Bu çalışma Uyuşturucu Ulusal Enstitüsü tarafından desteklenen DA 006886 (MOW) ve DA 032270 (DJB) verir.

Için hazırlanması ve aşağıdaki prosedürü yürütürken (9 Laboratuvar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu&#39;nda açıklandığı gibi) son derece dikkatli aseptik koşullarda korumak için alınmalıdır. Aşağıdaki protokol Laboratuar Hayvanlarının Bakımı ve Kullanımı Kılavuzu ile uyumlu olduğunu ve Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu, Rutgers Üniversitesi tarafından onaylanmıştır. Bu, daha sonraki işlemleri tamamlamak için 3-6 saat gerektirir tahmin edilmektedir. Mikro Array implante: <ol><li> Yer anestezisi uygulanmış hayvanlar 50 mg / kg sodyum pentobarbital (ip) kullanılarak ve atropin metil nitrat, 10 mg / kg yönetmek (IP; Glikopirolat ikame edilebilir) ve 0.25 mg penisilin (300.000 U / ml im) solunum fonksiyonu korumak ve enfeksiyonu önlemek için sırasıyla. Not: Bu maliyet-etkin ve insan maruziyetini sınırlar, çünkü bu implantasyon cerrahisi 3-6 saat uzunluğu ile, sodyum pentobarbital kullanılıranestetikler (gaz anestezik uzun süreli kullanımı ile ortaya çıkabilecek gibi) yine uzun süreli anestezi sağlarken. Diğer anestezik yer değiştirmesi kabul edilebilir. </li><li> Anestezi geçmeden önce kuyruk tutam testi kullanılarak etkisi almıştır doğrulayın. </li><li> Gerekli olduğu gibi, ameliyat boyunca anesteziyi muhafaza etmek üzere ketamin hidroklorür (60 mg / kg IP) ve sodyum pentobarbital (5-10 mg / kg IP) enjeksiyon alternatif verir. </li><li> Bir # 22 neşter bıçak kullanarak kafa derisi tıraş. </li><li> Povidon iyot ile traş kafa derisi dezenfekte edin. </li><li> Bupivakain deri altına enjeksiyon vermek (~ 4 enjeksiyon siteleri üzerinden 1 mg / kg SC spread) lokal olarak saç derisini uyutmak. Etkili olması için lokal anestezik için 5-10 dakika bekleyin. </li><li> Anestezi sırasında nemi korumak için gözleri üzerinde bir göz yağlayıcı yerleştirin. </li><li> Kulak çubukları ve bir stereotaksik tertibatının burun kelepçe içine hayvan edin. </li><li> Ster görsel işaretlerini kullanın (örneğin, yatay bir çubukyaklaşık hayvanın kafasını seviyeye eotaxic kare). Bu adım sadece yaklaşık seviyeye kafatası içindir. </li><li> Bir neşter tutucuya monte # 11 neşter bıçak kullanarak kafa derisi orta hat boyunca bir kesi yapmak. Kesi burun kemiğinin arka kısmına sadece kulakların arkasından genişletmek gerekir. </li><li> Lateral kafa sırtlar ve posterior kafatası sırt hem ulaşıncaya kadar bir diseksiyon spatula kullanarak, kalan tüm doku kafatası temizleyin. </li><li> Hemostatlarla bir dizi (6x) kullanarak kesi etrafındaki deriyi geri çekin. </li><li> Herhangi bir kan kafatası temizleyin ve kurutun. Kalan kanama oluşursa, küçük bir dağlama aracı ile artık kanamayı sonlandırmak. Kafatası temiz ve kuru kalmasını sağlamak sonraki aşamalarda kullanılan dental akrilik sürekli kafatası bağlamak sağlar. </li><li> Mark Bregma ve kafatası sütür kesişim interpolating lambda (Şekil 2B). A diseksiyon mikrofonroscope doğru bu konumları işaretlemek için gereklidir. </li><li> Stereotaksik kol küçük sivri kalem (örneğin bir pim ya da diş matkap ucu) takın ve dorsal / ventral (DV) belirlemek için alt bregmaya ve lambda koordinatı. </li><li> DV birbirinden 100 um (0.1 mm) içindedir bregma ve lambda için koordinatları kadar burun kelepçe ayarlayın. </li><li> Bir kez tesviye, anterior / posterior (AP) kayıt lateral / medial (ML) ve DV burun kelepçe konumu ile birlikte bregmaya koordinatları. Cerrahi kalan bu koordinatların duyarlığına bağlıdır gibi, doğruluk için koordinatları kontrol çift. </li><li> ML ve AP bregmaya &quot;kafatası pencere&quot; göreli (; Şekil 1 yani kraniotomi) dört köşe koordinatları hesaplamak için ölçülen koordinatları kullanın. Kafatası penceresi mikrotel dizi geçeceği kesin olarak konumlandırılmış dikdörtgen. </li><li> Işaretlemek için hesaplanan koordinatları kullanınkafatası pencere sivri stereotaksik eki ve dolma kalem mürekkep kullanılarak kafatası koordinatları. Kesin işaretleri elde etmek için, pamuklu bir aplikatör ile işaretleme aracının ucuna kadar mürekkep sadece küçük bir miktar uygulanır. </li><li> Küçük tabakaların bir dizi kemik kaldırılarak kafatası pencereden dışarı delin. <ol><li> Işaretleri yerleştirilmiş pencerenin işaretli köşeleri sondaj başlayın. </li><li> Sonraki, köşeleri bağlamak ve pencere anahat. </li><li> Son olarak, açık dura mater derinliğe kadar anahat içinde alanı dışında. Delik pencere yukarıdan aşağıya doğru uygun bir genişlik muhafaza sağlamak için kafatası yüzeysel katlarının altında (yani açılı) daha geniş olması gerekir. </li></ol></li><li> Dikkatli kafatası penceresinin içinde kalan kemik cips, enkaz veya dura mater kaldırmak için microforceps kullanın. Bu malzeme bit indirme sırasında dizisinin bütünlüğünü tehlikeye olarak bu aşama, son derece önemlidir. Bir kez temizlendi, bir th tutmalısınızAmeliyattan geri kalanı için bakteriyostatik tuzlu su ile nemli e pencere. </li><li> 5 kafatası vida ve 1 zemin tel kafatası (Şekil 1) işaretlerini yerleştirin. Bu pozisyonlar, hedeflenen beyin bölgesi bağlı olarak değişecektir. Bir vida 5 kafatası kemiği her yer ise headstage en güvenli olacaktır. Mikrotel dizi yerleştirme ile engel olmaz yerlerde kafatası vidaları ve topraklama kablosunu hem yerleştirin. </li><li> Kafatası vidalar için delikler delin ve yerinde vidaları ile sabitleyin. Vidalar sadece 3-4 ipler (korteksi zarar değil çok derin şekilde veya tavsiye edilenden başka vidaları kullanarak, eğer yeterince derin dizi istikrarı teşvik etmek kafatası kalınlığı kastetmek için ama) gösteren kadar indirilmesi gerekir. Yerleştirildikten sonra vidaların dişlerini temizleyin. </li><li> Topraklama teli için bir delik delin. Hedef DV koordine ve diş akrilik kullanarak yerine tel düzeltmek için (1-2 dakika boyunca) yavaş yavaş tel indirin. </li><li> Konuları etrafında akrilik eklekafatası vidalar. Akrilik kurumadan önce, uzak topraklama kablosu veya kafatası vida akar herhangi bir aşırı çimento kaldırın. / Sertleşmesine kurumaya diş akrilik için 15 dakika bekleyin. </li><li> Stereotaksik koluna dizi takın. Dizi seviye ve dürüstçe kafatası penceresinin sınırları geçecek, böylece onu yönlendirin. </li><li> Bu kafatası ile aynı seviyede olacak şekilde kafatası penceresinde tuzlu su koyun. Bu tuzlu su içinde bir çukur oluşturur kadar bir dizi aşağı indirin. Bu koordinat dizisi için kafatası seviyesi olarak da kullanılır. Nihai DV dizinin koordine hesaplamak için bu değeri kullanın. </li><li> Onun nihai DV koordinat ulaşıncaya kadar yavaş yavaş dizi indirin. Düşürücü her 1 mm durdurun ve beyin dokusu (PEG düşürürken, geçici olarak bir şekle sahip olan teller tutmak için kullanılır dimpling kurtarmak ve dizisinde, polietilen glikol (PEG) alt kısmını çözmek için izin vermek amacıyla bir kaç dakika bekleyin ve benzeri) tuzlu su içinde yavaş yavaş çözülür. </li><li> Dizi 1 mm olduğunda,Nihai hedef ulaşana kadar uzak hedeften daha yavaş indirin. Doku 5 dakikalık bir süre boyunca dinlenmeye izin vermeden önce bir anda 0,1-0,2 mm düşürülmesi hedef bölgede hem de yakın sinaptik bağlantıların da dokuyu korumak için tasarlanmıştır. Ekipman mevcut ise, dizinin düşürücü hassas motorlu bir manipülatör kullanılarak desteklenebilir. </li><li> Kalan PEG çözülür ve yerine microwires çimento diş akrilik kullanın. Teller güvenli olmasını sağlamak ve daha sonra devam etmeden önce sertleşmesine çimento için 15-20 dk izin çimento çoklu katmanlar ekleyin. Bu teller, son yerleştirme jostled olmayacak sağlar. </li><li> Diş akrilik kullanarak hayvanın headstage kalan oluşturun. Microwires için kafatası vidaları, topraklama kablosu ve konektörü örtmek için akrilik kullanın. Akrilik şapka geçmeden önce yeterince sertleşmesini bekleyiniz. </li><li> Emilebilir sütürler kullanarak saçlı deri kesi dikin ve yönetmek 2 ml of ameliyat hidrasyon geri bakteriyostatik tuz (sc). </li><li> Kulak çubukları hayvan çıkarın ve temiz bir alanda konuyu yerleştirin. Termoregülasyon ve hareket iyileşene kadar ameliyat sonrası iyileşme sırasında sık sık hayvan gözlemlemek. Anestezinin etkisinden kurtulana kadar sonra, ameliyat sonrası iyileşme kalan tek hayvan yuva içine hareket eder. </li><li> Hayvanlar günlük postoperatif izleme vermek ve prosedürü izleyerek günlerde önemsiyorum. Yedi ya da daha fazla gün izin verildiğinde bu prosedüre Kurtarma uygunudur. </li><li> Hayvanlara Carprofen (5mg/kg) ve Enrofloxacin katılan veteriner hekim tarafından önerilen program başına kurtarma sırasında (5-10 mg / kg) veya eşdeğer enjeksiyonu verin. </li></ol>

<ol>
	<li>Carter, M., Shieh, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology In: Guide to research techniques in neuroscience. , (2009).</li><li>Aston-Jones, G., Siggins, G. R., Kupfer, D., Bloom, F. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrophysiology. In: Psychopharmacology: The Fourth Generation of Progress. , (1995).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+roles+of+ventral+pallidum+subregions+during+cocaine+self-administration+behaviors.">Differential roles of ventral pallidum subregions during cocaine self-administration behaviors.</a> J. Comp. Neurol. 521 (3), 558-588 (2013).</li><li>Cardin, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dissecting+local+circuits+in+vivo:+integrated+optogenetic+and+electrophysiology+approaches+for+exploring+inhibitory+regulation+of+cortical+activity.">Dissecting local circuits in vivo: integrated optogenetic and electrophysiology approaches for exploring inhibitory regulation of cortical activity.</a> (3-4), 106-103 (2012).</li><li>Ma, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Amphetamine's+dose-dependent+effects+on+dorsolateral+striatum+sensorimotor+neuron+firing.">Amphetamine's dose-dependent effects on dorsolateral striatum sensorimotor neuron firing.</a> Behav. Brain Res. , (2013).</li><li>Ghitza, U. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Persistent+cue-evoked+activity+of+accumbens+neurons+after+prolonged+abstinence+from+self-administered+cocaine.">Persistent cue-evoked activity of accumbens neurons after prolonged abstinence from self-administered cocaine.</a> J. Neurosci. 23 (19), 7239-7245 (2003).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+in+activity+of+the+striatum+during+formation+of+a+motor+habit.">Changes in activity of the striatum during formation of a motor habit.</a> Eur. J. Neurosci. 25 (4), 1212-1227 (2007).</li><li>Tang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dose+and+rate-dependent+effects+of+cocaine+on+striatal+firing+related+to+licking.">Dose and rate-dependent effects of cocaine on striatal firing related to licking.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 324 (2), 701-713 (2008).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=National+Research+Council.">National Research Council.</a> Guide for the Care and Use of Laboratory Animals: Eighth Edition. , (2011).</li><li>Fabbricatore, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrophysiological+evidence+of+mediolateral+functional+dichotomy+in+the+rat+accumbens+during+cocaine+self-administration:+tonic+firing+patterns.">Electrophysiological evidence of mediolateral functional dichotomy in the rat accumbens during cocaine self-administration: tonic firing patterns.</a> Eur. J. Neurosci. 30 (12), 2387-2400 (2009).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Slow+phasic+and+tonic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Slow phasic and tonic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 66 (2), 106-127 (2012).</li><li>Root, D. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid-phasic+activity+of+ventral+pallidal+neurons+during+cocaine+self-administration.">Rapid-phasic activity of ventral pallidal neurons during cocaine self-administration.</a> Synapse. 64 (9), 704-713 (2010).</li><li>Tang, C. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decreased+firing+of+striatal+neurons+related+to+licking+during+acquisition+and+overtraining+of+a+licking+task.">Decreased firing of striatal neurons related to licking during acquisition and overtraining of a licking task.</a> J. Neurosci. 29 (44), 12952-12961 .</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1997).</li></ol>

Yazarlar ifşa etmek hiçbir rakip mali çıkarları var.

Ekstrasellüler kayıtları Nörobilimdeki neredeyse her deneysel hazırlık dahil edilebilir güçlü bir deney tekniği temsil eder. Kendi milleri (Şekil 5A) beyin aracılığıyla ve hedef bölgeye geçmek gibi organize dizilerde implante edilmiş teller izlenebilir. Küçük, post-deneysel lezyon paslanmaz çelik telden küçük bir demir depozito oluşturmak için noninsulated mikrotel ucunda oluşturulduğunda, biri tam bir çözüm kullanarak (tek ünite kaydedildi) yalıtılmamış mikrotel ucu...

Elektrofizyolojik kayıtlar bilim adamları, biyolojik hücrelerin elektriksel özelliklerini incelemek için izin verir. Elektriksel uyarılar bir sinyal mekanizması olarak hizmet merkezi sinir sistemi içinde, bu kayıtlar sinir fonksiyonu 1-2 anlaşılması için özel bir önem taşımaktadır. Hayvanlar davranıyor tek birim kayıtları sırasında, beynin içine yerleştirilen bir Mikroelektrot zamanla aksiyon potansiyelleri bir nöronun nesil değişiklikleri kayıt yapabiliyor. Birçok teknik bir beyin aktivitesini kaydetmek için izin verirken, tek ünite elektrofizyoloji tek nöron düzeyinde çözünürlük sağlayarak en hassas yöntemlerden biridir. Mekansal yüksek bir spesifite derecesi isteniyorsa, microwires ayrık alt çekirdek ya da brain3 içinde hücre toplulukları hedeflemek için kullanılabilir. Kayıtları mikrosaniye düzeyinde doğru olarak tek birim kayıtları da yüksek temporal çözünürlük yarar. Ve, bir in vivowake kayıtları afferent ve efferent projeksiyonlar, sistemik kimyasal ve hormonal etkiler, ve fizyolojik parametrelerin doğal çevre ile bozulmamış devre etkileşimleri sağlar. Sinir sinyalleri duyusal girdi motor davranışları, bilişsel işleme, nörokimyasal / farmakoloji, ya da bazı kombinasyonundan türetilmiştir. Bu duruma göre, duyusal, motor, bilişsel ve kimyasal etkilere ve segregasyon belirtilen etkilerin her değerlendirilmesi için izin verebilir etkili yükümlülükler ve kontrolleri ile iyi tasarlanmış deneyler gerekli kılmaktadır. Sonuçta, hayvanlar davranıyor kayıtları denemecileri işleyen bir devre içinde birden çok bilgi kaynaklarının entegrasyonunu gözlemlemek ve devre fonksiyonu daha kapsamlı bir model elde etmek için izin verir. Tek birimli kayıtlar aynı zamanda herhangi bir deneyi bilmelidir ki dezavantajları bir karşı karşıyadır. Birincisi ve en önemlisi, kayıtları yapmak zor olabilir. Gerçekten de, th özelliklerie headstage yükselticiler ve bu kayıtları mekansal ve zamansal özgüllük için izin implante microwires de gereksiz elektrik sinyalleri (yani elektrikli &quot;gürültü&quot;) etkisiyle kayıtları duyarlı hale getirir. Buna göre, bir elektrofizyolojik sistemi sorunları giderme yeteneği elektrofizyolojik ilke ve aparatının iyi gelişmiş bir teknik anlayış gerektirir. Belli koşullar altında, hücre dışı kayıtlarında kaydedilen elektriksel sinyaller birden fazla nöral sinyallerin toplamını temsil edebilir, dikkat etmek de önemlidir. Ayrıca, bir hedef bölge içinde popülasyon aktivitesine tek birim aktivitesi genellenebilirlik genellikle, hedef bölge içinde hücresel heterojenlik derecesi ile sınırlı (fakat Cardin 4) olabilir. Örneğin, elektrot diğer hücrelerin yerine yüksek genlikte bir çıkış nöronlar kayıt karşı önyargılı olabilir. Tek ünite kayıtların klanmas artardahil olmak üzere, diğer teknikler ile kombine kayıtları, ancak bunlarla sınırlı değildir göre, elektrik (veya ortodromik antidromic), kimyasal (örneğin, iyontoforetik veya tasarımcı reseptör) veya stimülasyon optogenetic 4, geçici sinir inactivations, sensorimotor incelemeleri 5, kesme işlemleri, 3 ya da immünohistokimya. (Protokol diğer türlerde kullanılmak üzere uyarlanabilir de) sıçanda organize bir mikrotel dizi implant edilmesi için gerekli olan malzeme ve adımlar numaralandırma aşağıdaki protokolde. Laboratuvarımızda kullanılan sabit diziler prosedür ve stil boyuna kayıtları için güvenilir kanıtlamış ve bir aylık süre 6-8 aşkın süredir aynı nöron kayıtları devam edebilir. Bu deneysel uyaranlara, sinirsel tepkiler plastik değişiklikler, ya da öğrenme ve motivasyon mekanizmaları fazik yanıtları incelemek için bu prosedür idealdir.

<table>
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 1. List of Surgical Materials</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gauze</td>
			<td>Fisher (MooreBrand)</td>
			<td>19-898-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton Swabs</td>
			<td>Fisher (Puritan)</td>
			<td>S304659</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nembutal (Pentobarbital)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>P3761</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Atropine Methyl Nitrate</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A0382</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Baytril (Enrofloxacin)</td>
			<td>Butler Shein (Bayer)</td>
			<td>1040007</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine Hydrochloride</td>
			<td>Butler Shein</td>
			<td>SKU# 023061</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine (Povidone-Iodine)</td>
			<td>Fisher (Perdue)</td>
			<td>19-066452&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereotax</td>
			<td>Kopf</td>
			<td>Model 900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cauterizing Tool</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>59017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dissecting Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ445</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Drill</td>
			<td>Buffalo</td>
			<td>37800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacteriostatic Saline</td>
			<td>Bulter Schein</td>
			<td>8973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Jewlers Skrews</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>51457</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array</td>
			<td>Microprobes</td>
			<td>Custom (Flexible)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ground Wire</td>
			<td>Omnetics</td>
			<td>Custom Plug</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dental Acrylic</td>
			<td>Fisher (BAS)</td>
			<td>50-854-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable Sutures</td>
			<td>Fisher (Ethicon)</td>
			<td>NC0258473</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Puralube (Opthalamic Ointment/Lubricant)</td>
			<td>Fisher (Henry Schein)</td>
			<td>008897</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 2. List of Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Microforceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-57</td>
			<td>Multi-use (e.g. clearing debris in skull window)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2x Forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-93</td>
			<td>Multi-use (e.g. tying sutures)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6x Hemostats</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1125</td>
			<td>Clamp and open incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Small scissors</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-411</td>
			<td>Cut sutures after tying</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Tissue forceps</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-222</td>
			<td>Holding tissue while suturing</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Needle holder</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-1259</td>
			<td>Holding suture needle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Scalpel holder (with #11 blade)</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#105-80 (w/ #105-71 blade)</td>
			<td>Making skull incision</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x # 22 Scalpel blade</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td># 160-381</td>
			<td>Shaving scalp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1x Surgical Spatula</td>
			<td>George Tiemann &#38; Co.</td>
			<td>#160-718</td>
			<td>Scraping skull to clear tissue on skull</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Machine/Jewelers Screws</td>
			<td>Various</td>
			<td>N/A</td>
			<td>0/80 x 1/8&#8221;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Table 3. List of Equipment for Recording Electrophysiological Signals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microwire Array &#38; Connector</td>
			<td>Micro Probe, Inc. (Gaithersburg, MD)</td>
			<td>&#160;N/A</td>
			<td>Cranially implanted in target recording region. Arrays are customized based on desired wire spacing, length, etc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Part No. Based on array characteristics)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unity-Gain Harness/Headstage</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1200</td>
			<td>Initial amplification of neural signal; allows for propagation of small neural signals.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Commutator (&#38; Optional Fluid Swivel)</td>
			<td>Plastics One, Inc. (Roanoke, VA)</td>
			<td>SL18C</td>
			<td>Allows animals to freely rotate while propagating electrical signal to preamp</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pre-Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1198</td>
			<td>Differentially amplifies neural signals against a reference electrode.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter &#38; Amplifier</td>
			<td>M.B. Turnkey Designs (Hillsborough, NJ)</td>
			<td>Proj 1199</td>
			<td>Band-pass filters and further amplifies the differentially amplified signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Acquisition Computer</td>
			<td>EnGen (Phoenix, AZ)</td>
			<td>N/A (Custom Build)</td>
			<td>Runs software and hardware for behavioral and neural data acquisition.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A/D Card&#160;</td>
			<td>Data Translation (Marlboro, MA)</td>
			<td>DT-3010</td>
			<td>Digitizes neural signals for computer sampling.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Digital I/O Card</td>
			<td>Measurement Computing (Norton, MA)</td>
			<td>PCI CTR-05</td>
			<td>Acquires behavioral inputs and outputs</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a procedure for implanting organized arrays of microwires for single-unit recordings in awake, behaving animals

Uyanık in vivo elektrofizyolojik kayıtları olarak davranmak hayvan tek hücre düzeyinde sinir sinyal anlamak için güçlü bir yöntem sağlar. Teknik deneyci devam eden davranış ile kaydedilen aksiyon potansiyelleri ilişkilendirmek için zamansal ve bölgesel spesifik ateş desenleri incelemek için olanak sağlar. Ayrıca, tek ünite kayıtları sinir işlevinin kapsamlı açıklamalar üretmek için diğer tekniklerin bir bolluk ile birleştirilebilir. Bu yazıda, Mikro implantasyon için anestezi ve hazırlanmasını tarif etmektedir. Daha sonra, biz gerekli ekipman ve doğru bir hedef yapısı içine bir mikrotel dizi eklemek için cerrahi adımlar numaralandırmak. Son olarak, kısaca dizideki her bir elektrot kayıt için kullanılan ekipman tanımlamak. Açıklanan sabit mikrotel diziler kronik emplantasyon için çok uygundur ve hemen hemen herhangi bir davranış preparatl nöral veri kayıtları uzunlamasına kılabilmektedirüzerinde. Biz mikrotel konumları yanı sıra kaydedilen sonuçların anatomik özgüllüğünü arttırmak amacıyla immunohistokimyasal teknikler ile mikrotel implantasyonu birleştirmek için yollar üçgen elektrot izlerinin tartışacağız.

Elektrofizyolojik sinyaller kayıt için bu laboratuvar tarafından kullanılan Ekipman listesi Tablo 3&#39;te bulunabilir. Cerrahi işlemden sonra, tek üniteler implante konektörüne bir birlik-kazanç headstage takarak kaydedilir. Bu headstage elektrikli kayma halkaları kullanımı yoluyla elektrofizyolojik kayıt tatili olmadan ücretsiz dönme yeteneğine sahip bir komütatör, bir kablo ile bağlanır. Komütatör bu hazırlık ilkesinin avantajlarından biridir davranışı sırasında kayıt s...

Watch this Scientific Journal Video about A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals at JoVE.com

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Tek ünite elektrofizyolojik kayıtlar kullanılmak üzere microwires organize dizileri implante teknik sorunlar bir dizi sunuyor. Bu teknik ve gerekli ekipman yerine getirilmesi için yöntemler tarif edilmiştir. Ayrıca, yüksek uzaysal seçicilik ile farklı nöral altbölgeler kayıt örgütlü mikrotel dizilerin faydalı kullanımı tartışılmıştır.

Hayvanlar davranmak, Awake Tek-birim Recordings Microwires Organize Dizileri implantasyon için Usulü

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

a-procedure-for-implanting-organized-arrays-microwires-for-single

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.1K Görüntüleme.  Rutgers, the State University of New Jersey.  Tek ünite elektrofizyolojik kayıtlar kullanılmak üzere microwires organize dizileri implante teknik sorunlar bir dizi sunuyor. Bu teknik ve gerekli ekipman yerine getirilmesi için yöntemler tarif edilmiştir. Ayrıca, yüksek uzaysal seçicilik ile farklı nöral altbölgeler kayıt örgütlü mikrotel dizilerin faydalı kullanımı tartışılmıştır. 

Video: A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal. Simultaneously recording from multiple nerves and muscles gives us precise information about the timing of neural activity. Previous recording methods have worked for two electrodes, but the study of additional nerves or muscles required combining and averaging the recordings of multiple animals, which made it difficult to determine fine details of timing and phasing, because of variability from response to response, and from animal to animal. Implanting four individual electrodes has a very low success rate due to the formation of adhesions that prevent animals from performing normal feeding movements. We developed a new method of electrode fabrication that reduces the bulk of the electrodes inside the animal allowing for normal feeding movements. Using a combination of glues to attach the electrodes results in a more reliable insulation of the electrode which lasts longer, making it possible to record for periods as long as a week. The fabrication technique that we describe could be extended to incorporate several additional electrodes, and would be applicable to vertebrate animals.

Electrode Fabrication and Implantation in Aplysia californica for Multi-channel Neural and Muscular Recordings in Intact, Freely Behaving Animals

A technique is described for implanting four in vivo electrodes to monitor the neuromuscular control of feeding behavior in Aplysia californica.

Elektrot İmalat ve İmplantasyon Aplysia californica Bozulmamış, Serbestçe Behaving Hayvanlar Çok kanallı Sinir ve Kas Kayıtlar

Recording from key nerves and muscles of Aplysia during feeding behavior allows us to study the patterns of neural control in an intact animal.  ...

Nörobilim

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic nerve. In vivo recordings of ganglion cell spike trains in several animal models have revealed much of what is known about how the early visual system processes and encodes visual information. However, such recordings have been rare in one of the most common animal models, the rat, possibly owing to difficulty in detecting spikes fired by small diameter axons. The many retinal disease models involving rats motivate a need for characterizing the functional properties of ganglion cells without disturbing the eye, as with intraocular or in vitro recordings. Here, we demonstrate a method for recording ganglion cell spike trains from the optic chiasm of the anesthetized rat. We first show how to fabricate tungsten-in-glass electrodes that can pick up electrical activity from single ganglion cell axons in rat. The electrodes outperform all commercial ones that we have tried. We then illustrate our custom-designed stereotaxic system for in vivo visual neurophysiology experiments and our procedures for animal preparation and reliable and stable electrode placement in the optic chiasm.

Single-unit In vivo Recordings from the Optic Chiasm of Rat

Retinal ganglion cells transmit visual information from the eye to the brain with sequences of action potentials. Here, we demonstrate how to record the action potentials of single ganglion cells in vivo from anesthetized rats.

Tek birim In vivo</emSıçan, optik kiazma> Kayıtlar

Information about the visual world is transmitted to the brain in sequences of action potentials in retinal ganglion cell axons that make up the optic ...

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

Retrograd Floresan Etiketleme Belirlenen Nöronlar gelen Hedefli Hücre dışı Tek ünitesi Kayıt izin verir<em&gt; In vivo</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Design and Assembly of an Ultra-light Motorized Microdrive for Chronic Neural Recordings in Small Animals

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of neural circuits underlying a variety of natural behaviors, including navigation1 , decision making 2,3, and the generation of complex motor sequences4,5,6. Advances in precision machining has allowed for the fabrication of light-weight devices suitable for chronic recordings in small animals, such as mice and songbirds. The ability to adjust the electrode position with small remotely controlled motors has further increased the recording yield in various behavioral contexts by reducing animal handling.6,7
 Here we describe a protocol to build an ultra-light motorized microdrive for long-term chronic recordings in small animals. Our design evolved from an earlier published version7, and has been adapted for ease-of use and cost-effectiveness to be more practical and accessible to a wide array of researchers. This proven design 8,9,10,11 allows for fine, remote positioning of electrodes over a range of ~ 5 mm and weighs less than 750 mg when fully assembled. We present the complete protocol for how to build and assemble these drives, including 3D CAD drawings for all custom microdrive components.

The design, fabrication and assembly of an ultra-light motorized microdrive is described. The device provides a cost-effective and easy-to-use solution for chronic recordings of single units in small behaving animals.

Küçük Hayvanlar Kronik Sinir Kayıtlar için Ultra-hafif Motorlu Microdrive Tasarımı ve Montajı

The ability to chronically record from populations of neurons in freely behaving animals has proven an invaluable tool for dissecting the function of ...

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Akut Hipokampal Dilimler içinde Synaptically-uyarılmış astroglial ve Nöronal Cevaplarının İkili Elektrofizyolojik Kayıtlar

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

Simultaneous Long-term Recordings at Two Neuronal Processing Stages in Behaving Honeybees

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent and divergent anatomical connections including feed forward and feedback wiring. Furthermore, information of the same origin is partially sent via parallel pathways to different and sometimes into the same brain areas. To understand the evolutionary benefits as well as the computational advantages of these wiring strategies and especially their temporal dependencies on each other, it is necessary to have simultaneous access to single neurons of different tracts or neuropiles in the same preparation at high temporal resolution. Here we concentrate on honeybees by demonstrating a unique extracellular long term access to record multi unit activity at two subsequent neuropiles1, the antennal lobe (AL), the first olfactory processing stage and the mushroom body (MB), a higher order integration center involved in learning and memory formation, or two parallel neuronal tracts2 connecting the AL with the MB.&#160;The latter was chosen as an example and will be described in full. In the supporting video the construction and permanent insertion of flexible multi&#160;channel wire electrodes is demonstrated. Pairwise differential amplification of the micro&#160;wire electrode channels drastically reduces the noise and verifies that the source of the signal is closely related to the position of the electrode tip. The mechanical flexibility of the used wire electrodes allows stable invasive long&#160;term recordings over many hours up to days, which is a clear advantage compared to conventional extra&#160;and intracellular in vivo recording techniques.

Simultaneous extracellular long term recordings from two different brain neuropiles or two different anatomical tracts were established in honeybees. These recordings allow the investigation of temporal aspects of neuronal processing across different brain areas at the single neuron as well as at the ensemble level in a behaving animal.

Davranan Bal arısı iki nöronal İşleme Dönemlerinde Eşzamanlı Uzun vadeli Kayıtlar

In both mammals and insects neuronal information is processed in different higher and lower order brain centers. These centers are coupled via convergent ...

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by repeated, time-lapse in vivo imaging in live rodents. These studies were made possible by straightforward surgical procedures, which enabled optical access for a prolonged period of time without repeat surgical procedures. In contrast, analogous studies of the spinal cord have been previously limited to only a few imaging sessions, each of which required an invasive surgery. As previously described, we have developed a spinal chamber that enables continuous optical access for upwards of 8 weeks, preserves mechanical stability of the spinal column, is easily stabilized externally during imaging, and requires only a single surgery. Here, the design of the spinal chamber with its associated surgical implements is reviewed and the surgical procedure is demonstrated in detail. Briefly, this video will demonstrate the preparation of the surgical area and mouse for surgery, exposure of the spinal vertebra and appropriate tissue debridement, the delivery of the implant and vertebral clamping, the completion of the chamber, the removal of the delivery system, sealing of the skin, and finally, post-operative care. The procedure for chronic in vivo imaging using nonlinear microscopy will also be demonstrated. Finally, outcomes, limitations, typical variability, and a guide for troubleshooting are discussed.

A Procedure for Implanting a Spinal Chamber for Longitudinal In Vivo Imaging of the Mouse Spinal Cord

In this video, we describe a procedure for implanting a chronic optical imaging chamber over the dorsal spinal cord of a live mouse. The chamber, surgical procedure, and chronic imaging are reviewed and demonstrated.

Boyuna için bir Spinal Odası implantasyon için bir Prosedürü<em&gt; İn Vivo</em&gt; Fare Omurilik Görüntüleme

Studies in the mammalian neocortex have enabled unprecedented resolution of cortical structure, activity, and response to neurodegenerative insults by ...

Investigating Object Representations in the Macaque Dorsal Visual Stream Using Single-unit Recordings

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined curved surfaces, and images of real-world objects (with and without disparity) in a similar manner as described in the ventral visual stream. In addition, parieto-frontal areas are believed to convert visual object information into appropriate motor outputs, such as the pre-shaping of the hand during grasping. To better characterize object selectivity in the cortical network involved in visuomotor transformations, we provide a battery of tests intended to analyze the visual object selectivity of neurons in parieto-frontal regions.

A detailed protocol to analyze object selectivity of parieto-frontal neurons involved in visuomotor transformations is presented.

Tek-unit kayıtları kullanarak nesne temsilcilikleri makak Dorsal Visual akışı soruşturma

Previous studies have shown that neurons in parieto-frontal areas of the macaque brain can be highly selective for real-world objects, disparity-defined ...

Real-Time fMRI Brain Mapping in Animals

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a real-time fMRI platform to guide experimenters to monitor fMRI responses instantaneously during acquisition, which can be used to modify the physiology of animals to achieve desired hemodynamic responses in animal brains. The real-time fMRI set-up is based on a 14.1T preclinical MRI system, enabling the real-time mapping of dynamic fMRI responses in the primary forepaw somatosensory cortex (FP-S1) of anesthetized rats. Instead of a retrospective analysis to investigate confounding sources leading to the variability of fMRI signals, the real-time fMRI platform provides a more effective scheme to identify dynamic fMRI responses using customized macro-functions and a common neuroimage analysis software in the MRI system. Also, it provides immediate troubleshooting feasibility and a real-time biofeedback stimulation paradigm for brain functional studies in animals.

Animal brain functional mapping can benefit from the real-time functional magnetic resonance imaging (fMRI) experimental set-up. Using the latest software implemented in the animal MRI system, we established a real-time monitoring platform for small animal fMRI.

Hayvanlarda Gerçek Zamanlı fMRI Beyin Haritalaması

Dynamic fMRI responses vary largely according to the physiological conditions of animals either under anesthesia or in awake states. We developed a ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

Behaving Farelerinin Hipokampusunda Nöronal Aktiviteleri Görselleştirmek için Kraniyotomi Prosedürü

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...