Martine Emond ve Isabel Brachmann Organotipik dilim kültür sistemi ve Wolfgang Hübner ve yazının eleştirel okuma Liviu Gabriel Bodea kurulmasında yardım ettikleri için teşekkür ediyorum. Biz Frank Costantini Shh CreER fareler için R26 muhabiri fareler ve Cliff Tabin için teşekkür etmek istiyorum. Bu çalışmada, Kuzey Ren-Vestfalya (Programm zur Förderung der Rückkehr des wissenschaftlichen Spitzennachwuchses aus dem Ausland) Bilim ve Araştırma Bakanlığı Araştırma Ödülü tarafından finanse edildi.

Bu protokol parçaları Daza ve ark değiştirilmiş, 7, 2007. 1. Hazırlıklar <ol><li> Bir gün önceden hazırlanmış olabilir <ol><li> : 1X Krebs tampon hazırlayın (1.5 L) 126 mM NaCl, 2.5 mM KCl, 1.2 mM NaH 2 PO 4: H 2 O, 1.2 mM MgCl 2, 2.5 mM CaCl 2, 11 mM glikoz, 25 mM NaHCO 3, pH 7.4 &#39;e ayarlayın. Sterilize Filtresi (0.22 mikron gözenek boyutu) ve 4 mağaza ° C </li><li> Kültür ortamı (20 ml) 5 ml HBSS, 9 mL DMEM yüksek glukoz,% 30 glukoz 850 mcL, 5 ml at serumu (% 25): hazırlayın. 200 mcL 100X Penicllin / Streptomisin ekleyin. Mağaza, 4 ° C </li></ol></li><li> Diseksiyonu başlamadan önce hazırlanın <ol><li> 1X Krebs tampon% 4 düşük erime agaroz (LMP agaroz) 100 mL hazırlayın: mikrodalga çözüm agaroz tamamen çözülür ve daha sonra 45 ° C su banyosunda agaroz yere kadar. </li><li> Titreşim dolduruntome tampon buz 1X Krebs tampon ile tepsi ve (4 ° C&#39;de tutmak) soğutma elemanı başlatmak. Bıçak taşıyıcı ve bir neşter, ince bir fırça ve dilim almak için bir mini delikli kaşık ile set-up vibratome alan bir jilet sabitleyin. Steril Petri kapları (35 x 10 mm), 1x Krebs tamponu ile dilimleri toplamak için hazırlayın. Buz üzerinde tutun. </li><li> Diseksiyon için steril Petri kapları (100 x 15 mm) ve daha küçük steril Petri kapları (35 x 10 mm), gömmek için küçük makas, iki ince forseps (Dumont 5), mini delikli kaşık, bir bardak disseksiyon alanında, set-up bir yuvarlak ile parlatılır Pasteur pipeti yangın buz üzerinde 1X Krebs tampon ucu ve 1 L kapattı. % 70 etanol ile tüm diseksiyon araçları silin. </li><li> Altı plaka (1.5 ml / kuyu) kuyular için kültür ortamı ve 37 ° C inkübatör içine koyun. </li><li> 1.5 ml / iyi steril 1X Krebs tampon ve 15 mcL Penisilin / Streptomisin (100X) / iyi bir altı-kuyu plaka hazırlayın. Steril koşullar altında, Mil yerdekuyu içine licell Hücre Kültürü ekler. Beyin dilimleri hemen kesit sonra filtre membranlar aktarılır böylece vibratome sonraki altı plaka koyun. </li></ol></li></ol> 2. Diseksiyon ve embriyonik beyinlere yerleştirilmesi <ol><li> Izofluran kullanarak hamile bir kadın fare anestezi ve servikal dislokasyon (embriyon aşamasında E12.5 olmalıdır) tarafından fare kurban. Forseps ile rahim yukarıya doğru çekerek fare rahim parçalara ayır. Diğer forseps rahim uzak mesometrium ayırmak için kullanın. Buz 1X Krebs tamponunda rahim yerleştirin. Embriyonun rahim, Reichert membranı ve visseral yolk kesesi kas duvar ayırmak için ince bir pens kullanın. Embriyolar rahim çıkarın. Disseke embriyoların steril 1X Krebs tampon ayrı bir Petri kabı içine yerleştirin. </li><li> Stereomicroscope altında beyin parçalara ayır. Beyin teşrih için, ilk önce embriyonun baş kesti. Fix başkafa (göz seviyesi) ince forseps piercing. Deri ve kafatası dikkatli bir şekilde çıkarmak için forseps başka bir çift kullanın. Forseps beyin dikkatlice çıkarın ve steril 1X Krebs tamponu ile bir Petri kabı içine aktarmak için kullanın. Vibratome kesit sırasında beyin dokusunda hasarlar (doku parçalama gibi) sorunlar yaratacak bu yana tüm beyin bütünlüğünü, diseksiyon sırasında korunur çok önemlidir. </li><li> % 4 düşük erime noktası (LMP) agaroz kez beyinlerini yıkayın. Taze% 4 LMP agaroz bir anda 2-3 beyinleri Embed. Mümkün bile buz üzerinde gömme yemekleri yerleştirin. Agaroz alt katılaşmış kadar beyinleri kaldırmak için bir yangın cilalı yuvarlak ucu ile Pasteur pipet kullanın. Beyinleri agaroz bloğun altındaki yatay düz bir konuma yerleşmek gerekir. </li><li> Agaroz tamamen katılaşmış (yaklaşık 3 dakika sonra) sonra, beyinleri çevreleyen agaroz ve tutkal örnek sahneye agaroz blok Döşemevibratome. Yapıştırma blokları, beyinleri, yatay bir bölümünde düzlemde kesilmesi gerekir beri beynin ventral tarafında, platform paralel olduğunu emin olun. </li></ol> 3. Vibratome kesit <ol><li> Kesit için bir jilet kullanın. Kesit boyunca bozulmadan dilimler elde etmek için 4 ° C sıcaklığı korumak için çok önemlidir. </li><li> 50 Hz frekansta Bölüm 300 mikron kalınlığında yatay dilim, bıçak 1,1 mm genlik ve 25 mm / sn hız. </li><li> , Beyin dilim toplamak ve steril buz 1X Krebs tampon bir çanak içine transfer dilim bir mini delikli kaşık itmek için ince bir fırça kullanın. (Bkz. Şekil 1), ventral orta beyin dokusu içerir dilim seçin . E12.5 fare beyin dopaminerjik nöronlar da dahil olmak üzere, ventral orta beyin dokusu içerir sadece tek bir 300 mikron yatay dilim var. </li></ol> 4. Dilim kültür Adımlar 4,2-4,5 steril koşullar altında yapılmalıdır. <ol><li> Millicell hücre kültürü membran eklemek 1x Krebs tamponu (nokta 1.2.5 &#39;e bakınız) ile altı plaka üzerine beyin dilimleri aktarın. Dilim aktarmak için mini delikli kaşık (Güzel Bilim Araçları) ve ince bir fırça kullanın. 3 dilim kadar bir membran üzerine yerleştirilebilir. </li><li> Kültür ortamı ile altı plaka dilim (nokta 1.2.5 &#39;e bakınız) ile membran aktarın. Membran üst orta kapsadığı olmamalıdır. Yukarıdan aşağıya ve hava beyin dilim orta alır. </li><li> 37% 5 CO 2 ile bir inkübatör altı plaka ° C Bu dilimleri diseksiyonu ilk adımdan sonra inkübatör 2 saat içinde yerleştirilmiş olduğu çok önemlidir. Daha uzun bir hazırlık süresi dilimleri kötü sağkalım neden olabilir. </li><li> Dilimler, in vitro olarak 3 gün öncesine kadar muhafaza edilebilir. 2. gününde% 50 kültür ortamı değiştirin. </li></ol><ol><li> Time-lapse görüntüleme başlamadan önce 4-5 saat dilimleri inkübatörde kurtarmak olsun. </li><li> Time-lapse görüntüleme için, membran eklemek dilim tutmak ve bir 35 mm Ibidi μ-çanak (çanak alt, yüksek optik kalite malzemeden oluşur) içine yerleştirin transfer. </li><li> 1 ml kültür ortamı artı 1.5 mcL askorbik asit (200 mM) çanak ekleyin. Askorbik asit dilim fototoksisite karşı korur. </li><li> 37 az bir çevre odasında dilimleri ° C&#39;de% 5 CO2 ile time-lapse görüntüleme sırasında. </li></ol> 6. Temsilcisi Sonuçlar Şekil 1 E12.5 fare beyin Organotipik dilim kültürlerin hazırlanması göstermektedir. Şekil 2 yatay Organotipik dilimleri (akut ve kültürün birkaç gün sonra) formu E12.5 fare beyin elde gösterir. Eşdeğer gelişim evreleri karşılaştırma, dondurulmuş beyin bölümleri içingösterilir. Orta beyin dopaminerjik nöronların tirozin hidroksilaz (TH) için immünhistokimya ile görüntülendi. Orta beyin dopaminerjik nöronların proje önbeyin hedefleri. Bu tahminler, E12.5 formu ve sonraki gün boyunca önbeyin doğru uzanan başlar. Biz kültür dopaminerjik nöronların normal gelişimi için iyi bir gösterge olarak önbeyin projeksiyonlar geliştirme düşünün. Yatay dilim orta beyin dopaminerjik nöronların uygun önbeyin hedef alanına doğru projeksiyonlar uzanır. 3 SAYI (in vitro gün) veya önbeyin hedef alanlar zarar görmüş sonra, anormal projeksiyonları dorsal orta beyin doğru uzatın. E12.5 Ortabeyin koronal dilim örnekleri Şekil 3&#39;te gösterilmiştir. Dopaminerjik nöronların TH dorsal orta beyin anormal projeksiyonları genişletmek için immün ile görüntülendi. Şekil 4 Organotipik dilim kültürleri, nekrotik ve apoptotik hücrelerin hızla çoğalan bir analiz gösterir. BrdU imhızla çoğalan hücreleri görselleştirmek için munostaining 1 DIV sonra hücreler kültür koşulları altında çoğaldığını göstermektedir. Silahların Yayılmasını Önleme 4 SAYI sonra azalır. 3 SAYI sonra nekroz (propidium iyodür boyama) ve apotosis (bölünmüş kaspaz-3 için immün), ventral orta beyindeki birçok hücre tabi tutulurlar. Şekil 5, akut bir dilim time-lapse görüntüleme deneyde izlenen YFP etiketli nöronların göç yolları gösterir . <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/3350/3350fig1.jpg" /> Şekil 1 Organotipik dilim kültürlerin hazırlanması gösteren şematik. 300 mikron yatay beyin dilimleri E12.5 beyin bir vibratome kullanarak bir kesit hazırlanmıştır. (A), bir E12.5 fare beyin Şematik sagital görünümü. Bölümleri seviyeleri belirtilmiştir. Dopaminerjik nöron içeren alan pembe tasvir, projeksiyonlar, mavi gösterilir. (B) dorsal elde edilebilir üç dilim Şemalar ventral ve that önbeyin (Fb) ve orta beyin (Mb) içerir. Sadece bir dilim dopaminerjik nöronların (dilim b) içerdiğini unutmayın. Uygun dilim ventriküllerin konumu ve orta beyin ve ön beyin dokusu (oklar, a ve c ile bölüm bölüm b karşılaştırmak) sürekliliğini göre tespit edilebilir. Dopaminerjik nöronların bulunduğu alan pembe gösterilir, dopaminerjik öncüleri içeren alan gelişmekte olan projeksiyonları gösteren yeşil, mavi oklar tasvir edilmiştir. (C) dopaminerjik nöron içeren dilim membran ekler kültüre. Kısaltmalar: vMb, ventral orta beyin, DMB, dorsal orta beyin; Hyp, hipotalamus; Hb, Beyin. <img alt="Şekil 2" src="/files/ftp_upload/3350/3350fig2.jpg" /> Şekil 2 Organotipik dilim kültürlerde orta beyin dopaminerjik nöronların Projeksiyonlar önbeyin bütünlüğünü bağlıdır. Dopaminerjik nöronların etiket tirozin hidroksilaz (TH) için İmmünohistokimya. (A) Akut dilim (0 DIV)ventral orta beyindeki dopaminerjik nöronların normal konumunu gösteren. Beyaz ok ucu içeride yüksek büyütme gösterilen alanda gösterir. Önbeyin Projeksiyonlar henüz geliştirilmiş değil. 1 DIV sonra, ön beyin için projeksiyonlar oluşturmaya başlar. Projeksiyonlar önbeyin 2-3 DIV içine uzanır. Beyaz ok uçları parçalar yüksek büyütme (beyaz karesi) gösterilen hücre organlarının yerini göstermektedir. Sarı oklar parçalar yüksek büyütme (sarı kare) gösterilen sağlam dilim normal projeksiyonlar vurgulayın. Aberran projeksiyonları hasarlı önbeyin dilimleri gelişir. Kırmızı oklar, dorsal orta beyin parçalar yüksek büyütme (kırmızı çerçeve) gösterilen anormal projeksiyonları göstermektedir. Hasar kırmızı yıldız işareti ile gösterilir. 3 SAYI sonra, en dilimleri (n = 5 / 7) dorsal orta beyin doğru anormal projeksiyonlar vardı. (B), farklı gelişim aşamalarında yatay dondurulmuş beyin bölümlerinde TH immün gelişimini göstermek içinin vivo olarak dopaminerjik projeksiyonlar. Beyaz ok uçları parçalar yüksek büyütme (beyaz karesi) gösterilen hücre organlarının yerini göstermektedir. Sarı oklar parçalar (sarı kare) yüksek büyütme gösterildiği projeksiyonlar konumunu vurgulamak frozen seviyesi Organotipik dilim kültürleri yakından maç için seçildi. Not tek bir frozen (12 mm) tüm Organotipik dilim (300 mikron) temsil etmez. Bu nedenle, E13.5 ve E14.5 gösterildiği projeksiyonlar, hücre gövdeleri (sarı yıldız) içeren bölümüne göre 120 mm daha ventral bölümlerde gözlendi. <img alt="Şekil 3" src="/files/ftp_upload/3350/3350fig3.jpg" /> Şekil 3: orta beyin dopaminerjik nöronlar için bir belirteç olarak tirozin hidroksilaz (TH) lekeli koronal dilim kültürler . (AC) 1, 2 veya 3 SAYI sonra Dilimler. Dopaminerjik nöronlar dorsal orta beyin (r doğru anormal projeksiyonlar geliştirmeked oklar). Ok uçları dopaminerjik hücre organlarının yerini göstermek. <img alt="Şekil 4" src="/files/ftp_upload/3350/3350fig4.jpg" /> Şekil 4 Ortabeyin Organotipik dilim kültürleri hücre çoğalması ve hücre canlılığı. (A) Proliferatif hücreler 18 saat boyunca kültür ortamına BrdU (50 ng / ml, Sigma) yanı sıra işaretlenmiştir Dilimler daha sonra BrdU immunohistokimyasal. 1 DIV sonra BrdU işaretli hücrelerin ventriküler bölgeleri (kırmızı oklar) bulunmaktadır. 4 SAYI sonra, hızla çoğalan hücreleri daha dağınık ve farklı bir ventrikül bölge artık tutulur. (B) Nekrotik hücreler için kültür ortamına 2 saat ek propidium iyodür (1μg/μL Sigma) ile etiketli ve floresan mikroskobu ile görüntülendi. 1 DIV sonra, ventral orta beyin (vMb) nekrotik değildir, ama birçok propidium iyodür etiketli hücreleri dorsal orta beyin ve ön beyin görülebilir. 3 SAYI sonra hücre canlılığı ventral midbra azalırÖlçek çubuğu: 500 mikron (C) apoptotik hücreleri görselleştirmek için bölünmüş kaspaz-3 için Immunostaing içeri. 1 veya 2 SAYI, sadece birkaç dopaminerjik nöronların (TH) apoptotik. 3 SAYI sonra, dopaminerjik nöronların apoptozis geçmesi başlar. Orta ve sağda Panelleri kutulu alanının sol panelleri yüksek büyütmeler. Ne kadar yüksek büyütmeler görüntüleri 14-16 kare z yığınlarının maksimum yoğunluğu projeksiyonları. Görüntüler Zeiss Apotome set-up ile her 0,5 mikron alınmıştır. <img alt="Şekil 5" src="/files/ftp_upload/3350/3350fig5.jpg" /> Şekil 5 akut bir dilim YFP etiketli nöronların Göçmen rota. (A) Yatay dilim YFP etiketli nöronların zaman atlamalı görüntüleme için kullanılır. Dilim 5 saat önce görüntüleme için inkübe edildi. Hücreler bir indüklenebilir Cre / loxP sistemi 6 ile etiketlenmiş. Shh CreER fareler 8 ve ROSA loxP-STOP-loxP-EYFP muhabiri fareler 9yeniden kullanılır. ROSA muhabiri allel (ve EYFP ifade) Rekombinasyon hücrelerin neden olduğunu ifade CreER (Shh ifade hücreleri), ancak Tamoksifen (Sigma) yönetimi üzerine. Bu örnekte, Tamoksifen (3 mg/40 g vücut ağırlığı) E8.5 gebe farelere verildi. Bu deneysel set-up öncelikle ventral orta beyin 10,11 dopaminerjik nöronlar ve onların soyundan öncüleri etiketleme sonuçları. Ölçek çubuğu: 500 mm. (B), akut bir dilim YFP etiketli nöronların göç rotası Tracing. YFP etiketli kader eşlenen nöronlar Time-lapse görüntüleri için her 30 dakikada bir toplam süre 5 saat 30 dakika bir Zeiss Axio-Gözlemci mikroskobu (objektif EC PlnN 10x / 0,3) satın alındı. Dilimler, 37 ° C&#39;de (inkübatör XLS1 Pecon) bir kazanı inkübe ve görüntüleme sırasında% 5 CO 2 ile temin edildi . Hücrelerin ilk pozisyonda kırmızı oklar ile işaretlenmiş; göç pozisyonlar kırmızı yıldız ile işaretlenmiş.

<ol>
	<li>Noctor, S. C., Martinez-Cerdeno, V., Ivic, L., Kriegstein, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cortical+neurons+arise+in+symmetric+and+asymmetric+division+zones+and+migrate+through+specific+phases.">Cortical neurons arise in symmetric and asymmetric division zones and migrate through specific phases.</a> Nat. Neurosci. 7 (2), 136-136 (2004).</li><li>Martini, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biased+selection+of+leading+process+branches+mediates+chemotaxis+during+tangential+neuronal+migration.">Biased selection of leading process branches mediates chemotaxis during tangential neuronal migration.</a> Development. 136 (1), 41-41 (2009).</li><li>Marin, O., Valiente, M., Ge, X., Tsai, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Guiding+neuronal+cell+migrations.">Guiding neuronal cell migrations.</a> Cold Spring Harb. Perspect. Biol. 2 (2), a001834-a001834 (2010).</li><li>Ayala, R., Shu, T., Tsai, L. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trekking+across+the+brain:+the+journey+of+neuronal+migration.">Trekking across the brain: the journey of neuronal migration.</a> Cell. 128 (1), 29-29 (2007).</li><li>Smidt, M. P., Burbach, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+to+make+a+mesodiencephalic+dopaminergic+neuron.">How to make a mesodiencephalic dopaminergic neuron.</a> Nat. Rev. Neurosci. 8 (1), 21-21 (2007).</li><li>Legue, E., Joyner, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+fate+mapping+using+site-specific+recombinases.">Genetic fate mapping using site-specific recombinases.</a> Methods. Enzymol. 477, 153-153 (2010).</li><li>Daza, R. A., Englund, C., Hevner, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organotypic+slice+culture+of+embryonic+brain+tissue.">Organotypic slice culture of embryonic brain tissue.</a> CSH Protoc. , (2007).</li><li>Harfe, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+for+an+expansion-based+temporal+Shh+gradient+in+specifying+vertebrate+digit+identities.">Evidence for an expansion-based temporal Shh gradient in specifying vertebrate digit identities.</a> Cell. 118 (4), 517-517 (2004).</li><li>Srinivas, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cre+reporter+strains+produced+by+targeted+insertion+of+EYFP+and+ECFP+into+the+ROSA26+locus.">Cre reporter strains produced by targeted insertion of EYFP and ECFP into the ROSA26 locus.</a> BMC Dev. Biol. 1, 4-4 (2001).</li><li>Joksimovic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporally+separable+Shh+domains+in+the+midbrain+define+distinct+dopaminergic+progenitor+pools.">Spatiotemporally separable Shh domains in the midbrain define distinct dopaminergic progenitor pools.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (45), 19185-19185 (2009).</li><li>Blaess, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal-spatial+changes+in+Sonic+Hedgehog+expression+and+signaling+reveal+different+potentials+of+ventral+mesencephalic+progenitors+to+populate+distinct+ventral+midbrain+nuclei.">Temporal-spatial changes in Sonic Hedgehog expression and signaling reveal different potentials of ventral mesencephalic progenitors to populate distinct ventral midbrain nuclei.</a> Neural. Dev. 6 (1), 29-29 (2011).</li><li>Hippenmeyer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+developmental+switch+in+the+response+of+DRG+neurons+to+ETS+transcription+factor+signaling.">A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling.</a> PLoS Biol. 3 (5), e159-e159 (2005).</li></ol>

Biz ifşa etmek başka bir şey var.

Burada sunulan Organotipik dilim kültür yöntemi embriyonik ventral orta beyindeki dopaminerjik nöronlar ve onların göç ve projeksiyon yolları geliştirmek in vitro analizi kısa vadeli bir sistem sağlar. Biz ventral orta beyin dopaminerjik nöronların normal gelişimini sağlar dilimler elde etmek için özenle dikkat edilmelidir protokol kritik adımlar bir dizi olduğu bulundu. En kritik adım diseksiyonu embriyonik beyin, hızlı ve hassas olmak zorundadır. Yetişkin beyin dilimleri nesil aksine, ...

Özel reaktifler ve ekipman Tablo <table border="1"><tr><th> Reaktifi Adı </th><th> Şirket </th><th> Katalog numarası </th><th> Yorumlar (isteğe bağlı) </th></tr><tr><td> DMEM </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> D6429 </td><td></td></tr><tr><td> Glikoz 30% </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> G7528-250 </td><td></td></tr><tr><td> At Serumu </td><td> Invitrogen </td><td> 26050-088 </td><td></td></tr><tr><td> DMEM (4,5 g / L GLC, L-Gln, Na Pyr, NaHCO3) </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> D6429-500 </td><td></td></tr><tr><td> 100x Penisilin / Streptomisin </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> P4333-20 </td><td></td></tr><tr><td> L-askorbik asit </td><td> Sigma-Aldrich </td><td> A4403 </td><td> -20 ° C&#39;de 200mm stok ve depo hazırlamak </td></tr><tr><td> Ultrapure LMP agaroz </td><td> Invitrogen </td><td> 15517-022 </td><td></td></tr><tr><td> Millicel ekler </td><td> Millipore </td><td> PICMORG50 </td><td></td></tr><tr><td> düşük μ-çanak 35 mm, </td><td> Ibidi </td><td> 80136 </td><td></td></tr><tr><td> Vibratome </td><td> Microm </td><td> HM 650V </td><td></td></tr><tr><td> Jilet </td><td> Plano GmbH </td><td> 121-6 </td><td></td></tr><tr><td> Histoacryl tutkal </td><td> BRAU9381104 </td><td> Braun Aesculap </td><td></td></tr><tr><td> Delikli Kaşık Dia çapı 15 mm </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 10370 -18 </td><td></td></tr><tr><td> Forseps 5 Dumoxel </td><td> Güzel Bilim Araçları </td><td> 11252 - 30 </td><td></td></tr></table> Immunostainings için kullanılan Antikorlar: <table border="1"><tr><td&gt; antikor Adı </td><td> Şirket </td><td > Katalog numarası </td><td> Yorumlar (isteğe bağlı) </td></tr><tr><td> Tavşan anti-tirozin hidroksilaz </td><td> Millipore </td><td> AB152 </td><td> Seyreltme 1:500 </td></tr><tr><td> Fare anti-tirozin hidroksilaz </td><td> Millipore </td><td> MAB318 </td><td> Seyreltme 1:500 </td></tr><tr><td> Fare, anti-BrdU </td><td> BD Pharmingen </td><td> 555627 </td><td> Seyreltme 1:200 </td></tr><tr><td> Tavşan anti-cleaved kaspaz 3 </td><td> Hücre Sinyal Teknolojisi </td><td> 9661 </td><td> Seyreltme 1:200 </td></tr><tr><td> Eşek anti-tavşan IgG-Alexa 488 </td><td> Invitrogen </td><td> A21206 </td><td> Seyreltme 1:500 </td></tr><tr><td> Eşek anti-fare IgG-Cy3 </td><td> Jackson ImmunoResearch </td><td> 715-165-150 </td><td> Seyreltme 1:200 </td></tr></table>

organotypic slice cultures of embryonic ventral midbrain: a system to study dopaminergic neuronal development in vitro

Fare, moleküler ve genetik veri bolluğu nedeniyle memeli beyin gelişimini incelemek için mükemmel bir model organizmadır. Ancak, fare embriyo ulaşılmaz ve opak gelişmekte olan fare beyin kolay manipülasyon ve in vivo görüntüleme için uygun değildir. Bu nedenle embriyonik beyinleri Organotipik kesit kültürleri, in vitro fare beyin gelişimini incelemek için yaygın kullanılır. Ex-vivo gen ekspresyonu manipülasyon ya da transgenik farelerin değişikliğine izin verir, böylece nöronal veya glial hücrelerin alt popülasyonlar floresan proteinleri ile etiketlenmiş. Etiketli hücrelerinin davranış time-lapse görüntüleme kullanarak görülebilir. Time-lapse görüntüleme geç embriyonik aşamalarında 1-2 serebral korteks gelişiminin altında yatan hücre davranışları çalışmak için özellikle çok başarılı olmuştur. Embriyonik Organotipik dilim kültür sistemleri önbeyin dışında beyin bölgelerinde daha az iyi established. Bu nedenle, nöronal hücre göçü anlatan time-lapse görüntüleme verileri zenginlik önbeyin 3,4 ile sınırlı. Hala dorsal beyin keşfedilen ilkeler ventral beyin alanları için geçerli olup olmadığı bilinmemektedir. Nöronlar ventral beyin nöron kümeleri yerine katmanlar halinde organize edilen ve genellikle karmaşık göçmen yörüngeleri son konuma geçmesi gerekiyor. Ventral orta beynin ventral beyin gelişimi için sadece iyi bir model sistem değildir, aynı zamanda bu tür hastalık süreçlerinde ilgili dopaminerjik nöronlar gibi nöron popülasyonları içerir. Dopaminerjik nöronların fonksiyonu ve dejenerasyon, yetişkin ve yaşlanmanın beyin çok detaylı olarak incelenmiştir olsa da, kendi farklılaşmasını ve göç faz 5 sırasında bu nöronların davranışları hakkında çok az bilinmektedir. Biz burada embriyonik gün (E) 12.5 fare ventral orta beyin dilim kültürlerin üretimi açıklar. Bu dilim kültures potansiyel olarak, in vitro olarak birkaç gün içinde dopaminerjik nöron gelişimini izlemek için uygun . Biz bu embriyonik gelişimin erken safhalarında, beyin dilimleri üreten kritik adımları vurgulamak ve in vitro dopaminerjik nöronların normal gelişimi sağlamak için gerekli koşulları tartışmak . Ayrıca, mevcut sonuçları zaman atlamalı görüntüleme deneyleri. Bu deneylerde, ventral orta beyin öncüleri (dopaminerjik öncüleri de dahil olmak üzere) ve onların soyundan Cre / loxP tabanlı indüklenebilir kaderi haritalama sistemi 6 kullanarak bir mozaik şekilde etiketlenir.

Watch this Scientific Journal Video about Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro at JoVE.com

Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

E12.5 fare embriyonik Ortabeyin Organotipik dilimler oluşturmak için bir yöntem açıklanmıştır. Organotipik dilim kültürleri dopaminerjik nöronlar veya diğer ventral orta beyin nöronları davranışını gözlemlemek için kullanılabilir.

Embriyonik ventral orta beyin Organotipik Dilim Kültürler: dopaminerjik Nöronal Gelişim Eğitim Bir Sistem In vitro</em

The  mouse is an excellent model organism to study mammalian brain development due  to the abundance of molecular and genetic data. However, the ...

organotypic-slice-cultures-embryonic-ventral-midbrain-system-to-study

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

17.8K Görüntüleme.  University of Bonn. E12.5 fare embriyonik Ortabeyin Organotipik dilimler oluşturmak için bir yöntem açıklanmıştır. Organotipik dilim kültürleri dopaminerjik nöronlar veya diğer ventral orta beyin nöronları davranışını gözlemlemek için kullanılabilir.

Video: Organotypic Slice Cultures of Embryonic Ventral Midbrain: A System to Study Dopaminergic Neuronal Development in vitro

The Organotypic Hippocampal Slice Culture Model for Examining Neuronal Injury

Organotypic hippocampal slice culture is an in vitro method to examine mechanisms of neuronal injury in which the basic architecture and composition of the hippocampus is relatively preserved 1. The organotypic culture system allows for the examination of neuronal, astrocytic and microglial effects, but as an ex vivo preparation, does not address effects of blood flow, or recruitment of peripheral inflammatory cells. To that end, this culture method is frequently used to examine excitotoxic and hypoxic injury to pyramidal neurons of the hippocampus, but has also been used to examine the inflammatory response. Herein we describe the methods for generating hippocampal slice cultures from postnatal rodent brain, administering toxic stimuli to induce neuronal injury, and assaying and quantifying hippocampal neuronal death.

The organoptypic hippocampal slice culture model is an in vitro model used to examine neuronal injury in a variety of paradigms. In this article, we describe the methods for generating slice cultures and quantifying neuronal injury.

Nöronal Sakatlık incelenmesi için Organotipik Hipokampal Dilim Kültür Modeli

Organotypic hippocampal slice culture is an in vitro method to examine mechanisms of neuronal injury in which the basic architecture and composition of ...

Nörobilim

Organotypic Hippocampal Slice Cultures

The hippocampus, a component of the limbic system, plays important roles in long-term memory and spatial navigation 1. Hippocampal neurons can modify the strength of their connections after brief periods of strong activation. This phenomenon, known as long-term potentiation (LTP) can last for hours or days and has become the best candidate mechanism for learning and memory 2. In addition, the well defined anatomy and connectivity of the hippocampus 3 has made it a classical model system to study synaptic transmission and synaptic plasticity4.
As our understanding of the physiology of hippocampal synapses grew and molecular players became identified, a need to manipulate synaptic proteins became imperative. Organotypic hippocampal cultures offer the possibility for easy gene manipulation and precise pharmacological intervention but maintain synaptic organization that is critical to understanding synapse function in a more naturalistic context than routine culture dissociated neurons methods.
Here we present a method to prepare and culture hippocampal slices that can be easily adapted to other brain regions. This method allows easy access to the slices for genetic manipulation using different approaches like viral infection 5,6 or biolistics 7. In addition, slices can be easily recovered for biochemical assays 8, or transferred to microscopes for imaging 9 or electrophysiological experiments 10.

We describe a method to prepare organotypic hippocampal slices that can be easily adapted to other brain regions. Brain slices are laid on porous membranes and culture media is allowed to form an interface. This method preserves the gross architecture of the hippocampus for up to 2 weeks in culture.

Organotipik Hipokampal Dilim Kültürler

The hippocampus, a component of the limbic system, plays important roles in long-term memory and spatial navigation 1. Hippocampal neurons can modify the ...

Multi-electrode Array Recordings of Neuronal Avalanches in Organotypic Cultures

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output. During development, this activity is important for the migration and differentiation of cortex cell types and the formation of neuronal connections1. In the mature animal, ongoing activity reflects the past and the present state of an animal into which sensory stimuli are seamlessly integrated to compute future actions. Thus, a clear understanding of the organization of ongoing i.e. spontaneous activity is a prerequisite to understand cortex function. 
Numerous recording techniques revealed that ongoing activity in cortex is comprised of many neurons whose individual activities transiently sum to larger events that can be detected in the local field potential (LFP) with extracellular microelectrodes, or in the electroencephalogram (EEG), the magnetoencephalogram (MEG), and the BOLD signal from functional magnetic resonance imaging (fMRI). The LFP is currently the method of choice when studying neuronal population activity with high temporal and spatial resolution at the mesoscopic scale (several thousands of neurons). At the extracellular microelectrode, locally synchronized activities of spatially neighbored neurons result in rapid deflections in the LFP up to several hundreds of microvolts. When using an array of microelectrodes, the organizations of such deflections can be conveniently monitored in space and time. 
Neuronal avalanches describe the scale-invariant spatiotemporal organization of ongoing neuronal activity in the brain2,3. They are specific to the superficial layers of cortex as established in vitro4,5, in vivo in the anesthetized rat 6, and in the awake monkey7. Importantly, both theoretical and empirical studies2,8-10 suggest that neuronal avalanches indicate an exquisitely balanced critical state dynamics of cortex that optimizes information transfer and information processing.
In order to study the mechanisms of neuronal avalanche development, maintenance, and regulation, in vitro preparations are highly beneficial, as they allow for stable recordings of avalanche activity under precisely controlled conditions. The current protocol describes how to study neuronal avalanches in vitro by taking advantage of superficial layer development in organotypic cortex cultures, i.e. slice cultures, grown on planar, integrated microelectrode arrays (MEA; see also 11-14).

A robust way to study neuronal avalanches, i.e. scale-invariant spatio-temporal activity bursts, indicative of critical state dynamics in cortex. Avalanches emerge spontaneously in developing superficial layers of cultured cortex which allows for long-term measurements of the activity with planar integrated multi-electrode arrays (MEA) under precisely controlled conditions.

Organotipik Kültürleri nöronal Çığ Çok elektrot Dizi Kayıtlar

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output.  During development, this activity is important for the ...

The Analysis of Purkinje Cell Dendritic Morphology in Organotypic Slice Cultures

Purkinje cells are an attractive model system for studying dendritic development, because they have an impressive dendritic tree which is strictly oriented in the sagittal plane and develops mostly in the postnatal period in small rodents 3. Furthermore, several antibodies are available which selectively and intensively label Purkinje cells including all processes, with anti-Calbindin D28K being the most widely used. For viewing of dendrites in living cells, mice expressing EGFP selectively in Purkinje cells 11 are available through Jackson labs. Organotypic cerebellar slice cultures cells allow easy experimental manipulation of Purkinje cell dendritic development because most of the dendritic expansion of the Purkinje cell dendritic tree is actually taking place during the culture period 4. We present here a short, reliable and easy protocol for viewing and analyzing the dendritic morphology of Purkinje cells grown in organotypic cerebellar slice cultures. For many purposes, a quantitative evaluation of the Purkinje cell dendritic tree is desirable. We focus here on two parameters, dendritic tree size and branch point numbers, which can be rapidly and easily determined from anti-calbindin stained cerebellar slice cultures. These two parameters yield a reliable and sensitive measure of changes of the Purkinje cell dendritic tree. Using the example of treatments with the protein kinase C (PKC) activator PMA and the metabotropic glutamate receptor 1 (mGluR1) we demonstrate how differences in the dendritic development are visualized and quantitatively assessed. The combination of the presence of an extensive dendritic tree, selective and intense immunostaining methods, organotypic slice cultures which cover the period of dendritic growth and a mouse model with Purkinje cell specific EGFP expression make Purkinje cells a powerful model system for revealing the mechanisms of dendritic development.

We present a protocol that permits to view and to quantitatively asses the morphology of the dendritic tree of individual Purkinje cells grown in organotypic cerebellar slice cultures. This protocol is intended to promote studies on the mechanisms of Purkinje cell dendritic development.

Organotipik Dilim Kültürleri Purkinje Hücre Dendritik Morfoloji Analizi

Purkinje cells are an attractive model system for studying dendritic development, because they have an impressive dendritic tree which is strictly ...

In ovo Electroporation in Chick Midbrain for Studying Gene Function in Dopaminergic Neuron Development

Dopaminergic neurons located in the ventral midbrain control movement, emotional behavior, and reward mechanisms1-3. The dysfunction of ventral midbrain dopaminergic neurons is implicated in Parkinson's disease, Schizophrenia, depression, and dementia1-5. Thus, studying the regulation of midbrain dopaminergic neuron differentiation could not only provide important insight into mechanisms regulating midbrain development and neural progenitor fate specification, but also help develop new therapeutic strategies for treating a variety of human neurological disorders.
Dopaminergic neurons differentiate from neural progenitors lining the ventricular zone of embryonic ventral midbrain. The development of neural progenitors is controlled by gene expression programs6,7. Here we report techniques utilizing electroporation to express genes specifically in the midbrain of Hamburger Hamilton (HH) stage 11 (thirteen somites, 42 hours) chick embryos8,9. The external development of chick embryos allows for convenient experimental manipulations at specific embryonic stages, with the effects determined at later developmental time points10-13. Chick embryonic neural tubes earlier than HH stage 13 (nineteen somites, 48 hours) consist of multipotent neural progenitors that are capable of differentiating into distinct cell types of the nervous system. The pCAG vector, which contains both a CMV promoter and a chick &beta;-actin enhancer, allows for robust expression of Flag or other epitope-tagged constructs in embryonic chick neural tubes14. In this report, we emphasize special measures to achieve regionally restricted gene expression in embryonic midbrain dopaminergic neuron progenitors, including how to inject DNA constructs specifically into the embryonic midbrain region and how to pinpoint electroporation with small custom-made electrodes. Analyzing chick midbrain at later stages provides an excellent in vivo system for plasmid vector-mediated gain-of-function and loss-of-function studies of midbrain development. Modification of the experimental system may extend the assay to other parts of the nervous system for performing fate mapping analysis and for investigating the regulation of gene expression.

In ovo Electroporation in Chick Midbrain for Studying Gene Function in Dopaminergic Neuron Development

To assess the function and the regulation of genes during the development of midbrain dopaminergic neurons, we describe a method that involves in ovo electroporation of plasmid DNA constructs into embryonic chick ventral midbrain dopaminergic neuron progenitors. This technique can be used to achieve efficient expression of genes of interest to study different aspects of midbrain development and dopaminergic neuron differentiation.

Dopaminerjik Nöron Geliştirme Gen Fonksiyonunun Çalışılması için Chick orta beyin içinde ovo Elektroporasyon yılında

Dopaminergic neurons located in the ventral midbrain control movement, emotional behavior, and reward mechanisms1-3. The dysfunction of ventral midbrain ...

In ovo Expression of MicroRNA in Ventral Chick Midbrain

Non-coding RNAs are additional players in regulating gene expression. Targeted in ovo electroporation of specific areas provides a unique tool for spatial and temporal control of ectopic microRNA expression. However, ventral brain structures like ventral midbrain are rather difficult to reach for any manipulations. Here, we demonstrate an efficient way to electroporate miRNA into ventral midbrain using thin platinum electrodes. This method offers a reliable way to transfect specific areas of the midbrain and a useful tool for in vivo studies.

In ovo Expression of MicroRNA in Ventral Chick Midbrain

Ectopic expression is one technique to elucidate the microRNAs role in brain development. However, targeting specific areas using in ovo electroporation is challenging. Here, we show an efficient way to selectively electroporate ventral and dorsal midbrain regions.

Ventral Chick orta beyin içinde MikroRNA ovo İfade

Non-coding RNAs are additional players in regulating gene expression. Targeted in ovo electroporation of specific areas provides a unique tool for spatial ...

Organotypic Slice Cultures to Study Oligodendrocyte Dynamics and Myelination

NG2 expressing cells (polydendrocytes, oligodendrocyte precursor cells) are the fourth major glial cell population in the central nervous system. During embryonic and postnatal development they actively proliferate and generate myelinating oligodendrocytes. These cells have commonly been studied in primary dissociated cultures, neuron cocultures, and in fixed tissue. Using newly available transgenic mouse lines slice culture systems can be used to investigate proliferation and differentiation of oligodendrocyte lineage cells in both gray and white matter regions of the forebrain and cerebellum. Slice cultures are prepared from early postnatal mice and are kept in culture for up to 1 month. These slices can be imaged multiple times over the culture period to investigate cellular behavior and interactions. This method allows visualization of NG2 cell division and the steps leading to oligodendrocyte differentiation while enabling detailed analysis of region-dependent NG2 cell and oligodendrocyte functional heterogeneity. This is a powerful technique that can be used to investigate the intrinsic and extrinsic signals influencing these cells over time in a cellular environment that closely resembles that found in vivo.

A technique to study NG2 cells and oligodendrocytes using a slice culture system of the forebrain and cerebellum is described. This method allows examination of the dynamics of proliferation and differentiation of cells within the oligodendrocyte lineage where the extracellular environment can be easily manipulated while maintaining tissue cytoarchitecture.

Organotipik Dilim Kültürler Oligodendrosit Dinamikler ve miyelinasyonun incelemek için

NG2 expressing cells (polydendrocytes, oligodendrocyte precursor cells) are the fourth major glial cell population in the central nervous system. During ...

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the gold-standard experimental model to study basic neurophysiological mechanisms involved in the formation and maintenance of neuronal cell assemblies. However, in vitro studies have been limited to the recording of the electrophysiological activity generated by bi-dimensional (2D) neural networks. Nonetheless, given the intricate relationship between structure and dynamics, a significant improvement is necessary to investigate the formation and the developing dynamics of three-dimensional (3D) networks. In this work, a novel experimental platform in which 3D hippocampal or cortical networks are coupled to planar Micro-Electrode Arrays (MEAs) is presented. 3D networks are realized by seeding neurons in a scaffold constituted of glass microbeads (30-40 &#181;m in diameter) on which neurons are able to grow and form complex interconnected 3D assemblies. In this way, it is possible to design engineered 3D networks made up of 5-8 layers with an expected final cell density. The increasing complexity in the morphological organization of the 3D assembly induces an enhancement of the electrophysiological patterns displayed by this type of networks. Compared with the standard 2D networks, where highly stereotyped bursting activity emerges, the 3D structure alters the bursting activity in terms of duration and frequency, as well as it allows observation of more random spiking activity. In this sense, the developed 3D model more closely resembles in vivo neural networks.

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

In this work, a novel experimental model in which 3D neuronal cultures are coupled to planar Micro-Electrode Arrays (MEAs) is presented. 3D networks are built by seeding neurons in a scaffold made up of glass microbeads on which neurons grow and form interconnected 3D structures.

Mikro Elektrot Diziler 3D Engineered Nöronal Kültürler Arayüz: Yenilikçi<em&gt; İn Vitro</em&gt; Deneysel Model

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the ...

Reliable Identification of Living Dopaminergic Neurons in Midbrain Cultures Using RNA Sequencing and TH-promoter-driven eGFP Expression

In Parkinson&#39;s Disease (PD) there is widespread neuronal loss throughout the brain with pronounced degeneration of dopaminergic neurons in the SNc, leading to bradykinesia, rigidity, and tremor. The identification of living dopaminergic neurons in primary Ventral Mesencephalic (VM) cultures using a fluorescent marker provides an alternative way to study the selective vulnerability of these neurons without relying on the immunostaining of fixed cells. Here, we isolate, dissociate, and culture mouse VM neurons for 3 weeks. We then identify dopaminergic neurons in the cultures using eGFP fluorescence (driven by a Tyrosine Hydroxylase (TH) promoter). Individual neurons are harvested into microcentrifuge tubes using glass micropipettes. Next, we lyse the harvested cells, and conduct cDNA synthesis and transposon-mediated &#34;tagmentation&#34; to produce single cell RNA-Seq libraries1,2,3,4,5. After passing a quality-control check, single-cell libraries are sequenced and subsequent analysis is carried out to measure gene expression. We report transcriptome results for individual dopaminergic and GABAergic neurons isolated from midbrain cultures. We report that 100% of the live TH-eGFP cells that were harvested and sequenced were dopaminergic neurons. These techniques will have widespread applications in neuroscience and molecular biology.

In Parkinson&#39;s Disease (PD), Substantia Nigra (SNc) dopaminergic neurons degenerate, leading to motor dysfunction. Here we report a protocol for culturing ventral midbrain neurons from a mouse expressing eGFP driven by a Tyrosine Hydroxylase (TH) promoter sequence, harvesting individual fluorescent neurons from the cultures, and measuring their transcriptome using RNA-seq.

RNA sıralaması ve TH-organizatörü odaklı eGFP İfade Kullanımı orta beyin Kültürlerde Yaşayan dopaminerjik nöronlar güvenilir Kimlik

In Parkinson&#39;s Disease (PD) there is widespread neuronal loss throughout the brain with pronounced degeneration of dopaminergic neurons in the SNc, ...

Organotypic Hippocampal Slice Cultures As a Model to Study Neuroprotection and Invasiveness of Tumor Cells

In organotypic hippocampal slice cultures (OHSC), the morphological and functional characteristics of both neurons and glial cells are well preserved. This model is suitable for addressing different research questions that involve studies on neuroprotection, electrophysiological experiments on neurons, neuronal networks or tumor invasion. The hippocampal architecture and neuronal activity in multisynaptic circuits are well conserved in OHSC, even though the slicing procedure itself initially lesions and leads to formation of a glial scar. The scar formation alters presumably the mechanical properties and diffusive behavior of small molecules, etc. Slices allow the monitoring of time dependent processes after brain injury without animal surgery, and studies on interactions between various brain-derived cell types, namely astrocytes, microglia and neurons under both physiological and pathological conditions. An ambivalent aspect of this model is the absence of blood flow and immune blood cells. During the progression of the neuronal injury, migrating immune cells from the blood play an important role. As those cells are missing in slices, the intrinsic processes in the culture may be observed without external interference. Moreover, in OHSC the composition of the medium-external environment is precisely controlled. A further advantage of this method is the lower number of sacrificed animals compared to standard preparations. Several OHSC can be obtained from one animal making simultaneous studies with multiple treatments in one animal possible. For these reasons, OHSC are well suited to analyze the effects of new protective therapeutics after tissue damage or during tumor invasion. 
The protocol presented here describes a preparation method of OHSC that allows generating highly reproducible, well preserved slices that can be used for a variety of experimental research, like neuroprotection or tumor invasion studies.

Organotypic hippocampal slice cultures (OHSC) represent an in vitro model that simulates the in vivo situation very well. Here we describe a vibratome-based improved slicing protocol to obtain high quality slices for use in assessing the neuroprotective potential of novel substances or the biological behavior of tumor cells.

Organotypic Hipokampal dilim kültürler çalışma Neuroprotection ve tümör hücrelerinin Invasiveness Model olarak

In organotypic hippocampal slice cultures (OHSC), the morphological and functional characteristics of both neurons and glial cells are well preserved. ...

Methods Article

Embriyonik ventral orta beyin Organotipik Dilim Kültürler: dopaminerjik Nöronal Gelişim Eğitim Bir Sistem In vitro