Biz verimli tartışmalar için Fribourg Biyoloji, Üniversitesi Bölümü&#39;nde bizim meslektaşları teşekkür ederim. Biz sinek stokları sağlamak için Bloomington Stok Merkezi ederim. Bu çalışma mali İsviçre Ulusal Bilim Vakfı (PP00P3_123339) ve SGS Velux Vakfı tarafından desteklenmiştir

1. Larva Yetiştirme <ol><li> ° C mısır unu orta ışık ve zamanlayıcı ile donatılmış bir sinek inkübatör 12 saat ışık-12-saat karanlık döngüsü altında 25 kitle kültüründe suşları veya genetik haçlar sinek tutun. </li><li> Bir sıvı hamur (H2O damıtıldı 3-4 ml &#39;si ile seyreltildi destek komponenti maya, 10 g) oluşturmak için su içinde destekçisi maya seyreltilir. Mısır yemek yemek için küçük bir damla ekleyin ve şişeleri kapsar. Maya hamuruna yapışmasını yetişkin sinek önlemek için en az bir saat kuruması beklenir. Gıda yüzeyinde su ile seyreltilmiş maya, küçük bir damla koymak ovipozisyon artırabilir. Alternatif olarak fırıncı mayası hamur,% 20 asetik asit (AcOH) (Sigma Aldrich, İsviçre A6283-100 mi) de kullanılabilir. Bunun için, mısır yemek yiyecek yüzeyinde çözüm ve yayılması bir Q-ucu ucu daldırma. </li><li> Mısır yemek yiyecek şişeleri (daha eski on gün en az dört gün eski, ama değil) ergin sinek koyun. Tercih tekrarlamak yeterli larva elde etmek için her bir şişenin içine yeterince yetişkin koyunbirkaç kez test ve istatistiksel karşılaştırma sağlar. Genetik haçlar için, biz genellikle 20 kadın ve şişe başına 5-10 erkek en az kullanmak, ancak bazı çizgiler yeterli larva yavru elde etmek için daha fazla kadın gerektirir. </li><li> 12 saat için yumurtalarını bırakmak ve yeni şişeleri aktarmak için yetişkin izin verin. Yetişkinler sabah ve akşam aktarılabilir. Biz genellikle yedi ile on gün boyunca yetişkin aktarmak ve gerekirse yeni yetişkin alır. </li><li> Inkübatör her 12 saat alınan yumurta koleksiyonları tutun ve 25 larva ° C, 12-saat ışık-12-saat karanlık döngüsü ve% 60 nem büyümesine izin. Yumurta toplama sonra sürekli karanlıkta görsel davranış hareket larva (DD) 48 saat (iki açık-koyu döngüleri karşılık gelen) bir sirkadiyen bileşenleri test etmek için. Bunun için, ışık olmadan ayrı bir kuluçka kullanabilirsiniz ancak sıcaklık ve aynı nem gibi tüm diğer koşullar tutun. Sadece karanlık aşamasına geçiş önce DD inkübatör şişeleri aktarmak için emin olun. Anoth için şişeleri geçmeden önceer inkübatör bir karton kutu içinde şişeleri koymak veya aktarım sırasında ışığa maruz kalma (karton kutu ya da sarma paketleme kuluçka arasındaki geçiş için önce &quot;ışık-on aşaması&quot; sırasında yapılması gereken) önlemek için alüminyum folyo ile şişeleri sarın. Bu noktadan sonra ve deney başlangıcına kadar herhangi bir ışık maruz hayvanlar önleyin. </li><li> 4 gün sonra (yumurtlama 84-108 saat) (4 bakın. Işık tercih testi, nokta. 4.4.) Test edilecek zaman noktalarında erken L3 (beslenme larva) toplamak. </li></ol> 2. Deney Düzeneği <ol><li> Sabit sıcaklık ve nem koşulları ile karanlık bir odada deneyler. </li><li> Karanlıkta Petri kabı iki kadran tutmak için, siyah bant ve alüminyum folyo ile kapağı kapatılır. Bunu yapmak için, kapağın çevresi ortasına işaretleyin. Ayrıca aralarında ayrılık 90 ° ile kapağın sınırında dört puan işaretleyin. Daha kolay hale getirmek için, bir 10 cm uzunluğunda dört kadran bölünmüş bir 20 cm kare çizmekkağıt veya bir bilgisayar yardımıyla sayfası. Alüminyum folyo ve siyah bant (Şekil 1A) 10 cm kareler kesin. Bu kapsayan ilk kat ve siyah bant gibi alüminyum folyo bir kare yapıştırma tarafından iki zıt kadran, Kapak, aynı zamanda kapağın sınır kapsayacak şekilde dikkatli olun. Geçmişte bu tahlillerin iki hafifçe farklı formu kullanılmıştır. Biz burada Petri kabı 10 dört eşit çeyrek ayrılmıştır hangi &quot;Çeyrek plaka&quot; testi, kullanın. Alternatif &quot;yarı-plaka&quot; tayininde Petri kabı bölünür yarısı (yarı ışık, karanlıkta yarım maruz) 1,7,8. Bugüne kadar iki testleri arasında anlamlı bir fark yayınlandı. </li><li> Tutkal gibi sağ masaya ışık kaynağı altında kapak işaretleme için kullanılan biri olarak çeyrek sayfa. Kadran kavşak merkezli bir Petri kabı çevresi işaretleyin. Referans ışık kaynağı altında aynı pozisyonda her zaman test plaka yerleştirmek gibi işaretleri kullanın. </li><li> Bir yüklemelamba, ya basit bir beyaz ampul (Phillips, Softtone 5W) veya demir sopalı (Fisher Scientific, S47808) yardımıyla Petri kabı üzerinde bir LED lambası (LED lamba, 80012 Beyaz, Osram). Tüm test plakası homojen yandığından emin bir şekilde yüksekliğini ayarlayın. Onlar ampullere göre daha spesifik dalga yayan bu yana şiddetle LED lambaların kullanılmasını öneririz. Ayrıca LED daha az ısı yayarlar. </li><li> Bir fotometre (Çevre Metre PCE EM882) yardımı ile ışık yoğunluğunu ayarlayın. Gerektiği gibi 350-760 lux gerekli ışık yoğunluğu elde etmek için, yukarı lamba tutun veya aşağı. Ayarlanabilir bir güç kaynağına lamba takarak lambası (Şekil 1B) taşımadan yoğunlukları değiştirmek için daha fazla esneklik verir. </li></ol> 3. Tabaklar Hazırlık <ol><li> Çift damıtılmış su (Millipore) ile% 2.5 ağar, 200 ml (Sigma-Aldrich, İsviçre A5093-500G) olun. </li><li> Bir tablo (90 mm çapına Petri kapları yerleştirin;Greiner Bio-One GmbH, satır 4550 Kremsmeinster, Avusturya) sıcak agaroz dökme izin vermek. </li><li> Çözüm tamamen şeffaf ve akışkan kadar bir mikrodalga agaroz kaynatın. Sıvı çözüm kabarcıkları içermediğinden emin olun. DİKKAT: dikkatle masaya Ulaştırma çözüm çok sıcak olabilir çünkü! </li><li> Bütün yüzeyi homojen bir çözelti ince bir tabaka ile kaplanana kadar Petri kaplarına sıcak agaroz dökün, iki ya da üç milimetre yeterlidir. Kaplama, tüm plakaları önce güçlendirilerek agaroz önlemek için hızlı olun. Plakaları soğumasını bekleyin. Oda sıcaklığında plakalar Mağaza ve sadece hazırlık aynı gün kullanabilirsiniz. </li></ol> 4. Işık Tercih Testi <ol><li> Drosophila beri testi ışığın kırmızı dalga boyları anlamda mümkün değil önce ışık etkisini önlemek için deney odasında kırmızı ışık koşulları altında çalışmak. T aydınlatmak için bir lamba monte kırmızı bir ampul (Phillips, PFE712E * 8) kullanıno işe yerleştirin. </li><li> 25 tüm deneyler aracılığıyla sıcaklığını korumak ° C Bir ısıtıcı ya da soğutma cihazı vasıtasıyla kumanda oda sıcaklığında Gerekirse. </li><li> Sürekli karanlıkta altında iki günlük bir kür (Bölüm 1) için yetiştirilen şişeleri bazı yiyecek almak. Larvaları, genellikle gıda yüzeyinde kazma olduğundan, bir spatula (Fisher Scientific, 14-373-25A) yardımı ile en üst tabakası (yaklaşık 5 mm derinliğinde) alır. Bir Petri kabı kapağının dış tarafında gıda yayılmış, biraz su ilave edin ve bir spatula ile hafifçe karıştırın. </li><li> Gıda L3 larvaları besleme toplayın. Işık tercih test edilecektir gibi, olumsuz phototaxis güvence altına alınmıştır bu yana sadece L3 larvaları besleme / erken önemlidir seçerek. Dolaşıp / Geç gıda tarama L3 larva veya büyük larva muhtemelen zaten photobehavior açık. Onların ön spiracles açık ve bir parmak benzeri şeklinde dışarıya fırlamıştı çünkü besleme L3 larvaları (negatif phototactic) tanınabilir. Posterior spiracles üç açıklıklar her ve büyük dallı kılların dört grup var. Tükürük bezleri, ikinci karın segment 11 uzanır. Hiçbir beyaz ışık kullanılmalıdır ise mikroskop altında larva Sahneleme uygundur. Bir kırmızı ışık lamba deneyler gereklidir önce stereoskopik mikroskop altında evreleme ise larva aydınlatmak için gereklidir. </li><li> Musluk suyunda kısa bir süre larva yıkayın ve erken-besleme üçüncü evre larvaları (hala kırmızı ışıkta) toplamak. Test plakasına larva aktarmadan önce, ıslak bir fırça ile larva almak ve bir kağıt havlu ya da filtre kağıdı ile aşırı su dikkatli bir şekilde emer. Bu hayvan zarar ve davranışlarını etkileyebilecek bu yana çok aşırı larvaları kurutmayın. </li><li> Islak fırça kullanarak dikkatle plakaları için larva transferi. Plakasının merkezinde yaklaşık 30 larvası bir grup yerleştirin. Kapak zaten kadran ile hazırlanan plaka ile örtün ve (bkz. deney için hazır ışık kaynağı altında plaka ayarlamaktion 2). </li><li> Beyaz ışık lambasını açmak ve Sayacı başlatmak. Larva 5 dakika plaka üzerinde serbestçe hareket edelim, sonra hızlı bir şekilde kapağı çıkarın ve karanlıkta ve ışık kadran içinde larva sayısını. Bir işaretleyici ile her larva konumunu işaretleme sayma azaltabilir. Alternatif plaka bir resim çekmek ve sonradan saymak. Larva duvarlara tarama veya agar içine burrowing gibi, belirsiz ışık tercih gösteren larva nötr tercih olarak kabul edilmelidir ve sadece ışık tercih endeksi hesaplanır larvaların toplam sayısı dahil. </li><li> Sayma sonra, larva ile plaka atmak ve bir sonraki deneme için yeni bir test plakası ile değiştirin. Daha sonra kullanım ve bertaraf için bir otoklav plastik torba kullanılan levhaları toplamak. </li><li> Yeni bir genotip test edilebilir deneyler yeterli sayıda gerçekleştirdik. Genotip başına 10-15 çalışmalarda analiz için yeterlidir. </li></ol> 5. Veri analysis <ol><li> Kolaylık sağlamak için Excel (Microsoft) veya daha ileri istatistiksel analiz için bir bilgisayarda Kökeni (Origin Lab) gibi bir veri sayfasına veri aktarımı. Bir sütunda bir ikinci kolon üzerinde ışık kadranda hayvan sayısı ve plaka (&quot;nötr&quot; larvaları dahil) toplam hayvan üçüncü karanlıkta hayvan sayısı, düzenleyin. </li><li> Aşağıdaki formül kullanılarak her bir deney için karanlık için tercih indeksi (PREF) hesaplayın: PREF (karanlık) = (karanlıkta larva sayısı - larva sayısı ışığında) / larva sayısı </li><li> Gruplar için uygun bir analiz ile istatistiksel veri kümesi karşılaştır. Burada, istatistiksel olarak iki grup karşılaştırmak için Wilcoxon testi kullanın. Bir Tukey çoklu karşılaştırma ile bir ANOVA testi post hoc normal dağılım varsayımı bir manifoldu grup karşılaştırıldığında yerine ise testi, yapılabilir. </li><li> Günün döngüsü boyunca çizgiler ve zaman noktaları arasında açık karşılaştırmalar göstermektedir grafikler olun. WE kullanımı Origin Yazılım (Origin Lab) istatistiksel olarak anlamlı test etmek ve uygun grafikler oluşturmak, ama başka bir istatistik programı yararlı olabilir için. </li></ol>

<ol>
	<li>Sawin-McCormack, E. P., Sokolowski, M. B., Campos, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+and+genetic+analysis+of+Drosophila+melanogaster+photobehavior+during+larval+development.">Characterization and genetic analysis of Drosophila melanogaster photobehavior during larval development.</a> J. Neurogenet. 10, 119-135 (1995).</li><li>Sprecher, S. G., Pichaud, F., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+and+larval+photoreceptors+use+different+mechanisms+to+specify+the+same+Rhodopsin+fates.">Adult and larval photoreceptors use different mechanisms to specify the same Rhodopsin fates.</a> Genes Dev. 21, 2182-2195 (2007).</li><li>Sprecher, S. G., Desplan, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Switch+of+rhodopsin+expression+in+terminally+differentiated+Drosophila+sensory+neurons.">Switch of rhodopsin expression in terminally differentiated Drosophila sensory neurons.</a> Nature. 454, 533-537 (2008).</li><li>Xiang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-avoidance-mediating+photoreceptors+tile+the+Drosophila+larval+body+wall.">Light-avoidance-mediating photoreceptors tile the Drosophila larval body wall.</a> Nature. 468, 921-926 (2010).</li><li>Diaz, N. N., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photoreceptors:+unconventional+ways+of+seeing.">Photoreceptors: unconventional ways of seeing.</a> Curr. Biol. 21, R25-R27 (2011).</li><li>Emery, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+CRY+is+a+deep+brain+circadian+photoreceptor.">Drosophila CRY is a deep brain circadian photoreceptor.</a> Neuron. 26, 493-504 (2000).</li><li>Mazzoni, E. O., Desplan, C., Blau, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+pacemaker+neurons+transmit+and+modulate+visual+information+to+control+a+rapid+behavioral+response.">Circadian pacemaker neurons transmit and modulate visual information to control a rapid behavioral response.</a> Neuron. 45, 293-300 (2005).</li><li>Keene, A. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+visual+pathways+mediate+Drosophila+larval+light+avoidance+and+circadian+clock+entrainment.">Distinct visual pathways mediate Drosophila larval light avoidance and circadian clock entrainment.</a> J. Neurosci. 31, 6527-6534 (2011).</li><li>Gong, Z. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+Pairs+of+Neurons+in+the+Central+Brain+Control+Drosophila+Innate+Light+Preference.">Two Pairs of Neurons in the Central Brain Control Drosophila Innate Light Preference.</a> Science. 330, 499-502 (2010).</li><li>Lilly, M., Carlson, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=smellblind:+a+gene+required+for+Drosophila+olfaction.">smellblind: a gene required for Drosophila olfaction.</a> Genetics. 124, 293-302 (1990).</li><li>Bodenstein, D., Demerec, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+postembryonic+development+of+Drosophila.">The postembryonic development of Drosophila.</a> Biology of Drosophila. , 275-367 (1950).</li><li>Pittendrigh, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+systems:+Entrainment.">Circadian systems: Entrainment.</a> Biological Rhythms. 4 Handbook of Behavioral Neurobiology, 95-124 (1981).</li><li>Collins, B., Kane, E. A., Reeves, D. C., Akabas, M. H., Blau, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Balance+of+Activity+between+LN(v)s+and+Glutamatergic+Dorsal+Clock+Neurons+Promotes+Robust+Circadian+Rhythms+in+Drosophila.">Balance of Activity between LN(v)s and Glutamatergic Dorsal Clock Neurons Promotes Robust Circadian Rhythms in Drosophila.</a> Neuron. 74, 706-718 (2012).</li><li>Keene, A. C., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seeing+the+light:+photobehavior+in+fruit+fly+larvae.">Seeing the light: photobehavior in fruit fly larvae.</a> Trends Neurosci. 35, 104-110 (2012).</li><li>von Essen, A. M., Pauls, D., Thum, A. S., Sprecher, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Capacity+of+visual+classical+conditioning+in+Drosophila+larvae.">Capacity of visual classical conditioning in Drosophila larvae.</a> Behav. Neurosci. 125, 921-929 (2011).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

Açıklanan ışık tercih testi larva doğuştan photobehavior yararlanır. Tahlil, kurmak kolay düşük maliyetle çok tekrar izin verir ve ışık algılama ve işleme hakkında değerli bilgiler sunar. Deneysel paradigma bireyler açık veya koyu tercih kaç nispeten hızlı ölçümü sağlar. Bu tercih ham yüzde olarak veya alternatif olarak tercih Endeksi (PREF) olarak görüntülenebilir. PREF hayvanların fark olarak ifade edilir tercih karanlık hayvanların toplam bölünmesiyle, bu tercih edilen hafif ve b...

Burada karanlık için larva tercih (veya hafif) dayalı bir davranış deneyi açıklar. Larva yiyecek arama aşamaları (erken L3 L1) 1 sırasında güçlü ve stereotipik photonegative tepki ile tepki. Tahlil larva photophobic davranışlarını değerlendirmek amaçlanmıştır ve larvaları agar ile kaplı bir Petri kabındaki serbestçe hareket bir grup açık veya koyu tercih karşılaştırır edilir. Bu davranış tahlil görme sisteminin hassasiyeti, entegrasyon ve zamansal plastisite hakkında bilgi veren değil sadece, daha fazla ışık hassasiyeti ve süreci sirkadiyen sistemi tarafından kontrol edilir nasıl ipuçları sağlar. Drosophila larva göz (da adlandırılır Bowlig Organ, BO), ışık hissi için ana organdır. Her göz 12 fotoreseptör (PR) oluşan, sekiz PR PR mavi duyarlı rhodopsin5 (RH5) 2,3 ifade yeşil duyarlı rhodopsin6 (RH6) ve dört ifade. PR, ALS ek olarak,larva vücut duvarı kapsayacak o sınıf IV multidendritic nöronlar, zararlı ışık yoğunlukları 4,5 yanıt tespit edilmiştir. Ayrıca merkezi larva beyinde yer alan kalp pili nöronların beynin 6,7 içinde saat içsel mavi ışık sensörü gibi davranır ışığa duyarlı protein kriptokrom (Cry) ifade bilinmektedir. Bu testte ile test ederken ilgi çekici vahşi tip hayvanların photophobicity gün ve gece süresince farklı zaman noktalarında bir sirkadiyen bileşeni gösterir. Açık-koyu tercih 7 için test edildiğinde yiyecek arama L3 larva ışığında yanıtlarını alacakaranlıkta şafak vakti güçlü photophobicity ve alt photophobicity gösterdi. RH6-PR vazgeçilebilir ise İlginçtir sadece RH5-PR, ışık kaçınma için gereklidir. , RH5-PR ve RH6-PR hem ışık 8 ile moleküler saat sıfırlama olarak katılıyor. Cry yolu uygun bir davranış çıkış düzenlemek için diğer ışık algılama yolları ile koordine edilmelidirGünün tabii. PR asetilkolin ışık kaçınma davranışı hem de moleküler saat sürüklenmesi önemli bir rol oynar. PR dan sirkadiyen kalp pili nöronlara asetilkolin sinir iletimini engelleme ışık-karanlık tercih tahlil 8 photophobic yanıt azaltır. Aynı testi istihdam, nöronların iki simetrik çift son zamanlarda Drosophila 9 üçüncü larva ışığında tercihi değiştirmek için tespit edilmiştir. Hayvanlar muhtemelen uygun bir pupariation site bulmak için gıda ayrılırken nöronların Bu iki çift, geç larva aşamalarında çalışıyor olabilir. Ancak, görsel yollar etkileşim ve sirkadiyen bir şekilde larva görsel davranışlarını kontrol nasıl çoğaldığı sorusu cevapsız kalmıştır. Işık tercih testi sirkadiyen zaman noktaları arasında karşılaştırmalar, farklı ışık nitelikleri altında hatları ve sirkadiyen devlet sinek sağlar. Tahlil kolay hazırlanabilir ve ucuz ve ben daha önce yararlı olmuşturn birkaç laboratuarları tanımlamak ve larva ışık elde davranışlarını incelemek için.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Agar</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A5093-500G</td>
 <td>2.5%; Sigma-Aldrich, 9471 Buchs, Switzerland </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Petri dishes</td>
 <td>Greiner Bio-One GmbH</td>
 <td>633180</td>
 <td>90-mm diameter; Greiner Bio-One GmbH, 4550 Kremsmeinster, Austria</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>LEDs Lamp</td>
 <td>OSARAM </td>
 <td>80012 White</td>
 <td>LED lamp, 80012 White</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Environment Meter</td>
 <td>PCE</td>
 <td>PCE EM882</td>
 <td>Lux, Temp, RH%</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Thermostatic cabinet</td>
 <td>Aqua Lytic (Liebherr)</td>
 <td>ET636-6</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Light timer</td>
 <td>Timer T</td>
 <td>6185.104</td>
 <td>230V/50HZ (check specifications for your country)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Universal thermostat</td>
 <td>Conrad</td>
 <td>UT200</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Humidifier</td>
 <td>Boneco</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Balck tape</td>
 <td>Tesa</td>
 <td></td>
 <td>5 cm </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glue</td>
 <td>Uhu</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>lncubator lamp</td>
 <td>Phillips</td>
 <td>Softtone</td>
 <td>5W</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Timer clock</td>
 <td>Ziliss</td>
 <td></td>
 <td>Ziliss, Switzerland</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Excel Software</td>
 <td>Microsoft</td>
 <td></td>
 <td>Excel</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Origin Software 8.5</td>
 <td>OriginLab</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Backer Yeast</td>
 <td>Migros Switzerland</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Iron support stand 17X28CM</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>S47808</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acetic acid</td>
 <td>Sigma Aldrich</td>
 <td>A6283-100ML</td>
 <td>20% acetic acid dilluted in H2O</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Red light lamp</td>
 <td>Phillips</td>
 <td>PFE712E*8C</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Spatula </td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>14-373-25A</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Power supply</td>
 <td>EA</td>
 <td>EA PS 2042-06B</td>
 <td>Optional</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Aluminium foil</td>
 <td>Prix Coop</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Heater</td>
 <td>GOON</td>
 <td>NSB200C</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Microwave Oven</td>
 <td>Intertronic</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Standard corn meal fly food</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Destilled water </td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

light preference assay to study innate and circadian regulated photobehavior in drosophila larvae

Çeşitli düzeylerde hayvan davranışlarını kontrol etmek için çevresel sinyal olarak ışık görür. Drosophila larva sinir sistemi ışık bilgileri işleme ve hızlı ve sirkadiyen davranışları arasında paylaşılır nasıl temel sorulara cevap için eşsiz bir model olarak kullanılır. Işığa maruz kaldığında Drosophila larvaları basmakalıp bir kaçınma davranışı gösterir. Nispeten basit ışık-karanlık tercih testleri uygulanabilir ışık bağımlı davranışları araştırmak. Omurgalı ve eklembacaklılar görsel giriş algılama ve işleme dahil sinir yolları kısmen bu işleme fotik sirkadiyen bilgilerle örtüşmektedir. Işık algılama sistemi ve sirkadiyen sistem davranış çıkışları koordine tutmak için nasıl etkileşimde büyüleyici soru büyük ölçüde keşfedilmemiş kalır. Drosophila beyindeki nöronların az sayıda nedeniyle bu sorulara yaklaşım bir etkileyen biyolojik modeli ve genetik araçları yer olduğunu nöronal dalavereler içintirme. Sunulan açık-koyu tercih tahlil phototaxis sirkadiyen kontrolü de dahil olmak üzere görsel davranışlar bir dizi soruşturma sağlar.

Protokol yukarıda açıklanan ardından, vahşi tip Canton-S erken üçüncü larva stadyumda ışık-karanlık tercih iki farklı sirkadiyen kez CT0 ve CT12 de uçar test. Yetişkin 12-saat ışık-12-saat karanlık yetiştirilen ve 12 saat için yumurtalarını bırakmak kalmıştı. Larva aynı ışık-karanlık rejimi altında ilk iki gün büyür. Biz sabit koşullar (sirkadiyen saat çalışan ücretsiz) altında sirkadiyen modülasyon test etmek istedim çünkü testi (Şekil 3A) yapıldı kadar...

Watch this Scientific Journal Video about Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae at JoVE.com

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Burada Drosophila larva için bir ışık-karanlık tercih testi açıklar. Bu testte ışık algılama ve işleme photobehavior doğuştan gelen ve sirkadiyen düzenleme hakkında bilgi sağlar.

Içinde Doğuştan gelen ve sirkadiyen Ayarlı Photobehavior Eğitim ışık tercih Testi<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva

Light acts as environmental signal to control animal behavior at various levels. The Drosophila larval nervous system is used as a unique model to answer ...

light-preference-assay-to-study-innate-circadian-regulated

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

12.8K Görüntüleme.  University of Fribourg. Burada Drosophila larva için bir ışık-karanlık tercih testi açıklar. Bu testte ışık algılama ve işleme photobehavior doğuştan gelen ve sirkadiyen düzenleme hakkında bilgi sağlar.

Video: Light Preference Assay to Study Innate and Circadian Regulated Photobehavior in Drosophila Larvae

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the molecular mechanisms underlying class-specific dendrite morphogenesis1,2. To facilitate molecular analyses of class-specific da neuron development, it is vital to obtain these cells in a pure population. Although a range of different cell, and tissue-specific RNA isolation techniques exist for Drosophila cells, including magnetic bead based cell purification3,4, Fluorescent Activated Cell Sorting (FACS)5-8, and RNA binding protein based strategies9, none of these methods can be readily utilized for isolating single or multiple class-specific Drosophila da neurons with a high degree of spatial precision. Laser Capture Microdissection (LCM) has emerged as an extremely powerful tool that can be used to isolate specific cell types from tissue sections with a high degree of spatial resolution and accuracy. RNA obtained from isolated cells can then be used for analyses including qRT-PCR and microarray expression profiling within a given cell type10-16. To date, LCM has not been widely applied in the analysis of Drosophila tissues and cells17,18, including da neurons at the third instar larval stage of development. 
Here we present our optimized protocol for isolation of Drosophila da neurons using the infrared (IR) class of LCM. This method allows for the capture of single, class-specific or multiple da neurons with high specificity and spatial resolution. Age-matched third instar larvae expressing a UAS-mCD8::GFP19 transgene under the control of either the class IV da neuron specific ppk-GAL420 driver or the pan-da neuron specific 21-7-GAL421 driver were used for these experiments. RNA obtained from the isolated da neurons is of very high quality and can be directly used for downstream applications, including qRT-PCR or microarray analyses. Furthermore, this LCM protocol can be readily adapted to capture other Drosophila cell types a various stages of development dependent upon the cell type specific, GAL4-driven expression pattern of GFP.

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

In this video-article we present a method for isolating single or multiple Drosophila da neurons from third instar larvae using the infrared capture (IR) class of Laser Capture Microdissection (LCM). RNA obtained from the isolated neurons can be readily used for downstream applications including qRT-PCR or microarray analyses.

Lazer Yakalama Mikrodisseksiyon Drosophila Periferik Nöronlar

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the ...

Nörobilim

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Sirkadiyen Rhythms Eğitim ve Parametreler Uyku Lokomotor Aktivitesi Assaying Drosophila</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Measuring Circadian and Acute Light Responses in Mice using Wheel Running Activity

Circadian rhythms are physiological functions that cycle over a period of approximately 24 hours (circadian- circa: approximate and diem: day)1, 2. They are responsible for timing our sleep/wake cycles and hormone secretion. Since this timing is not precisely 24-hours, it is synchronized to the solar day by light input. This is accomplished via photic input from the retina to the suprachiasmatic nucleus (SCN) which serves as the master pacemaker synchronizing peripheral clocks in other regions of the brain and peripheral tissues to the environmental light dark cycle3-7. The alignment of rhythms to this environmental light dark cycle organizes particular physiological events to the correct temporal niche, which is crucial for survival8. For example, mice sleep during the day and are active at night. This ability to consolidate activity to either the light or dark portion of the day is referred to as circadian photoentrainment and requires light input to the circadian clock9. Activity of mice at night is robust particularly in the presence of a running wheel. Measuring this behavior is a minimally invasive method that can be used to evaluate the functionality of the circadian system as well as light input to this system. Methods that will covered here are used to examine the circadian clock, light input to this system, as well as the direct influence of light on wheel running behavior.

This article will review methods that can be used to determine circadian function and light responsiveness in mice.

Tekerlek Koşu Aktivitesi kullanarak Fare Sirkadiyen ve Akut Işık Yanıtları Ölçüm

Circadian rhythms are physiological functions that cycle over a period of approximately 24 hours (circadian- circa: approximate and diem: day)1, 2.  They ...

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Test için Yöntemler Drosophila Davranış

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.
The Drosophila larva is an established model system to study thermal nociception, a sensory response to potentially harmful temperatures that is evolutionarily conserved across species1,2. The advantages of Drosophila for such studies are the relative simplicity of its nervous system and the sophistication of the genetic techniques that can be used to dissect the molecular basis of the underlying biology4-6 In Drosophila, as in all metazoans, the response to noxious thermal stimuli generally involves a "nocifensive" aversive withdrawal to the presented stimulus7. Such stimuli are detected through free nerve endings or nociceptors and the amplitude of the organismal response depends on the number of nociceptors receiving the noxious stimulus8. In Drosophila, it is the class IV dendritic arborization sensory neurons that detect noxious thermal and mechanical stimuli9 in addition to their recently discovered role as photoreceptors10. These neurons, which have been very well studied at the developmental level, arborize over the barrier epidermal sheet and make contacts with nearly all epidermal cells11,12. The single axon of each class IV neuron projects into the ventral nerve cord of the central nervous system11 where they may connect to second-order neurons that project to the brain.
Under baseline conditions, nociceptive sensory neurons will not fire until a relatively high threshold is reached. The assays described here allow the investigator to quantify baseline behavioral responses or, presumably, the sensitization that ensues following tissue damage. Each assay provokes distinct but related locomotory behavioral responses to noxious thermal stimuli and permits the researcher to visualize and quantify various aspects of thermal nociception in Drosophila larvae. The assays can be applied to larvae of desired genotypes or to larvae raised under different environmental conditions that might impact nociception. Since thermal nociception is conserved across species, the findings gleaned from genetic dissection in Drosophila will likely inform our understanding of thermal nociception in other species, including vertebrates.

Local and Global Methods of Assessing Thermal Nociception in Drosophila Larvae

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of thermal nociceptors1,2 while the second involves a wholesale (global) activation of most or all such neurons3. Together, these techniques allow visualization and quantification of the behavioral functions of Drosophila nociceptive sensory neurons.

Termal nosisepsiyon değerlendirilmesi Yerel ve Küresel Yöntemleri<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva

In this article, we demonstrate assays to study thermal nociception in Drosophila larvae. One assay involves spatially-restricted (local) stimulation of ...

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other insects proprioception is provided by specialized sensory organs termed chordotonal organs (ChOs) 2. Like many other organs in Drosophila, ChOs develop twice during the life cycle of the fly. First, the larval ChOs develop during embryogenesis. Then, the adult ChOs start to develop in the larval imaginal discs and continue to differentiate during metamorphosis.
The development of larval ChOs during embryogenesis has been studied extensively 10,11,13,15,16. The centerpiece of each ChO is a sensory unit composed of a neuron and a scolopale cell. The sensory unit is stretched between two types of accessory cells that attach to the cuticle via specialized epidermal attachment cells 1,9,14. When a fly larva moves, the relative displacement of the epidermal attachment cells leads to stretching of the sensory unit and consequent opening of specific transient receptor potential vanilloid (TRPV) channels at the outer segment of the dendrite 8,12. The elicited signal is then transferred to the locomotor central pattern generator circuit in the central nervous system.
Multiple ChOs have been described in the adult fly 7. These are located near the joints of the adult fly appendages (legs, wings and halters) and in the thorax and abdomen. In addition, several hundreds of ChOs collectively form the Johnston's organ in the adult antenna that transduce acoustic to mechanical energy 3,5,17,4.
In contrast to the extensive knowledge about the development of ChOs in embryonic stages, very little is known about the morphology of these organs during larval stages. Moreover, with the exception of femoral ChOs 18 and Johnston's organ, our knowledge about the development and structure of ChOs in the adult fly is very fragmentary.
Here we describe a method for staining and visualizing ChOs in third instar larvae and pupae. This method can be applied together with genetic tools to better characterize the morphology and understand the development of the various ChOs in the fly.

Visualization of Proprioceptors in Drosophila Larvae and Pupae

A method to immunostain and visualize chordotonal organs in larvae and pupae of Drosophila melanogaster is described.

Içinde proprioseptörlere Görselleştirmesi<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva ve Pupa

Proprioception is the ability to sense the motion, or position, of body parts by responding to stimuli arising within the body. In fruitflies and other ...

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

In iştahlı İlişkilendirilebilir Olfaktör Öğrenme<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival. The most obvious application of these chemosenses is to be able to distinguish good food sources from potentially dangerous food sources. Gustation requires physical contact with a chemical compound which is able to signal through taste receptors that are expressed on the surface of neurons. In insects, these gustatory neurons can be located across the animal's body allowing taste to play an important role in many different behaviors. Insects typically prefer compounds containing sugars, while compounds that are considered bitter tasting are avoided. Given the basic biological importance of taste, there is intense interest in understanding the molecular mechanisms underlying this sensory modality. We describe an adult Drosophila taste assay which reflects the preference of the animals for a given tastant compound. This assay may be applied to animals of any genetic background to examine the taste preference for a desired soluble compound.

Taste Preference Assay for Adult Drosophila

Taste is an important sensory process which facilitates attraction to beneficial substances and avoidance of toxic substances. This protocol describes a simple ingestion assay for determining Drosophila gustatory preference for a given chemical compound.

Yetişkin için tat Tercihi Testi<em&gt; Drosophila</em

Olfactory and gustatory perception of the environment is vital for animal survival.  The most obvious application of these chemosenses is to be able to ...

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory machinery, such as in patients experiencing peripheral neuropathy or injury-induced sensitization, are not well characterized. The genetically tractable Drosophila model has been used to study the cells and genes required for noxious heat detection, which has yielded multiple conserved genes of interest. Little is known however about the cells and receptors important for noxious cold sensing. Although, Drosophila does not survive prolonged exposure to cold temperatures (&#8804;10 &#186;C), and will avoid cool, preferring warmer temperatures in behavioral preference assays, how they sense and possibly avoid noxious cold stimuli has only recently been investigated.
Here we describe and characterize the first noxious cold (&#8804;10 &#186;C) behavioral assay in Drosophila. Using this tool and assay, we show an investigator how to qualitatively and quantitatively assess cold nociceptive behaviors. This can be done under normal/healthy culture conditions, or presumably in the context of disease, injury or sensitization. Further, this assay can be applied to larvae selected for desired genotypes, which might impact thermosensation, pain, or nociceptive sensitization. Given that pain is a highly conserved process, using this assay to further study&#160;thermal nociception will likely glean important understanding of pain processes in other species, including vertebrates.

Novel Assay for Cold Nociception in Drosophila Larvae

Here we demonstrate a novel assay to study cold nociception in Drosophila larvae. This assay utilizes a custom-built Peltier probe capable of applying a focal noxious cold stimulus and results in quantifiable cold-specific behaviors. This technique will allow further cellular and molecular dissection of cold nociception.

Soğuk nosisepsiyon için Roman Tahlili<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva

How organisms sense and respond to noxious temperatures is still poorly understood. Further, the mechanisms underlying sensitization of the sensory ...

Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture

The circadian pacemaker circuit orchestrates rhythmic behavioral and physiological outputs coordinated with environmental cues, such as day/night cycles. The molecular clock within each pacemaker neuron generates circadian rhythms in gene expression, which underlie the rhythmic neuronal functions essential to the operation of the circuit. Investigation of the properties of the individual molecular oscillators in different subclasses of pacemaker neurons and their interaction with neuronal signaling yields a better understanding of the circadian pacemaker circuit. Here, we present a time-lapse fluorescent microscopy approach developed to monitor the molecular clockwork in clock neurons of cultured Drosophila larval brain. This method allows the multi-day recording of the rhythms of genetically encoded fluorescent circadian reporters at single-cell resolution. This setup can be combined with pharmacological manipulations to closely analyze real-time response of the molecular clock to various compounds. Beyond circadian rhythms, this multipurpose method in combination with powerful Drosophila genetic techniques offers the possibility to study diverse neuronal or molecular processes in live brain tissue.

Single-cell Resolution Fluorescence Live Imaging of Drosophila Circadian Clocks in Larval Brain Culture

The goal of this protocol is to establish ex vivo Drosophila larval brain culture optimized to monitor circadian molecular rhythms with long-term fluorescence time-lapse imaging. The application of this method to pharmacological assays is also discussed.

Tek hücreli çözünürlük Floresans canlı görüntüleme Drosophila sirkadiyen saatler larva beyin kültür

The circadian pacemaker circuit orchestrates rhythmic behavioral and physiological outputs coordinated with environmental cues, such as day/night cycles. ...