Bu araştırma, Ulusal Sağlık hibe R01HL086939 (KKK) Enstitüleri tarafından da desteklenmiştir.

Tuchscherer ark bu protokol, daha önce pulsatil pulmoner vasküler basınç-akım ilişkileri, pulmoner emboli ve kronik hipoksi etkisi (Tuchscherer, Webster ve Chesler, 2006 ölçmek için kullanılır olmuştur izole bir, havalandırılmış perfüze fare akciğer hazırlık göstermektedir , 2007). Kısacası, fare akciğerler ameliyatla ısıtılan bir odasında yer, çevre dokulara izole (IL-1, Harvard Apparatus, Holliston, MA) ve havalandırmalı (Ventilasyon Kontrol Modülü (VCM)-R zamanlayıcı sayıcı modülü (TCM); Harvard Aparat). Akciğer vasküler kararlı akım dalga biçimleri ya da yüksek frekanslı salınım pompası (Bose-Elektro Kuvvetleri, Eden oluşturmak için bir şırınga pompası (Cole-Parmer, Vernon Hills, IL) ile% 3,5 Ficoll ısıtmalı RPMI 1640 hücre kültür ortamı ile perfüze Prairie, MN) pulsatil pulmoner vasküler akışı dalga şekilleri yaratmak için şırınga pompası ile paralel. Basınç dönüştürücüleri (P75, Harvard Apparatus) anlık pulmoner arter basıncı (PAP) ve sol atrial basınç (LAP) ölçer. Ani debisi (Q), bir in-line debimetre (Transonik Systems, Inc, Ithaca, NY) ile ölçülür. Pulsatil basınç-akım ilişkileri, bu ölçümleri, pulmoner vasküler fizyoloji ve patoloji ve sağ ventrikül afterload içgörü sağlamalıdır türetilmiştir. 1. Ekipman: <ol><li> İzole akciğer fare vantilatör set-up dahil olmak üzere </li><li> Veri toplama sistemi ve LabView programı ile bilgisayar </li><li> Perfüzat akışı için iki basınç dönüştürücüleri ve debimetre </li><li> Basınç detektörler ve hava yolu akışı için debimetre (pnemotachometer) </li><li> Win Test programı ile Yüksek frekanslı salınım pompa ve bilgisayar </li><li> Boom / Zoom Mikroskop, lamba </li><li> IL-1 sistemi için yüksek çıkış pompası ısıtma banyosu </li></ol> 2. IL-1 sistem hazırlanması <ol><li> Damıtılmış su - 37 ° C IL-1 sisteminin içine dolaşan ısıtma banyosunda ısıtılır. </li><li> Bütün pompalar, dönüştürücüler ve IL-1 kanül temiz tüp ile bağlıdır ve tüm boru, 37 kadar ısıtılır distile su ° C ile temizlendi Hava kabarcıkları akciğer ve neden ödem seyahat, kaldırılması gerekir. Salınımlı akış pompası akış sensörü ve akış sensörü pulmoner arter kanülü Boru% 1 PBS ile temizlendi. </li><li> P75 basınç dönüştürücüler, kanül vana kapatma, atmosfere vanaların açılması ve ardından PLUGSYS amplifikatör otomatik sıfır düğmeye basılarak zeroed. Daha sonra, atmosfere vana kapalı ve kanül vana açıldı. </li><li> IL-1 sistemi havalandırma yolu gözenekli seramik parçası, nem sağlamak için ıslatılmış. </li></ol> 3. Çözümler <ol><li> % 3,5 hacim Ficoll-RPMI çözüm ve steril filtre ortamı hazırlayın. Medya Filtreleme istemeden akciğer embolize büyük parçacıklar vardır sağlar. Steril ortamların kullanılması da akciğer gelişen ani ödem olasılığını azaltır. Biri 10 ml şırınga RPMI her deneysel deneme için RPMI cerrahi ve bir 60 ml şırınga ile doldurun. Perfüzat 37 ° C su banyosunda ısıtın. </li><li> 1 ml (yaklaşık) fare heparin 500IU/100g vücut ağırlığı hazırlayın. Heparin tuz 158IU/mg. ~ 25 g fare için, küçük bir mikrosantrifüj tüp içinde 1 ml PBS solüsyonu ile 1.25 mg heparin tuzu karıştırın. </li></ol> 4. Havalandırma Fare <ol><li> Fare içine kilogram başına çözüm pentobarbital 150 mg, bir pençe sert bir tutam yaparak derin anestezi sağlamak intraperitoneal sonra. Herhangi bir reaksiyon yoksa, istikrar için corkboard ön patilerini bağlantılarını ameliyatı için fare hazırlamak. Not: deney anestezi derinliği boyunca hayvan dikkatlice gözlemleyerek tarafından izlenir. Pençeleri ve sık kesiler pimleri Ağrılı uyaranlara yanıt hayvan anestezi cerrahi bir düzlemde kaldığını teyit hangi eksikliği olarak hareket ederler. </li><li> Kürk aşağı ıslak ve boynu cildi kapmak için düz forseps kullanımı% 95 alkol ile göğüs püskürtün. Düz makas kullanarak deride açılan bir 1 cm kesin. </li><li> Boyun içinde ortaya çıktığında, özefagus ve trakea arıyorsanız, tüm beyaz glandüler doku ve yüzeysel kas çıkarın. Her iki tarafında ve posteriora doku özefagus ve trakea ayırın. </li><li> Takın ve trakea altındaki küçük bükük forseps, diğer tarafında dikiş bir parça kapmak. Trakea altında dikiş çekin ve gevşek bir cerrahlar düğüm. Sütür sıkın ya da düğüm etmeyin. </li><li> Trakea küçük bir makas ile küçük açılı bir &quot;v&quot; Kes, trakea yoluyla tüm yol kesmeyin. Isıtmalı IL-1 sistemi mantar pano ve fare hareket ettirin. Iki künt forseps kullanarak, trakeal kanül ve &quot;v&quot; altında trakea yakala. Sonra, trach trakeal kanül slayt&quot;v&quot; açıklıktan adet. Trakea etrafında dikiş ve trakea içinde kanül güvenli trakeal kanül sıkın. Düğüm. </li><li> Oda havası ile ventilasyon (% 50 ilham, derin ilham ile 90 solunum / dk,) başlayın. </li></ol> 5. Havalandırmalı Fare perfüze 5.1. Heparin enjekte etmek için sağ ventrikül Erişim <ol><li> Sprey fare göğüs tekrar alkol ile kürk yeniden ıslak. Düz forseps ve düz makas kullanılarak kaburga üstünde göğüs tüm cilt çıkarın. Sternum boyunca yukarı kesin. Her iki tarafta cilt kaldırın ve daha sonra alt kaburga satırı aşağıdaki cilt kesmek. </li><li> Cımbız ile sternum alt kısmında kılıç şeklinde sürecini kavramak ve düz makas kullanarak diyafram bir delik. Cımbız ile diyafram alın ve kaburga kesip. </li><li> Kılıç şeklinde bir süreç cımbız ile tekrar tutun (sol) ve kesilmiş sternum ve kaburga üzerinden topu ucu açılı makas kullanmak, akciğerler kesmeme dikkatli olma, kalp ya da kan damarları (topu ucu kullanın makas) size rehberlik etmek. Kan var olacak ama sürece sternum karşı makasla kesme kenarı olarak, kalp ve akciğerler kesilmiş olmayacaktır. </li><li> Sol tarafta kaburgalar tutun ve kalp açığa çıkarmak için gerekli olduğu kadar kaburga kesip. 0.1 ml heparin solüsyonu ile sağ ventrikül yavaş yavaş enjekte edin. Bu adım, endotelyal hücreler zarar ve perfüzyon bozacağına akciğerde kan pıhtılaşması, önlemek için önemlidir. Kalp hala atıyor iken heparin enjekte edilmelidir. </li></ol> 5.2. Ana pulmoner arter Cannulate <ol><li> Kaburgalar hafifçe göğüs duvarından akciğerlere itmek için arka (yuvarlak) forseps sonu kullanarak (sağ ve sol tarafı) geri kalanı kesip. Akciğerler kapma kendilerini hassas doku zarar verecektir. Makas ipuçları ve akciğer dokusu arasındaki kazara temas da zarar verir. </li><li> Akciğer üzerine yerleştirin mikroskop taşıyın. Kalbin üstüne glandüler ve yağ dokusu kesilip. Arterler ve damarlar uzağa çekin ve sonra doku gerginlik devam ederken bahar makasla kesmek için cımbız kullanın. </li><li> Cımbız künt bir başka set, sol atrium / aort ve pulmoner arter (PA) altında cımbız ucu almak için ventrikül altında kalp üstten, sağdan sola kepçe kullanma. Bunu yapmak dikkatle cımbız direnç olmamalıdır. Künt cımbız kullanarak yanlışlıkla pulmoner arter veya aort delinmesiyle olasılığını azaltır. </li><li> Cımbız ucu aorta ve PA altına alındıktan sonra, bir parça dikiş kapmak ve çekin. Cerrahlar gevşek bir düğüm. Sütür sıkın ya da düğüm etmeyin. </li><li> İsteğe bağlı: vücudun alt yarısında kaldırmak için açılı makas kullanın. Kaburga ve omurga üzerinden azaltın; kesme aorta ve vena kava önemli bir miktarda kan akışına neden olacak akış sadık bir Q-tip kullanabilirsiniz. Bertarafı için bir torbaya yerleştirin. </li><li> 4 ml 10 ml şırınga RPMI ile Başbakan PA kanül. Çift tüm boru hava kabarcıkları olup olmadığını kontrol edin. Distile su veya kabarcıkları ile akciğer perfüzyon ödem neden olur. </li><li> PA eklemek kanül sağ ventrikül serbest duvarında küçük bir çentik kesin ve aşağı amaçlayan ve sağa. PA şeffaf duvarın üzerinden kanül ucu görünür olmalıdır. RPMI konumu onaylamak için küçük bir miktar demlenmeye. Kanül, aort ve PA çevresinde dikiş sıkın ve düğüm. Bu noktada sol atrium kanüle kadar gerçek perfüzyon başlamak gerektiğini, aort da bağlı olduğunu unutmayın. </li></ol> 5.3. Sol atrium Cannulate <ol><li> Sol ventrikül alt kısmında bir çentik kesin ve atıl sol atriyum (LA) kanül, yukarı hedefliyor. Hafif bir basınç bu yönde mitral kapak açmak için gerekli olabilir. Doğru yerde, kanül ucu üzerine kayma ve dikiş olmadan güvenli olacaktır. </li></ol> 5.4. Perfüzyon başlayın <ol><li> RMPI çıkış boru (açık PBS aksine pembe-ish renk) açıktır kadar El dakikada 0,3 ml, 10 ml şırınga RPMI demlenmeye. Çıkış boru, yeniden-pozisyon LA kanül akış varsa. Eğer yeniden konumlandırma çıkışı ile elde edilebilir, pulmoner arter bir sızıntı olup olmadığını kontrol edin. Pulmoner arter bir sızıntı ya da gözyaşı tamir edilemez, bu deney iptal nedenidir. </li><li> IL-1 sistemi aracılığıyla PA kanül için 60 ml şırınga takın ve sızıntı kontrolü ve akciğerlere RPMI akciğerlere kan değiştirilmesi olduğunu gösteren, beyaza emin olun, perfüzat 1ml/min infüzyon başlatmak. Iki dakika yavaş akışı ile serpmek. </li></ol> 6. Ölçüm Pulsatif ve Sabit Pulmoner Basınç-Akış İlişkileri <ol><li> Pulsatil akım çalışmaları için ilk salınım pompa piston değiştirmeler ayarlamakönceki deneylerine göre WinTest programında her frekans için istenen düzeyde. Akciğer yapısı ve mekaniği nedeniyle değişkenliği, deplasmanları her fare için ayarlanması gerekir. Sürekli akış istenilen seviyeye ayarlayın. Salınım pompa, vana açın ve sağ salınımlı akış profili (Wintest programı) çalıştırmadan önce kayıt, veri aktarımını başlatmak. Veri dosyasını açın ve Excel deneysel debi (Q) arsa. Q max ve Q min istediğiniz gibi böylece her frekansta salınım pompası piston değiştirmeler ayarlayın (Wintest programı). </li><li> Sürekli akış denemeleri için, salınım pompa vanasını kapatın. Bu valf açık bırakılırsa, salınım pompası başka bir akış hızı değişiklikleri nemlendirme, bir kondansatör gibi davranır. Her akış hızında veya PA basıncı kadar en az 10 saniye süreyle veri toplama% 5&#39;ten fazla değişmez. </li><li> Pulsatil veya sabit akış ölçümleri için, veri toplama önce sabit bir basınç eski havalandırma. Veri toplama hemen sonra havalandırma devam edin. </li><li> Havayolu tüp RPMI ödem kanıt ve deneyi iptal nedenidir. Ayrıca, dönüştürücüler zarar verir, çünkü RPMI havayolu basıncı veya akış sensörleri ulaşmak izin vermeyin. </li></ol> 7. Temsilcisi Sonuçlar: Temsilcisi Sabit Sonuçlar: Izole akciğer set-up deneyci bağımsız olarak kontrol altında tutmak sadece pulmoner akım S yeteneği değil, aynı zamanda havayolu basıncı P hava ve sol atriyal basınç LAP vardır. Q, P hava ve LAP pulmoner damarlar ve pulmoner arter basıncı PAP etkisi nedeniyle avantajlıdır. Diğer bir avantajı, elde edilen sonuçlar, sempatik sinir sisteminin tonu 1, ses durumu, ve anestezi 2 bağımsız olmasıdır. Sabit P hava Q merdiven adım değişiklikler tarafından uyarılan ve sabit veya LAP değişen PAP değişiklikler Şekil 1&#39;de gösterilmiştir. LAP kanül izole akciğer hazırlanmasında, tipik bir atık kabı içine perfüzat yönlendirir boru bağlı olduğunu unutmayın. Bu tüp yerinde LAP Poiseuille akışı nedeniyle Q doğrusal bağlıdır. Ancak, çıkış ve atık kabını yüksekliği sabit bir, sıfır olmayan bir LAP sağlamak için elle ayarlanabilir veya tüp Q bağımsız sıfır LAP izin silinebilir Temsilci Pulsatif Sonuçlar: Keyfi pulsatil akışı dalga şekilleri bu sistem ile oluşturulabilir iken, biz genellikle formu akışını oluşturmak Q = 3 + 2 sin (2 f πt) f = 1, 2, 5, 10, 15 ve 20 Hz frekanslarda ml / dak pulmoner damar (Şekil 2: üst panelde) lineerleştirilmiş empedans değerlendirmek için. PAP, LAP ve Q ölçümleri sonucunda, pulmoner vasküler empedansı büyüklüğü (Z) ve faz (θ), ilk bir dizi dayatılan her sinüzoidal akım hızı frekans ΔP = PAP-LAP ve Q bir tam sinüzoidal döngüsü çürüyen tarafından hesaplanır. Fourier dönüşümü kullanarak sinüsoidal harmonikler. Basınç oranı dönüşümü verimi büyüklüğü Z ve faz θ pulmoner vascualar empedansı, PVZ = FFT (ΔP) / FFT (Q), akış dönüşümü. Giriş empedansı Z 0, karakteristik empedansı Z C, ve dalga yansıma R W indeksi, empedans büyüklüğü hesaplanır. Özellikle, Z 0 0. harmonik (f = 0 Hz frekansları üzerinden C, Z, Z ilk minimum (5 Hz) ve 20 Hz arasında ortalama olarak hesaplanan ortalama ve R W hesaplanır) Z hesaplanır . (Z 0-Z C) / (Z 0 + Z C) 3. <img src="/files/ftp_upload/2690/2690fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1. Sabit akışı dalga şekilleri (üst satır) ve baskıların sonucunda (ikinci satır: PAP, P hava, LAP), LAP ve P hava farklı kombinasyonları ile zamanın bir fonksiyonu olarak . Alt sıra (A) ve (B), Q LAP artar ve azalır çıkış boru sırada yer aldı çünkü S. vs PAP gösterir. Bu tüp o LAP sürekli ve S. bağımsız (C) (D) ve (E) LAP daha yüksek ama S. P hava bağımsız şekilde çıkış boru yüksekliği manuel olarak ayarlanabilir ya kaldırıldı inspiratuar sonu (A, C, D) veya ekspirasyon sonu (B, E) basıncı. <img src="/files/ftp_upload/2690/2690fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2 Pulsatil akış dalga şekli Q (üst panel) ve bunun sonucunda baskılara (alt panel: PAP, LAP ve P hava) zamanın bir fonksiyonu olarak. PVZ bu pulsatil pulmoner basınç-akım ilişkileri, toplam sağ ventrikül afterload yansıtan, hesaplanan olabilir.

<ol>
	<li>Pace, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sympathetic+control+of+pulmonary+vascular+impedance+in+anesthetized+dogs.">Sympathetic control of pulmonary vascular impedance in anesthetized dogs.</a> Circ Res. 29, 555-568 (1971).</li><li>Ewalenko, P., Stefanidis, C., Holoye, A., Brimioulle, S., Naeije, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+vascular+impedance+vs.+resistance+in+hypoxic+and+hyperoxic+dogs:+effects+of+propofol+and+isoflurane.">Pulmonary vascular impedance vs. resistance in hypoxic and hyperoxic dogs: effects of propofol and isoflurane.</a> J Appl Physiol. 74, 2188-2193 (1993).</li><li>Nichols, W. W., O'Rourke, M. F., Hartley, C., McDonald, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> McDonald's blood flow in arteries : theoretical, experimental, and clinical principles. , (2005).</li><li>Tuchscherer, H. A., Webster, E. B., Chesler, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+Vascular+Resistance+and+Impedance+in+Isolated+Mouse+Lungs:+Effects+of+Pulmonary+Emboli.">Pulmonary Vascular Resistance and Impedance in Isolated Mouse Lungs: Effects of Pulmonary Emboli.</a> Annals of Biomedical Engineering. 34, 660-668 (2006).</li><li>Tuchscherer, H. A., Vanderpool, R. R., Chesler, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulmonary+vascular+remodeling+in+isolated+mouse+lungs:+Effects+on+pulsatile+pressure-flow+relationships.">Pulmonary vascular remodeling in isolated mouse lungs: Effects on pulsatile pressure-flow relationships.</a> Journal of Biomechanics. 40, 993-1001 (2007).</li><li>Vanderpool, R., Naeije, R., Chesler, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impedance+in+Isolated+Mouse+Lungs+for+the+Determination+of+Site+of+Action+of+Vasoactive+Agents+and+Disease.">Impedance in Isolated Mouse Lungs for the Determination of Site of Action of Vasoactive Agents and Disease.</a> Ann Biomed Eng. , (2010).</li><li>Vanderpool, R., Kim, A., Molthen, R., Chesler, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+acute+rho+kinase+inhibition+on+chronic+hypoxia-induced+changes+in+proximal+and+distal+pulmonary+arterial+structure+and+function.">Effects of acute rho kinase inhibition on chronic hypoxia-induced changes in proximal and distal pulmonary arterial structure and function.</a> Journal of Applied Physiology. , (2010).</li><li>El-Bizri, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Smooth+muscle+protein+22alpha-mediated+patchy+deletion+of+Bmpr1a+impairs+cardiac+contractility+but+protects+against+pulmonary+vascular+remodeling.">Smooth muscle protein 22alpha-mediated patchy deletion of Bmpr1a impairs cardiac contractility but protects against pulmonary vascular remodeling.</a> Circ Res. 102, 380-388 (2008).</li><li>Champion, H., Michelakis, E., Hassoun, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comprehensive+invasive+and+noninvasive+approach+to+the+right+ventricle-pulmonary+circulation+unit:+state+of+the+art+and+clinical+and+research+implications.">Comprehensive invasive and noninvasive approach to the right ventricle-pulmonary circulation unit: state of the art and clinical and research implications.</a> Circulation. 120, 992-1007 (2009).</li><li>Gan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Noninvasively+assessed+pulmonary+artery+stiffness+predicts+mortality+in+pulmonary+arterial+hypertension.">Noninvasively assessed pulmonary artery stiffness predicts mortality in pulmonary arterial hypertension.</a> Chest. 132, 1906-1912 (2007).</li><li>Mahapatra, S., Nishimura, R., Sorajja, P., Cha, S., McGoon, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relationship+of+pulmonary+arterial+capacitance+and+mortality+in+idiopathic+pulmonary+arterial+hypertension.">Relationship of pulmonary arterial capacitance and mortality in idiopathic pulmonary arterial hypertension.</a> J Am Coll Cardiol. 47, 799-803 (2006).</li><li>Bogaard, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+pulmonary+artery+pressure+elevation+is+insufficient+to+explain+right+heart+failure.">Chronic pulmonary artery pressure elevation is insufficient to explain right heart failure.</a> Circulation. 120, 1951-1960 (2009).</li></ol>

Ameliyat kritik adımlar Göğüs kafesi, akciğerler uzak keserken dikkatli olduğu kritik öneme sahiptir. Akciğerleri tam maruz kalan ve sınır tanımayan çevre dokulara enflasyon sırasında ancak izolasyon işlemi sırasında hasar görmediğinden olmalıdır. Forseps arka uç gibi düz bir nesne kullanımı kesmek için makas için açık bir yol var, böylece göğüs duvarı akciğerlere uzak tutmak için kullanılabilir. Diğer önemli adım, pulmoner arter ve aort etrafındaki süt...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>1 ml syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Sci</td>
<td>14-829-10F</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>10 ml syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Sci</td>
<td>14-823-2A </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>60 ml syringe</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Sci</td>
<td>13-689-8 </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>RPMI with GLN 6/PK</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Sci</td>
<td>MT10040CV </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Bottle Top Filters</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Sci</td>
<td>09-761-57</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Ficoll PM 70</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>F2878-100g</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Heparin</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Y27632</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma-Aldrich</td>
<td>Y0503</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Angled Ball Iris scissors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>14109-09</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Vannas Spring Scissors - 4mm Blades</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>15018-10</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fine Iris Scissors - straight</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>14106-09</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dumont #5/45 Forceps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>11251-35</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dumont Medical Biology Forceps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fine Science Tools</td>
<td>11254-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Lauda E100 ECO-line 003 </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR</td>
<td>Comparable to Lauda-Brinkmann E-103, 62400-922</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>IL-1 Isolated perfused mouse lung system </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus </td>
<td>739904 </td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Blood Pressure Transducer P75 for PLUGSYS Module</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Harvard Apparatus</td>
<td>730020</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>TS410 Flow Modules</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Transonic </td>
<td>TS410</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>ME 4 PXN Precision PXN Inline Flowsensors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Transonic</td>
<td>ME 4 PXN</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cole-Parmer Multi-Syringe Pumps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Cole-Parmer </td>
<td>EW-74900-20</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Nembutal 50MG/ML 20ML Vial</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Amatheon</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

characterization of the isolated, ventilated, and instrumented mouse lung perfused with pulsatile flow

Izole, havalandırmalı ve enstrümante fare akciğer hazırlık, kararlı ve pulsatil pulmoner vasküler basınç-akım ilişkileri, pulmoner arter debisi, akış hızı dalga formu, hava yolu basıncı ve sol atriyal basınç üzerinde bağımsız denetim ölçülmesine imkan verir. Pulmoner vasküler direnç, çok noktalı, sabit bir basınç-akım eğrileri alınarak hesaplanan pulmoner vasküler empedansı frekans aralığında elde edilen pulsatil basınç-akım eğrileri hesaplanır. Önemsiz vasküler uyum etkileri, özellikle akciğer dolaşımı içerir çünkü artık klinik olarak tanınan, empedans, direnci daha sağ ventrikül afterload üstün bir ölçü. Empedans Üç önemli ölçümleri - sıfır hertz empedansı Z 0, karakteristik empedansı Z C ve dalga yansıma R B indeksi akışı için kullanılabilir distal arteryel kesit alanı, proksimal arteryel sertlik ve havza-yukarı havza empedans içgörü uyumsuzluğu, sırasıyla. Izole elde edilen tüm sonuçlar, havalandırılmış ve perfüze akciğerler, sempatik sinir sistemi ton, birim durumu ve anestezi etkileri bağımsız. Biz bu tekniği empedans direnç ve pulmoner emboli ve kronik hipoksi etkisi ölçmek için kullanılan ve vazoaktif ajanlar ve hastalık Z C basınç bağımlılık kullanarak eylem siteleri (örneğin, distal proksimal vs.) Arasında ayrım yapmak. Ayrıca, bu teknikler, genetiği değiştirilmiş farelerde suşlarının akciğerler ile kullanıldığında, pulmoner vasküler yapısı ve işlevi üzerindeki etkilerinin moleküler düzeyde kusurları tespit edilebilir.

Watch this Scientific Journal Video about Characterization of the Isolated, Ventilated, and Instrumented Mouse Lung Perfused with Pulsatile Flow at JoVE.com

Characterization of the Isolated, Ventilated, and Instrumented Mouse Lung Perfused with Pulsatile Flow

Aşağıdaki protokol tecrit, havalandırma ve sağ ventrikül afterload kan akımı, hava akımı, hava yolu değişiklikleri ve vasküler değişiklikler etkilerini ölçmek için sabit veya pulsatil pulmoner vasküler basınç-akım ilişkileri ölçmek için fare akciğerler instrumenting sürecini özetliyor.

İzole, Havalandırmalı ve Enstrumanlı Fare Akciğer Karakterizasyonu Pulsatif Akış ile perfüze

The isolated, ventilated and instrumented mouse lung preparation allows steady and pulsatile pulmonary vascular pressure-flow relationships to be measured ...

characterization-isolated-ventilated-instrumented-mouse-lung-perfused

Research

JoVE Journal

Biology

16.1K Görüntüleme.  University of Wisconsin – Madison. Aşağıdaki protokol tecrit, havalandırma ve sağ ventrikül afterload kan akımı, hava akımı, hava yolu değişiklikleri ve vasküler değişiklikler etkilerini ölçmek için sabit veya pulsatil pulmoner vasküler basınç-akım ilişkileri ölçmek için fare akciğerler instrumenting sürecini özetliyor.

Video: Characterization of the Isolated, Ventilated, and Instrumented Mouse Lung Perfused with Pulsatile Flow

Flow Cytometry Purification of Mouse Meiotic Cells

The heterogeneous nature of cell types in the testis and the absence of meiotic cell culture models have been significant hurdles to the study of the unique differentiation programs that are manifest during meiosis. Two principal methods have been developed to purify, to varying degrees, various meiotic fractions from both adult and immature animals: elutriation or Staput (sedimentation) using BSA and/or percoll gradients. Both of these methods rely on cell size and density to separate meiotic cells1-5. Overall, except for few cell populations6, these protocols fail to yield sufficient purity of the numerous meiotic cell populations that are necessary for detailed molecular analyses. Moreover, with such methods usually one type of meiotic cells can be purified at a given time, which adds an extra level of complexity regarding the reproducibility and homogeneity when comparing meiotic cell samples.
Here, we describe a refined method that allows one to easily visualize, identify, and purify meiotic cells, from germ cells to round spermatids, using FACS combined with Hoechst 33342 staining7,8. This method provides an overall snapshot of the entire meiotic process and allows one to highly purify viable cells from most stage of meiosis. These purified cells can then be analyzed in detail for molecular changes that accompany progression through meiosis, for example changes in gene expression9,10and the dynamics of nucleosome occupancy at hotspots of meiotic recombination11.

An efficient method to obtain highly purified viable meiotic fractions from mouse testis is described, which combines a refined cell dissociation protocol with fluorescent activated cell sorting (FACS). This method takes advantage of differences in the DNA content and nuclear density of discrete meiotic fractions.

Fare Mayotik Hücreler Sitometrisi Arıtma

The heterogeneous nature of cell types in the testis and the absence of meiotic cell culture models have been significant hurdles to the study of the ...

Biyoloji

Micro-Mechanical Characterization of Lung Tissue Using Atomic Force Microscopy

Matrix stiffness strongly influences growth, differentiation and function of adherent cells1-3. On the macro scale the stiffness of tissues and organs within the human body span several orders of magnitude4. Much less is known about how stiffness varies spatially within tissues, and what the scope and spatial scale of stiffness changes are in disease processes that result in tissue remodeling. To better understand how changes in matrix stiffness contribute to cellular physiology in health and disease, measurements of tissue stiffness obtained at a spatial scale relevant to resident cells are needed. This is particularly true for the lung, a highly compliant and elastic tissue in which matrix remodeling is a prominent feature in diseases such as asthma, emphysema, hypertension and fibrosis. To characterize the local mechanical environment of lung parenchyma at a spatial scale relevant to resident cells, we have developed methods to directly measure the local elastic properties of fresh murine lung tissue using atomic force microscopy (AFM) microindentation. With appropriate choice of AFM indentor, cantilever, and indentation depth, these methods allow measurements of local tissue shear modulus in parallel with phase contrast and fluorescence imaging of the region of interest. Systematic sampling of tissue strips provides maps of tissue mechanical properties that reveal local spatial variations in shear modulus. Correlations between mechanical properties and underlying anatomical and pathological features illustrate how stiffness varies with matrix deposition in fibrosis. These methods can be extended to other soft tissues and disease processes to reveal how local tissue mechanical properties vary across space and disease progression.

The stiffness of the extracellular matrix strongly influences multiple behaviors of adherent cells. Matrix stiffness varies spatially throughout a tissue, and undergoes modification in various disease conditions. Here we develop methods to characterize spatial variations in stiffness in normal and fibrotic mouse lung tissue using atomic force microscopy microindentation.

Atomik Kuvvet Mikroskobu kullanarak Akciğer Doku Mikro-Mekanik Karakterizasyonu

Matrix stiffness strongly influences growth, differentiation and function of adherent cells1-3.  On the macro scale the stiffness of tissues and organs ...

Isolation &#38; Characterization of Hoechstlow CD45negative Mouse Lung Mesenchymal Stem Cells

Tissue resident mesenchymal stem cells (MSC) are important regulators of tissue repair or regeneration, fibrosis, inflammation, angiogenesis and tumor formation. Taken together these studies suggest that resident lung MSC play a role during pulmonary tissue homeostasis, injury and repair during diseases such as pulmonary fibrosis (PF) and arterial hypertension (PAH). Here we describe a technology to define a population of resident lung MSC. The definition of this population in vivo pulmonary tissue using a define set of markers facilitates the repeated isolation of a well-characterized stem cell population by flow cytometry and the study of a specific cell type and function.

Isolation &amp; Characterization of Hoechstlow CD45negative Mouse Lung Mesenchymal Stem Cells

In this article we demonstrate the isolation of murine resident lung mesenchymal stem cells (lung MSC), their expansion, characterization and analysis of immunomodulatory properties.

Hoechst İzolasyonu ve Karakterizasyonu Düşük CD45 Negatif Fare Akciğer Mezenkimal Kök Hücre

Tissue resident mesenchymal stem cells (MSC) are important regulators of tissue repair or regeneration, fibrosis, inflammation, angiogenesis and tumor ...

Generation of Mice Derived from Induced Pluripotent Stem Cells

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also produce a source of patient-matched cells for regenerative therapies. iPSCs may be generated using multiple protocols and derived from multiple cell sources. Once generated, iPSCs are tested using a variety of assays including immunostaining for pluripotency markers, generation of three germ layers in embryoid bodies and teratomas, comparisons of gene expression with embryonic stem cells (ESCs) and production of chimeric mice with or without germline contribution2. Importantly, iPSC lines that pass these tests still vary in their capacity to produce different differentiated cell types2. This has made it difficult to establish which iPSC derivation protocols, donor cell sources or selection methods are most useful for different applications.
The most stringent test of whether a stem cell line has sufficient developmental potential to generate all tissues required for survival of an organism (termed full pluripotency) is tetraploid embryo complementation (TEC)3-5. Technically, TEC involves electrofusion of two-cell embryos to generate tetraploid (4n) one-cell embryos that can be cultured in vitro to the blastocyst stage6. Diploid (2n) pluripotent stem cells (e.g. ESCs or iPSCs) are then injected into the blastocoel cavity of the tetraploid blastocyst and transferred to a recipient female for gestation (see Figure 1). The tetraploid component of the complemented embryo contributes almost exclusively to the extraembryonic tissues (placenta, yolk sac), whereas the diploid cells constitute the embryo proper, resulting in a fetus derived entirely from the injected stem cell line.
Recently, we reported the derivation of iPSC lines that reproducibly generate adult mice via TEC1. These iPSC lines give rise to viable pups with efficiencies of 5-13%, which is comparable to ESCs3,4,7 and higher than that reported for most other iPSC lines8-12. These reports show that direct reprogramming can produce fully pluripotent iPSCs that match ESCs in their developmental potential and efficiency of generating pups in TEC tests. At present, it is not clear what distinguishes between fully pluripotent iPSCs and less potent lines13-15. Nor is it clear which reprogramming methods will produce these lines with the highest efficiency. Here we describe one method that produces fully pluripotent iPSCs and "all- iPSC" mice, which may be helpful for investigators wishing to compare the pluripotency of iPSC lines or establish the equivalence of different reprogramming methods.

Generating induced pluripotent stem cell (iPSC) lines produces lines of differing developmental potential even when they pass standard tests for pluripotency. Here we describe a protocol to produce mice derived entirely from iPSCs, which defines the iPSC lines as possessing full pluripotency1.

İsteyerek Pluripotent Kök Hücrelerinin Elde Edilen Fare Üretimi

The production of induced pluripotent stem cells (iPSCs) from somatic cells provides a means to create valuable tools for basic research and may also ...

Quantifying Single Microvessel Permeability in Isolated Blood-perfused Rat Lung Preparation

The isolated blood-perfused lung preparation is widely used to visualize and define signaling in single microvessels. By coupling this preparation with real time imaging, it becomes feasible to determine permeability changes in individual pulmonary microvessels. Herein we describe steps to isolate rat lungs and perfuse them with autologous blood. Then, we outline steps to infuse fluorophores or agents via a microcatheter into a small lung region. Using these procedures described, we determined permeability increases in rat lung microvessels in response to infusions of bacterial lipopolysaccharide. The data revealed that lipopolysaccharide increased fluid leak across both venular and capillary microvessel segments. Thus, this method makes it possible to compare permeability responses among vascular segments and thus, define any heterogeneity in the response. While commonly used methods to define lung permeability require postprocessing of lung tissue samples, the use of real time imaging obviates this requirement as evident from the present method. Thus, the isolated lung preparation combined with real time imaging offers several advantages over traditional methods to determine lung microvascular permeability, yet is a straightforward method to develop and implement.

The isolated blood-perfused lung preparation makes it feasible to visualize microvessel networks on the lung surface. Here we describe an approach to quantify permeability of single microvessels in isolated lungs using real time fluorescence imaging.

İzole Kan-perfüze Sıçan Akciğer Hazırlık Tek Mikrodamar Geçirgenliği miktarının

The isolated blood-perfused lung preparation is widely used to visualize and define signaling in single microvessels. By coupling this preparation with ...

An Immunofluorescent Method for Characterization of Barrett&#8217;s Esophagus Cells

Esophageal adenocarcinoma (EAC) has an overall survival rate of less than 17% and incidence of EAC has risen dramatically over the past two decades. One of the primary risk factors of EAC is Barrett&#8217;s esophagus (BE), a metaplastic change of the normal squamous esophagus in response to chronic heartburn. Despite the well-established connection between EAC and BE, interrogation of the molecular events, particularly altered signaling pathways involving progression of BE to EAC, are poorly understood. Much of this is due to the lack of suitable in vitro models available to study these diseases. Recently, immortalized BE cell lines have become commercially available allowing for in vitro studies of BE. Here, we present a method for immunofluorescent staining of immortalized BE cell lines, allowing in vitro characterization of cell signaling and structure after exposure to therapeutic compounds. Application of these techniques will help develop insight into the mechanisms involved in BE to EAC progression and provide potential avenues for treatment and prevention of EAC.

An Immunofluorescent Method for Characterization of Barrett&amp;#8217;s Esophagus Cells

There is a discernible need for improved information on molecular drivers of Barrett&#8217;s Esophagus. Immunofluorescent staining is a useful technique for understanding the effects of cell signaling on cell morphology. We present a simple, effective protocol for the use of immunofluorescent staining to assess therapeutic treatment in Barrett&#8217;s Esophagus cells.

Barrett Özofagus Hücrelerinin Karakterizasyonu için bir Immunofluorescent Yöntemi

Esophageal adenocarcinoma (EAC) has an overall survival rate of less than 17% and incidence of EAC has risen dramatically over the past two decades. One ...

Phenotyping Mouse Pulmonary Function In Vivo with the Lung Diffusing Capacity

The mouse is now the primary animal used to model a variety of lung diseases. To study the mechanisms that underlie such pathologies, phenotypic methods are needed that can quantify the pathologic changes. Furthermore, to provide translational relevance to the mouse models, such measurements should be tests that can easily be done in both humans and mice. Unfortunately, in the present literature few phenotypic measurements of lung function have direct application to humans. One exception is the diffusing capacity for carbon monoxide, which is a measurement that is routinely done in humans. In the present report, we describe a means to quickly and simply measure this diffusing capacity in mice. The procedure involves brief lung inflation with tracer gases in an anesthetized mouse, followed by a 1 min gas analysis time. We have tested the ability of this method to detect several lung pathologies, including emphysema, fibrosis, acute lung injury, and influenza and fungal lung infections, as well as monitoring lung maturation in young pups. Results show significant decreases in all the lung pathologies, as well as an increase in the diffusing capacity with lung maturation. This measurement of lung diffusing capacity thus provides a pulmonary function test that has broad application with its ability to detect phenotypic structural changes with most of the existing pathologic lung models.

Phenotyping Mouse Pulmonary Function In Vivo with the Lung Diffusing Capacity

We describe a means to quickly and simply measure the lung diffusing capacity in mice and show that it is sufficiently sensitive to phenotype changes in multiple common lung pathologies. This metric thus brings direct translational relevance to the mouse models, since diffusing capacity is also easily measured in humans.

Fenotiplendirme Fare Solunum Fonksiyon<em&gt; İn Vivo</em&gt; Akciğer Yayıcı Kapasite

The mouse is now the primary animal used to model a variety of lung diseases. To study the mechanisms that underlie such pathologies, phenotypic methods ...

The Mouse Isolated Perfused Kidney Technique

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. This is a prerequisite for studying the physiology of the isolated organ and for many innovative applications that may be possible in the future, including perfusion decellularization for kidney bioengineering or the administration of anti-rejection or genome-editing drugs in high doses to prime the kidney for transplantation. During the time of the perfusion, the kidney can be manipulated, renal function can be assessed, and various pharmaceuticals administered. After the procedure, the kidney can be transplanted or processed for molecular biology, biochemical analysis, or microscopy.
This paper describes the perfusate and the surgical technique needed for the ex vivo perfusion of mouse kidneys. Details of the perfusion apparatus are given and data are presented showing the viability of the kidney&#39;s preparation: renal blood flow, vascular resistance, and urine data as functional, transmission electron micrographs of different nephron segments as morphological readouts, and western blots of transport proteins of different nephron segments as molecular readout.

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. The buffers and surgical technique are described in detail.

Fare İzole perfüze Böbrek Tekniği

The mouse isolated perfused kidney (MIPK) is a technique for keeping a mouse kidney under ex vivo conditions perfused and functional for 1 hr. This is a ...

Measuring Endoreduplication by Flow Cytometry of Isolated Tuber Protoplasts

Endoreduplication, the replication of a cell's nuclear genome without subsequent cytokinesis, yields cells with increased DNA content and is associated with specialization, development and increase in cellular size. In plants, endoreduplication seems to facilitate the growth and expansion of certain tissues and organs. Among them is the tuber of potato (Solanum tuberosum), which undergoes considerable cellular expansion in fulfilling its function of carbohydrate storage. Thus, endoreduplication may play an important role in how tubers are able to accommodate this abundance of carbon. However, the cellular debris resulting from crude nuclear isolation methods of tubers, methods that can be used effectively with leaves, precludes the estimation of the tuber endoreduplication index (EI). This article presents a technique for assessing tuber endoreduplication through the isolation of protoplasts while demonstrating representative results obtained from different genotypes and compartmentalized tuber tissues. The major limitations of the protocol are the time and reagent costs required for sample preparation as well as relatively short lifespan of samples after lysis of protoplasts. While the protocol is sensitive to technical variation, it represents an improvement over traditional methods of nuclear isolation from these large specialized cells. Possibilities for improvements to the protocol such as recycling enzyme, the use of fixatives, and other alterations are proposed.

The protocol described herein is a method for measuring endoreduplication within tubers of potato (Solanum tuberosum). It includes plasmolysis and protoplast extraction steps to decrease the noise and debris in downstream flow cytometric analysis.

Endoreduplication izole yumru önceki Akış Sitometresi tarafından ölçme

Endoreduplication, the replication of a cell's nuclear genome without subsequent cytokinesis, yields cells with increased DNA content and is associated ...

Assessment of Vascular Tone Responsiveness using Isolated Mesenteric Arteries with a Focus on Modulation by Perivascular Adipose Tissues

Altered vascular tone responsiveness to pathophysiological stimuli contributes to the development of a wide range of cardiovascular and metabolic diseases. Endothelial dysfunction represents a major culprit for the reduced vasodilatation and enhanced vasoconstriction of arteries. Adipose (fat) tissues surrounding the arteries play important roles in the regulation of endothelium-dependent relaxation and/or contraction of the vascular smooth muscle cells. The cross-talks between the endothelium and perivascular adipose tissues can be assessed ex vivo using mounted blood vessels by a wire myography system. However, optimal settings should be established for arteries derived from animals of different species, ages, genetic backgrounds and/or pathophysiological conditions.

The protocol describes the use of wire myography to evaluate the transmural isometric tension of mesenteric arteries isolated from mice, with special consideration of the modulation by factors released from endothelial cells and perivascular adipose tissues.