Yazarlar Charles Nehri Almanya CD-1 farelere sağlamak için teşekkür etmek istiyorum. Ayrıca Robin Schneider ve konut farelerde destek merkezi biyolojik laboratuvar personeli teşekkür ederim. Biz nazik cömertçe araştırma imkanları ve kaynakları sağlamak için mükemmel teknik destek ve Profesör Kurt Burki Flora Nicholls teşekkür ederim.

Hayvan deneyi Kanton Veteriner Ofisi (Zürih, İsviçre) tarafından onaylandı. Konut ve deneysel işlemler İsviçre Hayvanları Koruma Kanunu uyarınca, Bilimsel Amaçlar (22 Eylül 2010 KONSEYİ AVRUPA PARLAMENTOSU VE DİREKTİFİ 2010/63/EU) İçin Kullanılan Hayvanların Korunmasına İlişkin Avrupa Direktifi ile uyumlu. 1. Pre-operatif değerlendirmeler 1.1 Fare: konut gereksinimleri, genel durumu ve sağlık izleme Bu satıcılardan teslim veya dış kemirgen koloniler transfer farelerin ameliyattan en az iki hafta önce konut tesiste gelmesi gerektiğini tavsiye edilir. Bu dönem, yeni bir çevre ve tesis özel konut koşullarına uyum sağlamak için hayvanların izin vermelidir. Fare, sosyal hayat hayvan olarak, bu adaptasyon döneminde uyumlu gruplar halinde muhafaza edilmelidir. Bireyin düzeyini izlemek içingıda ve su tüketimi, 10 gün sonra cerrahi verici implantasyonu kadar her fare 3 gün önce ameliyat tek başına ev sahipliği yapmaktadır. Telemetrik verici taşıyan farelerin kurmak için zaman çizgisi Şekil 1&#39;de gösterilmiştir. Bu hayvanların sağlık durumuna ve cerrahi geldiği çok önemlidir. Bu nedenle, ameliyat öncesi, hayvanlar genel durumu ile ilgili 2-3 gün boyunca günde bir kere izlenir (görünüş, duruş, spontan davranış) yanı sıra vücut ağırlığı, gıda ve su tüketimi olmalıdır. Bu veriler, genel durumu ve genel sağlık ve refah bireysel başlangıç ​​seviyelerine kurmak için bir tıbbi kayıt (genel durumu ve sağlık izleme verileri sayfasına, Tablo 1) belgelenmiştir. Hastalık ya da ameliyat öncesi genel durum bozukluğu belirtileri gösteren herhangi bir hayvan deneyi dışında olmalıdır. Ameliyattan bir gün önce 1.2 Saç kırpma Implantasyon öncesinde anim tıraş için gün,cerrahi için als, fareler saf oksijen (600 ml / dak) sevofluran (% 8) veya izofluran (% 5) küçük (8x8x8cm) Perspex bölmeye anestezi kısaca. Düzeltilmesi refleks kaybından sonra, fare odasının dışına alınır ve ön boyun ve karın saç dorsal recumbence yatan hayvan kırpılır; anestezi sevofluran% 3-4 ya da bir burun maskesi ile yaklaşık 5 dakika tutulur 600 ml / dk akış hızında saf oksijen izofluran% 1.5-3. Saç kırpma sonra, hayvanların uyandırmak için izin verilir ve daha sonra evlerine kafesine geri getirdi. 2. İmplantasyonu 2.1 Çalışma ortamı, telemetrik verici hazırlanması Implantasyonu günü verici hazırlanması ve cerrahi ile ilgili tüm prosedürleri bir cerrahi mikroskop ile donatılmış bir laminer akış kukuleta ile bir iş tezgahı üzerinde yürütülmektedir. Aseptik koşullarda otoklavlanmış aletler tarafından güvence altına alınmışveliler ve steril malzemeler ve çalışma tezgahı 7 dezenfekte. Implantasyon öncesinde, telemetrik vericileri (ETA-F10, Data Sciences International, St Paul, MN, ABD) ilk olarak hazırlanır. Kendi steril paketinden çıkardıktan sonra, vericinin yol açar implante edilebilir fare boyutu için uygun bir uzunluğu kısalır. Outbred veya kendilenmiş yetişkin farelerin çoğunda, kırmızı elektrot yaklaşık 42 mm ve yaklaşık 55 mm uzunluğunda beyaz / renksiz elektrot kısalabilir. Yalıtım tüp yol açar (duyusal) distal parçası çıkarılır: yaklaşık 20 mm boru kırmızı elektrot çıkarılır, yaklaşık 10 mm boru, beyaz / renksiz elektrot çıkarılır. Sonunda ince ipek dikişlerle (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Almanya) ile düzeltilerek her elektrot distal kısmı (boru olmadan) bir döngü oluşur. Elektrotlar hazırladıktan sonra, verici wa yerleştirilirrm steril tuzlu hayvan anestezi ve cerrahi hazırlanmış zaman implante edilebilir hazır. 2.2 Anestezi 5-10 dakika önce inhalasyon anestezi indüksiyonu midazolam (4 mg / kg) ve fentanil (0.04 mg / kg) oluşan bir karışım dolayısıyla sedasyon ve rüçhan analjezi, premedikasyon olarak subkutan yönetilmektedir. Genel inhalasyon anestezi indüksiyonu odasında hayvan yerleştirme ve uçucu anestezik ajan (% 8 veya% 5 izofluran sevofluran saf oksijen 600 ml / dak) tanıtan indüklenir. Hayvan çalışma tezgahı laminer akış kaputunun altında ve dorsal recumbence bir burun maskesi ve tüp anestezi cihazı ile donatılmış, özel olarak tasarlanmış metal plaka yerleştirilir düzeltilmesi refleks kaybı gösterir. Anestezi spontan solunum (600 ml / dk akış hızında sevofluran% 3-4 veya saf oksijen izofluran% 1.5-3) tarafından yapılmaktadır. Anestezi, hayvanın göz sırasındas merhem (A vitamini, Baush &amp; Lomb, Steinhausen, İsviçre) ile korunmaktadır. Metal plaka üzerinde yatarken hayvan, su banyosunda ısıtılmış yüzey tarafından ısıtılır (39 ° C + / -1) çalışma tezgahı. 2.3 Cerrahi Anterior boyun ve karın bölgesinde cilt% 70 etanol ile dezenfekte edilir. Alt toraks, karın orta hat boyunca bir cilt 1 - 1.5 cm uzunluğunda bir kesi yapılır. Negatif (renksiz / beyaz) kurşun küçük bir kesi (≤ 0.5 cm) boyuna yapılan boyun, toraks subkutan tünel. Cilt ve cilt altındaki dokuların elektrot tel döngü fiksasyon için alan sağlamak amacıyla hazırlanmıştır. Trakeanın sağ tarafında bulunan kaslar arasındaki tel döngü iki ince ipek dikişlerle kullanarak (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Almanya), sabittir. Boyun yara sonra (6-0 Vicryl, Ethicon, Norderstedt emilebilir dikişlerle kapatılır, Almanya) katmanlar halinde. Daha sonra karın duvarı linea alba açılır ve telemetrik vericinin vücut farenin karın boşluğuna yerleştirilir. Tel döngü pozitif elektrot (kırmızı), karaciğer ve sol üst karın bölgesi (Şekil 2) diyafram arasında bir yerde olduğunu, böyle bir şekilde ipek dikişlerle kılıç şeklinde sürecine sütüre edilir. Daha sonra, karın bölgesi, kas tabakaları, emilebilir dikişler (6-0 Vicryl, Ethicon, Norderstedt, Almanya) ile kapatılır. Karın duvarı, Sulfadoxin ve Trimethoprim bir karışımı kapatmadan önce son olarak [(sırasıyla 30 mg / kg ve 6 mg / kg; çözünmüş 1 ml serum fizyolojik (% 0.9) ve yaklaşık olarak vücut ısısı (38-39 ° C)] anti-enfektif profilaksi amaçlı karın boşluğuna enjekte edilir ve sıvı homeostazı destek olarak, karın bölgesi, cilt zımba (Hassas, 3 M Health Care, St Paul, MN, USA) ile restore. 3. Post-operatif bakım Cerrahi ve anestezi tamamlanmasından sonra, 0.1 mg / kg Buprenorfin (Temgesic Essex Chemie AG, Lucerne, İsviçre) ve 5 mg / kg meloksikam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, İsviçre), ağrı tedavisi için subkutan ve hayvanlar üzerinde sol sıcak (39 ° C + / -1) yaklaşık 2 saat kurtarmak için çalışma tezgahı yüzey. 300 mcL glikoz (% 5) ve vücut sıcaklığı ısınmış 300 mcL serum fizyolojik (% 0.9) içeren destekleyici tedavi, ağrı kesici (günde iki kez: buprenorfin, 0.1 mg / kg ve meloksikam 5 mg / kg) ile birlikte, subkutan iki kez uygulanır 4 gün için günlük. Daha fazla kurtarma desteği için,% 15 glukoz çözeltisi içeren ek bir içki şişesi ile hayvanlar sağlayarak faydalı olacaktır. Iyileşme süresi 4-10 gün boyunca, bu hayvanlar sıcak tutulması önerilir. Bu nedenle, bizim durumumuzda, farelerin bir ısınma kabine yerleştirilmiştir (30 ° C + / - 1). Gibi, genel durumu ve vücut ağırlığının izlenmesigıda ve su tüketimi gibi, ameliyat sonrası 10 gün süreyle genel sağlık durumu ve izleme veri sayfası (Tablo 1) göre, günde bir kez yapılır. İnsani uç noktaları, kurtarma ilerleme tatmin edici olmadığını, gereksiz acı ve ağrıyı önlemek için yani bir hayvanın kurban aşağıdaki koşullarda gerçekleştirilmektedir: <ol class="lroman"><li> Genel durumu kötü, hayvan (dokunulmaz / itiliyor sonra hiçbir hareket) büyük ölçüde kayıtsız ve yani kendi vücut yüzey ısınma rağmen soğuk hissediyor, hayvan hemen euthanatized olmalıdır. </li><li> 4. günde verici implantasyon sonra, hayvan, apati açık belirtileri gösteriyorsa, son derece agresif ya da herhangi bir gıda alımı göstermez, hemen euthanatized olmalıdır. </li><li> 8. günde verici implantasyonu sonrası, hayvanın vücut ağırlığı, post-operatif önceki gün kıyasla belirgin bir artış görüntülemek için vardır . Ayrıca, l tüketmek zorundadoğu, pre-operatif günlük besin alımının% 80. Eğer bu koşullardan biri karşılanmazsa, hayvan hemen euthanatized olmalıdır. </li></ol> 10 gün sonra implantasyon, hayvan, standart konut koşullar altında hayvan odasına geri aktarılır. Fare, sosyal etkileşim izin ve salt sonraki deneyler 8, 9 önemli etkileri vardır, bireysel konut, uzun vadeli olumsuz etkilerini önlemek için uyumlu gruplar içinde yer olmalıdır. Fare verici implantasyon sonrası ilk deney yapılmış ve veri toplama başlar önce, en az 4 hafta nekahat dönemi olmalıdır. 4. Veri toplama Veri toplama vericisi açık durumda bunun üzerine, bir mıknatıs ile hayvan dokunarak başlatılır. Dataquest ART Yazılım (Data Sciences International, St Paul, MN, ABD), tespiti, toplanması, analizi ve gr koordinatlarıbir veya daha fazla hayvan sinyalleri aphical sunum (dalga formları şeklinde). Toplama programı dönüştürücüler ve alıcıları bir Veri Değişimi Matrix (Veri Bilimler International) aracılığıyla bilgisayara gönderilen veri sinyalleri toplar. Bu program ya sürekli, düzenli aralıklarla veya örnek zaman belirli bir süre için veri toplamak ve bilgisayarın sabit disk üzerindeki verileri kaydetmek. Yaydığı sinyal aralığı ve kaliteli malzeme kafes yapısı ve çevre ekipmanları (örneğin, metal vs, plastik) güçlü bir şekilde bağlı olarak, örneğin altında, alıcı plaka, mümkün olduğu kadar hayvan yakın olarak yerleştirilir. hayvanların kafes veya deneysel alanda, örneğin, laboratuar tezgah ya da koşu bandı üzerinde. Bu kayıt ve veri iletim sisteminin doğru yapılandırma sürekli örnekleme modunda gerçek zamanlı ölçümler kısa bir inceleme yaparak kontrol edilmesi tavsiye edilir. Veriler toplanmış ve kaydedildikten sonra, bunlar komplo olabilirTed, listelenen ve farklı parametreler analiz programını kullanarak çeşitli için analiz. Kayıt sistemi (örneğin örnekleme modus tanımlayan) ve analiz yazılımı (örneğin kalp hızı değişkenliği parametreleri, EKG / biyopotansiyel eğrileri kurulan PQ aralığı ve QT aralığı) yapılandırma Detayları üreticinin kılavuzları bulunabilir. Telemetrik veri toplama ve yorumlama için yararlı biyometrik planlama ve istatistik yöntemleri için değerli ipuçları başka 3 yayınlanır. 5. Temsilcisi Sonuçlar: Açıklanan prosedür genel bir şeması Şekil 1&#39;de gösterilmiştir. Kalp Biyopotansiyellerin (tek-EKG) elde etmek için elektrot konumu da dahil olmak üzere implante vericinin konumu, Şekil 2&#39;de gösterilmiştir. Kısa vadeli biyopotansiyel eğrileri (tek-lead EKG) ve uzun vadeli kalp hızı, çekirdek vücut sıcaklığı ve bireysel lokomotor aktivite kayıtları ham veri örneklerifareler, sırasıyla Şekil 3 ve Şekil 4 de verilmiştir. Şekil 5, bir deney sonucunda farelerin gruplar halinde uzun süreli ölçümler yayınlanan veri bir örnek verir. Birçok diğer parametreler Biyopotansiyellerin eğrileri kurulabilir. Kalp hızı değişkenliği parametreleri 5, QT aralığı ve PQ aralığı 10 sunum örnekleri, 11 yerde yayımlanmamış. Tablo 1. Genel durum ve sağlık izleme verileri sac <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3260/3260ConditionMonitoringDataSheet.doc">levha indirmek için buraya tıklayın.</a> Bu şablon, bireysel bir fare genel sağlık durumu ve izlenmesini kolaylaştırır . 3 gün boyunca günde bir kere bir hayvan görünüşü, duruşu, ve spontan davranışlar yanı sıra, vücut ağırlığının belirlenmesi, ve yiyecek ve su tüketimi Temel muayene implantasyon cerrahisinde önce kurulmuş olmalıdır. Elde edilen başlangıçtaki tayin Karşılaştırılmasıameliyattan sonra 10 gün boyunca günlük post-operatif iyileşme ilerleyişini değerlendirmek için hizmet vermektedir. Buna ek olarak, post-operatif bakım ve ağrı tedavisi iyi bir tıbbi kayıt formunda belgelenmiştir. Insani uç noktaları ile ilgili talimatlar, bir fare, hayvan, implantasyon sonrası hızlı iyileşme için kriterlere uymuyorsa, gereksiz ağrı ve acı önlemek için kurban gerekip gerekmediğini kararları kolaylaştırmak amacıyla verilmiştir. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig1.jpg" /> Şekil 1: telemetrik verici taşıyan farelerin oluşturulması için programlayın. Kronolojik sırayla bir fare deneyleri ve veri toplama için kullanılabilir olduğu zaman noktalarını gösteren bir verici implantasyon ilişkin usul. <img alt="Şekil 2" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig2.jpg" /> Şekil 2 implante telemet Radyografi / kroki gösteren konumury verici. Vericinin vücut, karın boşluğuna yerleştirilmiş. Olumlu kurşun tel bir halka haline getirilir ve kılıç şeklinde dikişlerle süreci için sabittir. Negatif kurşun boyun toraks subkutan tünelli ve kaslar arasında doğrudan trakea sonraki bir tel döngü olarak sabittir. Grafisinde Laboratuvar Hayvanları 9 yazarların önceki yayın alınır. <img alt="Şekil 3" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig3.jpg" /> Şekil 3 Biyopotansiyel eğrileri. Bilinçli bir fare ve sevofluran ile inhalasyon anestezi altında aynı hayvanın tek-EKG eğrilerinin ham çıktısı. Kalp hızı telemetri sistemi tarafından otomatik olarak hesaplanır. Anestezi altında kaydedilen 3-ikinci sıra kalp hızı 440 bpm gösterir. Bilinçli fare kaydedilen eğrisi modu sırasında kalp hızı için beklenen aralık içinde düşer 660 bpm, kalp oranını gösterir, damat ya da yemek gibi oranı fiziksel aktiviteler. Biyopotansiyel / tek-lead EKG eğrileri, kalp hızı değişkenliği parametreleri, interbeat aralık ve PQ ve QT aralıkları itibaren üretici yazılım kullanımı ile kurulabilir. <img alt="Şekil 4" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig4.jpg" /> Şekil 4, sağlıklı ve hastalıklı farelerde uzun süreli ölçümler Ham veri . Fareler, erkek ya da deneysel prosedürleri herhangi bir rahatsızlık olmadan, tek tek evlerine kafes yerleştirilmiştir kalp hızı (atım), çekirdek vücut ısısı (° C) ve lokomotor aktivite (sayısı) olarak ölçülür. Kalp hızı 30 saniye (örnekleme frekansı 1000 Hz) her 5 dakikada bir kaydedilir. Çekirdek vücut ısısı, her 5 dakika 10 saniye için örneklenir. Lokomotor aktivite sürekli olarak 5 dakikalık aralıklarla kaydedilir ve saklanır. Beş dakikalık bir veri noktaları, 6,5 gün boyunca izlenmektedir. Telemetrik ölçümler farklı üç fareler kaydedilir.bedensel koşulları. Sağlıklı fare fizyolojik değerleri ve karanlık (gece) aşamasında lokomotor aktivite davranış normal bir artış ile net bir sirkadiyen ritim gösterir. Buna karşılık, majör cerrahi girişim sonrasında, kalp hızı özellikle gün ışığı aşamasında artar ve lokomotor aktivite depresif. Üçüncü fare basık görünen kronik tümör hastalığı, kalp hızı ve çekirdek vücut ısısı, sirkadiyen ritim muzdaripti ve lokomotor aktivite azalır. , Kalp atım hızı ölçümleri Temsilcisi veri (normal değerler ve majör cerrahi sonrası) 12 ALTEX yazarların önceki yayın alınır . <img alt="Şekil 5" src="/files/ftp_upload/3260/3260fig5.jpg" /> Şekil 5. Örnek bir deney sonrası uzun dönem telemetri ölçümleri sonuçlarının sunumu. Rakam 1 Laboratuvar Hayvanları yazarların önceki yayın alınır. Örnek bir deney, 50 dakika isofl olarakurane veya sevofluran anestezi yapıldı. Hayvanların sonra kalp atış hızı, çekirdek vücut sıcaklığı ve lokomotor aktivite anesteziklerin uzun vadeli etkileri uyanık karşılaştırıldı. Kullanarak 16 verici implante hayvanlar tek ev sahipliği yapmaktadır ve evlerinde kafeslerde özgürce dolaşmak için izin iken fareler, telemetri verileri anestezi başına sekiz fare kaydedildi. , Uzun vadeli postanesthetic etkileri analizi için, fareler özellikle geceleri aktif olan değerler 24 saatlik döngüsü sırasında büyük ölçüde değişebilir dikkate aldı. Bu nedenle, her bir hayvan için telemetrik değerleri araçlarının gece (12 saat karanlık) ve gün (12 saat ışık) aşamaları için ayrı ayrı hesaplandı. Bireyin normal değerlerin üç gün önce anestezi anlamına gelir hesaplanırken kuruldu. Anestezi sonrası her gün için, koyu ve açık faz ortalama delta değerleri bireyin normal değerleri ile karşılaştırıldı. Bu nedenle, delta değerleri (önceden kurulmuş normal değerlerden sapma temsililgili 12 saat gece ve gündüz süresi) anestezi. Sütunlar sekiz farelerden alınan ortalama temsil eder; barlar standart sapma gösterir. Asteriskler önemi göstermektedir P ≤ 0.05 (normal değerleri ile anestezi sonrası dört gün her grup ortalamalarının karşılaştırılması için tek yönlü varyans analizi).

<ol>
	<li>Cesarovic, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isoflurane+and+sevoflurane+provide+equally+effective+anesthesia+in+laboratory+mice.">Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anesthesia in laboratory mice.</a> Lab. Anim. 44, 329-336 (2010).</li><li>Gross, V., Luft, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Exercising+restraint+in+measuring+blood+pressure+in+conscious+mice.">Exercising restraint in measuring blood pressure in conscious mice.</a> Hypertension. 41, 879-881 (2003).</li><li>Kramer, K., Kinter, L. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+and+applications+of+radiotelemetry+in+small+laboratory+animals.">Evaluation and applications of radiotelemetry in small laboratory animals.</a> Physiol. Genomics. 13, 197-205 (2003).</li><li>Kramer, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+telemetry+to+record+electrocardiogram+and+heart+rate+in+freely+moving+mice.">Use of telemetry to record electrocardiogram and heart rate in freely moving mice.</a> J. Pharmacol. Toxicol. Methods. 30, 209-215 (1993).</li><li>Arras, M., Rettich, A., Cinelli, P., Kasermann, H. P., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+post-laparotomy+pain+in+laboratory+mice+by+telemetric+recording+of+heart+rate+and+heart+rate+variability.">Assessment of post-laparotomy pain in laboratory mice by telemetric recording of heart rate and heart rate variability.</a> BMC. Vet. Res. 3, 16-16 (2007).</li><li>Schuler, B., Rettich, A., Vogel, J., Gassmann, ., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimized+surgical+techniques+and+postoperative+care+improve+survival+rates+and+permit+accurate+telemetric+recording+in+exercising+mice.">Optimized surgical techniques and postoperative care improve survival rates and permit accurate telemetric recording in exercising mice.</a> BMC. Vet. Res. 5, 28-28 (2009).</li><li>Pritchett-Corning, K. R., Mulder, G. B., Luo, Y., White, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Principles+of+Rodent+Surgery+for+the+New+Surgeon.">Principles of Rodent Surgery for the New Surgeon.</a> J. Vis. Exp. (47), e2586-e2586 (2011).</li><li>Rettich, A., Kasermann, H. P., Pelczar, P., Burki, K., Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physiological+and+behavioral+impact+of+sensory+contact+among+unfamiliar+adult+mice+in+the+laboratory.">The physiological and behavioral impact of sensory contact among unfamiliar adult mice in the laboratory.</a> J. Appl. Anim. Welf. Sci. 9, 277-288 (2006).</li><li>Spani, D., Arras, M., Konig, B., Rulicke, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Higher+heart+rate+of+laboratory+mice+housed+individually+vs+in+pairs.">Higher heart rate of laboratory mice housed individually vs in pairs.</a> Lab. Anim. 37, 54-62 (2003).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+the+contribution+of+beta3-containing+GABAA+receptors+to+volatile+and+intravenous+general+anesthetic+actions.">Mapping the contribution of beta3-containing GABAA receptors to volatile and intravenous general anesthetic actions.</a> BMC. Pharmacol. 7, 2-2 (2007).</li><li>Zeller, A., Arras, M., Jurd, R., Rudolph, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+a+molecular+target+mediating+the+general+anesthetic+actions+of+pentobarbital.">Identification of a molecular target mediating the general anesthetic actions of pentobarbital.</a> Mol. Pharmacol. 71, 852-859 (2007).</li><li>Arras, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improvement+of+pain+therapy+in+laboratory+mice.">Improvement of pain therapy in laboratory mice.</a> Altex. 24, 6-8 (2007).</li></ol>

Çıkar çatışması ilan etti.

Radiotelemetry geleneksel yöntemlerle biyomedikal araştırma fizyolojik parametrelerin ölçümü için güçlü bir alternatif. Implante edilebilir vericiler, alıcılar ve veri toplama ve analizi, donanım ve yazılım oluşan Yüksek kaliteli telemetri sistemleri, fare gibi küçük hayvanlar için bile, artık ticari olarak mevcuttur. Telemetri dizginlenmemiş bir veri toplama için şu anda sadece teknik, serbestçe hareket eden fareler temsil eder. Bu yöntemi kullanarak, bu verileri sürekli ve / veya daha uzun süre için böylece hayvanların ve buna bağlı olarak deneysel eserler için stresi en aza indirerek, kendi tanıdık bir ortamda yaşayan hayvanlardan elde toplamak mümkündür. Yol açar formu ve konumunu bile hızlı hareketler sırasında (örneğin, mücadele eden, çalışan, mücadele) ya da dik bir duruş 9 sinyalleri elde etmek için optimize edilmiştir. Böylece, hassas ölçümler, örneğin anestezi, stres sırasında, deney sırasında elde edilebilircuttur, enfeksiyon deneyler, ve diğer birçok deneysel durumlar sırasında, davranışsal deneyler sırasında, bir koşu bandı üzerinde çalışırken. Ancak, güvenilir, tekrarlanabilir ve artifakı ücretsiz veri elde etmek amacıyla, çevresel etkiler dışlamak için çok önemli ve biz standart koşulların önemine özellikle dikkat çekmek. Bu farelerin özellikle hassas olan ultrasonik ses de dahil olmak üzere elektronik ve akustik gürültü, oda izole olduğunu tavsiye edilir. Ölçümleri yaparken ek olarak, ziyaretçi ya da ilgisiz deneysel yöntemler gibi bozuklukları, izin olmalıdır. Etkiler (özellikle de ev kafes ölçümleri durumda) girişimi önlemek için, gerekli tüm hayvancılık prosedürleri her bir ölçüm başlamadan önce oda tamamlanmış olmalıdır. Buna ek olarak, konut fareler özellikle erkek grupları içinde kullanılır veya ayrı ayrı ölçümler üzerinde bir etkisi olabilir ve ne zaman pla dikkate alınmalıdırnning deneyler 9. Ayrıca, farelerin gizli ya da belirgin enfeksiyonları gibi hastalıkları veya herhangi bir diğer sağlık bozuklukları beri, fizyolojik parametreleri ve aktivite davranışı üzerinde önemli bir etkiye sahip olabilir, fare patojenler sağlıklı ve ücretsiz olmalıdır. Buna göre, fare, implantasyon sonrası tamamen iyileşir ve herhangi bir deney başlamadan önce vericiyi taşıyan uyum için yeterli zaman verilmelidir. Farelerde radiotelemetry veri toplama, telemetri vericisi ön cerrahi implantasyon gerektirir. Bu doku travması ve sonraki ağrı ve rahatsızlığı en aza indirmek için sadece cerrahi becerilere sahip eğitilmiş personel tarafından yapılmalıdır. (Mikro) temel ya da gelişmiş bir cerrahi beceri tutarak deneyciler için prosedürler oluşturmalı ve özelliklerini aşina olmak için eğitim implantlar (örneğin, üretici tarafından sağlanan taklitleri) kullanarak taze fare kadavra ilk denemeler yapılması tavsiye edilir Bu türameliyat. Böyle bir eğitimden sonra, en deneyci başarı ile vericilerin bu tip implant ve birkaç implantasyonu sonra faydalı bir yeterlik ulaşacağını yeteneğine sahip olacaktır. Mikrobiyolojik yükü ve düşük enfeksiyonları riskini tutmak için ameliyat sırasında aseptik koşullarda muhafaza edilmelidir. Ancak, özel, bazı farelerde kısırlık çatışan koşulları (örneğin, aşırı saç kırpma ve dezenfeksiyon soğutma etkisi, yaraları bandaj korumak için pratik olmama) nedeniyle tam kısırlıktan sağlanabilir. Bu nedenle, anti-enfektif profilaksi implantasyonu sırasında yönetilmektedir. Peki analjezik tedavi ve açıkça tanımlanmış bir izleme planının yanı sıra önemli bir rol oynamak yeterli post-operatif bakım, deney tatmin edici bir sonuç uyarlanmıştır. Genel olarak, farelerde telemetrik verici cerrahi implantasyon hayvan için stresli olacak. Özellikle, eğer spec genetik modifikasyonIFIC fare hatları fenotipi etkiler ve sonra implantasyon bir risk olabilir hayvanların bedensel durumu, peri-operatif zaman çerçevesi komplikasyonlar ve artan ölüm oranları bozar. Gereksiz acı önlemek için, deney yetersiz kurtarma veya uzun süreli nekahat dönemi sergileyen bireyler yayımlanan ve can çekişen bir sahne ulaşan önce kurban olmalıdır. Bu amaçla, bir veri sayfası (Tablo 1: genel sağlık durumu ve izleme veri sayfası) kritik semptomların sistematik olarak izlenmesi kolaylaştırmak ve insani uç noktaları önerilerde bulunmak kurulmuştur. Böylece, geri kazanımı, ilgili makamlara ve hayvan deneyleri ile (örneğin sorumlu hayvan refahı organları şeffaf bu metodoloji (yani implantasyon prosedürü ve ameliyat sonrası iyileşme) yürütülmesi yapan bir tıbbi kayıt veya bir laboratuar dergi, stil belgelenmiştir IACUC).

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice
Step 1.2 in the Protocol has been updated from:
1.2 Hair clipping at one day prior to surgery
The day prior to implantation, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
to:
After the last health check or directly prior surgery, in order to shave the animals for surgery, mice are anesthetized briefly in a small (8x8x8cm) Perspex chamber using sevoflurane (8%) or isoflurane (5%) in pure oxygen (600 mL/min). Shaving the animals one day before surgery prevents hair stubbles in the operating field. After loss of the righting reflex, the mouse is taken out of the chamber and the anterior neck and abdominal hair is clipped with the animal lying in dorsal recumbence; anesthesia is maintained for approximately 5 minutes with a nose mask with sevoflurane 3-4% or isoflurane 1.5-3% in pure oxygen at a flow rate of 600 mL/min. After clipping the hair, the animals are allowed to awaken and are then brought back to their home cage.
Step 2.3 in the Protocol has been updated from:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected with 70% ethanol. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA).
to:
2.3 Surgery
The skin of the anterior neck and abdominal region is disinfected for 5 minutes with 70% ethanol, chlorhexidine or iodine using a soaked cotton swab. A 1- to 1.5-cm-long incision in the skin is made from the lower thorax along the midline to the abdomen. The negative (white/colourless) lead is tunnelled subcutaneously from the thorax to the neck, where a small incision (&#8804;0.5 cm) is made in the longitudinal direction. The skin and underlying tissues are prepared to make space for the fixation of the wire loop of the electrode. The wire loop is fixed between the muscles located to the right of the trachea, using two thin silk sutures (PERMA-Handseide, 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). The wound in the neck is then closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany) in layers. The abdominal wall is then opened at the linea alba and the body of the telemetric transmitter is placed into the abdominal cavity of the mouse. The wire loop of the positive (red) electrode is sutured to the xiphoid process with silk sutures in such a way that it lies between the liver and the diaphragm in the left upper abdominal region (Figure 2). Then, the muscle layers of the abdominal region are closed with absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany). Before finally closing the abdominal wall, a mixture of Sulfadoxin and Trimethoprim [(30 mg/kg and 6 mg/kg, respectively; dissolved in 1 mL of saline (0.9%) and at approximately body temperature (38-39&#176;C)] is injected into the abdominal cavity for the purposes of anti-infective prophylaxis and to support fluid homeostasis. Finally, the skin of the abdominal region is restored with staples (Precise, 3 M Health Care, St. Paul, MN, USA) or intracutaneous, running, absorbable sutures (VICRYL 6-0, Ethicon, Norderstedt, Germany).

Step 3 in the Protocol has been updated from:
3. Post-operative care
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is applied subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
to:
After completion of surgery and anesthesia, 0.1 mg/kg of buprenorphine (Temgesic, Essex Chemie AG, Lucerne, Switzerland) and 5 mg/kg of meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim, Basel, Switzerland) is administered subcutaneously for pain treatment, and the animals are left on the warm (39&#176;C +/-1) surface of the work bench to recover for approximately 2h. Together with pain relief (twice daily: buprenorphine, 0.1 mg/kg and meloxicam 5 mg/kg), supportive therapy consisting of 300 &#956;L glucose (5%) and 300 &#956;L saline (0.9%) warmed to body temperature, is injected subcutaneously twice daily for 4 days. For further recovery support, it is worthwhile providing the animals with an additional drinking bottle containing 15% glucose solution During the recovery period of 4-10 days, it is recommended that the animals are kept warm. Therefore, in our case, the mice are housed in a warming cabinet (30&#176;C +/- 1). Monitoring of general condition and body weight, as well as food and water consumption, is performed once daily according to the general condition and health monitoring data sheet (Table 1) for 10 days post-operatively. Humane endpoints, i.e. the sacrifice of an animal to avoid unnecessary suffering and pain if progression of recovery is unsatisfactory, are realised under the following conditions:
i. If in poor general condition, i.e. the animal is substantially apathetic (no movement after being touched/pushed) and its body surface feels cold despite warming, the animal should be euthanatized immediately
ii. If, on day 4 after transmitter implantation, the animal shows clear signs of apathy, is extremely aggressive or does not show any food intake, it should be euthanatized immediately.
iii. On day 8 after transmitter implantation, the animal has to display a clear increase in body weight in comparison to the preceding post-operative days. Moreover, it has to consume at least 80% of the pre-operative daily food intake. If one of these conditions is not met, the animal should be euthanatized immediately.
At 10 days after implantation, the animal is transferred back to the animal room under standard housing conditions. In case staples have been used, these should be removed 7-10 days after surgery; absorbable sutures have not to be removed. Mice should be housed in compatible groups to allow social interaction and to prevent the adverse effects of long-term individual housing, which can have substantial impacts on the read-out of subsequent experiments8, 9. Mice should have a period of at least 4 weeks convalescence after transmitter implantation before the first experiment is conducted and data acquisition begins.
The 4th paragraph in the Discussion has been updated from:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, complete sterility cannot be provided because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Thus, anti-infective prophylaxis is administered during the implantation. Well tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.
to:
Aseptic conditions should be maintained during surgery to keep the microbiological burden and the risk of infections low. However, if there are doubts that asepsis was breached because of some specific, sterility conflicting conditions in mice (e.g., cooling effect of extensive hair clipping and disinfection, impracticality of bandages to protect the wounds). Anti-infective prophylaxis should be administered during the implantation. Well-tailored analgesic treatment and a clearly defined monitoring plan as well as adequate post-operative care play a crucial role in the satisfactory outcome of the experiment.

Corrections in the Protocol and Discussion sections have been made to: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Erratum: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

implantation of radiotelemetry transmitters yielding data on ecg, heart rate, core body temperature and activity in free-moving laboratory mice

Laboratuvar faresi, akademik alanda ve ilaç endüstrisi hem de en biyomedikal araştırmalar için tercih hayvan türleri,. Fareler ve evi nispeten kolay yönetilebilir bir boyutu vardır. Bu faktörler, kendiliğinden ve deneysel olarak mutant bir zenginlik durumu ile birlikte, ideal araştırma alanlarında geniş bir yelpazede uygun laboratuar farelerine olun. Laboratuvar hayvanlarında dolaşım sistemi ile ilgili parametrelerin doğru ölçümü, kalp-damar, farmakolojik ve toksikolojik araştırma, genellikle gereklidir. Elektrokardiyogram (EKG) kayıtları, kalp hızı, kalp hızı değişkenliğini ve PQ ve QT süresi belirlenmesi dayanmaktadır. Ancak, bile ölçülü, gergin ya da sensörleri ve kurşun telleri bağlamak gerektiren geleneksel ölçüm teknikleri kullanarak, güvenilir EKG eğrileri yanı sıra farelerde çekirdek vücut sıcaklığı gibi fizyolojik verilerin elde edilmesi zor olabiliraesthetized hayvan. Bu şekilde elde edilen veriler, kısıtlama ve anestezi, fizyolojik parametrelere 1, 2 büyük bir artefakt etkisi olduğu bilinmektedir olarak dikkatle yorumlanması gerekir . Radiotelemetry bilinçli ve zincirlenmemiş hayvanların alınacak veri sağlar. Ölçümler bile serbestçe hareket eden hayvanlar olarak yapılan hayvan yakınlığı araştırmacı gerektirmeden olabilir. Böylece, bilinen eserler kaynakları kaçınılması, doğru ve güvenilir ölçümler emin. Bu metodoloji de böylece laboratuvar hayvanlarında 3, 4, fizyolojik parametrelerin izlenmesi en insancıl bir yöntem, bu teknoloji render kullanılan hayvanların sayısını azaltarak, interanimal değişkenliği azaltır. Sabit gelişmeler veri toplama teknolojisi ve implant minyatürleştirme uzun p üzerinde sürekli ve gerçek zamanlı olarak fizyolojik parametreleri ve lokomotor aktivite kaydetmek için artık mümkün olduğu anlamınasaat, gün ya da hafta 3, 5 gibi eriods. İşte, biz çekirdek vücut ısısı, kalp hızı, kalp hızı değişkenliği, ve PQ ve QT aralıkları olabilir, lokomotor aktivite ve biyopotansiyel (yani onelead EKG), sürekli ölçümler için kullanılan piyasada bulunan telemetri vericisi implantasyonu için cerrahi teknik tarif freeroaming, zincirlenmemiş farelerde kurulmuştur. Ayrıca ameliyat öncesi prosedürler ve post-operatif yoğun bakım ve ağrı tedavisi kurtarma geliştirmek için protokolleri mevcut, refah ve implante edilen farelerde 5, 6 sağkalım oranları.

Watch this Scientific Journal Video about Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice at JoVE.com

Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Biyopotansiyel sürekli ölçümü için kullanılan piyasada bulunan telemetri vericileri implantasyonu için cerrahi tekniği (tek-lead EKG), serbestçe hareket eden farelerde kalp hızı, çekirdek vücut sıcaklığı ve lokomotor aktivite gösterilmiştir. Öneriler ve kurtarma iyileştirilmesi, post-operatif bakım ve ağrı kesici protokolleri, refahı ve hayatta kalma oranı da sunulmaktadır.

EKG, Nabız, Core Vücut Sıcaklığı ve Serbest hareket eden Laboratuar Fare Etkinlik Veri Verimli Radiotelemetry Vericiler implantasyonu

The laboratory mouse is the animal species of choice for most biomedical research, in both the academic sphere and the pharmaceutical industry. Mice are a ...

implantation-radiotelemetry-transmitters-yielding-data-on-ecg-heart

Research

JoVE Journal

Medicine

40.3K Görüntüleme.  University Hospital Zurich. Biyopotansiyel sürekli ölçümü için kullanılan piyasada bulunan telemetri vericileri implantasyonu için cerrahi tekniği (tek-lead EKG), serbestçe hareket eden farelerde kalp hızı, çekirdek vücut sıcaklığı ve lokomotor aktivite gösterilmiştir. Öneriler ve kurtarma iyileştirilmesi, post-operatif bakım ve ağrı kesici protokolleri, refahı ve hayatta kalma oranı da sunulmaktadır.

Video: Implantation of Radiotelemetry Transmitters Yielding Data on ECG, Heart Rate, Core Body Temperature and Activity in Free-moving Laboratory Mice

Implantation of a Carotid Cuff for Triggering Shear-stress Induced Atherosclerosis in Mice

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce atherosclerosis (reviewed in 1 and 2). The role of shear stress has been extensively studied in vitro investigating the influence of flow dynamics on cultured endothelial cells 1,3,4 and in vivo in larger animals and humans 1,5,6,7,8. However, highly reproducible small animal models allowing systematic investigation of the influence of shear stress on plaque development are rare. Recently, Nam et al. 9 introduced a mouse model in which the ligation of branches of the carotid artery creates a region of low and oscillatory flow. Although this model causes endothelial dysfunction and rapid formation of atherosclerotic lesions in hyperlipidemic mice, it cannot be excluded that the observed inflammatory response is, at least in part, a consequence of endothelial and/or vessel damage due to ligation.
In order to avoid such limitations, a shear stress modifying cuff has been developed based upon calculated fluid dynamics, whose cone shaped inner lumen was selected to create defined regions of low, high and oscillatory shear stress within the common carotid artery 10. By applying this model in Apolipoprotein E (ApoE) knockout mice fed a high cholesterol western type diet, vascular lesions develop upstream and downstream from the cuff. Their phenotype is correlated with the regional flow dynamics 11 as confirmed by in vivo Magnetic Resonance Imaging (MRI) 12: Low and laminar shear stress upstream of the cuff causes the formation of extensive plaques of a more vulnerable phenotype, whereas oscillatory shear stress downstream of the cuff induces stable atherosclerotic lesions 11. In those regions of high shear stress and high laminar flow within the cuff, typically no atherosclerotic plaques are observed.
 
In conclusion, the shear stress-modifying cuff procedure is a reliable surgical approach to produce phenotypically different atherosclerotic lesions in ApoE-deficient mice.

The constricting cuff presented in this article is designed to induce atherosclerosis in the murine common carotid artery. Due to the conical shape of its inner lumen the implanted cuff generates well-defined regions of low, high and oscillatory shear stress triggering the development of atherosclerotic lesions of different inflammatory phenotypes.

Fare Shear stres İndüklenmiş Ateroskleroz Tetikleme Karotis Kol İmplantasyonu

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce ...

Tıp

Implantation of the Syncardia Total Artificial Heart

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of such patients are generally well served by left ventricular assist devices (LVADs). However, a subset of patients with late stage biventricular failure or other significant anatomic lesions are not adequately treated by isolated left ventricular mechanical support. Examples of concomitant cardiac pathology that may be better treated by resection and TAH replacement includes: post infarction ventricular septal defect,&#160;aortic root aneurysm / dissection, cardiac allograft failure, massive ventricular thrombus, refractory malignant arrhythmias (independent of filling pressures), hypertrophic / restrictive cardiomyopathy, and complex congenital heart disease. Patients often present with cardiogenic shock and multi system organ dysfunction. Excision of both ventricles and orthotopic replacement with a total artificial heart (TAH) is an effective, albeit extreme, therapy for rapid restoration of blood flow and resuscitation. Perioperative management is focused on end organ resuscitation and physical rehabilitation. In addition to the usual concerns of infection, bleeding, and thromboembolism common to all mechanically supported patients, TAH patients face unique risks with regard to renal failure and anemia. Supplementation of the abrupt decrease in brain natriuretic peptide following ventriculectomy appears to have protective renal effects. Anemia following TAH implantation can be profound and persistent. Nonetheless, the anemia is generally well tolerated and transfusion are limited to avoid HLA sensitization. Until recently, TAH patients were confined as inpatients tethered to a 500 lb pneumatic console driver. Recent introduction of a backpack sized portable driver (currently under clinical trial) has enabled patients to be discharged home and even return to work. Despite the profound presentation of these sick patients, there is a 79-87% success in bridge to transplantation.

The purpose of this manuscript is to briefly review indications, management, and outcomes for the total artificial heart. Video operative techniques for device implantation are presented.

Syncardia Total Yapay Kalp İmplantasyonu

With advances in technology, the use of mechanical circulatory support devices for end stage heart failure has rapidly increased. The vast majority of ...

Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice

Transgenic and toxic models of pulmonary arterial hypertension (PAH) are widely used to study the pathophysiology of PAH and to investigate potential therapies. Given the expense and time involved in creating animal models of disease, it is critical that researchers have tools to accurately assess phenotypic expression of disease. Right ventricular dysfunction is the major manifestation of pulmonary hypertension. Echocardiography is the mainstay of the noninvasive assessment of right ventricular function in rodent models and has the advantage of clear translation to humans in whom the same tool is used. Published echocardiography protocols in murine models of PAH are lacking.
In this article, we describe a protocol for assessing RV and pulmonary vascular function in a mouse model of PAH with a dominant negative BMPRII mutation; however, this protocol is applicable to any diseases affecting the pulmonary vasculature or right heart. We provide a detailed description of animal preparation, image acquisition and hemodynamic calculation of stroke volume, cardiac output and an estimate of pulmonary artery pressure.

This article provides a protocol for the echocardiographic assessment of right ventricular size and pulmonary hypertension in mice. Applications include phenotype determination and serial assessment in transgenic and toxin-induced mouse models of cardiomyopathy and pulmonary vascular disease.

Farelerde Sağ Kalp Ekokardiyografik Değerlendirilmesi

Transgenic and toxic models of pulmonary arterial hypertension (PAH) are widely used to study the pathophysiology of PAH and to investigate potential ...

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

Congenital heart disease (CHD) is the most frequent noninfectious cause of death at birth. The incidence of CHD ranges from 4 to 50/1,000 births (Disease and injury regional estimates, World Health Organization, 2004). Surgeries that often compromise the quality of life are required to correct heart defects, reminding us of the importance of finding the causes of CHD. Mutant mouse models and live imaging technology have become essential tools to study the etiology of this disease. Although advanced methods allow live imaging of abnormal hearts in embryos, the physiological and hemodynamic states of the latter are often compromised due to surgical and/or lengthy procedures. Noninvasive ultrasound imaging, however, can be used without surgically exposing the embryos, thereby maintaining their physiology. Herein, we use simple M-mode ultrasound to assess heart rates of embryos at E18.5 in utero. The detection of abnormal heart rates is indeed a good indicator of dysfunction of the heart and thus constitutes a first step in the identification of developmental defects that may lead to heart failure.

In utero Measurement of Heart Rate in Mouse by Noninvasive M-mode Echocardiography

Ultra-high frequency ultrasound is a powerful live imaging tool to examine cardiac abnormalities in small animals. Its noninvasiveness allows maintaining the physiologic state of embryos. Herein, we show the use of M-mode ultrasound to measure the heart rates of embryos at E18.5 in utero.

Noninvaziv M-mod ekokardiyografi ile Fare Kalp Puan utero Ölçümünde

Congenital heart disease (CHD) is the most frequent noninfectious cause of death at birth. The incidence of CHD ranges from 4 to 50/1,000 births (Disease ...

Implantation of Total Artificial Heart in Congenital Heart Disease

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital heart disease (CHD), the malformed heart presents a challenge to TAH implantation. 
In the case presented here, a 17 year-old patient with congenital transposition of the great arteries (CCTGA) experienced progressively worsening HF due to his congenital condition. He was hospitalized multiple times and received an implantable cardioverter defibrillator (ICD). However, his condition soon deteriorated to end-stage HF with multisystem organ failure. 
Due to the patient's grave clinical condition and the presence of complex cardiac lesions, the decision was made to proceed with a TAH. The abnormal arrangement of the patient's ventricles and great arteries required modifications to the TAH during implantation.
With the TAH in place, the patient was able to return home and regain strength and physical well-being while awaiting a donor heart. He was successfully bridged to heart transplantation 5 months after receiving the device. This report highlights the TAH is feasible even in patients with structurally abnormal hearts, with technical modification.

This is a case report of a patient with congenitally corrected transposition of the great arteries (CCTGA) who received a total artificial heart (TAH) as a bridge to heart transplant. The TAH was successfully implanted with modifications to accommodate the patient's congenitally malformed heart.

Konjenital Kalp Hastalıklarında Total Yapay Kalp İmplantasyonu

In patients with end-stage heart failure (HF), a total artificial heart (TAH) may be implanted as a bridge to cardiac transplant. However, in congenital ...

Ferric Chloride-induced Thrombosis Mouse Model on Carotid Artery and Mesentery Vessel

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric chloride injury is now a well-established technique to rapidly and accurately induce the formation of thrombi in exposed veins or artery of small and large diameter. This model has played a key role in the study of the pathophysiology of thrombosis, in the discovery and validation of novel antithrombotic drugs and in the understanding of the mechanism of action of these new agents. Here, the implementation of this technique on a mesenteric vessel and carotid artery in mice is presented. The method describes how to label circulating leukocytes and platelets with a fluorescent dye and to observe, by intravital microscopy on the exposed mesentery, their accumulation at the injured vessel wall which leads to the formation of a thrombus. On the carotid artery, the occlusion caused by the clot formation is measured by monitoring the blood flow with a Doppler probe.

The FeCl3 induced thrombosis model in mice is described herein. A method to monitor thrombus growth by intravital microscopy observation on a mesenteric vessel and by blood flow measurement in the carotid artery is presented.

Ferric Klorür kaynaklı Karotis Arter ve Mezenter Gemi Tromboz Fare Modeli

Severe thrombosis and its ischemic consequences such as myocardial infarction, pulmonary embolism and stroke are major worldwide health issues. The ferric ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Farelerde Heterotopik Servikal Kalp Nakli

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

In Vitro and In Vivo Detection of Mitophagy in Human Cells, C. Elegans, and Mice

Mitochondria are the powerhouses of cells and produce cellular energy in the form of ATP. Mitochondrial dysfunction contributes to biological aging and a wide variety of disorders including metabolic diseases, premature aging syndromes, and neurodegenerative diseases such as Alzheimer's disease (AD) and Parkinson's disease (PD). Maintenance of mitochondrial health depends on mitochondrial biogenesis and the efficient clearance of dysfunctional mitochondria through mitophagy. Experimental methods to accurately detect autophagy/mitophagy, especially in animal models, have been challenging to develop. Recent progress towards the understanding of the molecular mechanisms of mitophagy has enabled the development of novel mitophagy detection techniques. Here, we introduce several versatile techniques to monitor mitophagy in human cells, Caenorhabditis elegans (e.g., Rosella and DCT-1/ LGG-1 strains), and mice (mt-Keima). A combination of these mitophagy detection techniques, including cross-species evaluation, will improve the accuracy of mitophagy measurements and lead to a better understanding of the role of mitophagy in health and disease.

In Vitro and In Vivo Detection of Mitophagy in Human Cells, C. Elegans, and Mice

Mitophagy, the process of clearing damaged mitochondria, is necessary for mitochondrial homeostasis and health maintenance. This article presents some of the latest mitophagy detection methods in human cells, Caenorhabditis elegans, and mice.

Vitro ve In Vivo insan hücreleri, C. Elegansve fareler Mitophagy tespiti

Mitochondria are the powerhouses of cells and produce cellular energy in the form of ATP. Mitochondrial dysfunction contributes to biological aging and a ...

Methodology for Sputum Induction and Laboratory Processing

The technique of sputum induction and processing is a recognized non-invasive method allowing the collection and analysis of cells from the airways, which is interesting in various respiratory diseases like asthma, chronic obstructive pulmonary disease (COPD), chronic cough, or idiopathic pulmonary fibrosis. This technique is well tolerated, safe and non-invasive, but is currently limited to research services and specialized centers in clinical practice because it is technically demanding, time-consuming, and requires trained staff. The success rate of sputum induction and analysis is about 80%.
Here, we describe the induction and laboratory processing of sputum samples. Sputum is induced by inhalation of hypertonic or isotonic saline with salbutamol. For the processing, we use the whole sputum technique. Dithiothreitol (DTT) is used to allow mucolysis of sputum samples. The primary aim of sputum processing is to obtain a differential cell count to study the cell types present in the airway lumen. Additional analyses may also be performed on sputum supernatant and sputum cells, which may allow further investigation into inflammatory processes and immune mechanisms. Examples include studying mediators in sputum supernatant and performing a large spectrum of analysis on sputum cells such as flow cytometry, genomics, or proteomics.
Finally, representative results of sputum analysis in healthy controls, asthmatics, and COPD patients are presented.

Here we describe the technique of sputum induction. This protocol also explains the sputum processing to perform a differential cell count and to collect sputum supernatant and cells for further analysis.

Metodoloji balgam indüksiyon ve laboratuvar için

The technique of sputum induction and processing is a recognized non-invasive method allowing the collection and analysis of cells from the airways, which ...

The Pilocarpine Model of Temporal Lobe Epilepsy and EEG Monitoring Using Radiotelemetry System in Mice

Temporal lobe epilepsy (TLE) is a common neurological disorder in adulthood. For translational studies of chronic epilepsy, pilocarpine-induced status epilepticus (SE) is frequently selected to recapitulate spontaneous recurrent seizures (SRS). Here we present a protocol of SE induction by intraperitoneal (i.p.) injection of pilocarpine and monitoring of chronic recurring seizures in live animals using a wireless telemetry video and electroencephalogram (EEG) system. We demonstrated notable behavioral changes that need attention after pilocarpine injection and their correlation with hippocampal neuronal loss at 7 days and 6 weeks post-pilocarpine. We also describe the experimental procedures of electrode implantation for video and EEG recording, and analysis of the frequency and duration of chronic recurrent seizures. Finally, we discuss the possible reasons why the expected results are not achieved in each case. This provides a basic overview of modeling chronic epilepsy in mice and guidelines for troubleshooting. We believe this protocol can serve as a baseline for suitable models of chronic epilepsy and epileptogenesis.

This manuscript describes a method of inducing status epilepticus by systemic pilocarpine injection and of monitoring spontaneous recurrent seizures in live animals using a wireless telemetry video and electroencephalogram system. This protocol can be utilized for studying the pathophysiologic mechanisms of chronic epilepsy, epileptogenesis, and acute seizures.

Temporal LOB epilepsi ve EEG farelerde Radiotelemetry sistemini kullanarak izleme Pilokarpin modeli

Temporal lobe epilepsy (TLE) is a common neurological disorder in adulthood. For translational studies of chronic epilepsy, pilocarpine-induced status ...