Mark McCauley, Ulusal Sağlık Enstitüsü, mentorluk eğitim bursu 5T32HL066991-07 tarafından desteklenen Xander Wehrens NIH / NHLBI hibe 1R01HL091947-01A209 ve 3R01HL089598-03S109 tarafından desteklenmektedir

1. Cerrahi İmplantasyon için Telemetri hazırlanması <ol><li> Fareyi bir EKG uzaktan ölçüm içine yerleştirmeden önce, EKG uzaktan ölçüm, steril ve iyi bir çalışma düzeni içinde emin olmak için önemlidir. Yeni telemetri cihazları genellikle steril bir durumda üretici tarafından sağlanmaktadır. EKG telemeters cihaz en az 4 saat süreyle Tergazyme% 1 solüsyon kullanılarak temizlenebilir olması koşuluyla yeniden olabilir. Uzaktan ölçüm Tergazyme ile temizlendikten sonra steril su ile durulama olabilir. Buna ek olarak, EKG uzaktan ölçüm sterilize etmek için bir gecede Wavicide-01 dezenfektan kullanın. Dezenfektan farelere implantasyonu 48 saat önce steril su ile yıkayın emin olun. Steril bir kapta saklayın. </li><li> Uzaktan ölçüm, iletken teller bütünlüğü ve yalıtım kılıfı kablolarını kontrol ediniz. 5 cm uzaktan ölçüm içinde salladı bir mıknatıs kullanarak telemetri vericisi açın ve bir AM radyo, frekans 530 sinyal test. Sinyal güçlü ve net olmalı ve tellerin manipülasyon dayalı şiddeti ve sahada değişebilir. Model numarası, uzaktan ölçüm seri numarası, ve EKG kalibrasyon değeri kaydedin. Üreticiler genellikle uzaktan ölçüm, implantasyon öncesinde 24 saat Ayrıntılar için özel uzaktan ölçüm için kullanım kılavuzuna bakın gerektiğini öneriyoruz. Bu örnekte, implantasyon için Veri Bilimler International (DSİ) uzaktan ölçüm kullanabilirsiniz. </li><li> Telemetri kurşun hazırlanması yaklaşık olarak 3,5 cm ve 2,5 cm pozitif (kırmızı) kurşun negatif (beyaz) kurşun kesim tarafından elde edilebilir. Bunlar, negatif kurşun sağ göğüs implantasyonu için optimal uzunlukları ve sol karın pozitif kurşun (Bkz. Şekil 2). Sonra, 7 mm tel maruz yalıtım kılıfı çıkarın. Vet-Bond gibi steril superglue, metal kurşun sonuna boya ve metal uçları kurşun kapakları takın. Bu kapaklar yerleşimi yol nedeniyle cilt erozyonu önlemek olacaktır. Yaklaşık 2-3 mm metal tel, doğal kalp ritmi elektrik algılama için açık olmalıdır. </li></ol> 2. Telemetri Cerrahi İmplantasyon <ol><li> Fare cerrahi steril tekniği kullanmak için, steril eldiven, steril bir drape ve 6-0 Prolen sütür gerekir. Ayrıca 1 küt uçlu makas çifti, neşter, ve bir iğne sürücüsü, 2 çift steril forseps gerekecektir. Cerrahi aletler santigrat 250 derece ısıtılmış bir cam boncuk sterilizatör sterilize edilebilir. Kullanmadan önce, daha önce açıklandığı gibi, uzaktan ölçüm sterilize ve yıkamak için emin olun. </li><li> Ilk izofluran% 3, 0,5 L / dk% 100 O2 kullanarak bir indüksiyon kutusunda fare anestezi ile ameliyat için fare hazırlayın. Anestezi fare sıcaklığı korumak için, bu sıcak su dolaşır bir T-pompa, bir ısıtma yastığı kullanın. Sıcaklık, istenirse rektal prob tarafından izlenecektir. Fare yeterli sedasyon olduğunda, tamamen fare elektrik kesme makineleri ile karın ve göğüs tıraş. Supin, baş dönük ve size doğru kuyruk, sürekli bir akış tüp fare aktarmadan önce fare izofluran ile yeniden uyutmak. Isıtmalı cerrahi tablo farenin pençeleri aşağı Teyp. Traş saç kaldırmak ve operasyon alanını temizlemek için bir alkollü bez ile karın silin. Betadin çubuklar ile karın ve göğüs dezenfekte etmek için üç ayrı kat uygulayın. Anestezi fare tırnak yatağı üzerinde baskı uygulayarak doğru seviyede olun. Fare ameliyat için hazırlandıktan sonra, steril eldiven ve cerrahi alan steril örtüyü geçerlidir. </li><li> İntraperitoneal uzaktan ölçüm implantasyonu, egzersiz fizyolojisi deney avantajı sunmaktadır. Intraperitoneal ekleme için, karın üzerinde yaklaşık 2,5 cm uzunluğunda cilt dikey bir orta hat kesi oluşturmak için bir neşter kullanılarak ameliyat başlar. Temel bağ dokulardan künt uçlu makas kullanılarak dikkatli bir şekilde ayrı bir cilt. Sonra, linea alba, yaklaşık 1,5 cm uzunluğunda periton üzerinde dikey bir orta hat kesi oluşturun. Ayrıca, periton subkutan için bir çıkış neden olarak hizmet verecek peritoneal insizyon (kafatası) hemen üstünde küçük bir delik oluşturmak. Cerrahi yerine getirirken, bazen steril serum fizyolojik çalışma alanı üzerine damlayan cerrahi site nemli tutmak. </li><li> Uzaktan ölçüm sağ periton boşluğuna yerleştirin. Forseps uzaktan ölçüm üstün deliğe yerleştirin ve periton çıkıntılı, böylece her iki kurşun deliğinden açar çekin. 1.5 cm periton dikey orta hat insizyonu kapatmak için sürekli 6-0 Prolen dikişlerle kullanın. </li></ol> 3. Kurşun İmplantasyon ve Karın Kapanış <ol><li> EKG yol açar kurşun II yapılandırma yerleştirilir. Şeffaf / beyaz bir kılıf ile kurşun negatif ve sol üst karın içinde yerleştirilir. İlk olarak, farenin sağ üst göğüs, 0.5 cm&#39;lik cilt insizyonu oluşturun.Sonra, abdominal kesi geri bir tünel oluşturmak için künt makas kullanın. Tünelden kurşun çekin ve pektoral kas kurşun çapa 6-0 Prolen sütür kullanın. Dikiş, kurşun maruz kalan kısmının üstüne, kurşun ve altta yatan kas arasında iyi bir iletişim oluşturur emin olun. Kas kurşun hareketsiz, söz konusu proksimal ikinci bir dikiş kullanın. 6-0 Prolen sütür kullanarak cilt insizyonu kapatın. </li><li> Olumlu kurşun (kırmızı kılıf), sol diyaframın altında, sol karın içinde ve kalp altında yerleştirilir. Kurşun 6-0 Prolen dikiş yatan periton doku demirlemiş ve periton dokusu ile iyi bir iletişim olması gerekir. Kurşun implantasyonu sitesi, dikey orta hat kesi yakın böylece mevcut cerrahi alanında ile kolayca erişilebilir olması nedeniyle ek bir kesi bu adımı gerekli değildir. Periton dokusunun temel bağırsak perforasyonu önlemek için kaldırılmış olması gerektiğini unutmayın. </li><li> Abdominal fasya ve cilt katmanlarında 6-0 Prolen sırayla kapatın. </li></ol> 4. Post-Operatif Bakım <ol><li> [1 mg / ml] ameliyattan hemen sonra analjezi için buprenorfin fare 0.1 mL verin. Isıtılmış bir pad üzerinde cerrahi kurtarmak için fare izin verin. Fare, uzun süreli ameliyatlar&gt; 30 dk, ya da fare kuru görünüyorsa, rehidrasyon için periton içine 0.2-0.3 mL steril serum fizyolojik enjekte etti. Devam post-operatif analjezi için üç gün boyunca günde iki kez buprenorfin fareleri sağlamak için standart bir uygulamadır ve her sekiz saat sonra gerektiği gibi. </li><li> Betadin ameliyat sonrası tahrişi önlemek için bir alkollü bez ile temizleyin. Ameliyat sonrası sağlık sonraki belirlenmesi için cerrahi sonrası kilo kaydetmeyi unutmayın. </li><li> Ameliyattan sonra 8-24 saat, bu ağrıyı azaltmak ve farenin ameliyat sonrası yerinde clawing kurşun yerleştirme başarısızlığı azaltmak gibi, fare, ihtiyaç duyulan buprenorfin ile ek analjezi vermek. </li></ol> 5. Temsilcisi Sonuçlar Cilt altında subkutan yol ile doğru yapıldığında, fare karın kesiler kapalı olmalıdır. Genellikle, fare anestezi kurtarmak için 10-30 dakika sürer. Fareler tamamen ameliyatla kurtarıldı önce hareketlilik post-operatif kilo kaybı ve normalleşme kurtarma kanıtladığı gibi, yaklaşık 7-10 gün sürer. Ameliyat sonrası en sık görülen komplikasyon, ameliyat sonrası ilk 10 gün içinde deri yoluyla uzuv yol açan erozyon. Bu sık görülen komplikasyon, sıkıca subkutan derialtı dokularda veya periton bağlı kalarak kaçınılmalıdır. Bu teknik, fare ambulates, cilt üzerinde basınç ve sürtünme oluşturmak gevşek yol açar, kaçınır. Rağmen daha az yaygın, enfeksiyon ve sepsis steril tekniği, kullanılan telemeters eksik temizlik hataları oluşabilir. EKG çıkışı, veri toplama yazılımı, Veri Bilimler International (DSİ) ile birleştiğinde bir alıcı matrisi tarafından kaydedilen olabilir. Dalgaformu sonuçları aşağıda Şekil 3&#39;te görüldüğü gibi açıkça tanımlanmış bir P dalgası, atriyal depolarizasyon gösteren, hem de ventriküler depolarizasyon anlamına QRS dalgası, içermelidir. Kaliteli EKG iz, açıkça tanımlanmış 1:1 oranında net bir şekilde tanımlanmış QRS dalgası önceki bir P dalgası olması gerekir. Düşük arka plan sinyali olmalı ve wild-tip farelerden RR aralıkları düzenli olmalı. Kalitesiz EKG iz sonraki bilgisayar analizi zor hale getirebilir belirsiz P veya QRS dalgaları, ya da arka plan sinyal olabilir. Zayıf bir EKG izlemesi genellikle yeniden implante uzaktan ölçüm açar, bir defada bir sabit olabilir. Uzaktan ölçüm kurşun yeniden implant için, fare anestezi altında yer, ve cerrahi tekniği kullanılarak, doğrudan söz konusu yol örten deride bir kesi yapmak. Kurşun erişildiğinde, kurşun demirleme sütür kesme ve tekrar kurşun demirleme önce istediğiniz konuma kurşun taşımak. Son olarak, 6-0 Prolen cerrahi sitesi kapatın. <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig1.jpg" alt="Şekil 1" /> Şekil 1: pozitif ve negatif potansiyel müşteriler ile küçük bir hayvan uzaktan ölçüm bir örnek . Genel olarak, kırmızı kurşun olumlu kurşun ve beyaz kurşun negatif kurşun. Her kurşun tel açıkta bir yalıtkan kılıf, 5-7 mm ve deri yoluyla kurşun erozyonu önler plastik kapaklı bir ucu, olması gerekir. <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig2.jpg" alt="Şekil 2" /> Şekil 2: bir fare uygun uzaktan ölçüm uygulama yerleri gösteren Karikatür. Beyaz (negatif) kurşun, farenin sağ üst göğüs implant ve sol karın, uzaktan ölçüm duyuları gibi &quot;kurşun iki&quot; yapılandırma kırmızı (pozitif) kurşun konur. &lt;p class = &quot;jove_content&quot;&gt; <img src="/files/ftp_upload/1739/1739fig3.jpg" alt="Şekil 3" /> Şekil 3: normal sinüs ritmi bir fare Temsilcisi dalga şekli. P dalgası atriyal depolarizasyon temsil eder ve QRS kompleks ventriküler depolarizasyon temsil eder. Yüksek kaliteli dalga 1:1 oranında her QRS kompleksi önceki bir farklı P dalgası olmalıdır.

<ol>
	<li>Cerrone, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bidirectional+ventricular+tachycardia+and+fibrillation+elicited+in+a+knock-in+mouse+model+carrier+of+a+mutation+in+the+cardiac+ryanodine+receptor.">Bidirectional ventricular tachycardia and fibrillation elicited in a knock-in mouse model carrier of a mutation in the cardiac ryanodine receptor.</a> Circ Res. 96 (10), e77-e77 (2005).</li><li>Chelu, M. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calmodulin+kinase+II-mediated+sarcoplasmic+reticulum+Ca2++leak+promotes+atrial+fibrillation+in+mice.">Calmodulin kinase II-mediated sarcoplasmic reticulum Ca2+ leak promotes atrial fibrillation in mice.</a> J Clin Invest. 119 (7), 1940-1940 (1940).</li><li>Sood, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+calcium+leak+due+to+FKBP12.6+deficiency+in+mice+facilitates+the+inducibility+of+atrial+fibrillation.">Intracellular calcium leak due to FKBP12.6 deficiency in mice facilitates the inducibility of atrial fibrillation.</a> Heart Rhythm. 5 (7), 1047-1047 (2008).</li><li>Swoap, S. J., Gutilla, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiovascular+changes+during+daily+torpor+in+the+laboratory+mouse.">Cardiovascular changes during daily torpor in the laboratory mouse.</a> Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 297 (3), R769-R769 (2009).</li><li>Costa-Goncalves, d. a., C, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+the+multidomain+protein+spinophilin+in+blood+pressure+and+cardiac+function+regulation.">Role of the multidomain protein spinophilin in blood pressure and cardiac function regulation.</a> Hypertension. 52 (4), 702-702 (2008).</li><li>Wehrens, X. H., Kirchhoff, S., Doevendans, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+electrocardiography:+an+interval+of+thirty+years.">Mouse electrocardiography: an interval of thirty years.</a> Cardiovasc Res. 45 (1), 231-231 (2000).</li></ol>

Bu prosedürün kritik adımlar fare hayatta kalma ameliyat öncesinde uygun temizlik ve hazırlık. Uzaktan ölçüm ve fare ameliyat yerinin düzgün bir şekilde temizlenir, çok daha iyi bir ameliyat sonrası sonuçları vardır. Ayrıca, yerleştirme yol yakın ilgi, ameliyat sonrası cilt erozyonu azaltır. Tekniğine Olası değişiklikler yan duvar LV fonksiyonu (I yapılandırması yol), veya EKG dalga formu analizi için sadece uzaktan ölçüm değerlendirmek için alternatif yapılandırmaları, aynı zamand...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Steri 250 Bead Sterilizer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Inotech</td>
<td>IS-250</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Blunt-Ended Scissors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Roboz</td>
<td>RS-5980</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Blunt-Ended Forceps (x2)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Roboz</td>
<td>RS-5138</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Veterinary Anesthesia Vaporizer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Surgivet</td>
<td>Isotec 4</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>T/Pump</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Gaymar</td>
<td>P/N11184-000</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Propylene Blue Monofilament Suture</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Ethicon</td>
<td>8718</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Povodone Iodine, 10%</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Equate</td>
<td>N/A</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Alcohol Swabs</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>PDI</td>
<td>B339</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tergazyme</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Alconox</td>
<td>21837-118</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Wavidicde-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Medical Chemical Corporation</td>
<td>Wavicide-01</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>ECG Telemeter</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>DataSciences International</td>
<td>EA-F20</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

ambulatory ecg recording in mice

Telemetrik EKG kaydı farelerde, aritmiler arkasındaki mekanizmaları, iletim bozuklukları ve ani kardiyak ölüm anlamak için çok önemlidir. Yüzey EKG dalga formu aralıklarla kısa süreli ölçümler için kullanılabilir olmasına rağmen, kalp hızı değişkenliği ya da aritmi yakalama ender atakların uzun vadeli çalışmalar için pratik değildir. Vücuda Yerleştirilebilir EKG telemeters basit bir cerrahi implantasyon, ayaktan fareler electrograms uzun süreli kayıt ve aynı anda birden fazla hayvan kayıtları ile ölçeklenebilirlik avantajları sunuyoruz. Burada, farelerde ambulatuvar EKG kaydı için telemeters implantasyon bir adım-adım rehber sunmaktayız. Aseptik teknik Dikkatli bağlılık, haftalar ve aylar implantasyon ve kayıt imkanı elverişli sağkalım sonuçları için gereklidir. Böylece, implante edilebilir EKG telemetri, fare gibi ayaktan hayvan modellerinde kardiyak elektrofizyoloji kritik bilgilerin tespiti için değerli bir araçtır.

Watch this Scientific Journal Video about Ambulatory ECG Recording in Mice at JoVE.com

Ambulatory ECG Recording in Mice

Telemetrik EKG, kardiyak aritmiler ve ani kardiyak ölüm için hayvan modellerinde değerlendirilmesinde önemli bir araç olarak ortaya çıkmıştır. Burada, fareler üzerinde yapılan uzun vadeli ambulatuvar EKG monitorizasyonu uygulama için telemetrik EKG kayıtları kademeli bir kılavuz mevcut.

Farelerde ambulatuvar EKG Kaydı

Telemetric ECG recording in mice is essential to understanding the mechanisms behind arrhythmias, conduction disorders, and sudden cardiac death. Although ...

Research

JoVE Journal

Biology

23.5K Görüntüleme.  Baylor College of Medicine (BCM). Telemetrik EKG, kardiyak aritmiler ve ani kardiyak ölüm için hayvan modellerinde değerlendirilmesinde önemli bir araç olarak ortaya çıkmıştır. Burada, fareler üzerinde yapılan uzun vadeli ambulatuvar EKG monitorizasyonu uygulama için telemetrik EKG kayıtları kademeli bir kılavuz mevcut.

Video: Ambulatory ECG Recording in Mice

Heterotopic Heart Transplantation in Mice

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable for studying rejection and immune response now that newer transgenic and gene knockout mice are available, and a large number of immunologic reagents have been developed. The heart transplant model is less stringent than the skin transplant models, although technically more challenging. We have developed a modified technique and have completed over 1000 successful cases of heterotopic heart transplantation in mice. When making anastomosis of the ascending aorta and abdominal aorta, two stay sutures are placed at the proximal and distal apexes of recipient abdominal aorta with the donor s ascending aorta, then using 11-0 suture for anastomosis on both side of aorta with continuing sutures. The stay sutures make the anastomosis easier and 11-0 is an ideal suture size to avoid bleeding and thrombosis.
When making anastomosis of pulmonary artery and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s pulmonary artery. The left wall of the inferior vena cava and donor s pulmonary artery is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s pulmonary artery are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis. In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse heterotopic heart transplantation model has been proven by many investigators to be an important method for studying mechanisms of rejection and immune response. However, the techniques involved are still challenging. By modifying standard techniques we have had success with more than 1000 transplants.

Farelerde Heterotopik Kalp Nakli

The mouse heterotopic heart transplantation has been used widely since it was introduced by Drs. Corry and Russell in 1973. It is particularly valuable ...

Biyoloji

Small Bowel Transplantation In Mice

Since 1990, the development of tacrolimus-based immunosuppression and improved surgical techniques, the increased array of potent immunosuppressive medications, infection prophylaxis, and suitable patient selection helped improve actuarial graft and patient survival rates for all types of intestine transplantation. Patients with irreversible intestinal failure and complications of parenteral nutrition should now be routinely considered for small intestine transplantation. However, Survival rates for small intestinal transplantation have been slow to improve compares increasingly favorably with renal, liver, heart and lung. The small bowel transplantation is still unsatisfactory compared with other organs. Further progress may depend on better understanding of immunology and physiology of the graft and can be greatly facilitated by animal models. A wider use of mouse small bowel transplantation model is needed in the study of immunology and physiology of the transplantation gut as well as efficient methods in diagnosing early rejection. However, this model is limited to use because the techniques involved is an extremely technically challenging. We have developed a modified technique. When making anastomosis of portal vein and inferior vena cava, two stay sutures are made at the proximal apex and distal apex of the recipient s inferior vena cava with the donor s portal vein. The left wall of the inferior vena cava and donor s portal vein is closed with continuing sutures in the inside of the inferior vena cava after, after one knot with the proximal apex stay suture the right wall of the inferior vena cava and the donor s portal vein are closed with continuing sutures outside the inferior vena cave with 10-0 sutures. This method is easier to perform because anastomosis is made just on the one side of the inferior vena cava and 10-0 sutures is the right size to avoid bleeding and thrombosis.  In this article, we provide details of the technique to supplement the video.

The mouse small bowel transplantation model has been recognized as an important tool to study mechanismes of immune rejection and screen new immunosuppressive drugs. However, this model is limited to use because the techniques involved is an extremely technically challenge. Now we introduce the modified technique.

Farelerde Küçük Bağırsak Nakli

Since 1990, the development of tacrolimus-based immunosuppression and improved surgical techniques, the increased array of potent immunosuppressive ...

Measuring Blood Pressure in Mice using Volume Pressure Recording, a Tail-cuff Method

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume. A specially designed differential pressure transducer and an occlusion tail-cuff measure the total blood volume in the tail without the need to obtain the individual pulse signal. Special attention is afforded to the length of the occlusion cuff in order to derive the most accurate blood pressure readings. VPR can easily obtain readings on dark-skinned rodents, such as C57BL6 mice and is MRI compatible. The CODA system provides you with measurements of six (6) different blood pressure parameters; systolic and diastolic blood pressure, heart rate, mean blood pressure, tail blood flow, and tail blood volume. Measurements can be made on either awake or anesthetized mice or rats. The CODA system includes a controller, laptop computer, software, cuffs, animal holders, infrared warming pads, and an infrared thermometer. There are seven different holder sizes for mice as small as 8 grams to rats as large as 900 grams.

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. This tail-cuff system uses Volume Pressure Recording (VPR) to measure the blood pressure by determining the tail blood volume.

Cilt Basınç Kaydı, Kuyruk manşet Yöntemi kullanarak Fare Tansiyon Ölçüm

The CODA 8-Channel High Throughput Non-Invasive Blood Pressure system measures the blood pressure in up to 8 mice or rats simultaneously. The CODA ...

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. Whole-cell patch-clamp techniques can then be employed to record from individually-identifiable neurons and somatic muscles. These recording configurations have been used to track the appearance and maturation of ionic currents and action potential propagation in both neurons and muscles. Genetic mutants affecting these electrical properties have been characterized to reveal the molecular composition of ion channels and associated signaling complexes, and to begin exploration of the molecular mechanisms of functional differentiation. A particular focus has been the assembly of synaptic connections, both in the central nervous system and periphery. The glutamatergic neuromuscular junction (NMJ) is most accessible to a combination of optical imaging and electrophysiological recording. A glass suction electrode is used to stimulate the peripheral nerve, with excitatory junction current (EJC) recordings made in the voltage-clamped muscle. This recording configuration has been used to chart the functional differentiation of the synapse, and track the appearance and maturation of presynaptic glutamate release properties. In addition, postsynaptic properties can be assayed independently via iontophoretic or pressure application of glutamate directly to the muscle surface, to measure the appearance and maturation of the glutamate receptor fields. Thus, both pre- and postsynaptic elements can be monitored separately or in combination during embryonic synaptogenesis. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Electrophysiological Recording in the Drosophila Embryo

Electrophysiological recordings from Drosophila embryos allow analyses of developing muscle and neuron electrical properties, as well as characterization of functional synaptogenesis at the glutamatergic neuromuscular junction and central cholinergic and GABAergic synapses.

Elektrofizyolojik Kayıt Drosophila Embriyo

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

Transverse Aortic Constriction in Mice

Transverse aortic constriction (TAC) in the mouse is a commonly used experimental model for pressure overload-induced cardiac hypertrophy and heart failure.1 TAC initially leads to compensated hypertrophy of the heart, which often is associated with a temporary enhancement of cardiac contractility. Over time, however, the response to the chronic hemodynamic overload becomes maladaptive, resulting in cardiac dilatation and heart failure.2 The murine TAC model was first validated by Rockman et al.1, and has since been extensively used as a valuable tool to mimic human cardiovascular diseases and elucidate fundamental signaling processes involved in the cardiac hypertrophic response and heart failure development. When compared to other experimental models of heart failure, such as complete occlusion of the left anterior descending (LAD) coronary artery, TAC provides a more reproducible model of cardiac hypertrophy and a more gradual time course in the development of heart failure. Here, we describe a step-by-step procedure to perform surgical TAC in mice. To determine the level of pressure overload produced by the aortic ligation, a high frequency Doppler probe is used to measure the ratio between blood flow velocities in the right and left carotid arteries.3, 4 With surgical survival rates of 80-90%, transverse aortic banding is an effective technique of inducing left ventricular hypertrophy and heart failure in mice.

Transverse aortic constriction (TAC) in the mouse is a commonly used experimental model to study mechanisms underlying cardiac hypertrophy and heart failure development. Here, we describe procedures to constrict the aorta to create a reproducible degree of cardiac hypertrophy in mice.

Farelerde Enine Aort Konstrüksiyon

Transverse aortic constriction (TAC) in the mouse is a commonly used experimental model for pressure overload-induced cardiac hypertrophy and heart ...

One-channel Cell-attached Patch-clamp Recording

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate depends on properties intrinsic to each channel protein as well as the mechanism by which it is generated and controlled and represents an important area of current research. Information about the operational dynamics of ion channel proteins can be obtained by observing long stretches of current produced by a single molecule. Described here is a protocol for obtaining one-channel cell-attached patch-clamp current recordings for a ligand gated ion channel, the NMDA receptor, expressed heterologously in HEK293 cells or natively in cortical neurons. Also provided are instructions on how to adapt the method to other ion channels of interest by presenting the example of the mechano-sensitive channel PIEZO1. This method can provide data regarding the channel&#8217;s conductance properties and the temporal sequence of open-closed conformations that make up the channel&#8217;s activation mechanism, thus helping to understand their functions in health and disease.

Described here is a procedure for obtaining long stretches of current recording from one ion channel with the cell-attached patch-clamp technique. This method allows for observing, in real time, the pattern of open-close channel conformations that underlie the biological signal. These data inform about channel properties in undisturbed biological membranes.

Tek kanallı bir hücre-bağlı Patch-clamp kayıt

Ion channel proteins are universal devices for fast communication across biological membranes. The temporal signature of the ionic flux they generate ...

Intravenous Injections in Neonatal Mice

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are technically feasible and routine. However, some mouse models can have early onset of disease with a rapid progression that makes administration of potential therapies difficult. The temporal (or facial) vein is just anterior to the ear bud in mice and is clearly visible for the first two days after birth on either side of the head using a dissecting microscope. During this window, the temporal vein can be injected with volumes up to 50 &#956;l. The injection is safe and well tolerated by both the pups and the dams. A typical injection procedure is completed within 1-2 min, after which the pup is returned to the home cage. By the third postnatal day the vein is difficult to visualize and the injection procedure becomes technically unreliable. This technique has been used for delivery of adeno-associated virus (AAV) vectors, which in turn can provide almost body-wide, stable transgene expression for the life of the animal depending on the viral serotype chosen.

Animal models of pediatric disease can experience early onset and aggressive disease progression. Clinically relevant therapy delivery to young mouse models can be technically difficult. This protocol describes a non-invasive intravenous injection method for newborn mice within the first two postnatal days of life.

Yenidoğan Farelerde intravenöz enjeksiyonlar

Intravenous injection is a clinically applicable manner to deliver therapeutics. For adult rodents and larger animals, intravenous injections are ...

Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. Rodents are employed by many studies to research the physiology/pathology of erectile function. Erectile function in rodents can be evaluated by measuring the intracavernosal pressure (ICP). In practice, ICP can be monitored following electrical stimulation of the cavernous nerves (CNs). The arterial pressure of the carotid artery (the mean arterial pressure) is used as the reference for ICP. Using ICP recording protocols, many key parameters of erectile function can be measured from the ICP response curve. The ICP measurement provides more information than the apomorphine-induced penile erection test, and is cheaper than telemetric monitoring of the corpus spongiosum penis, making this method the most popular one to evaluate erectile function. However, compared to the easily-performed APO-induced erectile function test, successful ICP recordings require attention to detail, practice, and adherence to the operation method. In this work, an introduction to ICP recording in rats is provided to complement the procedure efficiently.

Intracavernosal pressure recording (ICP) is an important method to evaluate the erectile function of experimental animals. Here, a detailed protocol is demonstrated for the recording procedure of ICP by catheterizing the crura penis and then electrically stimulating the cavernous nerves in rats.

İntrakavernozal basınç kayıt Rodents erektil işlev değerlendirmek için

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...

Inducing Apical Periodontitis in Mice

The mechanisms involved in local induced inflammation can be studied using several available animal models. One of these is the induction of apical periodontitis (AP). Apical periodontitis is a common pathology of an inflammatory nature in the periodontal tissues surrounding the tooth root. In order to better understand the nature and mechanism of this pathology it is advantageous to perform the procedure in mice. The induction of this odontogenic inflammation is achieved by drilling into the mouse tooth until the dental pulp is exposed. Next, the tooth pulp remains exposed to be contaminated by the natural oral flora over time, causing apical periodontitis. After this time period, the animal is sacrificed, and the tooth and the jaw bone can be analyzed in various ways. Typical analyses include micro-CT imaging (to evaluate bone resorption), histological staining, immunohistochemistry, and RNA expression. This protocol is useful for research in the field of oral biology to better understand this inflammatory process in an in vivo experimental setting with uniform conditions. The procedure requires a careful handling of the mice and the isolated jaw, and a visual demonstration of the technique is useful. All technical aspects of the procedures leading to induced apical periodontitis and its characterization in a mouse model are demonstrated.

Here, we present a protocol to locally induce apical periodontitis in mice. We show how to drill a hole in the mouse&#39;s tooth and expose its pulp, in order to cause local inflammation. Analysis methods to investigate the nature of this inflammation, such as micro-CT and histology, are also demonstrated.

Fareler içinde Apical periodontitis İndükleme

The mechanisms involved in local induced inflammation can be studied using several available animal models. One of these is the induction of apical ...

Establishing a Diaphyseal Femur Fracture Model in Mice

Bones have a significant regenerative capacity. However, fracture healing is a complex process, and depending on the severity of the lesions and the age and overall health status of the patient, failures can occur, leading to delayed union or nonunion. Due to the increasing number of fractures resulting from high-energy trauma and aging, the development of innovative therapeutic strategies to improve bone repair based on the combination of skeletal/mesenchymal stem/stromal cells and biomimetic biomaterials is urgently needed. To this end, the use of reliable animal models is fundamental to better understanding the key cellular and molecular mechanisms that determine the healing outcomes. Of all the models, the mouse is the preferred research model because it offers a wide variety of transgenic strains and reagents for experimental analysis. However, the establishment of fractures in mice may be technically challenging due to their small size. Therefore, this article aims to demonstrate the procedures for the surgical establishment of a diaphyseal femur fracture in mice, which is stabilized with an intramedullary wire and resembles the most common bone repair process, through cartilaginous callus formation.

This protocol describes a surgical procedure for the establishment of a diaphyseal fracture in the femur of mice, which is stabilized with an intramedullary wire, for fracture healing studies.

Farelerde Diafiz Femur Kırığı Modelinin Kurulması

Bones have a significant regenerative capacity. However, fracture healing is a complex process, and depending on the severity of the lesions and the age ...