This work was supported by National Institutes of Health (National Institute of Neurological Disorders and Stroke) Grant 1R01NS060757-01 and by the E.L. Lindseth endowed chair to Dominique M. Durand. We thank Dr. Andrew M. Rollins&#8217; laboratory for the help on the OCT imaging.

NOT: Hayvan deneysel protokolleri gözden ve üniversitede Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından kabul edildi. P20 P10 çağındaki her iki cinsiyetten CD1 fareleri bu çalışmada kullanılmıştır. Cerrahi ve Deneysel Kayıt için 1. Çözümler <ol><li> NaCl 124, KCI 3.75, KH 2 PO4 1.25, MgSO 4 2, NaHCO 3 26, Dekstroz 10, ve CaCl 2 2: (mM) içeren normal bir yapay beyin omurilik sıvısı (aCSF) tampon hazırlayın. Deneyin başlangıcında yıkama sistemi yanı sıra, ayrıldıktan sonra, doku kurtarma için, bu normal aCSF kullanın. </li><li> Hipokampus diseksiyon sırasında ve içerir sükroz aCSF hazırlayın (mM olarak): Sakaroz 220, KCI 2.95 NaH 2 PO4 1.3, MgSO 4 2, NaHCO3, 26 Dekstroz 10 ve CaCI2 2. Sağlam hipokampal doku terkibi epileptiform activity uyarılması amacıyla, normal aCSF 4-aminopiridin (4-AP) ekleyin100 uM konsantrasyonu. </li></ol> Bozulmamış Hippocampus Preparasyon 2. Cerrahi Prosedür <ol><li> Bir kurutucu cam kavanoz (Belirli Malzeme ve Ekipman No.1) altındaki odasına izofluran (1 ml) Bırak ve hayvan ile temas almaz böylece alt aşamada yüzeyini kapsayacak şekilde düzenli bir kağıt havlu kullanın Sıvı. Ardından, kavanoza CD1 fare koyun ve kapağını kapatın. Yaklaşık 1 dakika ile 2 dakika süre ile, kapalı bir kavanoza hayvan tutun. Nefes sıklığı yaklaşık bir saniyede olduğunda, kavanoz fareyi çıkarın. </li><li> Cerrahi sahnede fare koyun ve uygun bir makasla başını kesmek. Hemen konusu hayvanın başı kesildikten sonra, yaklaşık 30 saniye boyunca buz soğukluğunda (3-4 ° C) içine baş, oksijenli sükroz aCSF yerleştirin. </li><li> Kafatasının üst deriyi kaldırmak ve tempo yakın iki ucunda yanı sıra baş orta hat boyunca kafatası kesmek için ince makas (Özel Malzeme ve Ekipmanları No.5) kullanınral lob. Kullanım forseps (Özel Malzeme ve Ekipmanları No. 6) beyin ortaya koymak için başın her iki tarafına doğru kesik kafatası soymak için. </li><li> Dikkatle kafatasının altından beyin kabuğu ve daha sonra üzerine düşmesi beyin ve kafatası parietal lob arasındaki boşluğa bir mikro laboratuar spatula (Belirli Malzeme ve Ekipmanları No 8) takın hazırlanmış bir buz-soğuk (3 Belirli Malzeme ve Ekipmanları) ıslak filtre kağıdı (No.2 ile kaplı -4 ° C) cerrahi evre. Bir buz-soğuk bıçak ile beyincik çıkarın ve beynin orta hat keserek iki hemisfer ayırın. Daha sonra,% 95 O 05/02% CO2 ile kabarcıklandırılmış buz gibi soğuk sükroz aCSF ile dolu bir beher içine iki ayrılmış hemisferlerin yerleştirin. </li><li> Buz gibi soğuk filtre kağıdı sahnede yarımkürede ve yerin yarısını alın. Ekstra çözüm emmek için beynin etrafında normal kağıt havlu veya filtre kağıdı yerleştirin. Malzeme iki yangın parlatılmış cam pipet araçları (No. 10 kullanın veEkipman) beynin orta kısmının geri kalanından ayırmak için korteksi. </li><li> Hipokampus korteks içinden maruz kalan ve buz-soğuk sahneye koymak sonra, doku üzerinde buz soğuk sakaroz aCSF iki veya üç damla koyun ve ardından hipokampus etrafında ekstra çözüm kaldırmak. Hipokampus iki ucunda korteks ile bağlantıları kesin. Ardından, yangın cilalı cam araçları ile beynin dışarı hipokampus incelemek ve beynin geri kalan kısmını kaldırın. </li><li> Onun alveus tarafı yukarı bakacak ve hipokampal sulkus aşağı bakacak şekilde tüm hipokampus ayırın. Hızla yeniden doku üzerinde buz soğuk sakaroz aCSF iki veya üç damla damla ve kağıt havlu parçası kullanarak doku etrafında ekstra çözüm kaldırmak. Sulkus (Şekil 1B, C) ​​maruz tüm hipokampus üzerinde açmak için bir ateş cilalı cam aracını kullanın. </li><li> Normal optik mikroskop altında, Özgül Materi bir ölçüye cam iğne (No. 11 yerleştirinals ve sulcus bir ucunu Ekipmanları) ve sulcus yönünde (Şekil 1C) boyunca, dentat subikulum için gyrus (DG) veya CA1 alanından lif bağlantıları kesmek. Gerekirse hipokampus septal ve zamansal biter süs için bir buz-soğuk bıçak uygulayın. Kesme sulkus içine (Özel Malzeme ve Ekipmanları No. 12), bir özel yapılmış metal tel döngü yerleştirin ve bir yangın parlatılmış cam aracı tarafından hipokampus subikulum / CA1 ucunu tutarak dokudan uzak DG üzerinden çekin (Şekil 1D) . </li><li> Yukarıda açılma prosedüre göre, doku üzerine buz gibi soğuk sükroz aCSF bir, iki veya üç damla ve doku çevresinde ilave uzaklaştırın. Daha sonra, kenarları (Şekil 1E) buz gibi soğuk bıçak ile katlanmamış hipokampus Döşeme ve ilgili (oda sıcaklığında, normal aCSF ile doldurulmuş ve% 95 O 05/02% CO2 ile kabarcıklandırılmış geri kazanılması haznesine bir spatula ile hazırlanmasını yer 25 ° C). Ayrılmakkatlanmamış hipokampus doku kayıt odasına yerleştirmeden önce yaklaşık 1 saat kurtarmak için. </li><li> Diğer beyin yarımkürede alın ve 2,5-2,9 adım adım gitmek için kullanabilirsiniz. Genellikle, bir tek hipokampus açılmak ve oksijenli ve sulu doku tutmak için sürekli buz gibi soğuk sakaroz aCSF damla tüm prosedürü tamamlamak için yaklaşık 1 ila 2 dakika sürebilir. </li></ol> 3. Deneysel Sistem Kurulumu <ol><li> Bir pim ızgara dizisi (PGA) paket üzerinde özel bir imal PMEA&#39;nm Tutkal ve ambalajın (Şekil 3B), bir pimin pedi tek bir mikroelektrot her ped bağlamak için mikro tel bağlanmasını kullanır. Ardından, ısmarlama bir devre kartı 13 sokete paketi takın. </li><li> Bireysel özel yapılmış devre kartı 13 100 kazanç 4 KHz ve amplifikatörler 1 Hz band geçiren kesme frekansı ile filtreleri her mikroelektrot bağlayın. A / D sohbetler devre kartından analog çıkış Sayısallaştırsistemi Erting ve bir bilgisayardaki verileri kazanmak ve depolamak. </li><li> Çözelti akış (Şekil 4A) için giriş ve çıkış boru ile dizi etrafında bir ısmarlama plastik kayıt odasına Tutkal. Sistemdeki farklı çözümler tutmak ve birleştirme ve üç valf ile şişelerin çıkış boru kontrol etmek için en az iki şişe kullanın. Kayıt odasına çözüm rehberlik IV damla odası ile bir boru sistemine tri-vana çıkışını bağlayın. </li><li> Tri-valf ve kayıt odasının giriş arasında, çözelti, kayıt odasına yönlendirilir önce kontrollü bir sıcaklıkta (35 ° C) çözelti ısıtmak için bir ısıtıcı ekleyin. Bir vakum tüpü bağlı balona çözüm toplamak için bir vakum tüp kayıt odasının çıkış takın. Bu çalışmada herhangi bir deneyde herhangi bir solüsyon geri verme. </li></ol> 4. PMEA&#39;nın üzerine Kırımsız Hippocampus Yerleştirme Sinir Aktivite kaydedin için </p&gt; <ol><li> Deney düzeneği hazırlamak için, bir normal aCSF ile şişe ve 4-AP aCSF ile bir şişe doldurun. Her iki şişelerde, kabarcık% 95 O, her denemenin başından itibaren 05/02% CO 2. Bir deney sırasında seçilen hangi çözüm denetlemek için bir üç-valf konnektörünü kullanın. Bir kabın içine toz çözüm pompalamak için odasının çıkışında bir vakum tüpü bağlayın. Kayıt odasına teslim etmeden önce boru hattı ısıtın ve kontrollü bir sıcaklık seviyesinde (35 ° C) çözüm tutmak. </li><li> Odasına kayıt giriş ve çıkış kapalı olduğunda, kayıt odasına katlanmamış hipokampus aktarmak ve yerleştirmek için özel yapılmış cam pipet damlalık kullanabilirsiniz. Mikroskop altında, doku çözeltide yüzen ise düzenli bir küçük boya fırçası kullanarak gelişeceğini hipokampus yerleştirin. Onun alveus tarafı uzak işaret, CA3 alanı aşağı bakacak ve CA1 alan araştırmacı bakacak ile gelişeceğini hipokampus yerleştirin. </li&gt; <li> Dikkatle odası kurutulur ve doku dizi üzerine indirilir kadar çözüm seviyesini düşürmek için kayıt odasının kenarından bir vakum pipet kullanarak odasında çözüm uzak emmek. Sonra, dikkatle dizi üzerine gelişeceğini hipokampus tutmak için doku üstünde bir ölçüye doku çapa (Şekil 4) (Belirli Malzeme ve Ekipmanları No. 14) yerleştirin. IV damla odasında saniyede iki damla akış hızını ayarlamak için giriş ve çıkış yeniden doldurmak ve yavaş yavaş açık kayıt odasına solüsyonu ve bir kaç damla koyun. </li><li> Kurtarmak için yaklaşık 1 dakika boyunca normal bir ACSF kayıt bölümü içinde doku inkübe, daha sonra 4-AP çözündürüldü aCSF çözüm kaynağı anahtarı ve düzgün bir akış hızını ayarlayın. Yaklaşık 5 ila 10 dakika süreyle aCSF çözülmüş 4-AP doku inkübe ve ardından araştırmacı spontan aktivite göründüğünde sinyali kaydetmek için yazılımını başlatmak olabilir. </li></ol> 5. ÇıkarmaBir Deney sonra PMEA&#39;nın gelen doku <ol><li> Bir micromanipulator doku çapa Kontrol ve yavaş yavaş kayıt odasından doku kaldırın. Kayıt odasında akışını durdurmak için hem giriş hem çıkış kapatın. Kayıt odası solüsyonu ile dolu veya kayıt odası dolu değilse odasını doldurmak için çözümün bir kaç damla eklemek gerekir. </li><li> Doku her köşesine kaldırmak için küçük bir boya fırçası kullanın. Doku solüsyonda yüzen değilse, o zaman doku hala dizi oturan ile dikkatli bir şekilde bölme kuru vakum borusunu kullanır. Sonra dikkatlice yavaş yavaş odasına dolum ve kayıt odası dolduğunda akışını durdurmak için giriş kapatmaya giriş açın. Yine doku her köşesini kaldırın küçük boya fırçası uygulayın. </li><li> Dokuya kadar adımı yineleyin 5.2 diziden ayrılmış ve çözelti içinde yüzer. Doku çözeltisi içinde yüzen, o uzak doku emmek için vakum tüpü kullanın. Açık tO girişinde akış ve çıkışına vakum açın. Damıtılmış suyla yıkayın sistemi ve kurur. </li></ol>

<ol>
	<li>Richardson, K. A., Schiff, S. J., Gluckman, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+traveling+waves+in+the+Mammalian+cortex.">Control of traveling waves in the Mammalian cortex.</a> Phys Rev Lett. 94 (2), 028103-028112 (2005).</li><li>Luhmann, H. J., Dzhala, V. I., Ben-Ari, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+and+propagation+of+4-AP-induced+epileptiform+activity+in+neonatal+intact+limbic+structures+in+vitro.">Generation and propagation of 4-AP-induced epileptiform activity in neonatal intact limbic structures in vitro.</a> Eur J Neurosci. 12 (8), 2757-2768 (2000).</li><li>Grinvald, A., Manker, A., Segal, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+the+spread+of+electrical+activity+in+rat+hippocampal+slices+by+voltage-sensitive+optical+probes.">Visualization of the spread of electrical activity in rat hippocampal slices by voltage-sensitive optical probes.</a> J Physiol. 333, 269-291 (1982).</li><li>Gloveli, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthogonal+arrangement+of+rhythm-generating+microcircuits+in+the+hippocampus.">Orthogonal arrangement of rhythm-generating microcircuits in the hippocampus.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 102 (37), 13295-13300 (2005).</li><li>Amaral, D. G., Witter, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+three-dimensional+organization+of+the+hippocampal+formation:+a+review+of+anatomical+data.">The three-dimensional organization of the hippocampal formation: a review of anatomical data.</a> Neuroscience. 31 (3), 571-591 (1989).</li><li>Albani, S. H., McHail, D. G., Dumas, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+studies+of+the+hippocampus+and+hippocampal-dependent+behaviors:+insights+from+interdisciplinary+studies+and+tips+for+new+investigators.">Developmental studies of the hippocampus and hippocampal-dependent behaviors: insights from interdisciplinary studies and tips for new investigators.</a> Neurosci Biobehav Rev. 43, 183-190 (2014).</li><li>Zhang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Propagation+of+Epileptiform+Activity+Can+Be+Independent+of+Synaptic+Transmission,+Gap+Junctions,+or+Diffusion+and+Is+Consistent+with+Electrical+Field+Transmission.">Propagation of Epileptiform Activity Can Be Independent of Synaptic Transmission, Gap Junctions, or Diffusion and Is Consistent with Electrical Field Transmission.</a> J Neurosci. 34 (4), 1409-1419 (2014).</li><li>Kibler, A. B., Durand, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthogonal+wave+propagation+of+epileptiform+activity+in+the+planar+mouse+hippocampus+in+vitro.">Orthogonal wave propagation of epileptiform activity in the planar mouse hippocampus in vitro.</a> Epilepsia. 52 (9), 1590-1600 (2011).</li><li>Wang, D., McMahon, S., Zhang, Z., Jackson, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hybrid+voltage+sensor+imaging+of+electrical+activity+from+neurons+in+hippocampal+slices+from+transgenic+mice.">Hybrid voltage sensor imaging of electrical activity from neurons in hippocampal slices from transgenic mice.</a> J Neurophysiol. 108 (11), 3147-3160 (2012).</li><li>Wingenfeld, K., Wolf, O. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stress+,+memory,+the+hippocampus.">Stress , memory, the hippocampus.</a> Front Neurol Neurosci. 34, 109-121 (2014).</li><li>Liu, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+dynamics+of+high-K+-induced+epileptiform+discharges+in+hippocampal+slice+and+the+effects+of+valproate.">Spatiotemporal dynamics of high-K+-induced epileptiform discharges in hippocampal slice and the effects of valproate.</a> Neurosci Bull. 29 (1), 28-36 (2013).</li><li>Oka, H., Shimono, K., Ogawa, R., Sugihara, H., Taketani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+planar+multielectrode+array+for+extracellular+recording:+application+to+hippocampal+acute+slice.">A new planar multielectrode array for extracellular recording: application to hippocampal acute slice.</a> J Neurosci Methods. 93, 61-68 (1999).</li><li>Kibler, A. B., Jamieson, B. G., Durand, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+aspect+ratio+microelectrode+array+for+mapping+neural+activity+in+vitro.">A high aspect ratio microelectrode array for mapping neural activity in vitro.</a> J Neurosci Methods. 204 (2), 296-305 (2012).</li><li>Schechter, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+potassium+channel+blockers+4-aminopyridine+and+tetraethylammonium+increase+the+spontaneous+basal+release+of+[3H]5-hydroxytryptamine+in+rat+hippocampal+slices.">The potassium channel blockers 4-aminopyridine and tetraethylammonium increase the spontaneous basal release of [3H]5-hydroxytryptamine in rat hippocampal slices.</a> J Pharmacol Exp Ther. 282 (1), 262-270 (1997).</li><li>Perreault, P., Avoli, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=4-aminopyridine-induced+epileptiform+activity+and+a+GABA-mediated+long-lasting+depolarization+in+the+rat+hippocampus.">4-aminopyridine-induced epileptiform activity and a GABA-mediated long-lasting depolarization in the rat hippocampus.</a> J Neurosci. 12 (1), 104-115 (1992).</li><li>Chesnut, T. J., Swann, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epileptiform+activity+induced+by+4-aminopyridine+in+immature+hippocampus.">Epileptiform activity induced by 4-aminopyridine in immature hippocampus.</a> Epilepsy Res. 2 (3), 187-195 (1988).</li><li>Nam, Y., Wheeler, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vitro+Microelectrode+Array+Technology+and+Neural+Recordings.">In Vitro Microelectrode Array Technology and Neural Recordings.</a> Crit Rev Biomed Eng. 39 (1), 45-62 (2011).</li><li>Gonzalez-Sulser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hippocampal+neuron+firing+and+local+field+potentials+in+the+in+vitro+4-aminopyridine+epilepsy+model.">Hippocampal neuron firing and local field potentials in the in vitro 4-aminopyridine epilepsy model.</a> J Neurophysiol. 108 (9), 2568-2580 (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

hipokampus uzunlamasına ve enine eksen delici mikroelektrot dizisi ile birlikte korunur gelişeceğini hipokampus hazırlama, geliştirme, hipokampus 7 anatomi bağlantıları veya nöral yayılmasını araştırmak için güçlü bir araç sağlar. Bu açılımı prosedür de yetişkin farelerde hipokampus incelemek için geçerlidir. Bu hazırlık Son çalışmalar 4-AP-kaynaklı epileptiform aktivite gelişeceğini hipokampus tüm alanı boyunca bir diyagonal dalga önünde (Şekil 6) 7,8 ile yaymak göstermiştir. Bu çalışmalar düz hipokampal sinir ağı nöral yayılma (Şekil 6) araştırılmalıdır zaman sağlam gelişeceğini hipokampus enine ya da boyuna ya dilimleri üzerinde önemli avantajlar sağladığını gösterdi. delici mikroelektrot mevcut mi üzerinde önemli bir avantaj sağlardüz bir yüzeye 11,12,17 üzerinde konumlandırılmış birden fazla kişi oluşmaktadır croelectrode diziler (MEA). Hücre tabakası yaklaşık 250-300 mikron yüzeyden (Şekil 2) mesafededir beri düz bir yüzey elektrotları ile MEA gelişeceğini hipokampus ile kullanmak zordur. Burada anlatılan PMEA dokusu 7,13 derinliklerine ulaşmak için 200mm&#39;lik bir yüksekliğe sahip nöral yayılmasını eğitim için uygun 64-delici elektrotlar ile bu sorunu çözmek için tasarlanmıştır. Buna ek olarak, kortikal dilimleri gibi, herhangi bir düz doku hazırlanmasında PMEA de uygulanabilir hipokampal enine kesitler vb Bu PMEA&#39;nm kullanmanın bir diğer avantajı, geliştirilmiş SNR. Bu PMEA&#39;nın bir prototip çalışması önceki çalışmalar belirtilen beri bu PMEA&#39;nın tarafından kaydedilen nöral sinyalin SNR oranı VSD kayıt kıyasla daha yüksek ve daha istikrarlı 19.4 ± 3 dB, ortalama değere sahiptir gösteriyor ki toksisite veVSD fotoğraf beyazlatma açıkça verileri 8 kayıt yeteneği engelli. Olanlar dümdüz elektrot dizileri ile karşılaştırıldığında daha yüksek bir SNR sahip, yaklaşık 20 dB ila 30 arasında değişen bir aralıkta, bu çalışmada (Şekil 5) PMEA artar kayıt SNR doku çapa kullanılarak geliştirilmiş bir deney protokolü ile, 10 ila 15 dB 11,18 arasında bir değer. hipokampus açılmak yeteneği için düz bir kayıt dizisi tarafından sorguya olabilir nöronların (CA1-CA3) bir tabaka elde esastır. Silikon dizi saydam alt-tabaka üzerine kuruludur Bundan başka, voltaj duyarlı boya görüntüleme tekniği hipokamp 8 nöral faaliyet yayılmasını çalışma PMEA sistemine entegre edilebilir. Floresan gerilim hassas göstergeleri ile transgenik fareler de pharmacologi neden kaynağını ve yayılma, fizyolojik koşullar altında sinyalin yanı sıra değişiklikleri araştırmak için kullanılabilircal ajanlar veya çeşitli hayvan modellerinde 9 genetik modifiye doku. Yüksek kaliteli kayıt sağlamak için birkaç kritik adımlar vardır. Öncelikle doku canlılığını sağlamak için, cerrahi prosedür mümkün olduğunca çabuk yapılmalıdır. Genellikle, bu 2.10 2.1 tüm adımlar)) geçmesi için yaklaşık 1 ila 2 dakika sürer. Gerçek deneysel cerrahi yapılmadan önce bazı örnek hayvanlar üzerinde açılımı prosedürün Uygulaması son derece ileri sürülmektedir. İkinci olarak, akış hızı ihtiyaçları kayıt bölümü içinde perfüzyon sıvısı seviyesi herhangi bir dalgalanmasını önlemek için sabit tutulması için. Ayrıca, doku dizisine doku göre hareketini önlemek için aşağı demirlemiş edilmelidir. Burada anlatılan PMEA katlanmamış hipokampus nöral yayılımını takip yararlı sinyaller sağlayabilir rağmen, bu kayıt metodolojisi bazı dezavantajları ve sınırlamalar vardır. Önce, Mikroelektronlar (Şekil 5D, E) üzerlerine yerleştirilen mekanik kuvvet nedeniyle zarar verebilir. Doku yerleştirme ve kaldırma işlemi sırasında, küçük boya fırçası ve dizi arasındaki kazara temas Mikroelektronlar viraj veya kırılmasına neden olabilir. Doku çapa mikromanipülatör aşağı indirdi zaman, odanın alt kısmındaki doku yatay hareket bükme veya elektrotların kırılması yol açabilecek bir kesme kuvveti yaratabilir. Gelecekteki tasarımında, Mikroelektronlar onları daha güçlü hale getirmek için biraz daha kalın tabanı ile yeniden şekillenen olmalıdır. Bu PMEA&#39;nın geçerli sürümünde, kayıt elektrotları dar taban böylece elektrotlar (Şekil 3A) zayıflaması, kendi çapına göre 13 var. Temizleme işlemi de yeterince diziye eklemek olabilir kalan doku ve liflerin kaldırmak için geliştirilmesi gerekmektedir. Her deneyden sonra, küçük parçalardoku Mikroelektronlar bağlı kalır olabilir ve elektrotlar üzerinde kalan bu kalıntı doku çıkarılmalıdır. Bu kalıntı dokular çıkarılmazsa, elektrotların ve direnç kayıtları SNR etkilenebilir. Protokol bölümün bir parçası 5&#39;de gösterildiği gibi damıtılmış su ile sistemin temizleme önerilmektedir. Kullanıcılar ayrıca sisteme zarar vermeden doku erimesi bazı zayıf asidik çözelti sistemi temizlemek için tavsiye edilir Bu protokolün bir başka dezavantajı, açılma işlemi sırasında, bu katlanmamış hipokampus delici yol DG Hipokampüsün diğer tabakaların yayılmasını mümkün sinir sinyallerin incelenmesi önlenmesi, kesilmiş olmasıdır. Sonuç olarak, biz katlanmamış hipokampal Tissu&#39;nun ile yüksek boy oranı mikroelektrod dizi birleştirerek hipokampus içinde nöral aktivitenin yayılmasını araştırmak için burada yeni bir metodoloji tarif varör. yöntem hem uzunlamasına ve enine yönde yaymak nasıl nöronal aktivitenin daha iyi anlaşılmasına yol vermedi. Bu teknik aynı zamanda dizinin üstünde de benzer bir şekilde yerleştirilir kortikal dokuya uygulanabilir. Dizi şeffaf ve aynı zamanda nöral dokuda sinyal yayılımı ile ilgili bazı önemli bulgulara neden olabilir Dahası, bu hazırlık optik kayıt tekniği birleştirerek mümkündür.

Nöral sinyallerin sinir iletimi veya ilerlemesini anlamak beyinde 1-3 normal fonksiyon ve patolojik durumlarda hem nöral iletişim mekanizmasının belirlenmesi için çok önemlidir. hipokamp bu bellek, ve mekansal izleme gibi pek çok beyin fonksiyonlarında önemli bir rol oynar ve önemli ölçüde davranışı, 1,6 etki, çeşitli patolojik değişikliklerinin olduğu için beyindeki en yaygın olarak araştırılmış yapılardan biridir. Hipokampus karmaşık bir organizasyon sergiler rağmen, yapısı farklı unsurları kolayca tespit ve dilim hazırlama 4-6 ulaşılabilir. Hipokampusun enine yönde nöral etkinlik kıvrımlarının (AD), CA3, CA1 andsubiculum 4,5 ihtiva tri-sinaptik yolu ile yaymak için bilinmektedir. Bu sinaptik iletim ve aksonal iletim communicati için çok önemli bir rol oynadığı da düşünülmektedirBu enine devresinde 4,6 üzerinde. Ancak, sinir sinyalin yayılma enine ve boyuna yönlerde 4,6 hem de yer alır. Bu hipokampus tamamen yayılma 4 belirli bir yöne gözlem sınırlamak dilim hazırlıkları kullanılarak araştırılmıştır edilemez olduğunu ima eder. uzunlamasına dilim uzunlamasına eksen 5 boyunca aksonal yolları araştırmak için geliştirilmiştir. Araştırmacılar ağırlıklı enine ve boyuna eksenleri sırasıyla 6 boyunca davranış özel gama ve teta salınımlar gözlemledik. Bu davranışlar ayrı ayrı ele alınmıştır, ancak her iki yöne aynı anda erişim bu davranışları anlamak önemlidir. Hatta sağlam hipokampus hazırlık gelişimi ile, bunun nedeni hipokampus 4 katlanmış-yapısına tüm dokusu boyunca yayılmasını izlemek zordur. katlanmamış hipokampus dolu nöronlar erişim sağlardüz iki boyutlu hücre tabakası 7,8 formunda. Dentat girus (DG), (Şekil 1) açılma olarak, hipokampus, enine ve uzunlamasına bağlantı hem CA3 ve CA1 her ikisini de içeren iki boyutlu bir tabaka halinde düzenlenmiş, piramidal hücre tabakası ile sağlam kaldığı bir dikdörtgen şekline sahip düzleştirilmiş bir şekli benimser Nöral yayılmasını araştırmak için kullanılabilecek nöral doku düz bir parça bırakarak (Şekil 2) 8. Sinir aktivitesi daha sonra münferit cam pipetler, mikroelektrot dizileri, uyarıcı elektrot ve aynı zamanda gerilim duyarlı boyalar (VSD), 3,7,8 ile izlenebilir. Buna ek olarak, transgenik farelerin genetik olarak kodlanmış gerilim göstergesi yayılım modelini 9 izlemek için kullanılabilir. katlanmamış hipokampal ağ yapılandırması düz optik yöntem kayıt için değil, aynı zamanda bir mikroelektrot dizisi için uygundur. Mpiyasada mevcut dizilerin ost düz ya da düşük profilli elektrotlar ile imal edilir ve doku dilimleri ve kültürlü nöronlar 10-12 hem nöral aktiviteyi kaydedebilirsiniz. Nöronların soma dokuya daha derin bulunduğu çünkü sinyallerin sağlam bir dokudan elde edilir, ancak bir sinyal-gürültü oranı (SNR) azalır. Yüksek boy oranları ile mikroelektrod elektrot diziler SNR geliştirmek için gereklidir. Bu amaçla, bir nüfuz mikroelektrot dizi (PMEA), laboratuarda geliştirilmiş ve katlanmamış hipokampus 7,13 bir 20 um çapında ve 200 mm yüksekliğinde 64 sivri sokulmasıyla direkt olarak dokunun araştırmak olanağı sağlar . Bu mikroelektrot dizisi gerilim duyarlı boya görüntüleme kıyasla daha yüksek SNR sahiptir ve SNR bir deney 7,13 sırasında sabit kalır. katlanmamış hipokampal hazırlanması ve PMEA&#39;nın kombinasyonu yatırım için yeni bir yol sağlariki boyutlu düzlem üzerinde nöral yayılmasını Igate. Bu tekniği kullanarak deneyler zaten sinirsel aktivite bağımsız sinaptik veya elektrik sinaps 7 yaymak sayede hipokampus nöral sinyal yayılım mekanizmaları hakkında önemli sonuçlar vermiştir.

<table><tbody><tr><td>desiccator jar</td><td>LABRECYCLERS Inc.</td><td>5410</td><td>Place regular paper towels at the bottome of the jar for animal anesthesia use.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>A blade and Custome made surgical stage for unfolding hippocampus</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>A petri dish is place upside down (in the center) in the ice with a wet filter paper place on top of it.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Custom made tissue recovery chamber</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Plastic tubes were glued with plastic mesh at the bottom and bubbled with 95% O2/ 5% CO2 in the aCSF.</td></tr><tr><td>Straight Operating&amp;nbsp;Scissors</td><td>Fisher Scientific</td><td>S17336B&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; Medco Instruments No.:81995&amp;nbsp;</td><td>This scissors is used to&amp;nbsp;&amp;nbsp; decapitate the mice.</td></tr><tr><td>Integra Miltex Goldman-Fox&amp;nbsp;Scissors</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-460-517&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; MILTEX INC&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; No.:5-SC-320</td><td>This scissors is used to cut the skull of the mice.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Miltex&lt;br/&gt; Hysterectomy Forceps</td><td>Claflin Medical equipment</td><td>CESS-722033-00001</td><td>This Forceps is used to peel the cut skull to expose the brain</td></tr><tr><td>Micro Spatula</td><td>Cardinal Health</td><td></td><td>This micro spatula is used to tranfer the whole brain of a semisphere into the recorering chamber.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Frey Scientific Stainless Steel Semi-Micro Spatula</td><td>Cardinal Health</td><td></td><td>this semi micro spatula is used to tranfer the unfolded hippocampus into the glucose aCSF in the recovering chamber.</td></tr><tr><td>small paint brush</td><td>Lowe&#039;s</td><td>tem #:&amp;nbsp;105657&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp;&amp;nbsp; Model #:&amp;nbsp;90219</td><td>The one with the smallest size in a normal paint brush package</td></tr><tr><td>Fire polished glass help tool</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes.</td></tr><tr><td>Custom made glass needle</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes.</td></tr><tr><td>Custom made glass tool with a metal wire loop</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes with a reshaped metal wire loop.</td></tr><tr><td>Custom made glass solution dropper</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>This tool was&amp;nbsp; made from the regular Pasteur glass pipettes with its tips cut and a rubber head attached with the cut end.</td></tr><tr><td>Custom made tissue anchor</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Nylon fiber mesh was glued on a insulated copper wire ring. The tissue anchor was hold by an micromanipulator.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Custom fabricated microelectrode array</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>More detail about the array please refer to&amp;nbsp; Kibler, et al, 2011.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Custom made filter and amplifiers circuits for the array</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>More detail about the array please refer to&amp;nbsp; Kibler, et al, 2011.&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Data acquisition processor 3400a</td><td>Microstar Laboratories</td><td>N/A</td><td>This is a complete data acquisition system with A/D converter.</td></tr></tbody></table>

neural activity propagation in an unfolded hippocampal preparation with a penetrating micro-electrode array

Bu protokol, hipokampus sinir aktivitesi eşleştirmek için bir mikro-talaşlı dizi ile birlikte in vitro düz hipokampus hazırlanmasında yeni hazırlanması için bir yöntem tarif eder. enine hipokampal dilim hazırlık hipokampus elektrofizyoloji çalışma en yaygın doku hazırlıktır. Bir uzunlamasına hipokampal dilim de hipokampus uzunlamasına bağlantıları araştırmak amacıyla geliştirilmiştir. kalınlığı yeterli oksijen difüzyonu sağlar, çünkü dokunulmamış fare hipokampüs, in vitro olarak yapılabilir. Doku bazı eksik ya da katlanmış ya olduğundan Ancak, bu üç hazırlıkları nöral yayılımı doğrudan erişim vermeyin. katlanmamış sağlam hipokampus enine ve in vitro hipokampus sinyal yayılma tam ölçüde analiz dokuya doğrudan erişim için düz bir konfigürasyonda boyuna bağlantıları hem de sağlar. Etkili bir t nöral aktiviteyi izlemek içinO hücre tabakası, özel imal edilmiş mikro-elektrot dizisi (PMEA) nüfuz yaptı ve katlanmamış hipokampus başvurdu. Yüksekliği 200 mikron 64 elektrot ile PMEA derin fare hipokampus içinde nöral aktiviteyi kayıt olabilir. katlanmamış hipokampal hazırlanması ve PMEA benzersiz kombinasyonu gürültü oranı yüksek bir sinyal ile hipokampusun iki boyutlu CA1-CA3 bölgeleri hızı ve sinir aktivitesinin yayılma yönü incelemek için yeni bir in vitro araç sağlar.

Burada, şekillerde gösterilen veriler 4-AP (100 uM) oda sıcaklığında kayıt bölümü içinde, dokunun inkübasyonu boyunca ilave aCSF (25 ° C) katlanmamış hipokampus hazırlanmasında kaydedildi. Normalde etkinlik 5 dakika içinde başlar, ancak daha yaşlı hayvanlarda bazı hipokampal dokularda daha uzun sürebilir. Daha önce 14,15 bildirilen PMEA ile gözlemlenen 4-AP ile uyarılan nöronal ateşleme aynıdır. Elektrotlar 200 um&#39;lik bir yüksekliğe sahip olduğundan, elektrot uçları hemen üzerinden hücre tabakası (Şekil 3C), hücre tabakası, genellikle 250 hipokampusun Alveus üzerinde 300 um olduğu için (Şekil 2), kayıtlar (57 altında yer alır Farklı kanallardan örnek deney) 64 çoğunlukla olumlu sapmayı var. Ancak, bu olumlu kayıtların bazılarını de (Şekil 5B) kayıt elektrot uçları hücre tabakasının yeterince yakın ise küçük negatif sapmaları görüntüleyebilirsiniz.Elektrot uçları hücre tabakasının düzeyinde sağ yer alıyorsa, kayıt üzerinde olumlu vardiya ya da sadece olumsuz çivilenmesi (Şekil 5C) 16 ile çok keskin olumsuz smaç olacaktır. Burada gösterilen veri örneğinde, 57 kayıtları üzerinden 5 kanal negatif smaç var. 64 kanal verileri elde edildikten sonra, tek tek normalizasyon metodu (Şekil 6B) kayıt 7 zaman ekseni boyunca bir 2-B düzleminde sinir yayılma harita uygulanır. PMEA ve katlanmamış hipokampusun bir kombinasyonu ile, sinir yayılma eşleştirilir (Şekil 6), hipokampusun tüm alanı geçen, CA3 bir tarafında çok başlatmak ve diyagonal dalga önünde uzunlamasına bir şekilde hareket ettiği görülmektedir. <img alt="Şekil 1," src="/files/ftp_upload/52601/52601fig1.jpg" /> Katlanmamış hipokampus Şekil 1. Cerrahi prosedür<html> . (A) iki Hipokampuslardan biri fare beynin temporal lob disseke edilir. (B) hipokampus sulkus ortaya çıkarmak için bir yangın parlatılmış cam pipet ile devrildiğinde Septal ve uzunlamasına eksen boyunca zamansal sonlandırmaları. (C). Hipokampus iki ucu kesilmiş ve cam iğne DG ve boyuna ekseni boyunca CA1 veya subikulum arasındaki bağlantıları kesmek için kullanılır. (D) hipokampus ısmarlama metal tel döngü ile gelişeceğini edilir. (E) Kırımsız hipokampus subikulum ve DG kesilmiş. (F) katlanmamış hipokampus son doku hazırlanması. Bir deneyde dizisi yerleştirilir, bu pozisyon hipokampusun yönünü gösterir. Katlanmamış hipokampus anatomisi hakkında ek ayrıntılar için önceden yayınlanmış yazıların 7 deneysel yöntemlere başvurun.g1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için burayı tıklayınız. <img alt="Şekil 2," src="/files/ftp_upload/52601/52601fig2.jpg" /> Katlanmamış hipokampusun Şekil 2. Histoloji kesiti. Kristal mor leke ve böylece doğru hücre tabakasının altında Mikroelektronlar yerini Alveus üzerinde 250 ila 300 arasında bir seviyede katlanmamış hipokampus içindeki CA1-CA3 piramidal hücre tabakasmm konumunu göstermektedir (Şekil 3C ye bakınız). Hipokampus katlanmamış oldu sonra kristal viyole ile boyandı bölümleri elde etmek, doku sonrası sabit oldu. katlanmamış hipokamp 4 PFA% O / N yerleştirilmiştir. Daha sonra, doku kuru buzda ° C -35 soğumaya bir bisikletçinin içeren izopentan (2-Metilbütan) kıskaç dondurma ile aktarılır ve 48 saat süre ile sükroz solüsyonu (% 30) içinde tutulur ve takip edildi. Frozen sonra kriostat ile kesildiPiramidal hücre tabakasının yerini ortaya çıkarmak için (Şekil 2&#39;de gösterildiği gibi) enine düzlemde 20 mikron kalınlığında kesitler. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52601/52601fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/52601/52601fig3.jpg" /> Şekil PMEA&#39;nın 3. Kırımsız hipokampus. (A) her altın metal iz sonunda bulunan Mikroelektronlar yeni bir PMEA&#39;nın üstten görünümü. Sağ taraftaki uç 200 um&#39;lik bir yüksekliğe ve 20 mm 7,13 arasında bir çapı olan, elektron mikroskobu altında, tek bir mikroelektrot gösterir. (B) mikroelektrot dizi ile mikro elektrod bir plastik kayıt odasına sahip bir PGA paketi üzerine yapıştırılır Bir cam alt-tabaka. Sağdaki ekleme mikroelektrod arr üzerine yerleştirilen bir katlanmamış hipokampus gösteriray Sol tarafta ortada. (C), Optik Koherens Tomografi (OCT) görüntüleme, farklı bir deneyde dizinin üstüne konumlandırılmış gelişeceğini doku gösterir. Sağda, solda Ekim görüntüleme elde edilen iki boyuna dilim görüntüleri sağ hücre gövdesi katmanının altında alana ulaşmak (beyaz noktalar oklarla işaret) mikroelektrot ipuçları gösterir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52601/52601fig3large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için buraya tıklayınız .</a> <img alt="Şekil 4," src="/files/ftp_upload/52601/52601fig4.jpg" /> 4. Deneysel kurulumu Şekil. (A) vidalarla bir plastik kapak kapak olası su hasarına karşı korumak için devreleri üzerine yerleştirilir. Kayıt odası çözelti akışını taşımak için giriş ve çıkış boruları hem sahiptir. Bir naylon filesi ile yapıştırılmış bir ölçüye doku çapa Tiss sabitlemek için kullanılırDeneyler sırasında vi. (B), Şekil bir deney sırasında numune dilim tutma doku çapa gösteren PMEA cam alt-tabakanın altından alınan. kıvrık teller doku üstüne bastırarak örgü naylon elyaflardır. Yuvarlak noktalar Mikroelektronlar bazlar vardır. Oklar çeşitli deneyler sonrasında hasar gören elektrotlar işaret. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52601/52601fig4large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/52601/52601fig5.jpg" /> Katlanmamış hipokampus gelen PMEA&#39;nın tarafından kaydedilen Şekil 5. Ham veriler. Sol panel: Tek bir mikroelektrot kaydedilen epileptiform aktiviteyi 4-AP-kaynaklı Sağ paneli:. Soldaki zaman penceresinde işaretli sinyalin Zoomed-sürüm. (A), spontan bir aktivite örnekte 10 saniye bölümü100 mcM 4-AP aCSF tarafından üretilen 34.9 dB SNR sinyallerin kutuplarına göre bazal dendritik bölgede bulunan Mikroelektronlar biri için elde. (B) Ham veri, bir SNR ile somata yakın bulunan başka bir mikroelektrot gelen somatik tabaka içinde yer alan bir elektrot elde edilen kayıt 27.2 dB olur. (C), Örnek. Bu örnekte, SNR yine iletken ancak doku nüfuz bir bükülmüş elektrot elde edilen 18.53 dB olur. (D) Recording. bükülmüş elektrot bu sağlam elektrotlar (bu örnekte 1.5 dB) ile karşılaştırıldığında önemli ölçüde daha düşük SNR vardır. Bir mikroelektrot kaydedilen (E) Temel gürültü. Bazal genellikle tepe 150 200 uV gelen değer ve tek bir elektrot empedansı bir tepe vardır yaklaşık 1 MΩ 2 etmektir. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52601/52601fig5large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a><html><img alt="Şekil 6," src="/files/ftp_upload/52601/52601fig6.jpg" /> 2-D yayılım haritaları içine nöral kayıt verilerinin Şekil 6. Dönüşüm. (A) 170 msn zaman penceresi her kanalda bir tek sinir spike PMEA&#39;nın fotoğrafın üstüne çizilen keser. Ham veriler, 100 Hz&#39;de, bir düşük geçiş filtresi ile filtre edilir. kırık elektrotlar gelen sinyaller etrafında kayıtları ile interpolasyon edilir. Bu örnekte, tüm sivri olumlu. (B) (A) kırmızı piksel gelen bir tek sinir başak bireysel normalleşmesi için geliştirilmiş özel bir yöntemle renk çubuğu (Daha fazla bilgi için önceki yayına bakın normalize normalleştirme 7). (C) hakkında bireysel normalleşme tarafından oluşturulan renkli haritalar farklı zaman noktalarında gelişeceğini hipokampus tüm bölge genelinde bu yayılma hamle göstermektedir.www.jove.com/files/ftp_upload/52601/52601fig6large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için burayı tıklayınız.

Watch this Scientific Journal Video about Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array at JoVE.com

Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

Biz nöronların CA1-CA3 dizi koruyan bir in vitro katlanmamış hipokampus geliştirdik. Nüfuz mikro elektrot dizisi ile birlikte, sinir aktivitesi hem uzunlamasına hem de enine yönlerde izlenebilir. Tüm hipokampta yayılma aynı anda kaydedilebilir Bu yöntem hippocampal slice preparatlarda fazla avantajlar sağlamaktadır.

Bir Penetran Mikro-elektrot Array ile bir Kırımsız Hipokampal Hazırlık Sinir Faaliyet Yayılım

This protocol describes a method for preparing a new in vitro flat hippocampus preparation combined with a micro-machined array to map neural activity in ...

neural-activity-propagation-an-unfolded-hippocampal-preparation-with

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.4K Görüntüleme.  Case Western Reserve University.  Biz nöronların CA1-CA3 dizi koruyan bir in vitro katlanmamış hipokampus geliştirdik. Nüfuz mikro elektrot dizisi ile birlikte, sinir aktivitesi hem uzunlamasına hem de enine yönlerde izlenebilir. Tüm hipokampta yayılma aynı anda kaydedilebilir Bu yöntem hippocampal slice preparatlarda fazla avantajlar sağlamaktadır. 

Video: Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

Multi-electrode Array Recordings of Neuronal Avalanches in Organotypic Cultures

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output. During development, this activity is important for the migration and differentiation of cortex cell types and the formation of neuronal connections1. In the mature animal, ongoing activity reflects the past and the present state of an animal into which sensory stimuli are seamlessly integrated to compute future actions. Thus, a clear understanding of the organization of ongoing i.e. spontaneous activity is a prerequisite to understand cortex function. 
Numerous recording techniques revealed that ongoing activity in cortex is comprised of many neurons whose individual activities transiently sum to larger events that can be detected in the local field potential (LFP) with extracellular microelectrodes, or in the electroencephalogram (EEG), the magnetoencephalogram (MEG), and the BOLD signal from functional magnetic resonance imaging (fMRI). The LFP is currently the method of choice when studying neuronal population activity with high temporal and spatial resolution at the mesoscopic scale (several thousands of neurons). At the extracellular microelectrode, locally synchronized activities of spatially neighbored neurons result in rapid deflections in the LFP up to several hundreds of microvolts. When using an array of microelectrodes, the organizations of such deflections can be conveniently monitored in space and time. 
Neuronal avalanches describe the scale-invariant spatiotemporal organization of ongoing neuronal activity in the brain2,3. They are specific to the superficial layers of cortex as established in vitro4,5, in vivo in the anesthetized rat 6, and in the awake monkey7. Importantly, both theoretical and empirical studies2,8-10 suggest that neuronal avalanches indicate an exquisitely balanced critical state dynamics of cortex that optimizes information transfer and information processing.
In order to study the mechanisms of neuronal avalanche development, maintenance, and regulation, in vitro preparations are highly beneficial, as they allow for stable recordings of avalanche activity under precisely controlled conditions. The current protocol describes how to study neuronal avalanches in vitro by taking advantage of superficial layer development in organotypic cortex cultures, i.e. slice cultures, grown on planar, integrated microelectrode arrays (MEA; see also 11-14).

A robust way to study neuronal avalanches, i.e. scale-invariant spatio-temporal activity bursts, indicative of critical state dynamics in cortex. Avalanches emerge spontaneously in developing superficial layers of cultured cortex which allows for long-term measurements of the activity with planar integrated multi-electrode arrays (MEA) under precisely controlled conditions.

Organotipik Kültürleri nöronal Çığ Çok elektrot Dizi Kayıtlar

The cortex is spontaneously active, even in the absence of any particular input or motor output.  During development, this activity is important for the ...

Nörobilim

Dual Electrophysiological Recordings of Synaptically-evoked Astroglial and Neuronal Responses in Acute Hippocampal Slices

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs through activation of their ion channels and neurotransmitter receptors, and process information in part through activity-dependent release of gliotransmitters. Furthermore, astrocytes constitute the main uptake system for glutamate, contribute to potassium spatial buffering, as well as to GABA clearance. These cells therefore constantly monitor synaptic activity, and are thereby sensitive indicators for alterations in synaptically-released glutamate, GABA and extracellular potassium levels. Additionally, alterations in astroglial uptake activity or buffering capacity can have severe effects on neuronal functions, and might be overlooked when characterizing physiopathological situations or knockout mice. Dual recording of neuronal and astroglial activities is therefore an important method to study alterations in synaptic strength associated to concomitant changes in astroglial uptake and buffering capacities. Here we describe how to prepare hippocampal slices, how to identify stratum radiatum astrocytes, and how to record simultaneously neuronal and astroglial electrophysiological responses. Furthermore, we describe how to isolate pharmacologically the synaptically-evoked astroglial currents.

The preparation of acute brain slices from isolated hippocampi, as well as the simultaneous electrophysiological recordings of astrocytes and neurons in stratum radiatum during stimulation of schaffer collaterals is described. The pharmacological isolation of astroglial potassium and glutamate transporter currents is demonstrated.

Akut Hipokampal Dilimler içinde Synaptically-uyarılmış astroglial ve Nöronal Cevaplarının İkili Elektrofizyolojik Kayıtlar

Astrocytes form together with neurons tripartite synapses, where they integrate and modulate neuronal activity. Indeed, astrocytes sense neuronal inputs ...

A Procedure for Implanting Organized Arrays of Microwires for Single-unit Recordings in Awake, Behaving Animals

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell level. The technique allows experimenters to examine temporally and regionally specific firing patterns in order to correlate recorded action potentials with ongoing behavior. Moreover, single-unit recordings can be combined with a plethora of other techniques in order to produce comprehensive explanations of neural function. In this article, we describe the anesthesia and preparation for microwire implantation. Subsequently, we enumerate the necessary equipment and surgical steps to accurately insert a microwire array into a target structure. Lastly, we briefly describe the equipment used to record from each individual electrode in the array. The fixed microwire arrays described are well-suited for chronic implantation and allow for longitudinal recordings of neural data in almost any behavioral preparation. We discuss tracing electrode tracks to triangulate microwire positions as well as ways to combine microwire implantation with immunohistochemical techniques in order to increase the anatomical specificity of recorded results.

Implanting organized arrays of microwires for use in single-unit electrophysiological recordings presents a number of technical challenges.&#160;Methods for performing this technique and the equipment necessary are described.&#160;Also, the beneficial use of organized microwire arrays to record from distinct neural subregions with high spatial selectivity is discussed.

Hayvanlar davranmak, Awake Tek-birim Recordings Microwires Organize Dizileri implantasyon için Usulü

In vivo electrophysiological recordings in the awake, behaving animal provide a powerful method for understanding neural signaling at the single-cell ...

Multi-electrode Array Recordings of Human Epileptic Postoperative Cortical Tissue

Epilepsy, affecting about 1% of the population, comprises a group of neurological disorders characterized by the periodic occurrence of seizures, which disrupt normal brain function. Despite treatment with currently available antiepileptic drugs targeting neuronal functions, one third of patients with epilepsy are pharmacoresistant. In this condition, surgical resection of the brain area generating seizures remains the only alternative treatment. Studying human epileptic tissues has contributed to understand new epileptogenic mechanisms during the last 10 years. Indeed, these tissues generate spontaneous interictal epileptic discharges as well as pharmacologically-induced ictal events which can be recorded with classical electrophysiology techniques. Remarkably, multi-electrode arrays (MEAs), which are microfabricated devices embedding an array of spatially arranged microelectrodes, provide the unique opportunity to simultaneously stimulate and record field potentials, as well as action potentials of multiple neurons from different areas of the tissue. Thus MEAs recordings offer an excellent approach to study the spatio-temporal patterns of spontaneous interictal and evoked seizure-like events and the mechanisms underlying seizure onset and propagation. Here we describe how to prepare human cortical slices from surgically resected tissue and to record with MEAs interictal and ictal-like events ex vivo.

We here describe how to perform multi-electrode array recordings of human epileptic cortical tissue. Epileptic tissue resection, slice preparation and multi-electrode array recordings of interictal and ictal events are demonstrated in detail.

İnsan Epileptik Ameliyat sonrası Kortikal Doku Çok elektrot Dizi Kayıtlar

Epilepsy, affecting about 1% of the population, comprises a group of neurological disorders characterized by the periodic occurrence of seizures, which ...

Tıp

Interfacing Microfluidics with Microelectrode Arrays for Studying Neuronal Communication and Axonal Signal Propagation

Microelectrode arrays (MEAs) are widely used to study neuronal function in vitro. These devices allow concurrent non-invasive recording/stimulation of electrophysiological activity for long periods. However, the property of sensing signals from all sources around every microelectrode can become unfavorable when trying to understand communication and signal propagation in neuronal circuits. In a neuronal network, several neurons can be simultaneously activated and can generate overlapping action potentials, making it difficult to discriminate and track signal propagation. Considering this limitation, we have established an in vitro setup focused on assessing electrophysiological communication, which is able to isolate and amplify axonal signals with high spatial and temporal resolution. By interfacing microfluidic devices and MEAs, we are able to compartmentalize neuronal cultures with a well-controlled alignment of the axons and microelectrodes. This setup allows recordings of spike propagation with a high signal-to-noise ratio over the course of several weeks. Combined with specialized data analysis algorithms, it provides detailed quantification of several communication related properties such as propagation velocity, conduction failure, firing rate, anterograde spikes, and coding mechanisms.
This protocol demonstrates how to create a compartmentalized neuronal culture setup over substrate-integrated MEAs, how to culture neurons in this setup, and how to successfully record, analyze and interpret the results from such experiments. Here, we show how the established setup simplifies the understanding of neuronal communication and axonal signal propagation. These platforms pave the way for new in vitro models with engineered and controllable neuronal network topographies. They can be used in the context of homogeneous neuronal cultures, or with co-culture configurations where, for example, communication between sensory neurons and other cell types is monitored and assessed. This setup provides very interesting conditions to study, for example, neurodevelopment, neuronal circuits, information coding, neurodegeneration and neuroregeneration approaches.

This protocol aims to demonstrate how to combine in vitro microelectrode arrays with microfluidic devices for studying action potential transmission in neuronal cultures. Data analysis, namely the detection and characterization of propagating action potentials, is performed using a new advanced, yet user-friendly and freely available, computational tool.

Nöronal iletişim ve aksonal sinyal yayma çalışmak için elektrot dizileri ile ara yüz kullanımını Havacilik

Microelectrode arrays (MEAs) are widely used to study neuronal function in vitro. These devices allow concurrent non-invasive recording/stimulation of ...

Biyomühendislik

Recording and Modulation of Epileptiform Activity in Rodent Brain Slices Coupled to Microelectrode Arrays

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) is a promising approach when pharmacological treatment fails or neurosurgery is not recommended. Acute brain slices coupled to microelectrode arrays (MEAs) represent a valuable tool to study neuronal network interactions and their modulation by electrical stimulation. As compared to conventional extracellular recording techniques, they provide the added advantages of a greater number of observation points and a known inter-electrode distance, which allow studying the propagation path and speed of electrophysiological signals. However, tissue oxygenation may be greatly impaired during MEA recording, requiring a high perfusion rate, which comes at the cost of decreased signal-to-noise ratio and higher oscillations in the experimental temperature. Electrical stimulation further stresses the brain tissue, making it difficult to pursue prolonged recording/stimulation epochs. Moreover, electrical modulation of brain slice activity needs to target specific structures/pathways within the brain slice, requiring that electrode mapping be easily and quickly performed live during the experiment. Here, we illustrate how to perform the recording and electrical modulation of 4-aminopyridine (4AP)-induced epileptiform activity in rodent brain slices using planar MEAs. We show that the brain tissue obtained from mice outperforms rat brain tissue and is thus better suited for MEA experiments. This protocol guarantees the generation and maintenance of a stable epileptiform pattern that faithfully reproduces the electrophysiological features observed with conventional field potential recording, persists for several hours, and outlasts sustained electrical stimulation for prolonged epochs. Tissue viability throughout the experiment is achieved thanks to the use of a small-volume custom recording chamber allowing for laminar flow and quick solution exchange even at low (1 mL/min) perfusion rates. Quick MEA mapping for real-time monitoring and selection of stimulating electrodes is performed by a custom graphic user interface (GUI).

We illustrate how to perform recording and electrical modulation of 4-aminopyridine-induced epileptiform activity in rodent brain slices using microelectrode arrays. A custom recording chamber maintains tissue viability throughout prolonged experimental sessions. Live electrode mapping and selection of stimulating pairs are performed by a custom graphical user interface.

Kayıt ve modülasyon Epileptiform aktivite elektrot dizilerin birleştiğinde kemirgen beyin dilimleri içinde

Temporal lobe epilepsy (TLE) is the most common partial complex epileptic syndrome and the least responsive to medications. Deep brain stimulation (DBS) ...

Recording Neural Activity of Unfolded Hippocampal Tissue Using Penetrating Microelectrode Array

Source: Zhang, M., et al. <a href="https://app.jove.com/v/52601">Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array.</a> J. Vis. Exp. (2015).
This video demonstrates the procedure to set up a recording chamber with a penetrating microelectrode array (PMEA) to capture neural signals from an unfolded hippocampus. This method allows us to study the speed and direction of propagation of neural activity within the unfolded hippocampus in vitro.

Penetran Mikroelektrot Dizisi Kullanılarak Katlanmamış Hipokampal Dokunun Nöral Aktivitesinin Kaydedilmesi

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review.
1. Solutions for Surgery and ...

JoVE Encyclopedia of Experiments

Neurophysiology

Electrophysiology Techniques

Microelectrode Array-Based Assessment of Neuronal Networks in Mouse Spinal Cord Slices

Source: Iredale, J. A., et al. <a href="https://app.jove.com/v/62920">Recording Network Activity in Spinal Nociceptive Circuits Using Microelectrode Arrays.</a> J. Vis. Exp. (2022).
This video demonstrates a microelectrode array-based assay for studying neuronal network activity in mouse spinal cord sections. First, the electrophysiological activity from the superficial dorsal horn (SDH) of the slice is recorded. Then, a potassium channel inhibitor is introduced to prolong depolarization, resulting in synchronous rhythmic activity across the neuronal network.

Fare Omurilik Dilimlerinde Nöronal Ağların Mikroelektrot Dizisi Tabanlı Değerlendirmesi

All procedures involving sample collection have been performed in accordance with the institute&#39;s IRB guidelines.
1.&#160;In vitro electrophysiology

	...

Recording of Local Field Potential in Mouse Hippocampal-Entorhinal Cortex Slices

Source: Whitebirch, A. C. <a href="https://app.jove.com/v/61704">Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity.</a> J. Vis. Exp. (2020)
The video demonstrates a procedure to record the local field potential (LFP) in mouse hippocampal-entorhinal cortex slices. Electrical stimulation is provided at the CA3 stratum radiatum of the hippocampus, which causes changes in the postsynaptic potential at the CA1 stratum pyramidale. The combined change in the membrane potential of CA1 neurons, termed the local field potential, is recorded.

Fare Hipokampal-Entorinal Korteks Dilimlerinde Yerel Alan Potansiyelinin Kaydedilmesi

All procedures involving sample collection have been performed in accordance with the institute&#39;s IRB guidelines.
1. Transcardial perfusion

	Suspend ...

Monitoring Seizure-Induced Neural Electrical Activity in Brain Slices Using Microelectrode Arrays

Source: Panuccio, G., et al. <a href="https://app.jove.com/v/57548">Recording and modulation of epileptiform activity in rodent brain slices coupled to microelectrode arrays.</a> J. Vis. Exp. (2018)
This protocol involves using a microelectrode array (MEA) to record electrical activity in a brain slice exposed to a seizure-inducing drug. The procedure includes positioning the brain slice in an MEA recording chamber, applying electrical stimulation to induce artificial seizures, and analyzing the resulting signals.

Mikroelektrot Dizileri Kullanılarak Beyin Dilimlerinde Nöbet ile İndüklenen Nöral Elektriksel Aktivitenin İzlenmesi

All procedures involving animal samples have been reviewed and approved by the appropriate animal ethical review committee.
1. Preparation of the MEA ...