Bu çalışma Ulusal Sağlık Enstitüleri (BR AG023088) bir hibe ile desteklenmiştir.

Not: Canton-S suşu Bloomington Stok Merkezinden elde standart vahşi-tip arka hattıdır. 1.. Yiyecek Hazırlama ve Gıda 1.000 ml tarifi Not: Bu bölüm, gıda hazırlanması için bir protokol açıklamaktadır. Büyük metal kaplar aynı anda gıda yaklaşık 18 L hazırlamak için kullanılır. Burada açıklanan protokol küçültüldü ve 1,000 ml H 2 O. kullanır Gıda iki kez otoklav edildi. <ol><li> 643 ml su içinde 113 g sükroz ve 28 g bira mayası karıştırın. 15 dakika boyunca karıştırmak için bir karıştırma çubuğuna sahip olan 25 ° C&#39;de bir sıcak plaka dizi maddeler bırakın. </li><li> 20 dakika için otoklav gıda çözüm. </li><li> 268 ml su içinde 49 g mısır unu ve 8.1 g agar karıştırılır ve aşama 1.2 &#39;de tarif edilen otoklava gıda karışıma ekleyin. Büyük bir kaşıkla veya bir çırpma teli ile iyice karıştırın. </li><li> 20 dakika için otoklav gıda karışımı ile gerçekleştirilmektedir. </li><li> Bir tabakta yiyecek koyun ve bir karıştırma çubuğu ile sabit karıştırma ile soğumaya bırakın. Benf ilave çözümleri 60 ° C&#39;de kurmak sıcak bir plaka üzerinde gıda tutmak ve gıda gerekli sıcaklığa ulaştığında çözümü eklemek, böyle mifepristonu (RU486) olarak, gıda ilave edilmelidir. </li><li> 10.7 ml% 100 EtOH içerisinde 2.4 g tegosept çözülür ve tamamen çözülür ve yaklaşık 15 dakika boyunca karıştırmak için bir karıştırıcı ile soğuk plaka üzerinde tutun. </li><li> Gıda sıcaklığı 60 ° C olduğunda, gıda tegosept solüsyonu ekleyin ve iyice karıştırın. </li><li> Geniş bir şişe içine gıda yaklaşık 10 ml dökmek için bir pompa ya da bir gıda maddesi dağıtıcısında kullanın. Bir seferde 100 geniş, plastik şişeler (1 tepsi) içine aynı anda yemek dökmek bir yiyecek otomatı kullanarak. </li><li> Kimwipes ve peynir bezle şişeleri örtün ve soğumasını 12-24 saat oda sıcaklığında yiyecek bırakın. 4 ° C&#39;de tutun gıda ve 3-4 hafta içinde kullanın. Sinek iş için kullanımdan önce oda sıcaklığına kadar yiyecek kadar ısıtın. </li></ol> Cam Şişeler 2. Hazırlanması <ol><li> Adım 1 &#39;de belirtilen protokole göre yemek hazırlama. </li&gt; <li> Nüfus monitörler için doğru boyutu her bir dar, cam şişenin içine gıda kısım 5 ml. Gıda Bu miktar nüfus monitörün en halka altında olduğu kadar düşük olmalıdır. </li><li> Gıda, oda sıcaklığına kadar soğuduktan sonra sünger fişleri ile şişeleri kapak ve 2 haftaya kadar 4 ° C&#39;de saklayın. Bir şişede gıda miktarı oldukça düşük olduğu için, herhangi bir kurumasını önlemek için bir ya da iki hafta içinde gıda kullanmak en iyisidir. </li><li> Kullanmadan önce oda sıcaklığına şişeleri ısıtın. </li></ol> Ebeveyn Sineklerin 3. Bakım <ol><li> Standart laboratuvar gıda ile geniş plastik şişelere sinekler büyümek ve 12 saat ışık / karanlık döngüsünde 25 ° C&#39;de, nemlendirilmiş, sıcaklık kontrollü bir çevre odasında şişeleri tutun. Gündüz süresi bu laboratuvarda 06:00 başlar. </li><li> Sabah açık yetişkin ebeveyn sinekler tahsil edilecektir hangi flakon uçar. </li><li> Yeni eclosed Flie toplayıns ve eclosion dişi sinekler bakireler olduğundan emin olmak için sonra 8 saat içinde bir CO 2 pad üzerinde cinsiyete göre ayırın. Sinekler eclosion sonra 8 saat çiftleşmeye başlar. </li><li> Bakire erkek ve dişi sinekler yaş 5 ile 10 gün arasında olduğu zaman, standart gıda ve üstte aktif maya taneler ile bir şişe içinde 10 erkek ve 10 dişi sinekler koydu. Not: sinekler aynı sayıda kullanan ve iki gün boyunca bir şişe içerisinde tutarak larvaların yoğunluğunu kontrol edin. Aktif maya ilavesi yumurta üretimini teşvik. </li><li> Eş ve 2 gün boyunca, 12 saat aydınlık / karanlık döngüsü ile 25 ° C&#39;de sıcaklık kontrollü bir çevre odasında yumurta bırakmaya sinekler tutun. Ebeveyn sinekler 5-10 şişeleri kurmak. </li><li> Her gün yeni bir plastik şişeye sinekler geçmek ve 25 ° C&#39;de bir inkübatör içinde yumurta şişeler tutmak </li></ol> Deneysel Sineklerin 4. Koleksiyonu <ol><li> 9 gün sonra sinekler flakonlarından eclose başlayacak nerede Ebeveyl sinekler (adım 3.6 açıklanmıştır.) yumurta koydu. Açık ve ilk gün boyunca eclosed sinekler atmak ve inkübatör şişeleri dönün. 1. günde eclosed sinekler çoğu kadın vardır. Sinekler bir daha senkronize nüfus günde 2 eclose olacaktır. </li><li> CO 2 balataları 24 saat yerde yeni eclosed sinekler içinde ve bir fırça veya metal kaşık ile 25 erkek ve flakon başına 25 dişi sinekler toplamak. CO 2 herhangi bir etkisini en aza indirmek için kısa bir süre için CO 2 yastıkları üzerinde sinekler tutun. Şişenin üzerine eclosion gününü yazın. Deney ve kontrol grupları için en az 5 suret şişeleri birleştirin. </li><li> , 12 saat aydınlık / karanlık döngüsü ile 25 ° C&#39;de sıcaklığı kontrol edilen çevre odalarına şişeleri tutun. </li><li> Bir huni kullanarak her gün yeni bir plastik şişeye sinekler geçmek. </li><li> Deney için istenen yaşına kadar sinekler yaş. </li></ol> 5.. Hareketlilik Monitörler Kurma <ol><li> Yerleştirinnüfus sıcaklık kontrollü bir inkübatör izler. </li><li> PSIU bir açılış için 5 ayrı monitöre bağlayabilirsiniz 5-yönlü bölücülerin (multi-line) aracılığıyla Güç Kaynağı Interface Birimi (PSIU) için 4-telli telefon kablosu ile her monitör bağlayın. Şekiller 1A ve 2B bakınız. </li><li> Bir hat elektrik prizine (100-240 V) PSIU bağlayın. 2 çiftleşme PSIU krikolar birine güç kaynağı çıkış konektörü takın. Düzgün bir şekilde bağlı olduğunda bitişik yeşil ışık yeşil yanar. </li><li> Universal Serial Bus (USB) donanım için PSIU bağlayın. Veri kayıt için bir Macintosh ya da bir Windows PC ile USB donanım arasındaki USB kablosunu bağlayın. Bu koleksiyon bir anda gün çalışır beri sadece veri toplama için adanmış bir bilgisayar olması iyi olurdu. </li><li> USB yazılımı (PSIUdrivers.zip) indirin. USB sürücü yazılımı Güç Kaynağı arayüzü tarafından kullanılan ve sadece bir kez indirilebilir gerekiyor. Bu sentezlerbilgisayar programı ve PSIU / etkinlik monitörler arasındaki veri bağlantısı. PC kullanımı bir COM portu ve Macintosh için basit bir seri bağlantı noktası kullanın. </li><li> Üreticiler Notlar 308.pdf tarafından verilen talimatları izleyerek Macintosh OSX (Intel) için veya Windows PC (XP/Vista/7) programları için bilgisayar programı indirin. </li><li> Bilgisayar programı başlatın ve Tercihler, Işıklar veya Monitörler tıklayarak programı kurmak. Kullanıcı programını durdurmak için &quot;çıkın&quot; seçer kadar programı çalışacaktır. Bilgisayar programı ya da bilgisayar kapatıldığında ise monitörler kiriş kesintileri saymaya devam edecektir, ancak program yeniden başlattı kadar sayıları kayıt olmayacaktır. Bu durumda ilk okuma PSIU bilgisayara veri gönderilen son kez bu yana tüm sayımları içerecektir. </li><li> Tercihler sekmesini seçin ve Seri Port, PC için Macintosh ve COM için PSIU seçin. </li><li> Okuma saniye aralıkları aralığı, dakika veya bir saat seçin. </li> &lt;li&gt; monitörleri seçin: Her monitör üreticisi tarafından verilen eşsiz bir numarası vardır. Üretici tarafından monitörlere verilen numaralara karşılık Monitör Aralığı seçin. </li><li> Işıklar kutusu: yazılım monitör numaraya yanındaki yeşil ışık tarafından işaretlenmiş olduğu, tüm monitörler düzgün bağlandığından emin olun. Bir kırmızı ışık bağlantısı kesilirse olduğunu gösterir, ve bir kara kutu sistemi kapalı veya yanlış kurulmuş olduğunu gösterir. </li></ol> 6.. Deneme Oluşturma <ol><li> 4 ° C gıda içeren cam şişeler çıkarın ve oda sıcaklığına kadar ısınmaya bırakıldı. </li><li> CO 2 pad üzerinde aynı yaştaki ayrı erkek ve dişi sinekler. Yaşlanma çalışmaları için o kadar erken yaşta 3 gün gibi hareketlilik çalışmalarına başlamak mümkündür. </li><li> Gıda içeren her bir cam şişenin içine 10 erkek veya 10 dişi sinekler koydu. Sinek oluşturduğu her bir deney ve kontrol hattı ve her bir cinsiyet için en az üç şişe kullanın. </li><li> Vi tutunsinekler sinekler sağlamak için CO 2 kurtarmak kadar kendi tarafında als gıda sıkışmış alamadım. Yaklaşık 08:00 de ve CO 2 kurtarmak için oda sıcaklığında yaklaşık 2 saat boyunca onları terk ayrı sinekler. </li><li> Kuluçka muhafaza nüfus monitörler içindeki şişeleri yerleştirin. </li><li> Sinekler onları yeni ortama uyum sağlamak için kuvöz içine koymak sonra ilk 24 saat içerisinde toplanan verileri atın. </li><li> Gıda kurumasını önlemek için yeni şişelere 3 ya da 4 gün sonra sinekler geçirin. Sinekleri ölüme eğilimli ya da yaş 40 gün veya daha yaşlı iseniz, 2 gün boyunca toplanan 2 gün ve kullanımı verilerinin sonra sinekler geçer. Ayrıca, yeterli çoğaltır sağlamak için grup başına en fazla üç şişe kullanın. Ölü sinekler ile şişelere Veri gözardı ve analize dahil edilmelidir. </li></ol> 7. Faaliyet Ölçerler ve Toplam Spontan Aktivitesi Hesaplanması <ol><li> Tercihlerini seçmek - veri toplama aralığı &lt;.br /&gt; Not: bilgisayar programı sayesinde 1 saniye ile 60 dakika arasında değişen aralıklarla verilerin toplanması. 10 ve 30 dakikalık zaman noktalarında süreleri ezici sayıda kalmadan hareket hakkında yeterli bilgi temin ettiği bulunmuştur. Seçilen süre, program bilgisayara her monitör için mevcut toplam sayısını göndermek ve sıfırdan tekrar saymaya başlayacak. Bilgisayar programı bilgisayar veri sistemi tarafından oluşturulan yeni bir klasöre depolar. Her monitör toplanan veriler ayrı ayrı saklanır ve bireysel metin belgeleri, her flakon için oluşturulur. Verileri sürekli olarak uzun program çalışır olarak toplanır. </li><li> Deneyin sonunda, Windows PC (XP/Vista/7) program için Macintosh OS X için FileScan110X (Intel) veya SystemMB108 kullanarak veri tarama. Not: Tarama programı yinelenen okumaları ortadan kaldırır ve kayıtları tam olduğundan emin kılar. </li><li> Belirli bir zaman ve p içinde toplanan verileri kaydetmekgün yatış süresi. Deneysel bir isim seçin ve analizi için bilgisayar veri klasöründen dosyaları kopyalayın. Not: Bu zamanda, etkinlik aralıkları değiştirilebilir ve farklı olanlar dönüştürülür. Orijinal veriler bilgisayar veri klasöründe saklanır kalacak ve sürece onlar silinmez olarak alınabilir. </li></ol> 8. Veri Analizi <ol><li> Veri analizi için Excel tabloları sütun içine metin dosyaları toplanan verileri kopyalayın. Bu yazılım tarafından toplanan veriler araştırmacı tarafından seçilen bir süre boyunca tek bir monitörde bulunan toplam faaliyeti temsil eden sayılar içeren sütunlar, vardır. Not: Her bir monitör için toplanan veriler ayrı metin dosyaları bulunmaktadır. Her monitör için 32 sütun vardır. İlk altı sütunlar boş ve sadece 0 içerirler; Sonraki üç ortasında alt halka toplanan verileri içeren ve üst halkada. Herhangi bir veri içermeyen bu yana kanallarının kalanı silinebilir. Her halka bir çıktılarzaman başına tek bir değer. Şekil 2&#39;de ham verilerin ekran görüntüsünü bakın. </li><li> Kızıl ötesi ışınları üç farklı yüksekliklerde toplanan aktivitesinin toplamını temsil eder, her monitör için istenen bir zaman süresi içinde, toplam aktivitesi hesaplayın. Not: süre birkaç saat, 24 saat ya da birkaç gün arasında değişir. </li><li> Ortalama lokomotor aktivite ve 3 biyolojik çoğaltır temsil 3. monitörler arasındaki standart sapmayı belirleyin. Not: Veri bir dizi test kullanılarak istatistiksel anlamlılık için analiz edilebilir. İki kuyruklu Öğrenci t-testi, varyans bir tek-yönlü analizi (ANOVA) ve Tukey HSD post-hoc testi spontan lokomotor aktivite 16 24 saat çeşitli çevresel veya genetik manipülasyon etkilerini belirlemek için kullanılan olabilir. Kullanılabilir ve daha önce 17 yayınlanmış diğer programlar vardır. </li></ol>

<ol>
	<li>Ali, Y. O., Escala, W. E., Ruan, K., Zhai, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assaying+Locomotor,+Learning,+and+Memory+Deficits+in+Drosophila+Models+of+Neurodegeneration.">Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration.</a> J. Vis. Exp. 49, 2504 (2011).</li><li>Jones, M. A., Grotewiel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+as+a+model+for+age-related+impairment+in+locomotor+and+behaviors.">Drosophila as a model for age-related impairment in locomotor and behaviors.</a> Exp. Gerontol. 46 (5), 320-325 (2011).</li><li>Grotewiel, M. S., Martin, I., Bhandari, p., Cook-Wiends, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+senescence+in+Drosophila+melanogaster.">Functional senescence in Drosophila melanogaster.</a> Aging Res. Rev. 4 (3), 372-397 (2005).</li><li>Gargano, J. W., Martin, I., Bhandari, P., Grotewiel, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+Iterative+Negative+Geotaxis+(RING):+a+New+Method+for+Assessing+Age-related+Locomotor+Decline+in+Drosophila.">Rapid Iterative Negative Geotaxis (RING): a New Method for Assessing Age-related Locomotor Decline in Drosophila.</a> Exp. Gerontol. 40 (5), 386-395 (2005).</li><li>Nichols, C. D., Bechnel, J., Pandey, U. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+to+assay+Drosophila+behavior.">Methods to assay Drosophila behavior.</a> J. Vis. Exp. 61, 3791 (2012).</li><li>Long, T. A., Rice, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+locomotor+activity+mediates+Intralocus+sexual+conflict+in+a+laboratory-adapted+population+of+Drosophila+melanogaster.">Adult locomotor activity mediates Intralocus sexual conflict in a laboratory-adapted population of Drosophila melanogaster.</a> Proc. Biol. Sci. 274 (1629), 3105-3112 (2007).</li><li>Slawson, J. B., Kim, E. Z., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+video+tracking+of+locomotor+in+adult+Drosophila+melanogaster.">High-resolution video tracking of locomotor in adult Drosophila melanogaster.</a> J. Vis. Exp. 24 (24), 1096 (2009).</li><li>Marden, J. H., Rogina, B., Montooth, K. L., Helfand, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+tradeoff+between+aging+and+organismal+performance+of+Indy+long-lived+mutant+flies.">Conditional tradeoff between aging and organismal performance of Indy long-lived mutant flies.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 100 (6), 3369-3372 (2003).</li><li>Grover, D., Yang, J., Tavar&#233;, S., Tower, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+tracking+of+fly+movement+and+gene+expression+using+GFP.">Simultaneous tracking of fly movement and gene expression using GFP.</a> BMC Biotechnol. 8, 93 (2008).</li><li>Grover, D., Yang, J., Tavar&#233;, S., Tower, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+tracking+of+movement+and+gene+expression+in+multiple+Drosophila+melanogaster+flies+using+GFP+and+DsRED+fluorescent+reporter+transgenes.">Simultaneous tracking of movement and gene expression in multiple Drosophila melanogaster flies using GFP and DsRED fluorescent reporter transgenes.</a> BMC Res Notes. 2 (58), 1-11 (2009).</li><li>Ardekani, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+tracking+and+behaviour+monitoring+of+multiple+fruit+flies.">Three-dimensional tracking and behaviour monitoring of multiple fruit flies.</a> J. R. Soc. Interface. 10 (78), (2013).</li><li>Branson, K. A., Robie, A. A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+ethomics+in+large+groups+of+Drosophila.">High-throughput ethomics in large groups of Drosophila.</a> Nat Methods. 6 (6), 451-457 (2009).</li><li>Zou, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+Lifetime+Behavior+and+Movement+in+an+Invertebrate+Model.">Recording Lifetime Behavior and Movement in an Invertebrate Model.</a> PLOS One. 6 (4), (2011).</li><li>Valente, D., Golani, I., Mitra, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+the+trajectory+of+Drosophila+melanogaster+in+a+circular+open+field+arena.">Analysis of the trajectory of Drosophila melanogaster in a circular open field arena.</a> PLoS One. 2 (10), 1083 (2007).</li><li>Inan, O. T., Marcu, O., Sanchez, M. E., Bhattacharya, S., Kovacs, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+portable+system+for+monitoring+the+behavioral+activity+of+Drosophila.">A portable system for monitoring the behavioral activity of Drosophila.</a> J Neurosci. Methods. 202 (1), 45-52 (2011).</li><li>Parashar, V., Rogina, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=dSir2+mediates+the+increased+spontaneous+physical+activity+in+flies+on+calorie+restriction.">dSir2 mediates the increased spontaneous physical activity in flies on calorie restriction.</a> Aging. 1 (6), 529-541 (2009).</li><li>Kaneuchi, T., Togawa, T., Matsuo, T., Fuyama, Y., Aigaki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+measurement+of+H2O2+resistance+in+Drosophila+using+an+activity+monitor.">Efficient measurement of H2O2 resistance in Drosophila using an activity monitor.</a> Biogerontology. 4 (3), 157-165 (2003).</li><li>Carey, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-specific+and+lifetime+behavior+patterns+in+Drosophila+melanogaster+and+the+Mediterranean+fruit+fly,+Ceratitis+capitata.">Age-specific and lifetime behavior patterns in Drosophila melanogaster and the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata.</a> Exp. Gerontol. 41 (1), 93-97 (2006).</li><li>Rhodenizer, D., Martin, I., Bhandari, P., Pletcher, S. D., Grotewiel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+and+environmental+factors+impact+age-related+impairment+of+negative+geotaxis+in+Drosophila+by+altering+age-dependent+climbing+speed.">Genetic and environmental factors impact age-related impairment of negative geotaxis in Drosophila by altering age-dependent climbing speed.</a> Exp. Gerontol. 43 (8), 739-749 (2008).</li><li>Osterwalder, T., Yoon, K. S., White, B. H., Keshishian, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+conditional+tissue-specific+transgene+expression+system+using+inducible+GAL4.">A conditional tissue-specific transgene expression system using inducible GAL4.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98 (22), 12596-12601 (2001).</li><li>Dietzl, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+genome-wide+transgenic+RNAi+library+for+conditional+gene+inactivation+in+Drosophila.">A genome-wide transgenic RNAi library for conditional gene inactivation in Drosophila.</a> Nature. 448 (7150), 151-156 (2007).</li><li>Chiu, J. C., Low, K. H., Pike, D. H., Yildirim, E., Edery, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assaying+locomotor+activity+to+study+circadian+rhythms+and+sleep+parameters+in+Drosophila.">Assaying locomotor activity to study circadian rhythms and sleep parameters in Drosophila.</a> J. Vis. Exp. 43, 2157 (2010).</li><li>Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Locomotor+activity+level+monitoring+using+the+Drosophila+Activity+Monitoring+(DAM)+System.">Locomotor activity level monitoring using the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System.</a> Cold Spring Harbor Protoc. 11, (2010).</li><li>Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Processing circadian data collected from the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System. Protoc. 11, (2010).</li><li>Ardekani, R., Tavar&#233;, S., Tower, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+senescence+in+Drosophila+using+video+tracking.">Assessing senescence in Drosophila using video tracking.</a> Methods Mol. Biol. 965, 501-516 (2013).</li></ol>

Biz ifşa hiçbir şey yok.

Sineklerin spontan lokomotor aktivite, yaş, genetik arka plan, cinsiyet ve 2,13,18,19 gibi pek çok faktör tarafından etkilenir. Buna ek olarak, gıda, ortamın sıcaklığı, farklı ilaçların eklenmesi ve gece / gündüz, ışık çevriminin kalori içeriği gibi çevresel faktörler sinek aktivitesini etkileyebilir. Örneğin, aynı yaştaki kadınlarda erkek sinekler (Şekil 1) ile karşılaştırıldığında daha yüksek bir kendiliğinden fiziksel aktiviteye sahiptir. Bu nedenle, ...

Meyve sinekleri, Drosophila melanogaster, bu tür öğrenme ve bellek, sosyal etkileşim, saldırganlık, uyuşturucu, uyku, duyusal fonksiyon, kur, ve 1,2 çiftleşme gibi karmaşık davranışlar, altında yatan mekanizmaları incelemek için değerli bir model organizma olarak kullanılmaktadır. Birden protokoller aracılığıyla çalışılmıştır tek davranış spontan lokomotor faaliyettir. Negatif geotaxis Drosophila aktivitesini ölçmek için geliştirilen ilk yöntemlerden biri, ve bu protokol sinekler kap 1,3 dibine çalkalanmıştır sonra şişe belli bir yüksekliğe ulaşmak sinekler yüzdesini ölçmek içerir. Bu yöntem, basit ucuz olma avantajları vardır, ve o herhangi bir laboratuvarda yapılabilir herhangi bir özel ekipman gerektirmez beri. Bu sinek hareketlilik 3 farklı genetik manipülasyonlar etkilerini incelemek için değerli bir tarama aracı olarak kullanılmıştır. Ancak, zaman ve emek yoğun bir olduğunund nedeniyle şişelere ve insan kayıtların değişken sarsılmaya önyargı imkanına sahiptir. Negatif geotaxis yöntem altına sineklerin sallayarak izleyen sinek şişeleri fotoğraflarını alır Rapid Iterative Negatif Geotaxis (HALKA) yönteminin 4,5, gelişimi ile üzerine geliştirildi. Bu protokolün avantajı duyarlılık ve aynı zamanda uçucu şişelerin, çok sayıda test olasılığıdır. Ancak, bu protokol hala insan hatası için potansiyele sahip ve sadece negatif Geotaxis ölçer. Diğer laboratuarlar lokomotor aktivitesini 6 belirlemek için kültür şişeleri basit gözlem kullandık. En son sinek lokomotor etkinliği ölçmek için birçok video kayıt sistemleri geliştirilmiştir. Bir video izleme protokol 7 kaydetmeden önce ayarlama için zaman sağlar. Slawson ve arkadaşları tarafından tarif edildiği gibi bir yöntem. Da movemen durdurmak için bir hava sinyali kullanırpotansiyel olarak hayvanlara 7&#39;ye stres olabilir kaydın başlamasından kadar t. Bu yöntem, ortalama hız, maksimum hız, hareket zamanı harcama, vb başka bir üç boyutlu izleme sistemi ücretsiz bir uçuş kalkış 8 ~ 0,2 saniye süresince bireysel sineklerin maksimal hızını ölçen hakkında bilgi sağlar. Üç boyutlu bir video izleme protokol GFP ve uçucu hareket 9 belirlemek için flüoresans saptanması için izin filtreler ile donatılmış birden fazla kamera ifade sinekler kullanır. Bu protokolde sinekler bağlı Drosophila kültür şekline potansiyel olarak silindirik bir uçuş desenler, sergileme eğilimindedirler 10 şişeler. Bu yöntem iki sinek 11 spontan hareketinin ölçülmesi sağlayan bir kubbe ile geliştirildi. Otomatik olarak izlemek ve Drosophila bireysel ve toplumsal davranışlarını ölçmek için bir kamera kullanır yüksek verimli yöntem de 12 tarif olmuştur. Zou etark. içme, yeme, uçan, hareketli, ömür boyu davranışını ve dinlenme gibi hareketleri kaydetmek için iki bilgisayar destekli kameralar kullanır, ya da bireysel tephritid meyve ölümleri 13 uçar bir davranış monitör sistemi (BMS) geliştirdi. Birkaç diğer video sistemleri sinek davranış etkinliğini 14,15 izlemek için geliştirilmiştir. Burada nüfus monitörleri kullanan Drosophila aktivitesinin saptanmasına yönelik bir metodu tarif etmektedir. Bu monitörler 12 saatlik bir gündüz-gece ışık döngüsü 25 ° C sıcaklık ve nem kontrollü kuluçka yerleştirilmiştir. Her nüfus monitör üç farklı kademeye yüzük yerleştirilen kızılötesi ışınlar vardır. Bir sinek halkaları üzerinde hareket eder, her zaman bağımsız kayıtları bir mikroişlemci tarafından kaydedilen ve şişenin içindeki sineklerin aktivitesini sayar kızılötesi ışınını keser. Bir işlemci, kullanıcı tanımlı interva de bilgisayara şişe içinde toplam aktivitesi yüklermı bu 1 saniye ile 60 dakika değişebilir. Burada anlatılan yöntemi, sinekler yeni ortama uyum için yeterli zaman sağlar ve sinekler 120 kadar nüfus spontan lokomotor aktivitenin aynı anda ölçülmesini sağlar. Buna ek olarak, biz, gıda hazırlanmasını tarif bakım sinek, hareketlilik nüfus sıcaklık kontrollü kuluçka monitör ve sonuçlarını etkileyebilecek potansiyel faktörler kurma. Bu yöntem, farklı çevresel veya genetik değişiklikler sineklerin spontan lokomotor aktivitesini nasıl etkilediğini incelemek için kullanılabilir.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sucrose FCC Food Grade 100 LB,</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90471380</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brewer&#8217;s Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90331280</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Agar Fine</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-820-25F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cornmeal</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90141125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl4-hydroxybenzoate, tegosept</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H5501-5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EtOH</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>111000200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Active Dry Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>ICN10140001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fly CO2 pad</td>
			<td>LabScientific</td>
			<td>BGSU-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila carbon dioxide (CO2) tank</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>UN1013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brush for pushing the flies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shell vial wide</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buzzplugs for wide plastic vials</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS275</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass vials (25x95mm)</td>
			<td>Fischer Scientific Kimble 60931-8</td>
			<td>AS-574</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sponge plugs for glass vials</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Food Dispenser</td>
			<td>Applied Scientific (Fischer Scientific)</td>
			<td>AS780Q</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPM Drosophila Population Monitor</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply with line cord</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PSIU9 The Power Supply Interface Unit</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telephone cables and 5 way splitters</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal Serial Bus (USB) hardware</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Macintosh or Windows PC with UCB port</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308X Data Acquisition Software for Macintoch OSX (Intel)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308 Data Acquisition Software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Macintosh</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB software (PSIUdrivers.zip)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem Notes 308</td>
			<td><a href="http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf">(http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf</a></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

determination of the spontaneous locomotor activity in drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster davranışını etkileyen çevresel ve genetik manipülasyonlar incelemek için mükemmel bir model organizma olarak kullanılmaktadır. Böyle bir davranış, spontan lokomotor faaliyettir. Burada Drosophila nüfus monitör ve bir anda birkaç gün sineklerin spontan lokomotor aktivitesinin sürekli izlenmesini sağlayan bir izleme sistemi kullanır bizim protokol açıklar. Bu yöntem, basit, güvenilir ve objektif ve yaşlanma, cinsiyet, gıda kalori içeriği değişim, ilaç eklenmesi, ya da insan hastalıkları taklit genetik manipülasyonlar etkilerini incelemek için kullanılabilir.

<html> Drosophila spontan lokomotor aktivite sinek cinsiyet (Şekil 3A), gıda (Şekil 3B) kalori içeriği ve aydınlık / karanlık döngüsü bağlıdır. Işık kapatıldıktan sonra sinek aktivite önemli ölçüde azalır. Şekil 3A erkek ve dişi sinek lokomotor aktivite kayıtları 24 saat göstermektedir. X-ekseni üzerindeki yıldız ışığı kapatıldığı zaman işaretleri ve karanlık döngüsüne geçiş. Şekil 3B mısır gıda...

Watch this Scientific Journal Video about Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster at JoVE.com

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster gibi spontan lokomotor aktivite gibi davranışları etkileyen genetik veya çevresel manipülasyonlar okuyan yararlıdır. Burada kızılötesi ışınları ve spontan lokomotor aktivitesini ölçmek için veri analiz yazılımı ile monitör kullanan bir protokol açıklar.

Olarak spontan lokomotor aktivitenin belirlenmesi<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

determination-spontaneous-locomotor-activity-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

12.6K Görüntüleme.  University of Connecticut Health Center.  Drosophila melanogaster gibi spontan lokomotor aktivite gibi davranışları etkileyen genetik veya çevresel manipülasyonlar okuyan yararlıdır. Burada kızılötesi ışınları ve spontan lokomotor aktivitesini ölçmek için veri analiz yazılımı ile monitör kullanan bir protokol açıklar. 

Video: Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Böcekler Tek Sensillum Kayıtlar Drosophila melanogaster Ve Anofel gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Nörobilim

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Sirkadiyen Rhythms Eğitim ve Parametreler Uyku Lokomotor Aktivitesi Assaying Drosophila</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of these diseases, including Alzheimer's, Parkinson's and Huntington's disease are characterized by age-dependent deterioration in learning and memory functions and movement coordination2. Here we use behavioral assays, including the negative geotaxis assay3 and the aversive phototaxic suppression assay (APS assay)4,5, to show that some of the behavior characteristics associated with human neurodegeneration can be recapitulated in flies. In the negative geotaxis assay, the natural tendency of flies to move against gravity when agitated is utilized to study genes or conditions that may hinder locomotor capacities. In the APS assay, the learning and memory functions are tested in positively-phototactic flies trained to associate light with aversive bitter taste and hence avoid this otherwise natural tendency to move toward light. Testing these trained flies 6 hours post-training is used to assess memory functions. Using these assays, the contribution of any genetic or environmental factors toward developing neurodegeneration can be easily studied in flies.

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Behavior assays for measuring locomotor functions, learning, and memory abilities in Drosophila.

Assaying Lokomotor, Öğrenme ve Hafıza Açıkları. Drosophila Nörodejenerasyon, modeller

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

Merkez Sinir Sistemi Tek Hücreler Etiketleme<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Yılında Escape Davranış Optogenetic Uyarım<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Yarı sağlam Lazer Aydınlatma ile Sinir Faaliyet optogenetic Pertürbasyon<em&gt; Drosophila</emMotion&gt; Larva

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Sosyal Kaçınma Niceleme için Basit Testi<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Sosyal Space Etkileyen Koşullar<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

Koku kılavuzluğunda Davranış Yüksek çözünürlüklü Niceleme<em&gt; Drosophila melanogaster</emKullanma&gt;<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigma

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Arasında Mechanosensation için bir davranış tahlilinde klonlarda MARCM tabanlı<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...