Biz Dr kabul etmek istiyorum. Bu sistemi kurarken onların yararlı yardım Robert Gereau, Henry Lai, ve Lara güveç. Biz de bu iş için finansman kaynaklarını kabul etmek istiyorum (BJK - Scan tarafından Ağrı Erken Kariyer Araştırma Grant Çalışmaları Uluslararası Birliği | INGER &amp; JENS BRUUN ve Duquesne University Hunkele korkunç Hastalık Fonu Tasarım Vakfı).

Aşağıdaki protokol Duquesne Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından onaylanmış ve Sağlık Ulusal Enstitüleri kurallar ile tutarlı olmuştur. Steril Teknikleri Kullanarak Tel Elektrotlar ve Mesane Kateterinin 1. Cerrahi İmplantasyonu (toplam süresi 5-10 dk) <ol><li> Aşağıdaki öğeler öncesinde başlayan ameliyat hazırlıklı olmalıdır: <ol><li> Aktif (Malzeme Listesi) vücut ısısının ek kontrol için düşük voltajlı ısı lambası otomatik sistem bağlayın izlemek ve bir pil ile çalışan ısıtma pedi ve hayvan vücut ısı probu ile sıcaklık izleme sistemi kullanılarak 37.5 ± 0.5 ° C vücut sıcaklığını ayarlamak. </li><li> Izofluran anestezi için gerekli donatım basınçlı hava (ilk demonte için) (örneğin% 100 O 2), izofluran buharlaştırıcı, izofluran, izofluran indüksiyon odası, burun konisi, ve egzoz sistemi içerir. </li><li> Inci birleştirine uygun cerrahi aletler, IV kateter ve elektrotlar (Malzeme Listesi) </li></ol></li><li> % 2-3 izofluran da indüksiyon odasında anestezi devlet teşvik. Doğrulma refleks (0-1 dk) kaybolduğunda odasından fareyi çıkarın. </li><li> % 2-2.5 izofluran ile burun konisi fare yerleştirin. Tam anestezi kontrol etmek için ayak çimdik. Hayvandan bir tepki olmamalıdır. Sayacı başlatmak. </li><li> Farenin her gözün üzerine Oftalmik merhem 1 damla yerleştirin. </li><li> Böylece dorsal yüzü aşağı bakacak üzerinde fareyi çevirin. </li><li> Üretra yoluyla ve mesane içine kateter yerleştirin. </li><li> Kateter yağlamak için cerrahi lube olarak kateter batırın. <ol><li> Yavaşça hayvanın vücuduna dik sivri forseps ile üretral açılış tutun. Forseps 2. kateter seti ile tutarak, yavaşça hayvanın vücuduna dik bir açı ile üretra içine kateter ucunu. </li><li> Sonda üretra ~ 1-2 mm gitti zaman Hemen gövdeye paralel olacak şekilde hafifçe kateter ayarlamakkafasına doğru nişan. Bu hareket, kasık kemiği önlemek için gereklidir. </li><li> Yavaşça fare vücut doğru kateter itin. Kateter düzgün ve direnç olmadan vücut boşluğuna kaymalıdır. Kateteri zorlamayın. Kateter sorunsuz girmezse, dik kateter pozisyonuna dönün ve tekrar başlatın. </li><li> Kateter tamamen mesane takılı ile hafifçe mesane içindekileri çıkartmak için fare karın aşağı doğru itin. Kateter ağzına kağıt havlu, küçük bir parça iterek kateter tüm idrar çıkarın. Kağıt havlu idrar ile ıslatılır olduğunda, değiştirin. (Aşağıdaki Protokol 3 bakınız.) Mesane distansiyon deneyler sırasında da dahil olmak üzere geri kalan protokol boyunca sürekli idrar çıkarmak </li></ol></li><li> (Bir zemin olarak.) Sol karın kasları ve göğüs içine bir gümüş tel, iki gümüş tellerinin <ol><li> Kateter sağındaki bölge yanal dezenfekte etmek için, alkol veya iyot için (vücut hayvanın sol tarafı). </li><li> Sol abdominal kas Açığa. <ol><li> Forseps ile sol karın kaslarının yakın cilt tutun. Orta cerrahi makas ile küçük 1-2 cm kesi olun. </li><li> Kesi içine makas ucunu yerleştirin ve yavaşça 2 cm kesi genişletin. </li><li> Üstün oblik karın kas maruz örten fasya taşımak için forseps kullanın. Bu bölgede bulunan ana kan damarlarının herhangi bir rip / kesmek için dikkatli olun. </li></ol></li><li> Yarısında üç gümüş teller bükün. Kas küçük bir ısırık almak için keskin 21 G iğne kullanın. Sonra, kas yoluyla iğne itin. Kas takarken herhangi bir iç organ delinme veya kas gereksiz zarar ikna etmek için değil dikkatli olun. </li><li> 21 G iğne delikleri içine bir gümüş tel bir serbest uca sopa. Yavaşça kas ısırması yoluyla gümüş tel çekmek için kas yoluyla geri iğneyi çekin. Iğne kas serbest olduğunda tel döngü ile aynı hizaya gelene kadar yavaşça kas yoluyla gümüş tel çekmekas ısırık. </li><li> Adımları tekrarlayın 1.7.3-1.7.4 ikinci kas tel için. Bu tel ilk kas telden ~ 0.5 cm yerleştirilmelidir. Bu iki tel yerleştirildikten sonra dokunmayın önemlidir. </li><li> Kalp aşağı göğüs üçüncü gümüş tel (toprak) takın. <ol><li> Cildin küçük bir ısırık almak (bir kesi yapmak veya cildi tıraş için gerekli değildir) ve deri yoluyla iğne itmek için keskin 21 G iğne kullanın. </li><li> Yukarıda açıklandığı gibi gümüş teli yerleştirin ve deri yoluyla çekin. </li></ol></li></ol></li><li> Nemli tutmak ve mümkün olduğunca maruz kası üzerinde deri çekmeye maruz kalan kaslar üzerinde 37.5 ° C steril mineral yağ küçük bir miktar koyun. </li><li> Sonraki adımları sırasında sıvı seviyelerini korumaya yardımcı olmak için tuzlu su deri altına 0.5 ml enjekte edilir. </li><li> Vücut sıcaklığı kolayca korunabilir, böylece hafifçe tarafına hayvan rulo. </li></ol> 2.. Kısmi Anestezi Step-down Prosedürü (Total zaman ~ 75 dk) Aşağıdaki anestezi protokol Duquesne Üniversitesi Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından onaylanmış ve Sağlık Ulusal Enstitüleri kurallar ile tutarlı olmuştur. <ol><li> Bölüm hemen sonra (yukarıda),% 1.5 daha düşük izofluran tamamlanır. 15 dakika boyunca bu seviyede tutun. </li><li> Alt izofluran anestezi hayvan kısmen şekildedir. <ol><li> % 0.125 ile alt izofluran her 15 dk hayvan sergileyen bir esneme ayak tutam yanıt ancak seslendirmek ya da başka türlü hareket etmiyor kadar. </li><li> Bu, anestezi maddelerinin seviyeleri kurulumları farklılıklara değişebilir ancak tipik olarak,% 0.8-1.0 izofluran seviyesi, en uygunudur. Anestezi uygun düzeyde olduğu zaman Seslendirme ve / veya ambulasyon oldukça nadirdir. </li></ol></li></ol> . 3. Elektromiyogram (EMG) Dereceli Basınçlar (15-75 mmHg) ile mesane distansiyonu (toplam süresi - değişken deney bağlı) sırasında kayıt <ol&gt; <li> Kurulum EMG kayıt ve mesane şişkinliği için aşağıdaki öğeleri: <ol><li> Kur, bir amplifikatör, bir sayisallastirici ve kayıt yazılımı. Bu kurulumda, sayısallaştırıcı (Bölüm 3.1.2 aşağıda basınç ve uyarıcı işaret girişler) amplifikatör için bir giriş ve basınç regülatörü için iki girişi vardır. Tam donanım ve yazılım kurulumu (özel talimatlar için malzemeler listesi) özelleştirilebilir. </li><li> Kur hayvana hava basıncı belirli patlamaları sunmak için bir sistem. Bu sistem, aşağıdaki protokolde &quot;zamana basınç regülatörü&quot; olarak adlandırılır. Bu hava basıncı sayısallaştırma, deneme uzunluğunun kontrolü, inter-deneme aralığı otomasyon, deneme sayısının kontrol dahil olmak üzere otomatik bir basınç sağlamaya imkan verir, ve başlangıç ​​dijital sinyal (zamana bağlı bir basınç regülatörü şematik için Anderson ve ark. 14) uyarıcı. </li></ol></li><li> Amplifikatör fare (2 karın tel + 1 zemin tel) tüm kurşun teller bağlayın vesayısallaştırıcı ve dijitalleştirici yazılım kayıt EMG sinyali başlar. Dijitalleştirici yazılımı seçilen ne zaman &quot;Yazma&quot; Not. </li><li> Mesane kateteri kağıt havlu çıkarın. (Zamanlanmış basınç regülatörü.) Hava borusu sonda bağlayın </li><li> 60 mmHg distansiyon basınçta tek bir 20 saniye deneme sunun. <ol><li> 60 mmHg akış regülatörü ayarlayın (analog sfigmomanometrenin kullanarak kontrol basıncı.) </li><li> 20 saniye basınç şişkinliği darbesi ardından 20 saniye prepressure aralığını (bu dijitalleştirici yazılım kaydedilen 2V uyarıcı sinyal olacaktır) teslim Zamanlı basınç regülatörü ayarlayın. </li><li> Deneme (prepressure aralık + basınç şişkinliği deneme) başlatın. Gerçek basınç deneme başladığında, sisteme bağlı 3 Sphygmomanometers kullanarak basıncını kontrol çift. </li><li> Basınç şişkinlik Duruşma sırasında, güçlü bir EMG sinyali (&gt; 0.5 V) 20 saniye şişliği sırasında ve muhtemelen sonrasında dikkat edilmelidir. Hayvan abdominal sergileyebilirnal hareket ama hayvansal seslendirmek ya da hareket edilmemelidir. Nadiren de olsa, anormal hareketler veya sesler görülür ise, izofluran düzeyini artırmak. </li></ol></li><li> 1 st 60 mmHg şişliği 1-2 dakika bir intertrial aralıklarla uygun bir EMG sinyali, tekrar adımı 3.4 iki kez daha çikarsa. </li><li> Üç 60 mmHg çalışmalarda güçlü sinyaller aldıktan sonra, deneysel distentions gerçekleştirin. <ol><li> Birçok çalışma, düşük basınçta (10-15 mmHg) başlayan ve 10-15 mmHg artışlarla zararlı basınçları (75-80 mmHg) kadar çalışma kademeli distensions kullanın. Farklı basınçlarda örnek izleri için aşağıdaki temsilcisi sonuçlara bakın. </li><li> Tipik çalışmalarda 20 saniye prepressure aralığını, bir 20 saniye basınç şişkinlik deneme ve 1-2 dk intertrial aralığını kapsamalıdır. </li><li> Her basınçta üç distentions yapın ve daha sonra (her bir basınç için tek visceromotor tepki elde etmek için) üç deneme karşısında ortalama. Alternatif bir yöntem, p, her bir basınçta, beş distensions erform, yüksek ve düşük denemeler atmak ve daha sonra geri kalan üç yanıtları ortalama. </li></ol></li><li> Bir kez deneysel distensions Kaydı durdurmak deney dosyayı kaydedin ve onaylanmış yöntemler kullanarak hayvan kurban, tamamlandı. </li></ol> Ham EMG İzler 4. Analizi <ol><li> Visceromotor tepkiler (yani EMG kayıtları) analizi kolayca on-board tablası yazılımını kullanarak veya bir üçüncü taraf program (Malzeme Listesi) aracılığıyla yapılır Aşağıdaki talimatlar birden çok program kullanarak veya manuel analizini kullanarak bu verileri analiz etmek için kullanılabilecek genel talimatlar vardır . </li><li> EMG, basınç ihracat, ve dijitalleştirici yazılım uyarıcı sinyal veri aşağıdakileri yapın: <ol><li> Deneysel dosyasını açın. </li><li> &quot;Dosya&quot; &quot;İhracat olarak tıklatın.&quot; </li><li> Dosyayı adlandırın ve tıkırtı &quot;, elektronik tablo metin (. Txt)&quot; dosya türünü değiştirin &quot;Kaydet.&quot; </li><li> Pop-up penceresi, çıktı örnek hızını değiştirmek &quot;1000,&quot; başladığı an veri toplama için başlangıç ​​saatini değiştirmek ve bitiş saatini değiştirmek &quot;MAXTIME&#39;ı ().&quot; &quot;zaman kaydırma çıktı işaretleme kutusunu seçin ilk satır olan 0.0 sn, OK &quot;ve&quot;. &quot; </li><li> Veriler artık çeşitli programlar açılabilir bir metin dosyası olarak ihraç edilecektir. Dosya dört sütun (Zamanlayıcı, VMR (EMG), Basınç, Uyaran) içermelidir. </li></ol></li><li> Test edilen her bir deneysel hayvan için, aşağıdaki matematiksel işlemler. <ol><li> Her zaman noktasında mutlak değeri hesaplanarak tüm veri EMG sinyali giderin. </li><li> Deneyin arka bölümü boyunca ortalama EMG yanıtı belirler. </li><li> Arka plan düzeltilmiş veri seti elde etmek için her bir deneyde doğrultulmuş bir veri noktasından bu ortalama arka EMG yanıtı çıkarın. </li><li> Her biri 20 saniye için ön, eğri (AUC) altındaki alanı belirlemekArka plan düzeltilmiş veri setinde basınç aralığı. </li><li> Plan düzeltilmiş veri setinde her 20 sn basınç distansiyonu deneme için AUC belirleyin. </li><li> Bütün deneyde düşük prepressure aralığı AUC tarafından (adım 4.3.5 &#39;te elde edilen) her bir basınç distansiyonu deneme AUC bölün (adım 4.3.4 elde.). Bu, her tam basınç şişliği deneme için normalize ve arka plan düzeltilmiş AUC olduğunu. </li></ol></li><li> Her bir deneysel hayvan için tek bir basınç ortalama birden fazla normalleştirilmiş denemeler Volt normalleştirilen VMR * sn (Vsec) elde edilmiştir. </li><li> Deneysel tasarım bağlı verilere uygun istatistik gerçekleştirin. </li></ol>

<ol>
	<li>Merskey, H., Bogduk, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Classification of Chronic Pain. , (1994).</li><li>Gureje, O., Korff, M. V., Simon, G. E., Gater, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Peristent+pain+and+well-being.+A+World+Health+Organization+study+in+primary+care.">Peristent pain and well-being. A World Health Organization study in primary care.</a> J. Am. Med. Assoc. 280, 147-151 (1998).</li><li>Gaskin, D. J., Richard, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+economic+costs+of+pain+in+the+United+States.">The economic costs of pain in the United States.</a> J. Pain. 13, 715-754 (2012).</li><li>Berry, S. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+Symptoms+of+Bladder+Pain+Syndrome/Interstitial+Cystitis+Among+Adult+Females+in+the+United+States.">Prevalence of Symptoms of Bladder Pain Syndrome/Interstitial Cystitis Among Adult Females in the United States.</a> J. Urol. 186, 540-544 (2011).</li><li>Tunitsky, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bladder+Pain+Syndrome/Interstitial+Cystitis+in+twin+sisters.">Bladder Pain Syndrome/Interstitial Cystitis in twin sisters.</a> J. Urol. 187, 148-152 (2012).</li><li>Tettamanti, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+smoking,+coffee,+and+tea+consumption+on+Bladder+Pain+Syndrome+in+female+twins.">Influence of smoking, coffee, and tea consumption on Bladder Pain Syndrome in female twins.</a> Urology. 77, 1313-1317 (2011).</li><li>Warren, J. W., et al., Longo, D. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Harrison's Principles of Internal Medicine. , (2012).</li><li>Baldoni, F., Ercolani, M., Baldaro, B., Trombini, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stressful+events+and+psychological+symptoms+in+patients+with+functional+urinary+disorders.">Stressful events and psychological symptoms in patients with functional urinary disorders.</a> Perceptual Motor Skills. 80, 605-606 (1995).</li><li>Tannenbaum, C., Gray, M., Hoffstetter, S., Cardozo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comorbidities+associated+with+bladder+dysfunction.">Comorbidities associated with bladder dysfunction.</a> Int. J. Clin. Practice. 67, 105-113 (2013).</li><li>Ness, T. J., Elhefni, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliable+visceromotor+responses+are+evoked+by+noxious+bladder+distention+in+mice.">Reliable visceromotor responses are evoked by noxious bladder distention in mice.</a> J. Urol. 171, 1704-1708 (2004).</li><li>Ness, T. J., Richter, H. E., Varner, R. E., Fillingim, R. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+psychophysical+study+of+discomfort+produced+by+repeated+filling+of+the+urinary+bladder.">A psychophysical study of discomfort produced by repeated filling of the urinary bladder.</a> Pain. 76, 61-69 (1998).</li><li>Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visceral+pain:+a+review+of+experimental+studies.">Visceral pain: a review of experimental studies.</a> Pain. 41, 167-234 (1990).</li><li>Crock, L. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Central+amygdala+metabotropic+glutamate+receptor+5+in+the+modulation+of+visceral+pain.">Central amygdala metabotropic glutamate receptor 5 in the modulation of visceral pain.</a> J. Neurosci. 32, 14217-14226 (2012).</li><li>Anderson, R. H., Ness, T. J., Gebhart, G. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation.">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li><li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome/Interstitial+Cystitis:+A+Systematic+Review.">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li><li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. r. e. e. n. w. o. o. d. -., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala.">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li><li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats.">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Hastalar genellikle düzenli ağrı tedavisi 15 yanıt vermeyen ağrı zayıflatıcı çünkü insanlarda, interstisyel sistit / ağrılı mesane sendromu (IC / BPS) önemli bir klinik problem teşkil etmektedir. Anlayış ve sonuçta kronik mesane ağrısı tedavisinde önemli sorunlardan biri, zararlı mesane şişliği yanıt katılan normal nöral süreçleri anlamak için. Bu sorunun üstesinden gelebilmek için ise, mesane ağrının bir hayvan modeli gereklidir. Bu model, yeniden üretilebilir, stabil ...

Kronik ağrı resmi olarak yaklaşık üç ay boyunca ya da normal doku iyileşme süresi 1 dakikadan daha uzun süre devam ağrı olarak tanımlanır. Ağrısı Bu tür insanların tıbbi yardım aramak için 2 sürülür ana nedenlerinden biri olan ve yılda 3 635.000.000.000 $ dolara kadar mal olabilir. Mevcut kronik ağrı başa çıkma stratejileri arkaik olarak kabul edilir; tıbbi gelişmeler, NSAID (steroid olmayan anti-enflamatuar ilaçlar) ve opioid yıl sonra doktorlar tarafından reçete birincil tedaviler hala. Ancak bu tedaviler tüm özellikle tam o acı olayın nedenine odaklanan karşı vücut üzerinde analjezik etkileri sağlayan, aynı şekilde ağrı tüm farklı hedef. Daha kronik ağrı muzdarip olanlara yardım etmek için, araştırma dikkat kronik ağrı en sık görülen nedenleri ile ilişkili etiyolojisinde ve olası ağrı spesifik tedaviler doğru kaymıştır edilmelidir. Bu manuscri hedefipt iyi İnterstisyel Sistit / ağrılı mesane sendromu (IC / BPS) olarak bilinen bir durumu anlamak için kullanılan bir model tanımlamaktır. IC / BPS insanlar, 40 4 yaşın üzerinde öncelikle kadınlar milyonlarca etkileyen bir zayıflatıcı bir durumdur. IC / BPS kesin nedenleri ancak yaygınlık genetik 5, özel diyetler ve yüksek stres seviyesi 6 ile bağlantılı olmuştur, bilinmemektedir . IC / BPS belirtileri bunlarla sınırlı değildir: idrara Artan aciliyet, idrar sıklığında artış, ağrıyan, delici veya mesane dolumu ve işeme sırasında ağrı yanma ve noktüri 7. Bu koşulları yaşayan hastalar, yüksek stres düzeyine sahip ve 8 daha endişeli. Bu özgün stres seviyelerini artırmaktadır artan ağrı, stres sonuçlarını artırmıştır. Araştırmalar, depresyon ve anksiyete düzeyleri idrar ağrıyı aşağıdaki tedaviler, böylece etkili bu pozitif-geri döngüsünü kıran azalttığını göstermiştir <sup&gt; 9. IC / BPS için yeni tedaviler keşfetmek zorluklardan biri mesane ağrı temel bir bilim anlayış azlığı olmuştur. Duruma sinir sistemi katkılarını araştırmak amacıyla, bir çok hayvan model IC / BPS ile ilişkili ağrı ve diğer belirtileri taklit etmek için geliştirilmiştir. Geleneksel olarak, sistit gibi hardal yağı, aseton, lipopolisakarit, hidroklorik asit ve mesane içine siklofosfamid gibi çeşitli kimyasal maddelerin tanıtımı ile hayvanlarda yeniden olmuştur. Ancak hiçbir yabancı maddeler bu nedenle bu modellerin geçerliliğini sorgulayan, IC / BPS hasta steril idrarda bulunur. Ürolojik ağrısı başka bir murin modeli mesane gerilme (UBD) 10. Bu modelde, belirli bir basınç sıkıştırılmış hava zaman bir süre boyunca uyanık veya hafifçe anestezi hayvanın mesane teslim edilir. Prosedür boyunca, üstün oblik karın kasları rekor elektrik activ teller(Bir elektromiyogramın (EMG) ile) kas Sığ. Bu aktivite visceromotor yanıt (VMR) olarak bilinen ve nosisepsiyon 10 arasında, güvenilir ve tekrarlanabilir bir ölçüsüdür. Sağlıklı gönüllülerde benzer içi boş organ şişme (örneğin mesane, rektum) rahatsızlık hissi ve ağrı rapor 11,12 önemli artışlar, genellikle IC / BPS teşhis etmek için kullanılır özellikleri üretir. Bu durumda, uyarılması ya da engellenmesi, elektrik farmakolojik ve optogenetic yöntemleri ile bağlantılı olarak, UBD mesane nosisepsiyon ve ağrı hem çevresel hem de merkezi sinir sistemi bileşenlerinin anlaşılması için kullanışlı ve geçerli bir modeldir. Şu anda ortak fare suşu, C57Bl/6J kadın üyeleri içinde bizim laboratuvarda kullanıldığı gibi burada, biz UBD için prosedürü açıklar. Nedeniyle erkeklerin kateterizasyon sürecinde zorluklara, bu işlem esas olarak dişi farelerde gerçekleştirilir. Bu protokol Ness &lt;tarafından geliştirilen adapte edilmiştirem&gt; vd. 10. ve önceden laboratuarımızda 13 yayınladı. (1) mesane kateteri ve kayıt elektrot cerrahi (2) kısmi anestezi indüksiyon (3) mesane distansiyon ve VMR kayıt ve ham VMR / EMG izleri (4) Veri analizi: Aşağıdaki protokol anestezi altındaki hayvanlarda bu modelin dört temel bileşenlerini açıklar . Nedeniyle organizmanın seçimi, anestezi derinliği ve indüksiyon ve vücut sıcaklığına UBD-VMR prosedürde ince farkları aşağıda açıklanmıştır.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Infrared heating blanket and monitoring system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>Right-Temp System&#160;</td>
			<td>This system is setup to monitor two separate temperatures.&#160; This should include the animal and the heating blanket.&#160; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&#160; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&#160; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Draeger</td>
			<td>Vapor 19.1</td>
			<td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has mutliple notches between 0 and 2% isoflurane.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% Oxygen air tank</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For ventilation of animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air breathing grade</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For bladder distention</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24GA 0.56inch IV catheter</td>
			<td>BD biosciences&#160;</td>
			<td>381411</td>
			<td>For bladder catheterization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgilube (sterile)</td>
			<td>Savage Laboratories</td>
			<td>0281-0205-02</td>
			<td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008&#34;) D, L, No Insulation&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>W4 64-1318&#160;</td>
			<td>Any silver wire with these specifications will work.&#160; Wire does not need to be &#34;chlorinated.&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>opthalamic ointment</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp forceps</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>21 Ga needle</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td>
			<td>This is the &#34;amplifier&#34; used in the protocol.&#160; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>1401 Plus</td>
			<td>This is the &#34;digitizer&#34; used in the protocol.&#160; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED Spike2 software</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>Spike 2</td>
			<td>This is the the &#34;digitizer software&#34; used in the protocol.&#160; Should be from same manufacturer as digitizer.&#160; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&#160; Air tank to 1/4 inch tubing to Gilmont flowmeter to Y connector.&#160; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&#160; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd Y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&#160; to a 3rd Y connector.&#160; Branch 1 of Y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilmont Flowmeter&#160;</td>
			<td>Gilmont</td>
			<td>GF8321-1401</td>
			<td>Multiple brands of flowmeters will work.&#160; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&#160; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 cc/min (typical mouse rate is 500-1000 cc/min).&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-way gang valve</td>
			<td>Elite</td>
			<td></td>
			<td>This is a specific piece of equipment.&#160; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&#160; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&#160; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/32 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#34;Y&#34; connectors (1/4 and 3/32 inch)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sphygmomanometer</td>
			<td>CVS</td>
			<td></td>
			<td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timed Pressure Regulator</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&#160; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&#160;&#160; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see below section 4).&#160; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGOR Pro</td>
			<td>Wavemetrics</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

Amerika Birleşik Devletleri&#39;nde yaklaşık 3-8000000 kişi interstisyel sistit / ağrılı mesane sendromu muzdarip (IC / BPS), özellikle mesane dolumu ya da üzerine artan aciliyet ve frekans idrar yanı sıra, noktüri ve genel pelvik ağrı ile karakterize bir zayıflatıcı bir durumdur işeme. Yıllardır yapılan araştırmalara rağmen, IC / BPS nedeni belirsiz kalır ve tedavi stratejileri hastalara tam bir rahatlama sağlamak mümkün değildir. Duruma sinir sistemi katkılarını araştırmak amacıyla, bir çok hayvan model IC / BPS ile ilişkili ağrı ve diğer belirtileri taklit etmek için geliştirilmiştir. Böyle bir fare modeli mesane gerilme (UBD) &#39;dir. Bu modelde, belirli bir basınç sıkıştırılmış hava zaman bir süre boyunca hafifçe anestezi hayvanın mesane teslim edilir. Prosedür boyunca, üstün oblik karın kaslarında teller kas elektriksel aktiviteyi kaydetmek. Bu aktivite visceromotor yanıt (VMR) olarak ve i bilinirnosisepsiyon sa, güvenilir ve tekrarlanabilir bir ölçüsüdür. Burada, cerrahi müdahaleler, fizyolojik kayıt ve veri analizi gibi farelerde bu tekniği gerçekleştirmek için gerekli adımları açıklar. Bu modelin kullanımı ile, birincil duyu nöronları, omurilik ikinci afferent ve mesane ağrı dahil merkezi sinir sisteminin daha yüksek alanlar arasındaki koordinasyon sökülmüş edilebilir. Bu temel fen bilgisi sonra klinik IC / BPS muzdarip hastaları tedavi etmek için tercüme edilebilir.

Genel UBD-VMR kurulumunun bir örnek, Şekil 1A &#39;da görülebilir. Artan basınç adım ham VMR (yani EMG) (Şekil 1B). Sayısallaştırıcı yazılımı kullanılarak kayıt esnasında dikkat edilmesi gereken, ham VMR, basınç ve uyarıcı işaret sinyali Şekil 2&#39;de görülebilir bir artışa neden olur. Görülen en büyük kanal Şekil 2, (V olarak) EMG izidir. EMG iz arka sinyal istikrarlı ve düşük genlikli (&lt;0.2 V) olmalı...

Watch this Scientific Journal Video about Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice at JoVE.com

Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Amerika Birleşik Devletleri&#39;nde yaklaşık 3-8000000 insan interstisyel sistit / mesane ağrı sendromu (IC / BPS), pelvik ağrı ile kısmen özelliği, bir zayıflatıcı durum muzdarip. Duruma sinir sistemi katkılarını araştırmak amacıyla, idrar kesesi ağrı fizyolojik modeli fareler ve sıçanlar kullanılır.

Farelerde Mesane Ağrı için bir model olarak Mesane Distansiyonunun Uyarılmış Visceromotor Cevapları

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

urinary-bladder-distention-evoked-visceromotor-responses-as-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

17.6K Görüntüleme.  Duquesne University.  Amerika Birleşik Devletleri'nde yaklaşık 3-8000000 insan interstisyel sistit / mesane ağrı sendromu (IC / BPS), pelvik ağrı ile kısmen özelliği, bir zayıflatıcı durum muzdarip. Duruma sinir sistemi katkılarını araştırmak amacıyla, idrar kesesi ağrı fizyolojik modeli fareler ve sıçanlar kullanılır. 

Video: Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Mouse Bladder Wall Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. Before starting injections, the surgical area must be cleaned with soap and water and antiseptic solution. Surgical equipment must be sterilized before use and between each animal. Each mouse is placed under inhaled isoflurane anesthesia (2-5% for induction, 1-3% for maintenance) and its bladder exposed by making a midline abdominal incision with scissors. If the bladder is full, it is partially decompressed by gentle squeezing between two fingers. The cell suspension of interest is intramurally injected into the wall of the bladder dome using a 29 or 30 gauge needle and 1 cc or smaller syringe. The wound is then closed using wound clips and the mouse allowed to recover on a warming pad. Bladder wall injection is a delicate microsurgical technique that can be mastered with practice.

Mouse bladder wall injection is a useful approach to orthotopically study bladder stem cell and cancer biology. This delicate microsurgical method can be mastered with careful technique and practice.

Fare mesane Duvar Enjeksiyon

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. ...

Tıp

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Murin Mesane Kanseri bir Ortotopik Model

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

Küçük Kemirgenler sistometri ve Kullanımı: Mesane Chemosensation Çalışması

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

Bir Ortotopik Mesane Tümörü Model ve intravezikal Sarna Tedavisinin Değerlendirilmesi

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

Gene Teslim Çalışmaları Ortotopik Mesane Kanseri Modeli

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Induction of Invasive Transitional Cell Bladder Carcinoma in Immune Intact Human MUC1 Transgenic Mice:  A Model for Immunotherapy Development

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy and/or cytotoxic chemotherapy. To induce bladder cancer, C57BL/6 mice (MUC1.Tg and wild type) were treated orally with the carcinogen N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine (OH-BBN) at 3.0 mg/day, 5 days/week for 12 weeks. To assess the effects of OH-BBN on serum cytokine profile during tumor development, whole blood was collected via submandibular bleeds prior to treatment and every four weeks. In addition, a MUC1-targeted peptide vaccine and placebo were administered to groups of mice weekly for eight weeks. Multiplex fluorometric microbead immunoanalyses of serum cytokines during tumor development and following vaccination were performed. At termination, interferon gamma (IFN-&#947;)/interleukin-4 (IL-4) ELISpot analysis for MUC1 specific T-cell immune response and histopathological evaluations of tumor type and grade were performed. The results showed that: (1) the incidence of bladder cancer in both MUC1.Tg and wild type mice was 67%; (2) transitional cell carcinomas (TCC) developed at a 2:1 ratio compared to squamous cell carcinomas (SCC); (3) inflammatory cytokines increased with time during tumor development; and (4) administration of the peptide vaccine induces a Th1-polarized serum cytokine profile and a MUC1 specific T-cell response. All tumors in MUC1.Tg mice were positive for MUC1 expression, and half of all tumors in MUC1.Tg and wild type mice were invasive. In conclusion, using a team approach through the coordination of the efforts of pharmacologists, immunologists, pathologists and molecular biologists, we have developed an immune intact transgenic mouse model of bladder cancer that expresses hMUC1.

An N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine-induced bladder cancer model was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic mice for the purpose of testing MUC1-directed immunotherapy. After administering a MUC1-targeted peptide vaccine, a cytotoxic T lymphocyte response to MUC1 was confirmed by measuring serum cytokine levels and T-cell specific activity.

Bağışıklık Sağlam İnsan MUC1 Transgenik Farelerde İnvaziv Geçici Hücre Mesane Karsinomu indüksiyon: immünoterapi Kalkınma İçin Bir Model

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

Kemirgen Ortotopik Mesane ksenogratflarının Minimal İnvaziv kurulması

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

Farelerde Nöropatik Ağrı Siyatik Sinir cuffing Modeli

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Bladder Smooth Muscle Strip Contractility as a Method to Evaluate Lower Urinary Tract Pharmacology

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties of the smooth muscle as well as changes induced by pathology. This method provides critical information for understanding bladder function while overcoming major methodological difficulties encountered in in vivo experiments, such as surgical and pharmacological manipulations that affect stability and survival of the preparations, the use of human tissue, and/or the use of expensive chemicals. It also provides a way to investigate the properties of each bladder component (i.e. smooth muscle, mucosa, nerves) in healthy and pathological conditions.
The urinary bladder is removed from an anesthetized animal, placed in Krebs solution and cut into strips. Strips are placed into a chamber filled with warm Krebs solution. One end is attached to an isometric tension transducer to measure contraction force, the other end is attached to a fixed rod. Tissue is stimulated by directly adding compounds to the bath or by electric field stimulation electrodes that activate nerves, similar to triggering bladder contractions in vivo. We demonstrate the use of this method to evaluate spontaneous smooth muscle contractility during development and after an experimental spinal cord injury, the nature of neurotransmission (transmitters and receptors involved), factors involved in modulation of smooth muscle activity, the role of individual bladder components, and species and organ differences in response to pharmacological agents. Additionally, it could be used for investigating intracellular pathways involved in contraction and/or relaxation of the smooth muscle, drug structure-activity relationships and evaluation of transmitter release.
The in vitro smooth muscle contractility method has been used extensively for over 50 years, and has provided data that significantly contributed to our understanding of bladder function as well as to pharmaceutical development of compounds currently used clinically for bladder management.

This manuscript presents a simple, yet powerful, in vitro method for evaluating smooth muscle contractility in response to pharmacological agents or nerve stimulation. Main applications are drug screening and understanding tissue physiology, pharmacology,&#160;and pathology.

Alt Üriner Sistem Farmakoloji değerlendirin bir Yöntem olarak mesane düz kas Şerit Kasılabilme

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties ...

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold standard treatment for the high-grade non-muscle invasive bladder cancer (NMIBC). However, since the treatment-related side effects are relevant, newer biological response modifiers with a better benefit/side effects ratio are needed.
The tumour microenvironment can influence both tumour development and therapy efficacy. In order to obtain a good model, it is desirable to implant tumour cells in the organ from which the cancer originates.
In this protocol, we describe a method for establishing a tumour in the bladder cavity of female mice and subsequent delivery of therapeutic agents; the latter are exemplified by our use of Helicobacter pylori neutrophil activating protein (HP-NAP). A preliminary chemical burn of the mucosa, followed by the injection of mouse urothelial carcinoma cell line MB49 via urethral catheterization, enables the cells to attach to the bladder mucosa. After a period, required to allow an initial proliferation of the cells, mice are treated with HP-NAP, administrated again via catheterization. The anti-tumour activity of HP-NAP is evaluated comparing the tumour volume, the extent of necrosis and the degree of vascularization between vehicle- and HP-NAP-treated animals.

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Here the method to establish a syngeneic mouse model of orthotopic bladder tumour to evaluate the anti-tumour efficacy of the bacterial protein HP-NAP is described.

Etkinliğinin Değerlendirilmesi<em&gt; H. pylori</emOrtotopik Fare Modelinde Mesane Kanseri Tedavisinde Terapötik Aracı Olarak&gt; Protein HP-NAP

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold ...