raw response data for determining spectral sensitivity of individual cell types. Although our protocol focuses on determining spectral sensitivity, other stimuli (e.g., polarized light) and variations of the method are applicable to this setup.

Determination of Photoreceptor Cell Spectral Sensitivity in an Insect Model from In Vivo Intracellular Recordings

The electrophysiological technique of intracellular recording is demonstrated and used to determine spectral sensitivities of single photoreceptor cells in the compound eye of a butterfly.

bir Böcek Modeli fotoreseptör hücre spektral Duyarlılık Belirlenmesi<em&gt; İn Vivo</em&gt; Hücre içi Kayıtlar

Intracellular recording is a powerful technique used to determine how a single cell may respond to a given stimulus. In vision research, intracellular ...

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using 'SpikeSorter'

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be user friendly with a graphical user interface, able to read data files in a variety of formats, and provide users with a flexible set of tools giving them the ability to detect and sort extracellular voltage waveforms from different units with some degree of reliability. Previously published spike sorting methods are now available in a software program, SpikeSorter, intended to provide electrophysiologists with a complete set of tools for sorting, starting from raw recorded data file and ending with the export of sorted spikes times. Procedures are automated to the extent this is currently possible. The article explains and illustrates the use of the program. A representative data file is opened, extracellular traces are filtered, events are detected and then clustered. A number of problems that commonly occur during sorting are illustrated, including the artefactual over-splitting of units due to the tendency of some units to fire spikes in pairs where the second spike is significantly smaller than the first, and over-splitting caused by slow variation in spike height over time encountered in some units. The accuracy of SpikeSorter's performance has been tested with surrogate ground truth data and found to be comparable to that of other algorithms in current development.

A Visual Guide to Sorting Electrophysiological Recordings Using &#039;SpikeSorter&#039;

The article shows how to use the program SpikeSorter to detect and sort spikes in extracellular recordings made with multi-electrode arrays.

&#39;SpikeSorter&#39; kullanma Elektrofizyolojik Recordings Sıralama A Görsel Kılavuzu

Few stand-alone software applications are available for sorting spikes from recordings made with multi-electrode arrays. Ideally, an application should be ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings for Electrophysiological Determination of Ion Selectivity in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate electrical processes in target cells. In this context, ion selectivity of a channelrhodopsin is of particular importance. This article describes the investigation of chloride selectivity for a recently identified anion-conducting channelrhodopsin of Proteomonas sulcata via electrophysiological patch-clamp recordings on HEK293 cells. The experimental procedure for measuring light-gated photocurrents demands a fast switchable &#8211; ideally monochromatic &#8211; light source coupled into the microscope of an otherwise conventional patch-clamp setup. Preparative procedures prior to the experiment are outlined involving preparation of buffered solutions, considerations on liquid junction potentials, seeding and transfection of cells, and pulling of patch pipettes. The actual recording of current-voltage relations to determine the reversal potentials for different chloride concentrations takes place 24 h to 48 h after transfection. Finally, electrophysiological data are analyzed with respect to theoretical considerations of chloride conduction.

This article describes how the ion selectivity of channelrhodopsin is determined with electrophysiological whole-cell patch-clamp recordings using HEK293 cells. Here, the experimental procedure for investigating chloride selectivity of an anion-selective channelrhodopsin is demonstrated. However, the procedure is transferable to other channelrhodopsins of distinct selectivity.

Channelrhodopsins&#39;teki İyon Seçiciliğinin Elektrofizyolojik Olarak Belirlenmesi için Tam Hücreli Yama Kelepçesi Kayıtları

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

Zebra balığı<em&gt; Situ</em&gt; Omurilik Omurilik duyusal ve motor nöronlar gelen Elektrofizyolojik Recordings Hazırlık

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...