NS65819 (CDJ, TO), NS049720 (CDJ), CA097257 (CDJ, TO), CIRM DR1-01.426 Biz, teknik destek için Raquel Santos teşekkür etmek istiyorum.

1. Sistemik Teslim Yöntemleri Sistemik ilaç teslim MSS yüksek ilaç konsantrasyonları elde etmek için en etkili yaklaşım olmasına rağmen, sistemik teslimatlar uygun ve hastalar tarafından iyi kabul edilir. Intravenöz enjeksiyon, intraperitoneal ve ağızdan sonda: Burada, biz rutin olarak kullanılan üç sistemik yönetim yaklaşımları için uygun prosedürleri gösterecektir. A. İntravenöz Enjeksiyon (Kuyruk Ven Enjeksiyon) <ol><li> Yordama başlamadan önce, vücut ağırlığının her bir fare kayıt altına alınmalıdır. Tüm preklinik çalışmalarda olduğu gibi, vücut ağırlığı, potansiyeli ilaç zehirlenmesi değerlendirmek için (haftada iki kez veya daha fazla) düzenli olarak izlenir olmalıdır. Tek bir anda farenin hacmi vücut ağırlığının% 1 den fazla enjekte edilmelidir. Örneğin, daha fazla sıvı 0.2mL daha 20g bir fare enjekte edilmelidir. Damar içine enjekte tüm sıvılar uygun bir yöntem ile sterilize edilmelidir. </li><li> Fare, bir ısıtma yastığı veya kuyruk ven genişletmek için bir ısı lambası kullanarak 5-10 dakika ısınmış olmalıdır. Eğer bir ısı lambası kullanarak, hipertermi önlemek için her zaman fare monitör. </li><li> Fare fare kuyruğu ven (video) erişime izin verirken engeller bir holding cihazı, transfer edilir. Fare kuyruğu dört görünür damarları vardır: dorsal ve lateral tarafta damarları damarlar ve ventral tarafta damar bir arter. Farenin kuyruk kuyruk ven erişmek için, en distal noktada düzenlenen ve damar yukarı baktığından emin 90 dereceye kadar döndürülebilir. Enjeksiyon yerinde bir alkollü bez ile temizlenir ve 28g bir insülin enjektörü (video) damar içine, eğimli yan eklenir. Iğne ven düzgün bir şekilde yerleştirilir ise, özgürce ve baskı olmaksızın hareket etmelidir. 5-10 saniye içinde bile basıncı yavaşça ilaç enjekte edilir. Blister kuyruk belirirse bu iğne ven artık olduğunu belirttiği gibi, enjekte durdurmak. </li><li> Kanama durana kadar, enjeksiyondan sonra enjeksiyon yerinde hafif bir basınç uygulanır. Bu normalde 30-60 saniye sürer. Enjeksiyondan sonra 5-10 dakika daha fazla kanama olduğunu sigortalamak için fare izleyin. </li></ol> B. İntraperitoneal Enjeksiyon <ol><li> Enjeksiyon başlamadan önce, ilaç 28g iğne takılı bir şırınga içine yüklenmiş olması gerekir. Alanı (örneğin, 200μL enjekte eğer şırınga kapasitesi 300μL veya daha büyük olduğundan emin olun) enjeksiyondan önce pistonu geri çekme şırınga içinde olduğunu emin olun. </li><li> Fare kavrama bir şey vardır ki, kendi kuyruğunu fare kafesinden çıkarın ve dokulu bir yüzey üzerine yerleştirin. Bir kafes kapağı genellikle yeterlidir. İzin fare gövdesi esneme ve daha sonra non-dominant el kullanarak, hafifçe başparmak ve işaret ve orta parmakları (video) arasında mümkün olduğunca cilt bakımı çimdik, fare geri cilt kavramak. Fare, fare karın yukarı bakacak olduğunu üzerinde açın. Fare başını serbestçe hareket edebilir, enjeksiyon sırasında ısırılan önlemek amacıyla, kavrama serbest bırakın ve yeniden deneyin. </li><li> Baskın el ile, şırınga alıp farenin sol alt kadran (Video) 30 derecelik bir açıyla iğneyi. Holding biraz ters fare enjeksiyon yerinde uzak organlara hareket etmesine yardımcı olacaktır. Iğne intraperitoneal alan olduğundan emin olmak için, şırınga pistonu geri çekin. Herhangi bir sıvı veya kan şırınga görünüyorsa, daha sonra iğne intraperitoneal boşlukta değildir ve çıkarılmalıdır. Şırınganın içine herhangi bir sıvı aspire edilir, sonra 1-5 saniye içinde bir hatta basınç ile şırınga içeriğini enjekte ve fareyi bırakın. </li><li> Fare, fare, normal bir aktivite düzeyleri döner olmasını sağlamak için enjeksiyondan sonra 5-10 dakika süreyle izleyin. </li></ol> C. ağızdan sonda <ol><li> Enjeksiyon başlamadan önce, farenin ağırlığını kaydedin. Ağızdan sonda ile teslim edilebilir maksimum hacmi vücut ağırlığının kilogramı başına 10 ml. Örneğin, 20g bir fare için maksimum ses 200μL olacaktır. Daha büyük hacimlerde enjekte çalışılıyor reflü neden olabilir, eksik ilaç dağıtım neden olacaktır. Yukarıda belirtilenden daha büyük birimleri yönetmek için gerekli ise, en çok üç doz 24 saat boyunca uygulanmalıdır. </li><li> Yemek borusu delinmesiyle önlemek için, her bir fare için sonda iğne uzunluğunu ölçmek için önemlidir. Farenin son kaburga gavaj iğne kavisli bir 18g topu ucu tutun ve daha sonra kalıcı bir kalem kullanarak (video) farenin başının ucunda uzunluğu işareti. Sonda sırasında, bu işareti farenin ağzına iğneyi bir durak noktası olacaktır. </li><li> Intraperitoneal enjeksiyon için aynı el kavrama kullanarak fare kısıtlamaktadır. Dil üzerinde, ağız gavaj iğne takın ve Advayutak yoluyla iğne nce. Durma işareti geçmiş iğne sokmayın. Iğne (video) herhangi bir baskı olmadan rahatça devam etmelidir. Basınç ile karşılaşırsanız, durun ve akciğerler içine sıvı enjekte önlemek için iğneyi çıkartın. </li><li> Bir yerde bir iğne ile, 1-5 saniye içinde piston deprese ve sonra takılı olduğunu aynı açıyla iğne kaldırmak. Bu sıvının akciğerlere girmiştir gösterebilir yorucu nefes herhangi bir işaret ile yakından ilgilenerek, 5-10 dakika fare izleyin. </li></ol> 2. Yerel teslimat Akut Konveksiyon-Geliştirilmiş Teslimat A. Probe İnşaat Kemirgenler için reflü dayanıklı CED kanül henüz ticari olarak mevcut değildir. Burada ilk unizm ve ark (unizm 2005) tarafından tanımlanan bir yöntem adapte kanül yapımı için bir yöntem göstereceğiz. <ul><li> 100uM çapı silika tüp infusate akar, yapısal destek için sert bir metal iğne ve infusate yüklemek için esnek teflon tüp üzerinden kanül, üç parça (Şekil 1 ) </li><li> Sert metal iğne elde etmek için açık bir alev, bir Surflo IV Kateter (24g stile) plastiği eritebilir ve cımbız metal iğne kaldırmak kullanarak kullanın. Kateter geri kalanı atılmalıdır. Tek bir kenarı jilet kullanarak metal iğne biraz daha uzun bir silika boru uzunluğu (OD 0.163mm), kesin. Hortumun ucunda herhangi bir tutkal almak için özen siyanoakrilat tabanlı hızlı hareket eden yapışkan (örneğin Krazy Glue) küçük bir damla rol silika tüp,. Silika tüp metal iğne yerleştirin ve 5 dakika kurumasını bekleyin. </li><li> Kuruduktan sonra, silika tüp sıkıca iğne yapıştırılmış olmalıdır. Silika uçları kesilmiş olmalı, böylece iğne ve düz ucunu (video) silika tüp çıkıntı 3mm sivri ucundan silika tüp çıkıntı 2mm. </li><li> Teflon hortum 20 cm uzunluğunda bir bölümü kesin. Bu kanül yapışmasına neden olarak silika tüp ucunda yapıştırıcı almak için tekrar bakımı, küçük bir damla yapıştırıcı metal iğne döndürün. 1 cm derinliğe kadar teflon tüp içine iğne takın. 1 dakika kurumasını bekleyin. Bir tutkal tabancası kullanarak, sıcak tutkal metal iğne ve teflon tüp (video) arasındaki ortak bir damla uygulanır. Tüm eklem her tarafta kapalı olduğundan emin olun ve en az 1 saat süreyle kurumaya bırakın. Kanüller bir hafta önceden yapılmış ve oda sıcaklığında saklanan olabilir. </li></ul> B. İnfüzyon Prosedürü <ul><li> Cerrahi alanı hazırlamak için, tüm yüzeyler% 2 klorheksidin böyle bir çözüm olarak bir dezenfektan ile püskürtülür olmalıdır. Işlem sırasında steril cerrahi eldiven giyilmelidir. Yüzeyler sonra emici perdeler ile kaplıdır. Aşağıdaki malzemeleri, cerrahi alanda yer almalıdır: <ul><li> Fare vücut ısısını korumak için ısıtma yastığı </li><li> % 2 klorheksidin içeren% 3 hidrojen peroksit içeren tek ve bir, iki küçük Petri kutularına </li><li> Steril gazlı bez ve pamuklu </li><li> Steril tek neşter (Sayı 21) </li><li> Steril 22g iğneler </li><li> Fare stereotaksik çerçevesi </li><li> Kontrollü oranı şırınga pompası </li><li> Otoklavlı fare cilt zımba, zımba, zımba teli sökücü </li></ul></li><li> CED kanül set-up için bir 1ml şırınga, bir dizi plastik şırınga adaptörleri kullanarak Teflon boru takın. (Video) cerrahi yüzeyine dik olacak şekilde kanül stereotaksik çerçeve yapıştırılmış olmalıdır. Kanül dezenfekte etmek için, 1 ml şırınga% 70 etanol ile doldurmak ve etanol kanül aracılığı ile çalıştırmak için piston bastırın. Steril serum fizyolojik ile bu işlemi tekrarlayın ve kanül eklem çevresindeki herhangi bir sızıntı olup olmadığını kontrol edin. Kanül dış dezenfekte etmek için,% 70 etanol silin hafifçe silin. </li><li> Kanül steril tuzlu su ile doldurun ve daha sonra küçük bir hava kabarcığı kanül içine çekilir böylece şırınga geri çekin. Bu hava kabarcığı kanül salin infusate ayrı olacaktır. Sonra, backload infusate (video). Kanül kısaca çalıştırarak şırınga pompa ve pompa asal şırınga bağlayın. </li><li> % 2 klorheksidin solüsyonu enjekte anestezi ve steril bir gazlı bez parçası ile birkaç kez (5-10 saniye için) sürüntü cildi hazırlamak kullanarak fare sakinleştirmek batırılmış. Oftalmik merhem işlem sırasında yeterli nemi korumak için fare uygulanmalıdır. Steril bir bistüri kullanarak, uzun yaklaşık 1.5cm (video), kafatasının merkezinde sagital boyunca bir kesi oluşturun. Kafatası yüzeyi daha sonra% 3 hidrojen peroksit çözeltisi ile ıslatılmış pamuklu bir bez kullanılarak temizlenebilir. Fare gözünde hidrojen peroksit kurtulmak için özen gösterin. Kafatasının sütür hatları bu noktada az görünür olmalı: görünür değilse, yavaşça bir fr kafatası çubuklaESH pamuklu% 3 hidrojen peroksit çözeltisi batırılmış. </li><li> Infüzyon site bulmak için bregma (Şekil 2) ve ardından sağ 2mm ölçmek ve bu yapının 1mm posterior belirleyin. 22g steril iğne kullanarak, kafatası (video) karşı iğne bükerek yavaşça bu noktada kafatasında bir delik oluşturmak. Kafatası karşı aşağı iğne zorlamadan kaçının. </li><li> Bu noktada, fare stereotaksik çerçeveye yerleştirilir ve inhalasyon anestezi (video) almaya başlamak olmalıdır. Düşük bir seviyede (% 1) Yönetici, anestezi ve anestezi buna göre ayarlayarak, solunum hızı değişiklikleri için fare dikkatle izlemek. </li><li> Kafatasına delik üzerinde kanül ve daha sonra alt kafatası yüzeyinin altında 3mm yerleştirin. Aşağıdaki oranları ve süreleri kullanarak, infüzyon başlayın: <table border="0"><tbody><tr><td> 0.1 mcL / dk 5 dakika </td><td rowspan="5"><img src="/files/ftp_upload/1992/1992tablefigure.png" alt="Toplam Hacim 10 ul" /></td></tr><tr><td> 0.2 mcL / dk 5 dakika </td></tr><tr><td> 0.5 mcL / dakika 5 dakika </td></tr><tr><td> 0,8 mcL / dk 7.5 dakika </td></tr><tr><td> OFF 1 dakika </td></tr></tbody></table></li><li> Infüzyon sonunda kanül ve çubukla% 3 hidrojen peroksit ile kafatası, yavaş yavaş çıkarın. (Video) delik steril kemik mum uygulayın. Forseps kullanarak, yakın kafatası ve elyaf üzerinde birlikte cilt çizin. Buprenorfin post-operatif ağrı kesici verilmelidir. </li><li> Bu bilinç ve hareketlilik yeniden kazanıncaya kadar ameliyat sonrası fare izleyin. Prosedürün uzunluğu nedeniyle, tam aktivite kazanmak için fare için bir saat kadar sürebilir. Bir ısıtma yastığı üzerinde fare kafes bu kez yer sırasında hipotermi önlemek için, ev ve diğer aktif fare ile kurtarma fare yok. </li><li> Cilt zımba, ameliyattan bir hafta sonra çıkarılmalıdır. </li></ul> C. Vivo Görüntüleme Floresan etiketli infusate CED yönetim yansıması ve sinyal yoğunluğundaki değişikliklerin yanı sıra sinyal konumu için izlenebilir. Tipik olarak, fare infüzyon kurtarmak için izin vermek, böylece görüntünün infüzyondan sonra 2-3 saat beklemek en iyisidir. <ul><li> Görüntüleme sırasında anestezi için, inhale anestezik düşük bir seviyede kullanın. Pozisyon fare, bir görüntüleme istasyonuna kadar dorsal tarafına, (örneğin, IVIS Lumina, kaliper Yaşam Bilimleri, Alameda, CA). Görüntülü olan flor için uygun bir filtre ayarı kullanarak, bir görüntü kazanır. CED için, başarılı bir infüzyon infüzyon sitesi yakınındaki beyin (Şekil 3) malzemenin en göstermelidir. </li></ul> 3. Temsilcisi Sonuçlar Tedavi verilmesi için olumsuz tepki eksikliği, başarılı bir enjeksiyon önemli bir göstergesi. Örneğin, kuyruk kuyruk damar enjeksiyonu takiben görünüş olarak herhangi bir değişiklik (örneğin, boyut, renk) olmalıdır. Kuyruk damar enjeksiyonu takiben bir kabarcık veya kabarcık subkutan, intravenöz tedavi, teslimat yerine işaret eder. Intraperitoneal, karın cilt veya renk değişikliği üzerinde bir şişlik subkutan enjeksiyon ya da iç yapılarına zarar gösterebilir. Ağızdan sonda ile bir fare, solunum veya öksürük bu sıvı mideye değil, akciğerlere enjekte edildi gösterebilir yorucu. CED için, nörolojik fonksiyon başarılı bir şekilde tedavi uygulanması değerlendirilmesi için önemlidir. Nöbet veya hemiparezi sergileyen bir fare uygunsuz bir infüzyon almış olabilirsiniz. Floresan infusate kullanılması durumunda, in vivo görüntüleme başarılı yönetimi (Şekil 3) değerlendirmek için uygulanabilir. Infusate enjeksiyon yerinde lokalize değilse, infüzyon başarılı değildi. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1: CED Kanül ve Cerrahi Set-up. Konveksiyon geliştirilmiş teslim temel unsurları cerrahi set-up gösterilmiştir. Mikroinfüzyon pompası (A) (B, üst kısmında genişlemiş gösterilen), infüzyon kanülü takılır. Prob konumuna stereotaksik bir çerçeve (C) kullanılır. Bu görüntü ısıtma içermez ve aynı zamanda işlem sırasında kullanılan anestezi ekipmanları. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2: Fare Kafatası Dikiş Hatları. CED infüzyon sitesi (kırmızı yıldız), sagital ve koronal sütür (bregma) kesiştiği belirlenmesi ve sonra bregma 2mm yanal ve 1mm arka ölçüm bulunabilir. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig3.jpg" alt="Şekil 3" /> Şekil 3: Başarılı CED Temsilcisi Sonuçlar. Liçok kırmızı floresan boya ile işaretlenmiş posomes CED fare beyninin içine infüze ve in vivo ve ex vivo hem de görüntülü. Başarılı bir infüzyon in vivo (A) ve ex vivo (B), hem de infüzyon yerinde lokalize bir floresan sinyal gösterir. Sinyal kontralateral yarımkürenin içine kaçak olmadan infüze yarımkürede lokalize edilmelidir. <img src="/files/ftp_upload/1992/1992fig4.jpg" alt="Şekil 4" /> Şekil 4: Rat Beyinsapı Başarılı CED Temsilcisi Resim. Floresan etiketli lipozomlar sıçan beyin sapı içine infüze edildi. Sıçanlarda kadar 20μL infüze edilmelidir. Sıçan kafatası ve in vivo görüntüleme engellemediği enjeksiyon derinliği, ancak doğru infüzyon konumu artan kalınlığı disseke beyin ex vivo görüntüleme tarafından doğrulanmadı olabilir.

<ol>
	<li>Bobo, R. H., Laske, D. W., Akbasak, A., Morrison, P. F., Dedrick, R. L., Oldfield, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convection-enhanced+delivery+of+macromolecules+in+the+brain.">Convection-enhanced delivery of macromolecules in the brain.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 91, 2076-2080 (1994).</li><li>Degen, J. W., Walbridge, S., Vortmeyer, A. O., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+and+efficacy+of+convection-enhanced+delivery+of+gemcitabine+or+carboplatin+in+a+malignant+glioma+model+in+rats.">Safety and efficacy of convection-enhanced delivery of gemcitabine or carboplatin in a malignant glioma model in rats.</a> J Neurosurg. 99, 893-898 (2003).</li><li>Dickinson, P. J., LeCouteur, R. A., Higgins, R. J., Bringas, J. R., Roberts, B., Larson, R. F., Yamashita, Y., Krauze, M. T., Noble, C. O., Drummond, D. C., Kirpotin, D. B., Park, J. W., Berger, M. S., Bankiewicz, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Canine+model+of+convection-enhanced+delivery+of+liposomes+containing+CPT-11+monitored+with+real-time+magnentic+resonance+imaging:+laboratory+investigation.">Canine model of convection-enhanced delivery of liposomes containing CPT-11 monitored with real-time magnentic resonance imaging: laboratory investigation.</a> J Neurosurg. 108, 989-998 (2008).</li><li>Gill, S. S., Patel, N. K., Hotton, G. R., O'Sullivan, K., McCarter, R., Bunnage, M., Brooks, D. J., Svendsen, C. N., Heywood, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+brain+infusion+of+glial+cell+line-derived+neurotrophic+factor+in+Parkinson+disease.">Direct brain infusion of glial cell line-derived neurotrophic factor in Parkinson disease.</a> Nature Medicine. 9, 589-595 (2003).</li><li>Jain, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Delivery+of+novel+therapeutic+agents+in+tumors:+physiological+barriers+and+strategies.">Delivery of novel therapeutic agents in tumors: physiological barriers and strategies.</a> J Natl Cancer Inst. 81, 570-576 (1989).</li><li>Krauze, M. T., Saito, R., Noble, C. O., Tamas, M., Bringas, J., Park, J. W., Berger, M. S., Bankiewicz, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reflux-free+cannula+for+convection-enhanced+high-speed+delivery+of+therapeutic+agents.">Reflux-free cannula for convection-enhanced high-speed delivery of therapeutic agents.</a> J Neurosurg. 103, 923-929 (2005).</li><li>Krauze, M. T., Vandenberg, S. R., Yamashita, Y., Saito, R., Forsayeth, J., Noble, C. O., Park, J. W., Bankiewicz, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Safety+of+real-time+convection-enhanced+delivery+of+liposomes+to+primate+brain:+a+long-term+retrospective.">Safety of real-time convection-enhanced delivery of liposomes to primate brain: a long-term retrospective.</a> Exp Neurol. 210, 638-644 (2008).</li><li>Murad, G. J., Walbridge, S., Morrison, P. F., Garmestani, K., Degen, J. W., Brechbiel, M. W., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time,+image-guided,+convection-enhanced+delivery+of+interleukin+13+bound+to+pseudomonas+exotoxin.">Real-time, image-guided, convection-enhanced delivery of interleukin 13 bound to pseudomonas exotoxin.</a> Clin Cancer Res. 12, 3145-3151 .</li><li>Ozawa, T., James, C. D., Van Meir, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+Brain+Tumor+Cell+and+Tumor+Tissue+Transplantation+Models.">Human Brain Tumor Cell and Tumor Tissue Transplantation Models.</a> CNS Cancer: Models, Markers, Prognostic Factors, Targets, and Therapeutic Approaches. , 147-162 (2009).</li><li>Szerlip, N. J., Walbridge, S., Yang, L., Morrison, P. F., Degen, J. W., Jarrell, S. T., Kouri, J., Kerr, P. B., Kotin, R., Oldfield, E. H., Lonser, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+imaging+of+convection-enhanced+delivery+of+viruses+and+virus-sized+particles.">Real-time imaging of convection-enhanced delivery of viruses and virus-sized particles.</a> J Neurosurg. 107, 560-567 (2007).</li><li>Yamashita, Y., Krauze, M. T., Kawaguchi, T., Noble, C. O., Drummond, D. C., Park, J. W., Bankiewicz, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convection-enhanced+delivery+of+a+topoisomerase+I+inhibitor+(nanoliposomal+topotecan)+and+a+topoisomerase+II+inhibitor+(pegylated+liposomal+doxorubicin)+in+intracranial+brain+tumor+xenografts.">Convection-enhanced delivery of a topoisomerase I inhibitor (nanoliposomal topotecan) and a topoisomerase II inhibitor (pegylated liposomal doxorubicin) in intracranial brain tumor xenografts.</a> Neuro Oncol. 9, 20-28 (2007).</li></ol>

Burada gösterilen tüm işlemler UCSF Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından kabul edildi.

, Herhangi bir terapötik ajan etkinliği preklinik değerlendirilmesi ajan farmakolojik özellikleri ve ilgi hedef doku içine almalıdır. Sistemik uygulama yöntemleri, genel olarak daha bayağı ve hastalar tarafından iyi tolere edilirken, kan-beyin bariyerinin seçicilik, merkezi sinir sistemi hastalığı tedavi etmek için sık sık yerel tedavi teslim gerektirir. CED: Burada, beyne doğrudan teslim bir yöntem ortaya koymuştur. Beyin yerel teslimat diğer formları, beyin omurilik sıvısı, intratümöral bolus enjeksiyon, ve ventriküler enjeksiyonu doğrudan yönetim içerir. Bu yöntemler için, terapötik dağılma kötü difüzyon (Jain 1989, Bobo 1994) enjeksiyon yerinde birkaç milimetre kapsama bölge sınırlandırılması önem taşımaktadır. Buna karşılık, CED hala tedavi belirli nöroanatomik yapılar hedefleyen sağlarken, ilaç dağıtım (Bobo 1994) alanını artırmak için pozitif basınç kullanır. Laboratuvarımızda, başarıyla gerçekleştirilen beyin içine gibi kemirgenler kaudat putamen (Şekil 4) CED var. Kemirgen modelleri CED yürütebilme, merkezi sinir sistemi hastalığı çeşitli türleri tedavi ederken tedavi etkinliğini maksimize artan bir ilgi ile birlikte giderek daha önemli hale gelmiştir. CED saflaştırılmış protein, küçük moleküllü ilaçlar, ve virüsler (Gill 2003, Degen 2003, Szerlip 2007) de dahil olmak üzere, çeşitli ajanlar sunmak için kullanılabilir. Dizi CED ile tedavi edilebilir hastalıklar, merkezi sinir sistemi kanserleri (Yamashita, 2007) gibi, Parkinson hastalığı (Gill 2003) gibi nörodejeneratif hastalıkların yanı sıra içerir. CED araştırma, CED uygulanan tedavinin in vivo görüntüleme için ihtiyaç genişletmeye devam ediyor gibi benzer şekilde artmaktadır. Floresan görüntüleme olasılıkla insan kafatası ile görünür olmayacaktır burada gösterirken, diğer yöntemlerle istihdam MR kontrast ajanlar co-infüzyon (Dickinson, 2008), merkezi sinir sistemi hastalığı olan hastalarda infusates izlenmesi için uygulanabilirliği değerlendirmek için ilgi çekicidir.

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>2% Chlorhexidine</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>NC9756995</td>
<td>AKA &#x201C;Nolvasan&#x201D;</td>
</tr>
<tr>
<td>20g Needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Becton Dickinson</td>
<td>305175</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>28g Needle (with syringe)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>22-004-270</td>
<td>AKA Insulin Syringe</td>
</tr>
<tr>
<td>3% Hydrogen Peroxide</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>H312P-4</td>
<td>Store away from light</td>
</tr>
<tr>
<td>Cotton Swabs</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>23-400-100</td>
<td>Autoclave before use</td>
</tr>
<tr>
<td>Cyanoacrylate-based Adhesive</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>NC9592632</td>
<td>AKA &#x201C;Krazy Glue&#x201D;</td>
</tr>
<tr>
<td>Disposable Scalpels</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Feather</td>
<td>2975</td>
<td>No. 21</td>
</tr>
<tr>
<td>Gauze</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>22028563</td>
<td>Autoclave before use</td>
</tr>
<tr>
<td>Heating Pad</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Dunlap</td>
<td>HP950</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>I.V. Catheter</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher</td>
<td>14-841-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Infusion Pump</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BASi</td>
<td>MD-1000, MD-1001</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Living Image Software</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Caliper Life Sciences</td>
<td>Contact for Quote</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Ophthalmic Ointment</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cardinal Health</td>
<td>1272830</td>
<td>AKA &#x201C;Akwa Tears&#x201D;</td>
</tr>
<tr>
<td>Plastic Syringe Adaptors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Upchurch Scientific</td>
<td>P-604, P-200NX, P-215X, P-630</td>
<td>Fits on Luer Lock Syringes</td>
</tr>
<tr>
<td>Silica Tubing</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Polymicro Technologies</td>
<td>2000020</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Skin Stapler, Staples, Remover</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Stoelting</td>
<td>59020</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Stereotaxic Frame</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Stoelting</td>
<td>51725</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Teflon Tubing</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Upchurch Scientific</td>
<td>1520</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Xenogen Lumina</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Caliper Life Sciences</td>
<td>Contact for Quote</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

systemic and local drug delivery for treating diseases of the central nervous system in rodent models

Merkezi sinir sistemi (MSS) Kapsamlı preklinik test terapötik tedavi etkinliğinin değerlendirilmesinde dikkate yönetim ve ajan biodistribution yolları içerir. Yönetiminin iki önemli sınıflandırmalar arasında, yerel ya da sistemik, sistemik teslim yaklaşımlar genellikle uygulama kolaylığı nedeniyle tercih edilmektedir. Ancak, sistemik teslimat MSS elde suboptimal ilaç konsantrasyonu ve ajan etkinliği ile ilgili hatalı sonuçlara neden olabilir. Yerel ilaç dağıtım yöntemleri daha invaziv, ancak tedavi merkezi sinir sistemi ilaç düzeyleri elde etmek için gerekli olabilir. Intravenöz enjeksiyon, intraperitoneal enjeksiyon ve ağızdan sonda: Burada, sistemik ilaç dağıtım üç güzergah için uygun tekniği göstermektedir. Konveksiyon geliştirilmiş teslimat (CED): Buna ek olarak, beyin yerel teslimat için bir yöntem gösteriyor. Uygun ilaç yönetiminin in vivo görüntüleme ve doğrulama için floresan etiketli bileşiklerin kullanımı dahildir. Yöntemleri fare modelleri kullanılarak sunulmaktadır, ancak sıçanlarda kullanmak için kolayca adapte edilebilir.

Watch this Scientific Journal Video about Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models at JoVE.com

Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Kapsamlı preklinik test merkezi sinir sistemine etkili ilaçların genellikle belirli uygulama yolları ile bağlantılı olarak değerlendirilmesi ve ilaç biodistribution karşılaştıran içerir. Burada, yaygın olarak kullanılan üç sistemik teslimat yöntemleri (intravenöz, intraperitoneal ve sözlü) yanı sıra yerel teslimatı için bir yöntem (konveksiyon gelişmiş teslimat) farelerde gösterilmiştir.

Kemirgen Modeller Merkezi Sinir Sistemi Hastalıkları Tedavisinde Sistemik ve Yerel İlaç Taşıyıcı

Thorough preclinical testing of central nervous system (CNS) therapeutics includes a consideration of routes of administration and agent biodistribution ...

systemic-local-drug-delivery-for-treating-diseases-central-nervous

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Pharmacology

Neuroscience

Unit 1

Pharmacotherapy of Psychosis and Mania

SCIENTISTS IN ACTION

30.2K Görüntüleme.  University of California, San Francisco - UCSF. Kapsamlı preklinik test merkezi sinir sistemine etkili ilaçların genellikle belirli uygulama yolları ile bağlantılı olarak değerlendirilmesi ve ilaç biodistribution karşılaştıran içerir. Burada, yaygın olarak kullanılan üç sistemik teslimat yöntemleri (intravenöz, intraperitoneal ve sözlü) yanı sıra yerel teslimatı için bir yöntem (konveksiyon gelişmiş teslimat) farelerde gösterilmiştir.

Video: Systemic and Local Drug Delivery for Treating Diseases of the Central Nervous System in Rodent Models

Multimodal Imaging of Stem Cell Implantation in the Central Nervous System of Mice

During the past decade, stem cell transplantation has gained increasing interest as primary or secondary therapeutic modality for a variety of diseases, both in preclinical and clinical studies. However, to date results regarding functional outcome and/or tissue regeneration following stem cell transplantation are quite diverse. Generally, a clinical benefit is observed without profound understanding of the underlying mechanism(s)1. Therefore, multiple efforts have led to the development of different molecular imaging modalities to monitor stem cell grafting with the ultimate aim to accurately evaluate survival, fate and physiology of grafted stem cells and/or their micro-environment. Changes observed in one or more parameters determined by molecular imaging might be related to the observed clinical effect. In this context, our studies focus on the combined use of bioluminescence imaging (BLI), magnetic resonance imaging (MRI) and histological analysis to evaluate stem cell grafting.
BLI is commonly used to non-invasively perform cell tracking and monitor cell survival in time following transplantation2-7, based on a biochemical reaction where cells expressing the Luciferase-reporter gene are able to emit light following interaction with its substrate (e.g. D-luciferin)8, 9. MRI on the other hand is a non-invasive technique which is clinically applicable10 and can be used to precisely locate cellular grafts with very high resolution11-15, although its sensitivity highly depends on the contrast generated after cell labeling with an MRI contrast agent. Finally, post-mortem histological analysis is the method of choice to validate research results obtained with non-invasive techniques with highest resolution and sensitivity. Moreover end-point histological analysis allows us to perform detailed phenotypic analysis of grafted cells and/or the surrounding tissue, based on the use of fluorescent reporter proteins and/or direct cell labeling with specific antibodies.
In summary, we here visually demonstrate the complementarities of BLI, MRI and histology to unravel different stem cell- and/or environment-associated characteristics following stem cell grafting in the CNS of mice. As an example, bone marrow-derived stromal cells, genetically engineered to express the enhanced Green Fluorescent Protein (eGFP) and firefly Luciferase (fLuc), and labeled with blue fluorescent micron-sized iron oxide particles (MPIOs), will be grafted in the CNS of immune-competent mice and outcome will be monitored by BLI, MRI and histology (Figure 1).

This article describes an optimized sequence of events for multimodal imaging of cellular grafts in rodent brain using: (i) in vivo bioluminescence and magnetic resonance imaging, and (ii) post mortem histological analysis. Combining these imaging modalities on a single animal allows cellular graft evaluation with high resolution, sensitivity and specificity.

Fareler ve Merkezi Sinir Sisteminde Kök Hücre İmplantasyonu Multimodal Görüntüleme

During the past decade, stem cell transplantation has gained increasing interest as primary or secondary therapeutic modality for a variety of diseases, ...

Nörobilim

Production of Lentiviral Vectors for Transducing Cells from the Central Nervous System

Efficient gene delivery in the central nervous system (CNS) is important in studying gene functions, modeling neurological diseases and developing therapeutic approaches. Lentiviral vectors are attractive tools in transduction of neurons and other cell types in CNS as they transduce both dividing and non-dividing cells, support sustained expression of transgenes, and have relatively large packaging capacity and low toxicity 1-3. Lentiviral vectors have been successfully used in transducing many neural cell types in vitro 4-6 and in animals 7-10.
Great efforts have been made to develop lentiviral vectors with improved biosafety and efficiency for gene delivery. The current third generation replication-defective and self-inactivating (SIN) lentiviral vectors are depicted in Figure 1. The required elements for vector packaging are split into four plasmids. In the lentiviral transfer plasmid, the U3 region in the 5' long terminal repeat (LTR) is replaced with a strong promoter from another virus. This modification allows the transcription of the vector sequence independent of HIV-1 Tat protein that is normally required for HIV gene expression 11. The packaging signal (&Psi;) is essential for encapsidation and the Rev-responsive element (RRE) is required for producing high titer vectors. The central polypurine tract (cPPT) is important for nuclear import of the vector DNA, a feature required for transducing non-dividing cells 12. In the 3' LTR, the cis-regulatory sequences are completely removed from the U3 region. This deletion is copied to 5' LTR after reverse transcription, resulting in transcriptional inactivation of both LTRs. Plasmid pMDLg/pRRE contains HIV-1 gag/pol genes, which provide structural proteins and reverse transcriptase. pRSV-Rev encodes Rev which binds to the RRE for efficient RNA export from the nucleus. pCMV-G encodes the vesicular stomatitis virus glycoprotein (VSV-G) that replaces HIV-1 Env. VSV-G expands the tropism of the vectors and allows concentration via ultracentrifugation 13. All the genes encoding the accessory proteins, including Vif, Vpr, Vpu, and Nef are excluded in the packaging system. The production and manipulation of lentiviral vectors should be carried out according to NIH guidelines for research involving recombinant DNA (<a href="http://oba.od.nih.gov/oba/rac/Guidelines/NIH_Guidelines.pdf" target="_blank">http://oba.od.nih.gov/oba/rac/Guidelines/NIH_Guidelines.pdf</a>). An approval from individual Institutional Biological and Chemical Safety Committee may be required before using lentiviral vectors. Lentiviral vectors are commonly produced by cotransfection of 293T cells with lentiviral transfer plasmid and the helper plasmids encoding the proteins required for vector packaging. Many lentiviral transfer plasmids and helper plasmids can be obtained from Addgene, a non-profit plasmid repository (<a href="http://www.addgene.org/" target="_blank">http://www.addgene.org/</a>). Some stable packaging cell lines have been developed, but these systems provide less flexibility and their packaging efficiency generally declines over time 14, 15. Commercially available transfection kits may support high efficiency of transfection 16, but they can be very expensive for large scale vector preparations. Calcium phosphate precipitation methods provide highly efficient transfection of 293T cells and thus provide a reliable and cost effective approach for lentiviral vector production.
In this protocol, we produce lentiviral vectors by cotransfection of 293T cells with four plasmids based on the calcium phosphate precipitation principle, followed by purification and concentration with ultracentrifugation through a 20% sucrose cushion. The vector titers are determined by fluorescence- activated cell sorting (FACS) analysis or by real time qPCR. The production and titration of lentiviral vectors in this protocol can be finished with 9 days. We provide an example of transducing these vectors into murine neocortical cultures containing both neurons and astrocytes. We demonstrate that lentiviral vectors support high efficiency of transduction and cell type-specific gene expression in primary cultured cells from CNS.

In this protocol we describe production, purification and titration of lentiviral vectors. We provide an example of lentiviral vector-mediated gene delivery in primary cultured neurons and astrocytes. Our methods may also apply to other cell types in vitro and in vivo.

Merkezi sinir sisteminin transducing Hücreleri için lentiviral Vektörler Üretimi

Efficient gene delivery in the central nervous system (CNS) is important in studying gene functions, modeling neurological diseases and developing ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Merkez Sinir Sistemi Tek Hücreler Etiketleme<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Direct Intraventricular Delivery of Drugs to the Rodent Central Nervous System

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses specifically on antisense oligonucleotides (ASOs), though the techniques shown in the video here can also be used to deliver a plethora of other drugs to the CNS. Antisense oligonucleotides (ASOs) have the capability to knockdown sequence-specific targets 1 as well as shift isoform ratios of specific genes 2. To achieve widespread gene knockdown or splicing in the CNS of mice, the ASOs can be delivered into the brain using two separate routes of administration, both of which we demonstrate in the video.
The first uses Alzet osmotic pumps, connected to a catheter that is surgically implanted into the lateral ventricle. This allows the ASOs to be continuously infused into the CNS for a designated period of time. The second involves a single bolus injection of a high concentration of ASO into the right lateral ventricle. Both methods use the mouse cerebral ventricular system to deliver the ASO to the entire brain and spinal cord, though depending on the needs of the study, one method may be preferred over the other.

We describe a method to target drugs to the central nervous system by either implanting a catheter or performing a bolus injection into the right lateral ventricle in mice. We focus specifically on the delivery of antisense oligonucleotides. This technique is readily adaptable to other drugs and to rats.

Kemirgen Merkezi Sinir Sistemi İlaçların doğrudan Intraventriküler teslim

Due to an inability to cross the blood brain barrier, certain drugs need to be directly delivered into the central nervous system (CNS). Our lab focuses ...

Immunohistochemical Analysis in the Rat Central Nervous System and Peripheral Lymph Node Tissue Sections

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based multicolor labeling is challenging, especially when utilized for assessing interrelations between target proteins in the tissue with a high fat content such as the central nervous system (CNS).
Our protocol represents a refinement of the standard immunolabeling technique particularly adjusted for detection of both structural and soluble proteins in the rat CNS and peripheral lymph nodes (LN) affected by neuroinflammation. Nonetheless, with or without further modifications, our protocol could likely be used for detection of other related protein targets, even in other organs and species than here presented.

We here present an optimized, detailed protocol for double immunostaining in formalin-fixed, paraffin-embedded rat central nervous system (CNS) and peripheral lymph node (LN) tissue sections.

Sıçan Santral Sinir Sistemi immunohistokimyasal Analizi ve Çevresel lenf nodu Doku Bölümler

Immunohistochemistry (IHC) provides highly specific, reliable and attractive protein visualization. Correct performance and interpretation of an IHC-based ...

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution has been a long sought tool for neuroscientists in the systems-level search for the neural circuitry governing complex behavioral states. Optogenetics is a cutting-edge tool that is revolutionizing the field of neuroscience and represents one of the first systematic approaches to enable causal testing regarding the relation between neural signaling events and behavior. By combining optical and genetic approaches, neural signaling can be bi-directionally controlled through expression of light-sensitive ion channels (opsins) in mammalian cells. The current protocol describes delivery of specific wavelengths of light to opsin-expressing cells in deep brain structures of awake, freely-moving rodents for neural circuit modulation. Theoretical principles of light transmission as an experimental consideration are discussed in the context of performing in vivo optogenetic stimulation. The protocol details the design and construction of both simple and complex laser configurations and describes tethering strategies to permit simultaneous stimulation of multiple animals for high-throughput behavioral testing.

In vivo Optogenetic Stimulation of the Rodent Central Nervous System

Optogenetics has become a powerful tool for use in behavioral neuroscience experiments. This protocol offers a step-by-step guide to the design and set-up of laser systems, and provides a full protocol for carrying out multiple and simultaneous in vivo optogenetic stimulations compatible with most rodent behavioral testing paradigms.

Kemirgen Santral Sinir Sistemi vivo optogenetic Stimülasyon içinde

The ability to probe defined neural circuits in awake, freely-moving animals with cell-type specificity, spatial precision, and high temporal resolution ...

Optical Clearing of the Mouse Central Nervous System Using Passive CLARITY

Traditionally, tissue visualization has required that the tissue of interest be serially sectioned and imaged, subjecting each tissue section to unique non-linear deformations, dramatically hampering one's ability to evaluate cellular morphology, distribution and connectivity in the central nervous system (CNS). However, optical clearing techniques are changing the way tissues are visualized. These approaches permit one to probe deeply into intact organ preparations, providing tremendous insight into the structural organization of tissues in health and disease. Techniques such as Clear Lipid-exchanged Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel (CLARITY) achieve this goal by providing a matrix that binds important biomolecules while permitting light-scattering lipids to freely diffuse out. Lipid removal, followed by refractive index matching, renders the tissue transparent and readily imaged in 3 dimensions (3D). Nevertheless, the electrophoretic tissue clearing (ETC) used in the original CLARITY protocol can be challenging to implement successfully and the use of a proprietary refraction index matching solution makes it expensive to use the technique routinely. This report demonstrates the implementation of a simple and inexpensive optical clearing protocol that combines passive CLARITY for improved tissue integrity and 2,2&#8242;-thiodiethanol (TDE), a previously described refractive index matching solution.

Optical clearing techniques are revolutionizing the way tissues are visualized. In this report we describe modifications of the original Clear Lipid-exchanged Acrylamide-hybridized Rigid Imaging-compatible Tissue-hYdrogel (CLARITY) protocol that yields more consistent and less expensive results.

Pasif kullanımı Netlik Fare Merkezi Sinir Sistemi Optik Takas

Traditionally, tissue visualization has required that the tissue of interest be serially sectioned and imaged, subjecting each tissue section to unique ...

A Computerized Test Battery to Study Pharmacodynamic Effects on the Central Nervous System of Cholinergic Drugs in Early Phase Drug Development

Investigating potential pharmacodynamic effects in an early phase of central nervous system (CNS) drug research can provide valuable information for further development of new compounds. A computerized and thoroughly validated battery of neuropsychological and neurophysiological tests has been shown to be sensitive to detect drug-induced effects of multiple new and existing compounds. The test battery covers the main CNS domains, which have been shown to respond to drug effects and can be repeatedly administered following drug administration to characterize the concentration-effect profile of a drug.
The standard tests in the battery are saccadic eye movement, smooth pursuit eye movement, the Bowdle visual analog scale (VAS), the Bond and Lader VAS, body sway, adaptive tracking, visual verbal learning, and quantitative electroencephalography (qEEG). However, the test battery is adaptive in nature, meaning that it can be composed and adjusted with tests fit to investigate specific drug classes, or even specific receptors.
Showing effects of new cholinergic drugs designed to have a pro-cognitive outcome has been difficult. The pharmacological challenge model is a tool for early proof-of-pharmacology. Here, a marketed drug is used to induce temporary and reversible disease-like symptoms in healthy subjects, via a pharmacological mechanism related to the disease that is targeted as indication for the new compound. The test battery was implemented to investigate the potential of the nicotinic receptor antagonist mecamylamine to be used as a challenge model for cholinergic dysfunction, as seen in neurodegenerative disorders.
A worsening of scores in a dose dependent manner on the visual verbal learning test (VVLT; a test for learning and memory abilities) and the adaptive tracking test (a measure of visuomotor control and arousal), in particular, showed that the test battery is sensitive to showing acute pharmacodynamic effect after administration of anti-cholinergic drugs.

A validated computerized battery of neuropsychological and neurophysiological tests is used to study pharmacodynamic effects on the central nervous system of newly developed drugs in early phase development. To demonstrate the test battery, the acute effects of mecamylamine and the reversal of these effects by two agonist drugs are described.

Farmakodinamik etkileri erken faz ilaç geliştirme kolinerjik ilaçların merkezi sinir sistemi üzerinde çalışmak için bir bilgisayarlı Test batarya

Investigating potential pharmacodynamic effects in an early phase of central nervous system (CNS) drug research can provide valuable information for ...

Quantitative Cell Biology of Neurodegeneration in Drosophila Through Unbiased Analysis of Fluorescently Tagged Proteins Using ImageJ

With the rising prevalence of neurodegenerative diseases, it is increasingly important to understand the underlying pathophysiology that leads to neuronal dysfunction and loss. Fluorescence-based imaging tools and technologies enable unprecedented analysis of subcellular neurobiological processes, yet there is still a need for unbiased, reproducible, and accessible approaches for extracting quantifiable data from imaging studies. We have developed a simple and adaptable workflow to extract quantitative data from fluorescence-based imaging studies using Drosophila models of neurodegeneration. Specifically, we describe an easy-to-follow, semi-automated approach using Fiji/ImageJ to analyze two cellular processes: first, we quantify protein aggregate content and profile in the Drosophila optic lobe using fluorescent-tagged mutant huntingtin proteins; and second, we assess autophagy-lysosome flux in the Drosophila visual system with ratiometric-based quantification of a tandem fluorescent reporter of autophagy. Importantly, the protocol outlined here includes a semi-automated segmentation step to ensure all fluorescent structures are analyzed to minimize selection bias and to increase resolution of subtle comparisons. This approach can be extended for the analysis of other cell biological structures and processes implicated in neurodegeneration, such as proteinaceous puncta (stress granules and synaptic complexes), as well as membrane-bound compartments (mitochondria and membrane trafficking vesicles). This method provides a standardized, yet adaptable reference point for image analysis and quantification, and could facilitate reliability and reproducibility across the field, and ultimately enhance mechanistic understanding of neurodegeneration.

Quantitative Cell Biology of Neurodegeneration in Drosophila Through Unbiased Analysis of Fluorescently Tagged Proteins Using ImageJ

We have developed a simple and adaptable workflow to extract quantitative data from fluorescence-imaging-based cell biological studies of protein aggregation and autophagic flux in the central nervous system of Drosophila models of neurodegeneration.

Ateş Drosophila ImageJ kullanarak Fluorescently Tagged proteinlerin tarafsız analizi ile yılında niceliksel hücre biyolojisi

With the rising prevalence of neurodegenerative diseases, it is increasingly important to understand the underlying pathophysiology that leads to neuronal ...

Intrathecal Delivery of Antisense Oligonucleotides in the Rat Central Nervous System

The blood brain barrier (BBB) is an important defense against the entrance of potentially toxic or pathogenic agents from the blood into the central nervous system (CNS). However, its existence also dramatically lowers the accessibility of systemically administered therapeutic agents to the CNS. One method to overcome this, is to inject those agents directly into the cerebrospinal fluid (CSF), thus bypassing the BBB. This can be done via implantation of a catheter for either continuous infusion using an osmotic pump, or for single bolus delivery. In this article, we describe a surgical protocol for delivery of CNS-targeting antisense oligonucleotides (ASOs) via a catheter implanted directly into the cauda equina space of the adult rat spine. As representative results, we show the efficacy of a single bolus ASO intrathecal (IT) injection via this catheterization system in knocking down the target RNA in different regions of the rat CNS. The procedure is safe, effective and does not require expensive equipment or surgical tools. The technique described here can be adapted to deliver drugs in other modalities as well.

Here, we describe a method for delivering drugs to the rat central nervous system by implanting a catheter into the lumbar intrathecal space of the spine. We focus on the delivery of antisense oligonucleotides, though this method is suitable for delivery of other therapeutic modalities as well.

Sıçan Merkezi Sinir Sisteminde Antisense Oligonükleotidlerin İntinal Teslimi

The blood brain barrier (BBB) is an important defense against the entrance of potentially toxic or pathogenic agents from the blood into the central ...