Dr Keating DOD hibe CA100335 tarafından finanse edilen ve bir Aziz Baldrick&#39;in Vakfı Scholar.

Tüm açıklanan prosedürleri gözden ve kurumsal hayvan bakımı ve kullanımı komitesi tarafından onaylanmıştır. 1. Plan Deney <ol><li> Hücreleri seçin enjekte edilecek. Yapışık hücre kültür soyları, genetik olarak modifiye edilmiş klonlar, neurosphere hücreler, primer kültürü ya da ayrıştırılmış tümörleri: çeşitli kaynaklardan gelen hücreler enjeksiyon için adaydırlar. Istenen modelin tipi enjeksiyon için en uygun sitesi tanımlayacaktır. <ol><li> Enjeksiyon için hücre sayısını belirlemek. Tümörler oluşturmak için gereken hücre sayısı, hücre soyu ile değişir ve ampirik olarak tespit edilmelidir; Tümör büyüme oranı, hücre tipi, hücre sayısı ve doku kültürü kanal adedi büyük ölçüde bağlıdır. 1 x 10 4 2 x 10 5 veya enjeksiyon başına daha fazla değişen hücre sayıları değişen büyüme oranları tümörleri üretmişlerdir. </li><li> Enjeksiyon için hacmini sınırlayın. Hücreler serum barındırmayan ortam veya fosfat tamponlu s en küçük hacminde süspansiyon haline olmalıdır26 G&#39;lik bir iğne içinden, pürüzsüz ve kolay geçişine olanak tanır dizilmek (PBS). Daha küçük olan hacmi aslında beyin içine teslim daha kesin ve elde edilen tümör tanımlandığı gibidir; en iyi sonuçlar 3 ila 6 ul arasında değişen hacimlerde enjekte edilmesi ile elde edilir. Doğru bir ölçüm, karıştırma ve numune alma sağlamak için, bağımsız olarak planlanan enjeksiyon sayısı, suspensiyon halindeki hücreler en az 50 ml&#39;lik bir son toplam hacmi hazırlamaktır planı. </li></ol></li><li> Modele uygun fareler seçin. İnsan tümörlerinin murin modelleri genellikle bağışıklık kaynaklı graft rejeksiyonu önlemek için, genç bağışıklık yetersizliği olan fareler kullanır. Uygun önlemler dekontaminasyon, dezenfeksiyon, malzeme ve ekipmanların sterilizasyonu dahil alınırsa çalışma biyolojik güvenlik kabini içinde yer almak için gerekli değildir. Burada gösterilen çalışma yaş 6 ve 12 hafta, erkek ve dişi atimik çıplak farelerde, yapılmıştır. Zor olabilir az 20 g ağırlığında Fareler olarak konumlandırmakve tereotaxic çerçeve hipotermiye daha duyarlı olabilir. </li></ol> 2. Ekipman birleştirin <ol><li> Elde edilir ve bir fareye stereotaksik çerçeve, hizalama konsolu ve fare gaz anestezi kafa tutucu, mikroenjektör pompa, ısı pedi, anestezi makinesi, fiber optik iş lamba ve değişken hız döner matkap dekontamine. Temizleyin ve tüm ekipmanı dezenfekte. </li><li> Şırınga pompasının çalışması için gerekli olan ve diğer değişkenlerin (oranı, oran birimleri, enjektör türü, akış enjeksiyon hacmi de dahil olmak üzere), enjeksiyon parametreleri programlamak. Her bir model için ayarlarını optimize eder. NOT: Ayarlar 3.000 nl örnekleri 25 ul şırınga (Aygıt Türü &quot;E&quot;) Non-Gruplanarak (&quot;N&quot;) modu kullanılarak (hızı birimleri &quot;M&quot;) 400 nl / dk hızında olan bu enjeksiyonları. </li><li> Son RI yaparken, bir steril deiyonize su ile pek çok kez durulanır 26 G iğne ile hassas mikroenjektör (diH 2 O) ve% 70 etanol (EtOH) temizleyindiH 2 O. ile nse Bazı ancak tüm modeller otoklava üzere tasarlanmıştır değildir. Piston hareketi düzgün ve ücretsiz olduğundan emin olun. </li><li> Anestezi uygulama ekipmanı edinin. Bu anestezi derinliğini ve süresini düzenleyen kolay olduğu gibi izofluran tercih anesteziktir. Stereotaksik birim fare anestezi gaz eki ile ve gerekli tüp ve konektörleri fare anestezi makineden gaz karışımını sunmak için yerinde olduğunu donanımlı olmasını sağlamak. </li><li> Ince uçlu (diş ile) makas, iki forseps / hemostatlarla dikilmesi için, orta boy makas, orta ve ince uçlu cımbız, ve en az iki adet 1 mm&#39;lik diş matkap dahil Otoklav cerrahi aletler,. % 70 EtOH, dezenfektan veya bir boncuk sterilizatör ile işlem sırasında temiz aletleri tutun. </li><li> Bir ikinci, izofluran, analjezik, oftalmik merhem / yağlayıcı maddenin, antibiyotik merhem, tuzlu su,% 30 hidrojen peroksit (H2O 2), antiseptik ve (arzu edilirse) kemik mumu elde edilirveteriner veya sağlık kaynağı. Steril diH 2 O ve% 70 EtOH hazırlayın. Böyle gazlı bez, steril pansuman, sütür, etanol bezlerden, pamuklu çubuklarla, steril cerrahi eldiven, cerrahi bıçaklar ve daha fazlası gibi Sarf malzemeler listesinde itemized. Kafatasını işaretleme için ince uçlu kalıcı marker dekontamine ve cerrahi kullanım için tahsis edilmelidir. </li></ol> 3. Enjeksiyon için Hücreleri hazırlayın <ol><li> Burada gösterilen deneylerde, ölümsüzleştirilmiş insan GBM hücre çizgisi seçin. Hücre sayısını (2 x 10 5) bağlıdır ve tecrübi olarak enjekte edilecek olan süspansiyon hacminin (3 ul) belirlenmesi; bilgilerini hücre türüne göre değişebilir. Hassas ölçüm, karıştırma ve enjeksiyon kolaylaştırmak için en azından 50 ul&#39;lik bir hacim kullanılır. </li><li> Medya veya PBS hücreleri ve tekrar süspansiyon Trypsinize. Hücre enjeksiyonu hemen önce aşağıdaki adımları uygulayın: <ol><li> Aspirasyon ile hücreleri medya çıkarın ve 100 mm plaka başına 10 ml PBS ile yıkayın; PBS kaldırmak. </li><li> ReklamHer 100 mm levha d 1 ml tripsin ve tek bir hücre süspansiyonu elde etmek için yeterince uzun, oda sıcaklığında inkübe edilir. </li><li> 5 tripsin aktivitesi durdurma mi Dulbecco Modifiye Eagle Ortamı (DMEM) +% 10, 100 mm plaka başına fetal sığır serumu (FBS). </li><li> 100 mm plaka başına ~ 5 ml serumsuz DMEM (SF-DMEM) içinde 450 x g&#39;de santrifüj ile tekrar süspansiyon Pelet hücreleri. </li><li> Hemasitometre ya da otomatik bir hücre sayacı kullanılarak canlı hücreler sayılır. </li><li> 2 x 10 5 hücre / 3 ul canlı hücre yoğunluğunu ayarlamak (veya deney ile belirlendiği gibi) hücreler tane haline SF-DMEM içinde yeniden süspanse edilerek. </li></ol></li><li> Buz veya soğuk paketi (hücre dondurma için izin vermez) üzerinde soğutulmuş hücreleri tutun. Parmak titreşmesinde hafifçe karıştırın. </li></ol> 4. anestezisi ve Cerrahisi Fare hazırlayın <ol><li> Anestezi ile ~% 5 izofluran (oksijen akışı ~ 2 L / dk) veya veteriner tarafından yönetilen Uyarmaktadır. Indüksiyon 2 3 dk almalıdır. Yeterli derinlikte fare koruyun~% 3 izofluran ile anestezi. <ol><li> , Ayak tutam tarafından anestezi derinliğini kontrol endikasyon varsa izofluran ayarlayın ve işlem boyunca solunum ve ayak tutam yanıt izlemeye devam. Isınmak için gazlı bez ile fare Kapak ve enjeksiyon hızına bağlı olarak, 1 saat 45 dakika sürebilir, süreç boyunca düzenli fare monitör. </li></ol></li><li> Dikkatle, dil üzerinde ve ağız içine damak çubuğunu kaydırarak stereotaktik çerçeve içinde fare yerleştirin. Diş deliğe ön kesici dişler kanca. Mümkün olduğunca yatay yakın olarak kulak-göz yüzeyi ile kafa stabilize etmek için kulak çubuklarını kullanın. Kulak kanalı içine çubukları zorlamayın. Bu güvenli baş pozisyonu önemlidir: nazikçe yan-yana ve yukarı-aşağı hareket edin. Uygun optimize etmek stereotaksik ünitesinin ayarlanabilir denetimlerini kullanın. </li><li> Oftalmik merhem ile gözleri yağlayın. Iki kez povidon-iodin dönüşümlü uygulamaları ile gözleri ve kulakları arasındaki cildi temizleyinE antiseptik ve% 70 EtOH. </li><li> Böğrüne seçilen analjezik subkutan (SQ) enjekte (ya da yönetti). </li></ol> 5. Enjeksiyon gerçekleştirin <ol><li> Enjeksiyon siteyi belirleyin. Enjeksiyon yeri ve boyutu fare soyunun ve hücrenin türüne göre değişiklik gösterebilir. Ventriküllere çok yakın enjekte hücreleri hastalığın kranyo-spinal yayılmasına yol açabilir. Çok sığ enjekte edilen hücrelerin iğne izi dışarı gelişebilir. Not: Burada gösterilen deneylerde, hedef korteksin ön bölge olarak tanımlanan bir Alanı 2.5 mm (sağ), 1.5 mm ön tarafı, ve bregmaya göre 3,5 mm ventral lateral seçildi (Şekil 1) üretilmesi 20 ila 30 g arasında değişen farelerde bir orta beyin tümörü. </li><li> Bregma ve enjeksiyon yerini ortaya çıkarmak için kafa derisindeki steril bir teknik kullanılarak küçük bir kesik (~ 8 mm uzunlukta) olun. Orta hat eksen ve sağ kulağına doğru sağ gözü (arasında bir noktadan bir çapraz kesim, <strong&gt; Şekil 2) Bregma ve enjeksiyon yerinde hem de erişim sağlar. </li><li> Cilt çekin ve kafatasının yüzeyini kurulamak için steril bir pamuklu çubuk kullanın. Bregma görselleştirmek için H 2 O 2 ile nemlendirilmiş bir bez ile kemik kurulayın. H 2 O 2 bregmada kesişir koronal ve sagital sütür boyunca beyaz köpük ince çizgiler bırakarak, oksijen kabarcıkları üretecek. </li><li> Micropump üzerine iğne ile boş bir şırınga kilitlemek ve doğrudan bregma üzerine iğne ucu manevra; set 0.0 mm lateral, 0,0 mm ön / arka, ve 0.0 mm ventral / dorsal için hizalama konsolda koordinatları. </li><li> Stereotaksik ünitesindeki kumanda düğmelerini kullanarak 2,5 mm yanal (sağda) ve bregmadan (veya istenilen yere) göre 1.5 mm anterior için iğne taşımak. Biraz şırınga kaldırın ve özel bir keçeli kalem ile kafatası tam konumunu işaretlemek. Kafatasının dış yüzeyi bregma (i olan bir seviye düzleminde emniyetle değilse.e., dorsal / ventral koordinat artık, sıfırlamak) sıfır okur ventral / dorsal 0.0 okuma enjeksiyon derinliği kaymıştır değil emin olmak için. </li><li> Adım 5.5 kalemle işaretlenmiş uygun yerinde steril bir diş ucu ile donatılmış bir el döner matkap ile kafatası içine küçük bir delik delin. Kafatasına bir açıyla matkap tutun ve çok yavaşça kemiğe ucuna dokunun. Gerektiği gibi tekrarlayın. Aslında kafatası bu tabaka nüfuz iğne bırakarak, kemik yoluyla neredeyse ancak tamamen değil delme, temiz enjeksiyon ile sonuçlanmaktadır. </li><li> PBS ya da tuzlu su nemlendirilmiş bir pamuklu çubukla kemik tozu kaldırmak. Pompaya şırınga dönün ve konumunu doğrulamak için düz aşağı çapak deliğe iğne düşük. Burr deliği iğne merkezli değilse, bu kapaklar açıldığında matkap için kullanın. </li><li> Yavaşça hücre süspansiyonu karıştırın ve pompa kontrolörü kullanarak şırıngaya hücreleri çizmek. Kabarcıklar ve yığınlarını önlemek ve iğne zekâ silinalkol tamponunu s dış yüzey üzerindeki kirletici hücreler ayıklandı. Şırınga / iğne tıkanmış ya da donmuş ise, kaldırmak ve steril su ve% 70 etanol ile hızlı bir şekilde temiz. </li><li> Kafatası yüzeyi seviyesine iğnesini (0,0 mm ventral / dorsal) indirin. Daha sonra yavaş yavaş (yaklaşık 1 dakika boyunca) kafatası tam kalınlığı boyunca delmek ve 4 mm ventrall derinliğe kadar nüfuz beyin iğne düşük. Ventral 3,5 mm yavaşça iğneyi çekin. Fare kafası stereotaksik biriminde güvenli bir şekilde yapılır ise, kafatası hemen hemen hiç hareket olmalıdır. </li><li> Doğru parametreler pompa kontrol girilir ki (Bölüm 2.2) ve basın &quot;Run / Stop&quot; Onayla (veya ürün kılavuzda belirtildiği gibi) hücreleri autoinject için. Fare izleyin ve endikasyon varsa izofluran ayarlayın. Şırınga izleyin ve piston namlu içinde hareket emin olun. Dondurulmuş veya tıkanmış hareket bükük / kırık dalgıç neden olabilir. </li><li> B iğne ile 2 dakika 1 bekleyinyağmur, daha sonra çok yavaş bir şekilde (3-4 dakika boyunca) dokudan iğnenin geri çekilmesi. Enjeksiyon tamamlandıktan sonra iğneyi kaldırmak için Toplam süresi 5 dk. Çapak delik çevresini örtecek bir pamuklu bir bez kullanın; Kemik kuruması için açık deri kenarlarını bırakın. </li><li> Pompadan şırınga çıkarın ve hızlı bir şekilde% 70 etanol ile, steril H 2 O ile 3x 3x yıkayın ve steril H 2 O ile 3 kata (veya üreticisi tarafından belirtildiği gibi). EtOH ile iğne silin ve bir kenara koyun. </li><li> Çapak delik (1 veya 2 ul eşdeğer) steril kemik balmumu uygulayın ve üzerine ve kemiğe balmumu bastırıp sıkıştırmak için steril bir pamuklu çubukla tahta ucunu kullanın. Yüzey yeterince kurutulmuş ise, sopa gerekir. </li><li> Fare ve çevredeki iş alanı üzerinde steril örtüyü yaymak ve kesi dikin; Üç ilmek yeterli olmalıdır. Seçenek olarak ise, cerrahi, yapışkan kullanılabilir. Topikal antibiyotik uygulayın. </li><li> % 0 izofluran azaltın ve c olmak stereotaksik biriminden fare kaldırmakDişleri korumak için areful. Kulaklar, ağız ve dil kontrol edin. </li><li> Yakından enjeksiyonun ardından fare izleyin. 5 ile 10 dakika boyunca bir ısı yastığı Yeri fare; sonra (ısı yastığı) kafes transfer ve fare uyanır ve ayaktan kadar gözlemlemek. O sternum recumbence korumak için yeterli bilince kavuşana kadar fare gözetimsiz bırakmayın. Tamamen iyileşene kadar diğer hayvanların şirkete fareyi iade etmeyin. Ağrı belirtileri fark ise ek analjezik kullanımını düşünün. </li></ol> 6. Finish ve Monitör Kurtarma ve Tümör Gelişimi <ol><li> % 70 EtOH, fareler arasında bir boncuk sterilizatör veya dezenfektan kullanarak temizleyiniz tüm alet ve ekipmanlar. </li><li> Ağrı, enfeksiyon veya diğer komplikasyonların belirtilerinin için işlem sonrası iki gün boyunca enjekte fareler izleyin. İşlemden sonra, 24 ve 48 saat (ya da belirtilen) bir analjezik enjekte edilir. Gerekirse, 7-10 gün sonra dikiş çıkarın. </li><li> Hastalık, paralysi klinik belirtileri için fareler değerlendirins, kilo kaybı, nöbetler, veya genel hastalığı aktivite azalmıştır. </li><li> [Vivo Görüntüleme Sistemleri İçinde manyetik rezonans görüntüleme (MRI), (IVIS), ve saire] uygun olan yöntem ile tümör gelişimini izlemek. </li></ol>

<ol>
	<li>Heyer, J., Kwong, L. N., Lowe, S. W., Chin, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-germline+genetically+engineered+mouse+models+for+translational+cancer+research.">Non-germline genetically engineered mouse models for translational cancer research.</a> Nature reviews. Cancer. 10, 470-480 (2010).</li><li>Yamada, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+to+accurately+inject+tumor+cells+into+the+caudate/putamen+nuclei+of+the+mouse+brain.">A method to accurately inject tumor cells into the caudate/putamen nuclei of the mouse brain.</a> The Tokai journal of experimental and clinical medicine. 29, 167-173 (2004).</li><li>Brooks, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reproducible+and+efficient+murine+CNS+gene+delivery+using+a+microprocessor-controlled+injector.">Reproducible and efficient murine CNS gene delivery using a microprocessor-controlled injector.</a> Journal of neuroscience. 80, 137-147 (1998).</li><li>Shankavaram, U. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+profiling+indicates+orthotopic+xenograft+of+glioma+cell+lines+simulate+a+subclass+of+human+glioblastoma.">Molecular profiling indicates orthotopic xenograft of glioma cell lines simulate a subclass of human glioblastoma.</a> Journal of cellular and molecular medicine. 16, 545-554 (2012).</li><li>Giannini, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patient+tumor+EGFR+and+PDGFRA+gene+amplifications+retained+in+an+invasive+intracranial+xenograft+model+of+glioblastoma+multiforme.">Patient tumor EGFR and PDGFRA gene amplifications retained in an invasive intracranial xenograft model of glioblastoma multiforme.</a> Neuro-oncology. 7, 164-176 (2005).</li><li>Yi, D., Hua, T. X., Lin, H. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EGFR+gene+overexpression+retained+in+an+invasive+xenograft+model+by+solid+orthotopic+transplantation+of+human+glioblastoma+multiforme+into+nude+mice.">EGFR gene overexpression retained in an invasive xenograft model by solid orthotopic transplantation of human glioblastoma multiforme into nude mice.</a> Cancer investigation. 29, 229-239 (2011).</li><li>Carty, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracranial+injection+of+AAV+expressing+NEP+but+not+IDE+reduces+amyloid+pathology+in+APP+PS1+transgenic+mice.">Intracranial injection of AAV expressing NEP but not IDE reduces amyloid pathology in APP+PS1 transgenic mice.</a> PLos ONE. 8, e59626 (2013).</li><li>Thaci, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacokinetic+study+of+neural+stem+cell-based+cell+carrier+for+oncolytic+virotherapy:+targeted+delivery+of+the+therapeutic+payload+in+an+orthotopic+brain+tumor+model.">Pharmacokinetic study of neural stem cell-based cell carrier for oncolytic virotherapy: targeted delivery of the therapeutic payload in an orthotopic brain tumor model.</a> Cancer gene therapy. 19, 431-442 (2012).</li><li>Ozawa, T., James, C. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishing+intracranial+brain+tumor+xenografts+with+subsequent+analysis+of+tumor+growth+and+response+to+therapy+using+bioluminescence+imaging.">Establishing intracranial brain tumor xenografts with subsequent analysis of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging.</a> J. Vis. Exp. (41), (2010).</li><li>Valadez, J. G., Sarangi, A., Lundberg, C. J., Cooper, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+orthotopic+glioma+xenografts+recapitulate+infiltrative+growth+and+isocitrate+dehydrogenase+I+mutation.">Primary orthotopic glioma xenografts recapitulate infiltrative growth and isocitrate dehydrogenase I mutation.</a> J. Vis. Exp. (83), (2014).</li><li>Baumann, B. C., Dorsey, J. F., Benci, J. L., Joh, D. Y., Kao, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stereotactic+intracranial+implantation+and+in+vivo+bioluminescent+imaging+of+tumor+xenografts+in+a+mouse+model+system+of+glioblastoma+multiforme.">Stereotactic intracranial implantation and in vivo bioluminescent imaging of tumor xenografts in a mouse model system of glioblastoma multiforme.</a> J. Vis. Exp. (67), (2012).</li><li>Iwami, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+method+of+intracranial+injection+via+the+postglenoid+foramen+for+brain+tumor+mouse+models.">A novel method of intracranial injection via the postglenoid foramen for brain tumor mouse models.</a> Journal of neurosurgery. 116, 630-635 (2012).</li></ol>

Yazarlar ifşa hiçbir şey yok.

İnsan beyin kanseri Ortotopik fare modelleri klinik tedavilerin etkinliğini değerlendirmek için mükemmel bir araç olabilir, ama beyin dokusunda hücrelerin yerleşimi optimize etmek için dikkat edilmesi gerekiyor olabilir. Çalışmalar aşırı kısım hacimleri, optimal enjeksiyon tekniği ve aceleci enjeksiyon oranları (tümör boyutu 2 sızdırma ve istenmeyen yerlere (karıncıklar, omurilik, epidural bölgelerde, vb.) Tümör hücrelerinin bir görünüm ve yüksek varyasyon kişisel g?...

Beyin tümörü hücrelerinin in vitro çalışmalar büyüme, hayatta kalma, göç ve kanser hücrelerinin işgali sürüş moleküler mekanizmalar diseksiyon için paha biçilemez; kültürlü hücre deneyleri, sinyal yolları tanımlamak potansiyel terapötik hedefler önermek ve ilaç tedavisine hücresel yanıtı karakterize edilebilir. Fakat in vitro sistemler ilaca organizma cevabı tahmin için çok basit olduğunu; onlar fizyolojik tepkileri, bağışıklık yanıtlarını, hücre mikroortam, ve hayvan canlı sistemler genel heterojeniteyi yoksundur. Genetik mühendisliği modelleri, çok değerli mevcut olabilir, fakat moleküler farklılıkların klinik gözlem 1 hayvan modelleri karşılaştırırken önemli çelişkilere sonuçlanan insan süreçlerdeki olayları özetlemek hayvan türlerinde ve murin hücreleri arasında bulunmaktadır. Cenahlan deri altına, insan beyin tümörü hücre kuşaklarının subkutan (SQ) enjeksiyonunu içeren fare ksenograft modelleri gerçekleştirmek için kolayve ölçmek; onlar gen modifikasyonu ve ilaç idaresi / dağıtım, metabolizma ve toksisite etkileri gidermek için kullanılabilir. Önemli dezavantajları, ancak, SQ modellerinin kullanımını sınırlayan. Doğal olarak oluşan bir mikro-ortam beyin tümörü olduğu özetlemek değildir: çeşitli hücre tipleri ve dokuların etkileşimleri; beyne özgü yerel damar, ve sayısız diğer faktörler çoğaltılmış edilemez. Daha doğru bir doğal olarak oluşan bir beyin tümörü eşsiz ve ilaç ortamını yeniden müdahalelerin etkisini test etmek için, bir fare ortotopik bir model kullanılmalıdır. Bundan başka, genetik teknikleri ortotopik tümörü oluşumunda sonuçlanan ya da insan olmayan stroma hücreleri, modifiye edilmiş ve bir fare ilgili bölgesine enjekte edilir, insan primer kanserli olmayan hücrelerin (farklılaşmış veya progenitor) &#39;in genetik olarak inşa edilen bir yaklaşım bir parçası olarak da kullanılabilir benzer insanlarda 1&#39;de görülmektedir. Bu makaledebir metodoloji hassas ve tekrarlanabilir farelerde beyin tümörleri oluşturun. Bu tekniği kullanarak, kullanıcı doğru bir fare serebral korteksinin fronto-paryeto-temporal bölgenin belirli bir konuma süspanse edilen hücrelerin küçük bir kısım enjekte edebilir. Fare mortalite son derece düşük olduğunu; Bizim ellerde, hiçbir farenin 185 prosedürlerinden sonra cerrahi komplikasyonlar öldü. Elde edilen tümör özellikleri, tipik insan klinik tümörlerinin ile karşılaştırıldığında; örneğin: büyüme, nekroz derecesine, invazyon ölçüde, hücre tipi, mitotik hücrelerin varlığında, vb proliferasyon ve apoptozun, belirteçleri heterojenlik çabuklukla hücre çizgileri ya da ayrıştırılmış insan dokusu ya da tümör numuneleri, daha sonra ilgili kabiliyetleri bazında değerlendirilebilir gerçek klinik sunum simülasyonu. İlaç, hücre kültürü içinde performansına göre seçilmiş, çalışan bir metabolizma, dolaşım sistemi ve kan-beyin bariyeri bağlamında test edilebilir bir hayvan yükü wit var olduğuha tümör, ilgili mimari bağlamında bütün. Ayrıca, enjeksiyon için seçilmiş hücreler, genetik olarak, tümör büyümesi ve hayatta kalma gibi knock-in, mutasyonlar, belirli bir knockdowns, silmeler etkisini araştırmak için modifiye edilebilir. Çok sayıda yayın intrakranial çeşitli teknikler kullanılarak tümörler çalışmaları belgelemek. Yamada ve ark. Boya ve U87 hücrelerinin enjeksiyonu detaylı bir çalışma yaptım ve hacmi ve enjeksiyon oranını azaltması iyi tümör 2 ürettiğini bulundu. . Brooks ve arkadaşları bir mikro-işlemci kontrollü enjektörü ziyade viral vektörlerin teslim etmek için bir manuel yöntem kullanarak üstün tekrarlanabilirlik ve verimliliği bulundu; Optimal enjeksiyon parametreleri konularındaki sonuçlar hücre teslim 3 için geçerlidir. Shankavaram ve diğ. Beyin içine cl gen tanımlama profili değinmeyecek (manuel bir metot kullanılarak) habis beyin tümörü (GBM) hücre çizgileri ortotopikal enjekte gösterdiinical tümörler daha sık olarak ya da nitro ya da SQ ksenograftlarda, klinik öncesi çalışmalar 4 intrakranial modellerinin kullanımını destekler. Giannini ve ark. Ilave farelerin beyinlerinde içine seri pasaj edilmesi suretiyle çıplak farelerin yan yüzlerin orta kısmından sürekli olan insan cerrahi örneklerden hücreleri enjekte ettik ve bu yaklaşım modelde 5 hasta tümör geninin korunmuş değişiklikler gösterdi. Benzer sonuçlar Yi ve ark 6 tarafından rapor edilmiştir. Sterotaksik bir kurulum, dikkatlice tanımlanmış enjeksiyon bölgesini ve yavaş ve istikrarlı bir enjeksiyon hızı kullanılarak, bunlar tutarlı büyüme oranları ve yüksek (% 100) engraftmınt oranı ile tekrarlanabilir beyin tümörleri elde. Bu tekniğin geçerliliği nedenle de kurulmuştur; Bir literatür araştırması bu tekniğin uygulamaları geniş olduğunu göstermektedir. Carty et al. Başarılı bir transgeni ön korteksinde terapötik genlerin ifade eden viral vektörlerin sunmak için intrakranyal enjeksiyon ikinciAlzheimer hastalığı 7 c modeli. Taki ve diğ. Zaten ortotopikal enjekte GBM, tümör 8 taşıyan çıplak farelere, nöral kök hücre bazlı bir taşıyıcı içinde tedavi edici onkolitik adenovirüs sunmak için intrakranyal enjeksiyon kullanımını tanımlamıştır. Açıkçası, intrakranial enjeksiyonları klinik öncesi araştırma için çok yönlü ve etkili bir araçtır. Visualized Experiments Dergisi&#39;nde önceki yayınlar temel yaklaşımlar 9-11 tarif, ama biz-kolay-master teknolojisini kullanarak daha yüksek bir hassasiyet seviyesine intrakranial tümör enjeksiyonundan ve ortotopik modelleme kavramını alır.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="866">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:87px;">Company</td>
			<td style="width:145px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:287px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Equipment</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:349px;">Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console.</td>
			<td style="width:87px;">Kopf</td>
			<td style="width:145px;">Model 940</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Mouse Gas Anesthesia Head Holder</td>
			<td style="width:87px;">Kopf</td>
			<td style="width:145px;">Model 923-B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Mouse Ear Bars</td>
			<td style="width:87px;">Kopf</td>
			<td style="width:145px;">Medel 922</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Fiber Optic Illuminator</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">12-562-36</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">UltraMicroPump III</td>
			<td style="width:87px;">WPI</td>
			<td style="width:145px;">UMP3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Micro4 microprocessor</td>
			<td style="width:87px;">WPI</td>
			<td style="width:145px;">UMC4</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Variable speed hand-held rotary drill</td>
			<td style="width:87px;">Dremel</td>
			<td style="width:145px;">Model 300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Dental drill bit, 1.0 mm</td>
			<td style="width:87px;">Spoelting</td>
			<td style="width:145px;">514554</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Adaptor for dental drill bit: 3/32 inch collet</td>
			<td style="width:87px;">Dremel</td>
			<td style="width:145px;">481</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Heating pad</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for mice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Isoflurane vaporizer system</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for mice</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:349px;">Medical tubing and connectors</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td style="width:287px;">to connect isoflurane vaporizer with stereotaxic frame</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Instruments</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Precision 25 ul micro syringe</td>
			<td style="width:87px;">Hamilton&#160;</td>
			<td style="width:145px;">7636-01</td>
			<td>Model 702, without needle</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Microsyringe needles, 26s gauge&#160;</td>
			<td style="width:87px;">Hamilton&#160;</td>
			<td style="width:145px;">7804-04</td>
			<td>RN, 25 mm point style 2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Fine-tipped scissors (straight, sharp/sharp)</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Medium-sized standard scissors</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Standard serrated forceps</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Serrated hemostats (2)</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Fine-tipped forceps</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Supplies</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sutures 5-0 vicryl P-3 13 mm (Ethicon)</td>
			<td style="width:87px;">MWI</td>
			<td style="width:145px;">J463G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Surgical blades #10, stainless (Feather)</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">296#10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:349px;">Isoflurane (Fluriso)&#160;</td>
			<td style="width:87px;">VetOne&#160;</td>
			<td style="width:145px;">NDC 13985-528-60</td>
			<td style="width:287px;">Item #502017. Liquid inhalation anesthetic. federal law restricts this drug to use by or on the order of a licensed veterinarian.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Carprofen (Rimadyl Injectable 50 mg/mL)&#160;</td>
			<td style="width:87px;">Pfizer</td>
			<td style="width:145px;">NDC 61106-8507-01</td>
			<td>dilute in saline</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Ophthalmic ointment (artificial tears)</td>
			<td style="width:87px;">Rugby</td>
			<td style="width:145px;">NDC 0536-6550-91</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Topical antibiotic (AK-Poly-Bac )</td>
			<td style="width:87px;">Akorn</td>
			<td style="width:145px;">NDC 17478-238-35</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Povidone-iodine topical antiseptic, 10% (Betadine)</td>
			<td style="width:87px;">Betadine</td>
			<td style="width:145px;">NDC 67618-150-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Hydrogen Peroxide, 30%</td>
			<td style="width:87px;">Fisher&#160;</td>
			<td style="width:145px;">H325-100</td>
			<td>for visualizing skull landmarks</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile saline</td>
			<td style="width:87px;">VetOne&#160;&#160;</td>
			<td style="width:145px;">NDC 13985-807-25</td>
			<td>for diluting solutions, cleaning tissue</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Bone wax</td>
			<td style="width:87px;">WPI</td>
			<td style="width:145px;">Item #501771</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile drapes</td>
			<td style="width:87px;">McKesson</td>
			<td style="width:145px;">25-517</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile surgical gloves</td>
			<td style="width:87px;">McKesson</td>
			<td style="width:145px;">(to fit)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile gauze pads, 2 x 2</td>
			<td style="width:87px;">Fisherbrand&#160;</td>
			<td style="width:145px;">22028556</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile gauze pads, 4 x 4</td>
			<td style="width:87px;">Fisherbrand&#160;</td>
			<td style="width:145px;">22-415-469</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Alcohol prep pads (medium)</td>
			<td style="width:87px;">PDI</td>
			<td style="width:145px;">B603</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Sterile cotton-tipped applicators</td>
			<td style="width:87px;">Fisherbrand&#160;</td>
			<td style="width:145px;">23-400-114</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:349px;">Sterile 0.5 ml screw cap tube with caps for cells</td>
			<td style="width:87px;">USA Scientific</td>
			<td style="width:145px;">1405-4700</td>
			<td>for cells</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Individually wrapped sterile dispo pipettes</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">BD 357575</td>
			<td>for needle cleaning solutions</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">BD insulin syringes with needles&#160;</td>
			<td style="width:87px;">Fisher</td>
			<td style="width:145px;">329461</td>
			<td>for analgesic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">70% ethanol</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for cleaning</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:349px;">Sterile di H2O</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for cleaning</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Microfuge tubes for cleaning solutions</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for needle cleaning solutions</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:349px;">Felt tip pen (dedicated)</td>
			<td style="width:87px;"></td>
			<td style="width:145px;"></td>
			<td>for marking skull</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

creating anatomically accurate and reproducible intracranial xenografts of human brain tumors

Özellikle beyin gibi eşsiz fizyolojik ve mimari nitelikleri ile sitelerin in vitro ve ektopik modelleri yapamam - Orthotopik tümör modelleri canlı hayvanın bağlamında, şu anda ve müdahalesi olmadan, bir tümör türü özelliklerini incelemek için en iyi yoldur. Bu damar, kan beyin bariyeri, metabolizma, ilaç dağıtım ve toksisite, ve diğer ilgili faktörlerin bir ev sahibi gibi özellikler oluşturmaktadır. Orthotopik modelleri de onların sınırlamaları var, ama ilgi uygun tekniği tümör hücreleri doğru dokuya engrafted edilebilir ile o insan beyninde en yakından taklit koşulları. Doğru tekrarlanabilir oluşturulabilir tutarlı oranı ve basınç, öngörülebilir büyüme oranları ile insan beyin tümörlerinin fare modelleri yerleri tanımlanmış hassas ölçülen miktarlar teslim ve çeşitli müdahalelerin güvenilir analiz için uygun yöntemler kullanılarak. Burada açıklanan protokol te odaklanırchnical başarılı ve tekrarlanabilir tümör büyümesini tasarımı ve intrakranial enjeksiyon için hazırlanması, ameliyat gerçekleştirmek ve sağlanması detayları ve farklı beyin tümörü modelleri bir dizi için özelleştirilebilir çeşitli koşullar için başlangıç ​​noktaları sağlar.

Güvenilir intrakranial ksenogratflardır bu açıklanan teknikle oluşturulabilir. Fare kafatası kritik yapılar (Şekil 1) belirlenmesi Bregma tanınması için izin ve kesin ve tekrarlanabilir enjeksiyon konuma araştırmacı rehberlik edecektir. Bu çalışmalarda, U251, ebeveyn doğrusu, lusiferaz (U251-Luc) veya U87 ile transfekte U251 insan GBM hücrelerinin doku kültürü hücreleri, SF-DMEM 4-6 ul içerisinde süspansiyon haline getirildi, ölümsüzleştirilmiş ve 2.5 mm (sağ) yan, 1,5 mm ...

Watch this Scientific Journal Video about Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors at JoVE.com

Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Beyin de in vitro veya ektopik analizler tarafından temsil edilmeyen nitelikleri ile benzersiz bir sitedir. Tekrarlanabilir bulunduğu yere ve büyüme özelliklerine sahip Ortotopik fare modelleri güvenilir bir stereotaksik tespit aracı ve bir düşük basınç şırınga pompası kullanılarak kafatası içine uygulanan enjeksiyonları ile oluşturulabilir.

Oluşturma Anatomik Doğru ve İnsan Beyin Tümörleri Reproducible İntrakraniyal Ksenograftlar

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live ...

creating-anatomically-accurate-reproducible-intracranial-xenografts

Research

JoVE Journal

Medicine

15.4K Görüntüleme.  University of Colorado School of Medicine.  Beyin de in vitro veya ektopik analizler tarafından temsil edilmeyen nitelikleri ile benzersiz bir sitedir. Tekrarlanabilir bulunduğu yere ve büyüme özelliklerine sahip Ortotopik fare modelleri güvenilir bir stereotaksik tespit aracı ve bir düşük basınç şırınga pompası kullanılarak kafatası içine uygulanan enjeksiyonları ile oluşturulabilir. 

Video: Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Establishment and Propagation of Human Retinoblastoma Tumors in Immune Deficient Mice

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited time. These cultured tumorspheres may exhibit markedly different cellular phenotypes when compared to the original tumors. Demonstration that cultured cells have the capability of forming new tumors is important to ensure that cultured cells model the biology of the original tumor. 
Here we present a protocol for propagating human retinoblastoma tumors in vivo using Rag2-/- immune deficient mice. Cultured human retinoblastoma tumorspheres of low passage or cells obtained from freshly harvested human retinoblastoma tumors injected directly into the vitreous cavity of murine eyes form tumors within 2-4 weeks. These tumors can be harvested and either further passaged into murine eyes in vivo or grown as tumorspheres in vitro. Propagation has been successfully carried out for at least three passages thus establishing a continuing source of human retinoblastoma tissue for further experimentation. 
Wesley S. Bond and Lalita Wadhwa are co-first authors.

A method is described to propagate human retinoblastoma tumors in mice. Tumor cells are directly injected into the eyes of immune deficient mice. Secondary tumors have been successfully established using both cells directly harvested from human tumors and cultured tumorspheres.

Bağışıklık Eksik Fare Kuruluş ve İnsan Retinoblastom Tümörler yayılımı

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited ...

Tıp

Automated Midline Shift and Intracranial Pressure Estimation based on Brain CT Images

In this paper we present an automated system based mainly on the computed tomography (CT) images consisting of two main components: the midline shift estimation and intracranial pressure (ICP) pre-screening system. To estimate the midline shift, first an estimation of the ideal midline is performed based on the symmetry of the skull and anatomical features in the brain CT scan. Then, segmentation of the ventricles from the CT scan is performed and used as a guide for the identification of the actual midline through shape matching. These processes mimic the measuring process by physicians and have shown promising results in the evaluation. In the second component, more features are extracted related to ICP, such as the texture information, blood amount from CT scans and other recorded features, such as age, injury severity score to estimate the ICP are also incorporated. Machine learning techniques including feature selection and classification, such as Support Vector Machines (SVMs), are employed to build the prediction model using RapidMiner. The evaluation of the prediction shows potential usefulness of the model. The estimated ideal midline shift and predicted ICP levels may be used as a fast pre-screening step for physicians to make decisions, so as to recommend for or against invasive ICP monitoring.

An automated midline shift estimation and intracranial pressure (ICP) pre-screening system based on computed tomography (CT) images for patients with traumatic brain injury (TBI) is proposed using image processing and machine learning techniques.

Beyin BT Görüntüleri dayalı otomatik Midline Shift ve İntrakraniyal Basınç Tahmini

In this paper we present an automated system based mainly on the computed tomography (CT) images consisting of two main components: the midline shift ...

Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

Glioblastoma multiforme (GBM) is a high-grade primary brain cancer with a median survival of only 14.6 months in humans despite standard tri-modality treatment consisting of surgical resection, post-operative radiation therapy and temozolomide chemotherapy 1. New therapeutic approaches are clearly needed to improve patient survival and quality of life. The development of more effective treatment strategies would be aided by animal models of GBM that recapitulate human disease yet allow serial imaging to monitor tumor growth and treatment response. In this paper, we describe our technique for the precise stereotactic implantation of bio-imageable GBM cancer cells into the brains of nude mice resulting in tumor xenografts that recapitulate key clinical features of GBM 2. This method yields tumors that are reproducible and are located in precise anatomic locations while allowing in vivo bioluminescent imaging to serially monitor intracranial xenograft growth and response to treatments 3-5. This method is also well-tolerated by the animals with low perioperative morbidity and mortality.

Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

We describe an integrated method for the precise, stereotactic implantation of human glioblastoma multiforme cells into the brains of nude mice and subsequent serial in vivo imaging to monitor growth and response to treatment of the resultant xenografts.

Stereotaktik intrakranial implantasyon ve<em&gt; In vivo</emGlioblastoma Multiforme bir Mouse Model Sistemde Tümör Xenografts arasında&gt; Bioluminescent Görüntüleme

Glioblastoma multiforme (GBM) is a high-grade primary brain cancer with a median survival of only 14.6 months in humans despite standard tri-modality ...

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a novel platform that allows for direct long-term visualization of tissue structure changes intracranially. Imaging at a single cell resolution in a real-time fashion provides supplementary dynamic information beyond that provided by standard end-point histological analysis, which looks solely at 'snap-shot' cross sections of tissue.
Establishing this intravital imaging technique in fluorescent chimeric mice, we are able to image four fluorescent channels simultaneously. By incorporating fluorescently labeled cells, such as GFP+ bone marrow, it is possible to track the fate of these cells studying their long-term migration, integration and differentiation within tissue. Further integration of a secondary reporter cell, such as an mCherry glioma tumor line, allows for characterization of cell:cell interactions. Structural changes in the tissue microenvironment can be highlighted through the addition of intra-vital dyes and antibodies, for example CD31 tagged antibodies and Dextran molecules.
Moreover, we describe the combination of our ICW imaging model with a small animal micro-irradiator that provides stereotactic irradiation, creating a platform through which the dynamic tissue changes that occur following the administration of ionizing irradiation can be assessed.
Current limitations of our model include penetrance of the microscope, which is limited to a depth of up to 900 &mu;m from the sub cortical surface, limiting imaging to the dorsal axis of the brain. The presence of the skull bone makes the ICW a more challenging technical procedure, compared to the more established and utilized chamber models currently used to study mammary tissue and fat pads 5-7. In addition, the ICW provides many challenges when optimizing the imaging.

A Novel High-resolution In vivo Imaging Technique to Study the Dynamic Response of Intracranial Structures to Tumor Growth and Therapeutics

We describe a novel in vivo imaging technique that couples fluorescent chimeric mice with intracranial windows and high-resolution 2-photon microscopy. This imaging platform aids studies of dynamic changes in brain tissue and microvasculature, at a single-cell level, following pathological insults and is adaptable to assess intracranial drug delivery and distribution.

Yeni Bir Yüksek çözünürlüklü<em&gt; In vivo</emTümör Büyüme ve Tedavi için İntrakranial Yapıların Dinamik Tepki Eğitim&gt; Görüntüleme Tekniği

We have successfully integrated previously established Intracranial window (ICW) technology 1-4 with intravital 2-photon confocal microscopy to develop a ...

Generation of Subcutaneous and Intrahepatic Human Hepatocellular Carcinoma Xenografts in Immunodeficient Mice

In vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate the human disease provide a valuable platform for research into disease pathophysiology and for the preclinical evaluation of novel therapies. We present a variety of methods to generate subcutaneous or orthotopic human HCC xenografts in immunodeficient mice that could be utilized in a variety of research applications. With a focus on the use of primary tumor tissue from patients undergoing surgical resection as a starting point, we describe the preparation of cell suspensions or tumor fragments for xenografting. We describe specific techniques to xenograft these tissues i) subcutaneously; or ii) intrahepatically, either by direct implantation of tumor cells or fragments into the liver, or indirectly by injection of cells into the mouse spleen. We also describe the use of partial resection of the native mouse liver at the time of xenografting as a strategy to induce a state of active liver regeneration in the recipient mouse that may facilitate the intrahepatic engraftment of primary human tumor cells. The expected results of these techniques are illustrated. The protocols described have been validated using primary human HCC samples and xenografts, which typically perform less robustly than the well-established human HCC cell lines that are widely used and frequently cited in the literature. In comparison with cell lines, we discuss factors which may contribute to the relatively low chance of primary HCC engraftment in xenotransplantation models and comment on technical issues that may influence the kinetics of xenograft growth. We also suggest methods that should be applied to ensure that xenografts obtained accurately resemble parent HCC tissues.

Human tumor xenografts in immunodeficient mice are valuable tools to study cancer biology. Specific protocols to generate subcutaneous and intrahepatic xenografts from human hepatocellular carcinoma cells or tumor fragments are described. Liver regeneration induced by partial hepatectomy in recipient mice is presented as a strategy to facilitate intrahepatic engraftment.

Bağışıklık yetersizliği olan farelere subkutan olarak ve intrahepatik insan hepatoselüler karsinoma ksenograftlarının Üretimi

In  vivo experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate  the human disease provide a valuable platform for research into disease  ...

Lesion Explorer: A Video-guided, Standardized Protocol for Accurate and Reliable MRI-derived Volumetrics in Alzheimer's Disease and Normal Elderly

Obtaining in vivo human brain tissue volumetrics from MRI is often complicated by various technical and biological issues. These challenges are exacerbated when significant brain atrophy and age-related white matter changes (e.g. Leukoaraiosis) are present. Lesion Explorer (LE) is an accurate and reliable neuroimaging pipeline specifically developed to address such issues commonly observed on MRI of Alzheimer's disease and normal elderly. The pipeline is a complex set of semi-automatic procedures which has been previously validated in a series of internal and external reliability tests1,2. However, LE's accuracy and reliability is highly dependent on properly trained manual operators to execute commands, identify distinct anatomical landmarks, and manually edit/verify various computer-generated segmentation outputs.
LE can be divided into 3 main components, each requiring a set of commands and manual operations: 1) Brain-Sizer, 2) SABRE, and 3) Lesion-Seg. Brain-Sizer's manual operations involve editing of the automatic skull-stripped total intracranial vault (TIV) extraction mask, designation of ventricular cerebrospinal fluid (vCSF), and removal of subtentorial structures. The SABRE component requires checking of image alignment along the anterior and posterior commissure (ACPC) plane, and identification of several anatomical landmarks required for regional parcellation. Finally, the Lesion-Seg component involves manual checking of the automatic lesion segmentation of subcortical hyperintensities (SH) for false positive errors.
While on-site training of the LE pipeline is preferable, readily available visual teaching tools with interactive training images are a viable alternative. Developed to ensure a high degree of accuracy and reliability, the following is a step-by-step, video-guided, standardized protocol for LE's manual procedures.

Lesion Explorer: A Video-guided, Standardized Protocol for Accurate and Reliable MRI-derived Volumetrics in Alzheimer&#039;s Disease and Normal Elderly

Lesion Explorer (LE) is a semi-automatic, image-processing pipeline developed to obtain regional brain tissue and subcortical hyperintensity lesion volumetrics from structural MRI of Alzheimer's disease and normal elderly. To ensure a high level of accuracy and reliability, the following is a video-guided, standardized protocol for LE's manual procedures.

Lezyon Explorer: Doğru ve Güvenilir MR türetilmiş Alzheimer Hastalığı Volumetrics ve Normal Yaşlı Bir Video-güdümlü, Standart Protokol

Obtaining in vivo human brain tissue volumetrics from MRI is often complicated by various technical and biological issues. These challenges are ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

Kemirgen Ortotopik Mesane ksenogratflarının Minimal İnvaziv kurulması

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent marker. Mouse models (brain tumor and arthritis) were used to evaluate the usefulness of this method. Saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles tagged with CellVue Maroon (CVM) fluorophore were administered intravenously. Animals were then placed in the rotational holder (MARS) of the in vivo imaging system. Images were acquired in 10&#176; steps over 380&#176;. A rectangular&#160;region of interest (ROI) was placed across the full image width at the model disease site. Within the ROI, and for every image, mean fluorescence intensity was computed after background subtraction. In the mouse models studied, the labeled nanovesicles were taken up in both the orthotopic and transgenic brain tumors, and in the arthritic sites (toes and ankles). Curve analysis of the multi angle image ROIs determined the angle with the highest signal. Thus, the optimal angle for imaging each disease site was characterized. The MAROI method applied to imaging of fluorescent compounds is a noninvasive, economical, and precise tool for in vivo quantitative analysis of the disease states in the described mouse models.

In Vivo Optical Imaging of Brain Tumors and Arthritis Using Fluorescent SapC-DOPS Nanovesicles

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo quantitation of a fluorescent marker delivered by saposin C (SapC)-dioleoylphosphatidylserine (DOPS) nanovesicles. Employing mouse models of cancer and arthritis, we demonstrate how the MAROI signal curve analysis can be used for the precise mapping and biological characterization of disease processes.

Floresan SapC-DOPS Nanovesicles kullanma Beyin Tümörleri ve Artrit Vivo Optik Görüntüleme

We describe a multi-angle rotational optical imaging (MAROI) system for in vivo monitoring of physiopathological processes labeled with a fluorescent ...

Fast and Accurate Exhaled Breath Ammonia Measurement

This exhaled breath ammonia method uses a fast and highly sensitive spectroscopic method known as quartz enhanced photoacoustic spectroscopy (QEPAS) that uses a quantum cascade based laser. The monitor is coupled to a sampler that measures mouth pressure and carbon dioxide. The system is temperature controlled and specifically designed to address the reactivity of this compound. The sampler provides immediate feedback to the subject and the technician on the quality of the breath effort. Together with the quick response time of the monitor, this system is capable of accurately measuring exhaled breath ammonia representative of deep lung systemic levels. 
Because the system is easy to use and produces real time results, it has enabled experiments to identify factors that influence measurements. For example, mouth rinse and oral pH reproducibly and significantly affect results and therefore must be controlled. Temperature and mode of breathing are other examples. As our understanding of these factors evolves, error is reduced, and clinical studies become more meaningful. This system is very reliable and individual measurements are inexpensive. 
The sampler is relatively inexpensive and quite portable, but the monitor is neither. This limits options for some clinical studies and provides rational for future innovations.

Ammonia is an important physiologic metabolite relevant to various disease and wellness states. It is also a difficult molecule to measure in breath, which demands particular precautions be taken to obtain accurate results. Not all factors influencing ammonia are known, but progress can be difficult without accounting for these factors.

Hızlı ve Doğru Üfürükle Amonyak Ölçüm

This exhaled breath ammonia method uses a fast and highly sensitive spectroscopic method known as quartz enhanced photoacoustic spectroscopy (QEPAS) that ...

Depletion of Mouse Cells from Human Tumor Xenografts Significantly Improves Downstream Analysis of Target Cells

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic patient tumors in different assays1. Human tumor xenografts represent the gold standard with respect to tumor biology, drug discovery, and metastasis research 2-4. Tumor xenografts can be derived from different types of material like tumor cell lines, tumor tissue from primary patient tumors4 or serially transplanted tumors. When propagated in vivo, xenografted tissue is infiltrated and vascularized by cells of mouse origin. Multiple factors such as the tumor entity, the origin of xenografted material, growth rate and region of transplantation influence the composition and the amount of mouse cells present in tumor xenografts. However, even when these factors are kept constant, the degree of mouse cell contamination is highly variable.
Contaminating mouse cells significantly impair downstream analyses of human tumor xenografts. As mouse fibroblasts show high plating efficacies and proliferation rates, they tend to overgrow cultures of human tumor cells, especially slowly proliferating subpopulations. Mouse cell derived DNA, mRNA, and protein components can bias downstream gene expression analysis, next-generation sequencing, as well as proteome analysis 5. To overcome these limitations, we have developed a fast and easy method to isolate untouched human tumor cells from xenografted tumor tissue. This procedure is based on the comprehensive depletion of cells of mouse origin by combining automated tissue dissociation with the benchtop tissue dissociator and magnetic cell sorting. Here, we demonstrate that human target cells can be can be obtained with purities higher than 96% within less than 20 min independent of the tumor type.

Human tumor xenografts are vascularized and infiltrated by cells of mouse origin during the growth phase in vivo. To circumvent the bias caused by these contaminating cells during downstream analysis, we developed a method allowing for comprehensive depletion of all mouse cells by magnetic cell sorting.

İnsan Tümör ksenogratflarının gelen Fare Hücrelerinin tükenmesi Anlamlı Hedef Hücre Alt Analizi geliştirir

The use of in vitro cell line models for cancer research has been a useful tool. However, it has been shown that these models fail to reliably mimic ...