This work was supported by National Institutes of Health (National Institute of Neurological Disorders and Stroke) Grant 1R01NS060757-01 and by the E.L. Lindseth endowed chair to Dominique M. Durand. We thank Dr. Andrew M. Rollins&#8217; laboratory for the help on the OCT imaging.

NOT: Hayvan deneysel protokolleri gözden ve üniversitede Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından kabul edildi. P20 P10 çağındaki her iki cinsiyetten CD1 fareleri bu çalışmada kullanılmıştır. Cerrahi ve Deneysel Kayıt için 1. Çözümler <ol><li> NaCl 124, KCI 3.75, KH 2 PO4 1.25, MgSO 4 2, NaHCO 3 26, Dekstroz 10, ve CaCl 2 2: (mM) içeren normal bir yapay beyin omurilik sıvısı (aCSF) tampon hazırlayın. Deneyin başlangıcında yıkama sistemi yanı sıra, ayrıldıktan sonra, doku kurtarma için, bu normal aCSF kullanın. </li><li> Hipokampus diseksiyon sırasında ve içerir sükroz aCSF hazırlayın (mM olarak): Sakaroz 220, KCI 2.95 NaH 2 PO4 1.3, MgSO 4 2, NaHCO3, 26 Dekstroz 10 ve CaCI2 2. Sağlam hipokampal doku terkibi epileptiform activity uyarılması amacıyla, normal aCSF 4-aminopiridin (4-AP) ekleyin100 uM konsantrasyonu. </li></ol> Bozulmamış Hippocampus Preparasyon 2. Cerrahi Prosedür <ol><li> Bir kurutucu cam kavanoz (Belirli Malzeme ve Ekipman No.1) altındaki odasına izofluran (1 ml) Bırak ve hayvan ile temas almaz böylece alt aşamada yüzeyini kapsayacak şekilde düzenli bir kağıt havlu kullanın Sıvı. Ardından, kavanoza CD1 fare koyun ve kapağını kapatın. Yaklaşık 1 dakika ile 2 dakika süre ile, kapalı bir kavanoza hayvan tutun. Nefes sıklığı yaklaşık bir saniyede olduğunda, kavanoz fareyi çıkarın. </li><li> Cerrahi sahnede fare koyun ve uygun bir makasla başını kesmek. Hemen konusu hayvanın başı kesildikten sonra, yaklaşık 30 saniye boyunca buz soğukluğunda (3-4 ° C) içine baş, oksijenli sükroz aCSF yerleştirin. </li><li> Kafatasının üst deriyi kaldırmak ve tempo yakın iki ucunda yanı sıra baş orta hat boyunca kafatası kesmek için ince makas (Özel Malzeme ve Ekipmanları No.5) kullanınral lob. Kullanım forseps (Özel Malzeme ve Ekipmanları No. 6) beyin ortaya koymak için başın her iki tarafına doğru kesik kafatası soymak için. </li><li> Dikkatle kafatasının altından beyin kabuğu ve daha sonra üzerine düşmesi beyin ve kafatası parietal lob arasındaki boşluğa bir mikro laboratuar spatula (Belirli Malzeme ve Ekipmanları No 8) takın hazırlanmış bir buz-soğuk (3 Belirli Malzeme ve Ekipmanları) ıslak filtre kağıdı (No.2 ile kaplı -4 ° C) cerrahi evre. Bir buz-soğuk bıçak ile beyincik çıkarın ve beynin orta hat keserek iki hemisfer ayırın. Daha sonra,% 95 O 05/02% CO2 ile kabarcıklandırılmış buz gibi soğuk sükroz aCSF ile dolu bir beher içine iki ayrılmış hemisferlerin yerleştirin. </li><li> Buz gibi soğuk filtre kağıdı sahnede yarımkürede ve yerin yarısını alın. Ekstra çözüm emmek için beynin etrafında normal kağıt havlu veya filtre kağıdı yerleştirin. Malzeme iki yangın parlatılmış cam pipet araçları (No. 10 kullanın veEkipman) beynin orta kısmının geri kalanından ayırmak için korteksi. </li><li> Hipokampus korteks içinden maruz kalan ve buz-soğuk sahneye koymak sonra, doku üzerinde buz soğuk sakaroz aCSF iki veya üç damla koyun ve ardından hipokampus etrafında ekstra çözüm kaldırmak. Hipokampus iki ucunda korteks ile bağlantıları kesin. Ardından, yangın cilalı cam araçları ile beynin dışarı hipokampus incelemek ve beynin geri kalan kısmını kaldırın. </li><li> Onun alveus tarafı yukarı bakacak ve hipokampal sulkus aşağı bakacak şekilde tüm hipokampus ayırın. Hızla yeniden doku üzerinde buz soğuk sakaroz aCSF iki veya üç damla damla ve kağıt havlu parçası kullanarak doku etrafında ekstra çözüm kaldırmak. Sulkus (Şekil 1B, C) ​​maruz tüm hipokampus üzerinde açmak için bir ateş cilalı cam aracını kullanın. </li><li> Normal optik mikroskop altında, Özgül Materi bir ölçüye cam iğne (No. 11 yerleştirinals ve sulcus bir ucunu Ekipmanları) ve sulcus yönünde (Şekil 1C) boyunca, dentat subikulum için gyrus (DG) veya CA1 alanından lif bağlantıları kesmek. Gerekirse hipokampus septal ve zamansal biter süs için bir buz-soğuk bıçak uygulayın. Kesme sulkus içine (Özel Malzeme ve Ekipmanları No. 12), bir özel yapılmış metal tel döngü yerleştirin ve bir yangın parlatılmış cam aracı tarafından hipokampus subikulum / CA1 ucunu tutarak dokudan uzak DG üzerinden çekin (Şekil 1D) . </li><li> Yukarıda açılma prosedüre göre, doku üzerine buz gibi soğuk sükroz aCSF bir, iki veya üç damla ve doku çevresinde ilave uzaklaştırın. Daha sonra, kenarları (Şekil 1E) buz gibi soğuk bıçak ile katlanmamış hipokampus Döşeme ve ilgili (oda sıcaklığında, normal aCSF ile doldurulmuş ve% 95 O 05/02% CO2 ile kabarcıklandırılmış geri kazanılması haznesine bir spatula ile hazırlanmasını yer 25 ° C). Ayrılmakkatlanmamış hipokampus doku kayıt odasına yerleştirmeden önce yaklaşık 1 saat kurtarmak için. </li><li> Diğer beyin yarımkürede alın ve 2,5-2,9 adım adım gitmek için kullanabilirsiniz. Genellikle, bir tek hipokampus açılmak ve oksijenli ve sulu doku tutmak için sürekli buz gibi soğuk sakaroz aCSF damla tüm prosedürü tamamlamak için yaklaşık 1 ila 2 dakika sürebilir. </li></ol> 3. Deneysel Sistem Kurulumu <ol><li> Bir pim ızgara dizisi (PGA) paket üzerinde özel bir imal PMEA&#39;nm Tutkal ve ambalajın (Şekil 3B), bir pimin pedi tek bir mikroelektrot her ped bağlamak için mikro tel bağlanmasını kullanır. Ardından, ısmarlama bir devre kartı 13 sokete paketi takın. </li><li> Bireysel özel yapılmış devre kartı 13 100 kazanç 4 KHz ve amplifikatörler 1 Hz band geçiren kesme frekansı ile filtreleri her mikroelektrot bağlayın. A / D sohbetler devre kartından analog çıkış Sayısallaştırsistemi Erting ve bir bilgisayardaki verileri kazanmak ve depolamak. </li><li> Çözelti akış (Şekil 4A) için giriş ve çıkış boru ile dizi etrafında bir ısmarlama plastik kayıt odasına Tutkal. Sistemdeki farklı çözümler tutmak ve birleştirme ve üç valf ile şişelerin çıkış boru kontrol etmek için en az iki şişe kullanın. Kayıt odasına çözüm rehberlik IV damla odası ile bir boru sistemine tri-vana çıkışını bağlayın. </li><li> Tri-valf ve kayıt odasının giriş arasında, çözelti, kayıt odasına yönlendirilir önce kontrollü bir sıcaklıkta (35 ° C) çözelti ısıtmak için bir ısıtıcı ekleyin. Bir vakum tüpü bağlı balona çözüm toplamak için bir vakum tüp kayıt odasının çıkış takın. Bu çalışmada herhangi bir deneyde herhangi bir solüsyon geri verme. </li></ol> 4. PMEA&#39;nın üzerine Kırımsız Hippocampus Yerleştirme Sinir Aktivite kaydedin için </p&gt; <ol><li> Deney düzeneği hazırlamak için, bir normal aCSF ile şişe ve 4-AP aCSF ile bir şişe doldurun. Her iki şişelerde, kabarcık% 95 O, her denemenin başından itibaren 05/02% CO 2. Bir deney sırasında seçilen hangi çözüm denetlemek için bir üç-valf konnektörünü kullanın. Bir kabın içine toz çözüm pompalamak için odasının çıkışında bir vakum tüpü bağlayın. Kayıt odasına teslim etmeden önce boru hattı ısıtın ve kontrollü bir sıcaklık seviyesinde (35 ° C) çözüm tutmak. </li><li> Odasına kayıt giriş ve çıkış kapalı olduğunda, kayıt odasına katlanmamış hipokampus aktarmak ve yerleştirmek için özel yapılmış cam pipet damlalık kullanabilirsiniz. Mikroskop altında, doku çözeltide yüzen ise düzenli bir küçük boya fırçası kullanarak gelişeceğini hipokampus yerleştirin. Onun alveus tarafı uzak işaret, CA3 alanı aşağı bakacak ve CA1 alan araştırmacı bakacak ile gelişeceğini hipokampus yerleştirin. </li&gt; <li> Dikkatle odası kurutulur ve doku dizi üzerine indirilir kadar çözüm seviyesini düşürmek için kayıt odasının kenarından bir vakum pipet kullanarak odasında çözüm uzak emmek. Sonra, dikkatle dizi üzerine gelişeceğini hipokampus tutmak için doku üstünde bir ölçüye doku çapa (Şekil 4) (Belirli Malzeme ve Ekipmanları No. 14) yerleştirin. IV damla odasında saniyede iki damla akış hızını ayarlamak için giriş ve çıkış yeniden doldurmak ve yavaş yavaş açık kayıt odasına solüsyonu ve bir kaç damla koyun. </li><li> Kurtarmak için yaklaşık 1 dakika boyunca normal bir ACSF kayıt bölümü içinde doku inkübe, daha sonra 4-AP çözündürüldü aCSF çözüm kaynağı anahtarı ve düzgün bir akış hızını ayarlayın. Yaklaşık 5 ila 10 dakika süreyle aCSF çözülmüş 4-AP doku inkübe ve ardından araştırmacı spontan aktivite göründüğünde sinyali kaydetmek için yazılımını başlatmak olabilir. </li></ol> 5. ÇıkarmaBir Deney sonra PMEA&#39;nın gelen doku <ol><li> Bir micromanipulator doku çapa Kontrol ve yavaş yavaş kayıt odasından doku kaldırın. Kayıt odasında akışını durdurmak için hem giriş hem çıkış kapatın. Kayıt odası solüsyonu ile dolu veya kayıt odası dolu değilse odasını doldurmak için çözümün bir kaç damla eklemek gerekir. </li><li> Doku her köşesine kaldırmak için küçük bir boya fırçası kullanın. Doku solüsyonda yüzen değilse, o zaman doku hala dizi oturan ile dikkatli bir şekilde bölme kuru vakum borusunu kullanır. Sonra dikkatlice yavaş yavaş odasına dolum ve kayıt odası dolduğunda akışını durdurmak için giriş kapatmaya giriş açın. Yine doku her köşesini kaldırın küçük boya fırçası uygulayın. </li><li> Dokuya kadar adımı yineleyin 5.2 diziden ayrılmış ve çözelti içinde yüzer. Doku çözeltisi içinde yüzen, o uzak doku emmek için vakum tüpü kullanın. Açık tO girişinde akış ve çıkışına vakum açın. Damıtılmış suyla yıkayın sistemi ve kurur. </li></ol>

<ol>
	<li>Richardson, K. A., Schiff, S. J., Gluckman, B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+traveling+waves+in+the+Mammalian+cortex.">Control of traveling waves in the Mammalian cortex.</a> Phys Rev Lett. 94 (2), 028103-028112 (2005).</li><li>Luhmann, H. J., Dzhala, V. I., Ben-Ari, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+and+propagation+of+4-AP-induced+epileptiform+activity+in+neonatal+intact+limbic+structures+in+vitro.">Generation and propagation of 4-AP-induced epileptiform activity in neonatal intact limbic structures in vitro.</a> Eur J Neurosci. 12 (8), 2757-2768 (2000).</li><li>Grinvald, A., Manker, A., Segal, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+the+spread+of+electrical+activity+in+rat+hippocampal+slices+by+voltage-sensitive+optical+probes.">Visualization of the spread of electrical activity in rat hippocampal slices by voltage-sensitive optical probes.</a> J Physiol. 333, 269-291 (1982).</li><li>Gloveli, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthogonal+arrangement+of+rhythm-generating+microcircuits+in+the+hippocampus.">Orthogonal arrangement of rhythm-generating microcircuits in the hippocampus.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 102 (37), 13295-13300 (2005).</li><li>Amaral, D. G., Witter, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+three-dimensional+organization+of+the+hippocampal+formation:+a+review+of+anatomical+data.">The three-dimensional organization of the hippocampal formation: a review of anatomical data.</a> Neuroscience. 31 (3), 571-591 (1989).</li><li>Albani, S. H., McHail, D. G., Dumas, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Developmental+studies+of+the+hippocampus+and+hippocampal-dependent+behaviors:+insights+from+interdisciplinary+studies+and+tips+for+new+investigators.">Developmental studies of the hippocampus and hippocampal-dependent behaviors: insights from interdisciplinary studies and tips for new investigators.</a> Neurosci Biobehav Rev. 43, 183-190 (2014).</li><li>Zhang, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Propagation+of+Epileptiform+Activity+Can+Be+Independent+of+Synaptic+Transmission,+Gap+Junctions,+or+Diffusion+and+Is+Consistent+with+Electrical+Field+Transmission.">Propagation of Epileptiform Activity Can Be Independent of Synaptic Transmission, Gap Junctions, or Diffusion and Is Consistent with Electrical Field Transmission.</a> J Neurosci. 34 (4), 1409-1419 (2014).</li><li>Kibler, A. B., Durand, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthogonal+wave+propagation+of+epileptiform+activity+in+the+planar+mouse+hippocampus+in+vitro.">Orthogonal wave propagation of epileptiform activity in the planar mouse hippocampus in vitro.</a> Epilepsia. 52 (9), 1590-1600 (2011).</li><li>Wang, D., McMahon, S., Zhang, Z., Jackson, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hybrid+voltage+sensor+imaging+of+electrical+activity+from+neurons+in+hippocampal+slices+from+transgenic+mice.">Hybrid voltage sensor imaging of electrical activity from neurons in hippocampal slices from transgenic mice.</a> J Neurophysiol. 108 (11), 3147-3160 (2012).</li><li>Wingenfeld, K., Wolf, O. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stress+,+memory,+the+hippocampus.">Stress , memory, the hippocampus.</a> Front Neurol Neurosci. 34, 109-121 (2014).</li><li>Liu, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spatiotemporal+dynamics+of+high-K+-induced+epileptiform+discharges+in+hippocampal+slice+and+the+effects+of+valproate.">Spatiotemporal dynamics of high-K+-induced epileptiform discharges in hippocampal slice and the effects of valproate.</a> Neurosci Bull. 29 (1), 28-36 (2013).</li><li>Oka, H., Shimono, K., Ogawa, R., Sugihara, H., Taketani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+planar+multielectrode+array+for+extracellular+recording:+application+to+hippocampal+acute+slice.">A new planar multielectrode array for extracellular recording: application to hippocampal acute slice.</a> J Neurosci Methods. 93, 61-68 (1999).</li><li>Kibler, A. B., Jamieson, B. G., Durand, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high+aspect+ratio+microelectrode+array+for+mapping+neural+activity+in+vitro.">A high aspect ratio microelectrode array for mapping neural activity in vitro.</a> J Neurosci Methods. 204 (2), 296-305 (2012).</li><li>Schechter, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+potassium+channel+blockers+4-aminopyridine+and+tetraethylammonium+increase+the+spontaneous+basal+release+of+[3H]5-hydroxytryptamine+in+rat+hippocampal+slices.">The potassium channel blockers 4-aminopyridine and tetraethylammonium increase the spontaneous basal release of [3H]5-hydroxytryptamine in rat hippocampal slices.</a> J Pharmacol Exp Ther. 282 (1), 262-270 (1997).</li><li>Perreault, P., Avoli, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=4-aminopyridine-induced+epileptiform+activity+and+a+GABA-mediated+long-lasting+depolarization+in+the+rat+hippocampus.">4-aminopyridine-induced epileptiform activity and a GABA-mediated long-lasting depolarization in the rat hippocampus.</a> J Neurosci. 12 (1), 104-115 (1992).</li><li>Chesnut, T. J., Swann, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epileptiform+activity+induced+by+4-aminopyridine+in+immature+hippocampus.">Epileptiform activity induced by 4-aminopyridine in immature hippocampus.</a> Epilepsy Res. 2 (3), 187-195 (1988).</li><li>Nam, Y., Wheeler, B. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Vitro+Microelectrode+Array+Technology+and+Neural+Recordings.">In Vitro Microelectrode Array Technology and Neural Recordings.</a> Crit Rev Biomed Eng. 39 (1), 45-62 (2011).</li><li>Gonzalez-Sulser, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hippocampal+neuron+firing+and+local+field+potentials+in+the+in+vitro+4-aminopyridine+epilepsy+model.">Hippocampal neuron firing and local field potentials in the in vitro 4-aminopyridine epilepsy model.</a> J Neurophysiol. 108 (9), 2568-2580 (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

hipokampus uzunlamasına ve enine eksen delici mikroelektrot dizisi ile birlikte korunur gelişeceğini hipokampus hazırlama, geliştirme, hipokampus 7 anatomi bağlantıları veya nöral yayılmasını araştırmak için güçlü bir araç sağlar. Bu açılımı prosedür de yetişkin farelerde hipokampus incelemek için geçerlidir. Bu hazırlık Son çalışmalar 4-AP-kaynaklı epileptiform aktivite gelişeceğini hipokampus tüm alanı boyunca bir diyagonal dalga önünde (Şekil 6) <su...

Nöral sinyallerin sinir iletimi veya ilerlemesini anlamak beyinde 1-3 normal fonksiyon ve patolojik durumlarda hem nöral iletişim mekanizmasının belirlenmesi için çok önemlidir. hipokamp bu bellek, ve mekansal izleme gibi pek çok beyin fonksiyonlarında önemli bir rol oynar ve önemli ölçüde davranışı, 1,6 etki, çeşitli patolojik değişikliklerinin olduğu için beyindeki en yaygın olarak araştırılmış yapılardan biridir. Hipokampus karmaşık bir organizasyon sergiler rağmen, yapısı farklı unsurları kolayca tespit ve dilim hazırlama 4-6 ulaşılabilir. Hipokampusun enine yönde nöral etkinlik kıvrımlarının (AD), CA3, CA1 andsubiculum 4,5 ihtiva tri-sinaptik yolu ile yaymak için bilinmektedir. Bu sinaptik iletim ve aksonal iletim communicati için çok önemli bir rol oynadığı da düşünülmektedirBu enine devresinde 4,6 üzerinde. Ancak, sinir sinyalin yayılma enine ve boyuna yönlerde 4,6 hem de yer alır. Bu hipokampus tamamen yayılma 4 belirli bir yöne gözlem sınırlamak dilim hazırlıkları kullanılarak araştırılmıştır edilemez olduğunu ima eder. uzunlamasına dilim uzunlamasına eksen 5 boyunca aksonal yolları araştırmak için geliştirilmiştir. Araştırmacılar ağırlıklı enine ve boyuna eksenleri sırasıyla 6 boyunca davranış özel gama ve teta salınımlar gözlemledik. Bu davranışlar ayrı ayrı ele alınmıştır, ancak her iki yöne aynı anda erişim bu davranışları anlamak önemlidir. Hatta sağlam hipokampus hazırlık gelişimi ile, bunun nedeni hipokampus 4 katlanmış-yapısına tüm dokusu boyunca yayılmasını izlemek zordur. katlanmamış hipokampus dolu nöronlar erişim sağlardüz iki boyutlu hücre tabakası 7,8 formunda. Dentat girus (DG), (Şekil 1) açılma olarak, hipokampus, enine ve uzunlamasına bağlantı hem CA3 ve CA1 her ikisini de içeren iki boyutlu bir tabaka halinde düzenlenmiş, piramidal hücre tabakası ile sağlam kaldığı bir dikdörtgen şekline sahip düzleştirilmiş bir şekli benimser Nöral yayılmasını araştırmak için kullanılabilecek nöral doku düz bir parça bırakarak (Şekil 2) 8. Sinir aktivitesi daha sonra münferit cam pipetler, mikroelektrot dizileri, uyarıcı elektrot ve aynı zamanda gerilim duyarlı boyalar (VSD), 3,7,8 ile izlenebilir. Buna ek olarak, transgenik farelerin genetik olarak kodlanmış gerilim göstergesi yayılım modelini 9 izlemek için kullanılabilir. katlanmamış hipokampal ağ yapılandırması düz optik yöntem kayıt için değil, aynı zamanda bir mikroelektrot dizisi için uygundur. Mpiyasada mevcut dizilerin ost düz ya da düşük profilli elektrotlar ile imal edilir ve doku dilimleri ve kültürlü nöronlar 10-12 hem nöral aktiviteyi kaydedebilirsiniz. Nöronların soma dokuya daha derin bulunduğu çünkü sinyallerin sağlam bir dokudan elde edilir, ancak bir sinyal-gürültü oranı (SNR) azalır. Yüksek boy oranları ile mikroelektrod elektrot diziler SNR geliştirmek için gereklidir. Bu amaçla, bir nüfuz mikroelektrot dizi (PMEA), laboratuarda geliştirilmiş ve katlanmamış hipokampus 7,13 bir 20 um çapında ve 200 mm yüksekliğinde 64 sivri sokulmasıyla direkt olarak dokunun araştırmak olanağı sağlar . Bu mikroelektrot dizisi gerilim duyarlı boya görüntüleme kıyasla daha yüksek SNR sahiptir ve SNR bir deney 7,13 sırasında sabit kalır. katlanmamış hipokampal hazırlanması ve PMEA&#39;nın kombinasyonu yatırım için yeni bir yol sağlariki boyutlu düzlem üzerinde nöral yayılmasını Igate. Bu tekniği kullanarak deneyler zaten sinirsel aktivite bağımsız sinaptik veya elektrik sinaps 7 yaymak sayede hipokampus nöral sinyal yayılım mekanizmaları hakkında önemli sonuçlar vermiştir.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>desiccator jar</td>
			<td>LABRECYCLERS Inc.</td>
			<td>5410</td>
			<td>Place regular paper towels at the bottome of the jar for animal anesthesia use.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>A blade and Custome made surgical stage for unfolding hippocampus</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>A petri dish is place upside down (in the center) in the ice with a wet filter paper place on top of it.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made tissue recovery chamber</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Plastic tubes were glued with plastic mesh at the bottom and bubbled with 95% O2/ 5% CO2 in the aCSF.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Straight Operating&#160;Scissors</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S17336B&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Medco Instruments No.:81995&#160;</td>
			<td>This scissors is used to&#160;&#160; decapitate the mice.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Integra Miltex Goldman-Fox&#160;Scissors</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>12-460-517&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; MILTEX INC&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; No.:5-SC-320</td>
			<td>This scissors is used to cut the skull of the mice.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Miltex 
			Hysterectomy Forceps</td>
			<td>Claflin Medical equipment</td>
			<td>CESS-722033-00001</td>
			<td>This Forceps is used to peel the cut skull to expose the brain</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Spatula</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td></td>
			<td>This micro spatula is used to tranfer the whole brain of a semisphere into the recorering chamber.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Frey Scientific Stainless Steel Semi-Micro Spatula</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td></td>
			<td>this semi micro spatula is used to tranfer the unfolded hippocampus into the glucose aCSF in the recovering chamber.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small paint brush</td>
			<td>Lowe&#39;s</td>
			<td>tem #:&#160;105657&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; Model #:&#160;90219</td>
			<td>The one with the smallest size in a normal paint brush package</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fire polished glass help tool</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass needle</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass tool with a metal wire loop</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was fire polished and made from the regular Pasteur glass pipettes with a reshaped metal wire loop.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made glass solution dropper</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This tool was&#160; made from the regular Pasteur glass pipettes with its tips cut and a rubber head attached with the cut end.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made tissue anchor</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>Nylon fiber mesh was glued on a insulated copper wire ring. The tissue anchor was hold by an micromanipulator.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom fabricated microelectrode array</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>More detail about the array please refer to&#160; Kibler, et al, 2011.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Custom made filter and amplifiers circuits for the array</td>
			<td>N/A</td>
			<td>N/A</td>
			<td>More detail about the array please refer to&#160; Kibler, et al, 2011.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Data acquisition processor 3400a</td>
			<td>Microstar Laboratories</td>
			<td>N/A</td>
			<td>This is a complete data acquisition system with A/D converter.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neural activity propagation in an unfolded hippocampal preparation with a penetrating micro-electrode array

Bu protokol, hipokampus sinir aktivitesi eşleştirmek için bir mikro-talaşlı dizi ile birlikte in vitro düz hipokampus hazırlanmasında yeni hazırlanması için bir yöntem tarif eder. enine hipokampal dilim hazırlık hipokampus elektrofizyoloji çalışma en yaygın doku hazırlıktır. Bir uzunlamasına hipokampal dilim de hipokampus uzunlamasına bağlantıları araştırmak amacıyla geliştirilmiştir. kalınlığı yeterli oksijen difüzyonu sağlar, çünkü dokunulmamış fare hipokampüs, in vitro olarak yapılabilir. Doku bazı eksik ya da katlanmış ya olduğundan Ancak, bu üç hazırlıkları nöral yayılımı doğrudan erişim vermeyin. katlanmamış sağlam hipokampus enine ve in vitro hipokampus sinyal yayılma tam ölçüde analiz dokuya doğrudan erişim için düz bir konfigürasyonda boyuna bağlantıları hem de sağlar. Etkili bir t nöral aktiviteyi izlemek içinO hücre tabakası, özel imal edilmiş mikro-elektrot dizisi (PMEA) nüfuz yaptı ve katlanmamış hipokampus başvurdu. Yüksekliği 200 mikron 64 elektrot ile PMEA derin fare hipokampus içinde nöral aktiviteyi kayıt olabilir. katlanmamış hipokampal hazırlanması ve PMEA benzersiz kombinasyonu gürültü oranı yüksek bir sinyal ile hipokampusun iki boyutlu CA1-CA3 bölgeleri hızı ve sinir aktivitesinin yayılma yönü incelemek için yeni bir in vitro araç sağlar.

Burada, şekillerde gösterilen veriler 4-AP (100 uM) oda sıcaklığında kayıt bölümü içinde, dokunun inkübasyonu boyunca ilave aCSF (25 ° C) katlanmamış hipokampus hazırlanmasında kaydedildi. Normalde etkinlik 5 dakika içinde başlar, ancak daha yaşlı hayvanlarda bazı hipokampal dokularda daha uzun sürebilir. Daha önce 14,15 bildirilen PMEA ile gözlemlenen 4-AP ile uyarılan nöronal ateşleme aynıdır. Elektrotlar 200 um&#39;lik bir yüksekliğe sahip olduğundan, elektrot uçları heme...

Watch this Scientific Journal Video about Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array at JoVE.com

Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

Biz nöronların CA1-CA3 dizi koruyan bir in vitro katlanmamış hipokampus geliştirdik. Nüfuz mikro elektrot dizisi ile birlikte, sinir aktivitesi hem uzunlamasına hem de enine yönlerde izlenebilir. Tüm hipokampta yayılma aynı anda kaydedilebilir Bu yöntem hippocampal slice preparatlarda fazla avantajlar sağlamaktadır.

Bir Penetran Mikro-elektrot Array ile bir Kırımsız Hipokampal Hazırlık Sinir Faaliyet Yayılım

This protocol describes a method for preparing a new in vitro flat hippocampus preparation combined with a micro-machined array to map neural activity in ...

neural-activity-propagation-an-unfolded-hippocampal-preparation-with

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.3K Görüntüleme.  Case Western Reserve University.  Biz nöronların CA1-CA3 dizi koruyan bir in vitro katlanmamış hipokampus geliştirdik. Nüfuz mikro elektrot dizisi ile birlikte, sinir aktivitesi hem uzunlamasına hem de enine yönlerde izlenebilir. Tüm hipokampta yayılma aynı anda kaydedilebilir Bu yöntem hippocampal slice preparatlarda fazla avantajlar sağlamaktadır. 

Video: Neural Activity Propagation in an Unfolded Hippocampal Preparation with a Penetrating Micro-electrode Array

Growth and Differentiation of Adult Hippocampal Arctic Ground Squirrel Neural Stem Cells

Arctic ground squirrels (Urocitellus parryii, AGS) are unique in their ability to hibernate with a core body temperature near or below freezing 1. These animals also resist ischemic injury to the brain in vivo 2,3 and oxygen-glucose deprivation in vitro 4,5. These unique qualities provided the impetus to isolate AGS neurons to examine inherent neuronal characteristics that could account for the capacity of AGS neurons to resist injury and cell death caused by ischemia and extremely cold temperatures. Identifying proteins or gene targets that allow for the distinctive properties of these cells could aid in the discovery of effective therapies for a number of ischemic indications and for the study of cold tolerance. Adult AGS hippocampus contains neural stem cells that continue to proliferate, allowing for easy expansion of these stem cells in culture. We describe here methods by which researchers can utilize these stem cells and differentiated neurons for any number of purposes. By closely following these steps the AGS neural stem cells can be expanded through two passages or more and then differentiated to a culture high in TUJ1-positive neurons (~50%) without utilizing toxic chemicals to minimize the number of dividing cells. Ischemia induces neurogenesis 6 and neurogenesis which proceeds via MEK/ERK and PI3K/Akt survival signaling pathways contributes to ischemia resistance in vivo7 and in vitro 8 (Kelleher-Anderson, Drew et al., in preparation). Further characterization of these unique neural cells can advance on many fronts, using some or all of these methods.

Neural stem cells were prepared from the hippocampus of adult non-hibernating yearling Arctic ground squirrels (AGS). These neural stem cells can be expanded through numerous passages, differentiated and maintained as a nearly 50:50 neuron to glial culture.

Yetişkin Hipokampal Arctic Zemin Sincap Nöral Kök Hücre Büyüme ve Farklılaşma

Arctic ground squirrels (Urocitellus parryii, AGS) are unique in their ability to hibernate with a core body temperature near or below freezing 1. These ...

Nörobilim

Neural-Colony Forming Cell Assay: An Assay To Discriminate Bona Fide Neural Stem Cells from Neural Progenitor Cells

The neurosphere assay (NSA) is one of the most frequently used methods to isolate, expand and also calculate the frequency of neural stem cells (NSCs). Furthermore, this serum-free culture system has also been employed to expand stem cells and determine their frequency from a variety of tumors and normal tissues. It has been shown recently that a one-to-one relationship does not exist between neurosphere formation and NSCs. This suggests that the NSA as currently applied, overestimates the frequency of NSCs in a mixed population of neural precursor cells isolated from both the embryonic and adult mammalian brain. This video practically demonstrates a novel collagen based semi- solid assay, the neural-colony forming cell assay (N-CFCA), which has the ability to discriminate stem from progenitor cells based on their long-term proliferative potential, and thus provides a method to enumerate NSC frequency. In the N-CFCA, colonies &ge;2 mm in diameter are derived from cells that meet all the functional criteria of a NSC, while colonies &lt; 2mm are derived from progenitors. The N-CFCA procedure can be used for cells prepared from different sources including primary and cultured adult or embryonic mouse CNS cells. Here we use cells prepared from passage one neurospheres generated from embryonic day 14 mice brain to perform N-CFCA. The cultures are replenished with proliferation medium every seven days for three weeks to allow the plated cells to exhibit their full proliferative potential and then the frequency of neural progenitor and bona fide neural stem cells is calculated respectively by counting the number of colonies that are &lt; 2mm and the ones that are &ge;2mm in reference to the number of cells that were initially plated.

This video protocol demonstrates how to discriminate and enumerate bona fide neural stem cells in a mixed population of neural precursor cells using the neural colony-forming cell assay.

Hücre Testi Şekillendirme Sinir-Koloni: Sinir Progenitör Hücreler Bona Fide Sinir Kök Hücreler Ayırım Bir Testi

The neurosphere assay (NSA) is one of the most frequently used methods to isolate, expand and also calculate the frequency of neural stem cells (NSCs). ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

Sinir Yanıtları Kayıt ve Tarayıcıları enjekte için bir Awake Fare hazırlanması

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Optical Recording of Suprathreshold Neural Activity with Single-cell and Single-spike Resolution

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also propagation of suprathreshold spiking activity involves populations of neurons. Empirical studies addressing cortical function directly thus require recordings from populations of neurons with high resolution. Here we describe an optical method and a deconvolution algorithm to record neural activity from up to 100 neurons with single-cell and single-spike resolution. This method relies on detection of the transient increases in intracellular somatic calcium concentration associated with suprathreshold electrical spikes (action potentials) in cortical neurons. High temporal resolution of the optical recordings is achieved by a fast random-access scanning technique using acousto-optical deflectors (AODs)1. Two-photon excitation of the calcium-sensitive dye results in high spatial resolution in opaque brain tissue2. Reconstruction of spikes from the fluorescence calcium recordings is achieved by a maximum-likelihood method. Simultaneous electrophysiological and optical recordings indicate that our method reliably detects spikes (&gt;97% spike detection efficiency), has a low rate of false positive spike detection (&lt; 0.003 spikes/sec), and a high temporal precision (about 3 msec) 3. This optical method of spike detection can be used to record neural activity in vitro and in anesthetized animals in vivo3,4.

Understanding the function of the vertebrate central nervous system requires recordings from many neurons because cortical function arises on the level of populations of neurons. Here we describe an optical method to record suprathreshold neural activity with single-cell and single-spike resolution, dithered random-access scanning. This method records somatic fluorescence calcium signals from up to 100 neurons with high temporal resolution. A maximum-likelihood algorithm deconvolves the underlying suprathreshold neural activity from the somatic fluorescence calcium signals. This method reliably detects spikes with high detection efficiency and a low rate of false positives and can be used to study neural populations in vitro and in vivo.

Tek hücreli ve tek başak çözünürlüğe sahip supratreshold nöral aktivitenin Optik kaydı

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also ...

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust (Schistocerca Americana) Olfactory Circuits

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar olfactory systems suggesting that the biological approach to chemical sensing has been optimized over evolutionary time1. In the insect olfactory system, odorants are transduced by olfactory receptor neurons (ORN) in the antenna, which convert chemical stimuli into trains of action potentials. Sensory input from the ORNs is then relayed to the antennal lobe (AL; a structure analogous to the vertebrate olfactory bulb). In the AL, neural representations for odors take the form of spatiotemporal firing patterns distributed across ensembles of principal neurons (PNs; also referred to as projection neurons)2,3. The AL output is subsequently processed by Kenyon cells (KCs) in the downstream mushroom body (MB), a structure associated with olfactory memory and learning4,5. Here, we present electrophysiological recording techniques to monitor odor-evoked neural responses in these olfactory circuits.
First, we present a single sensillum recording method to study odor-evoked responses at the level of populations of ORNs6,7. We discuss the use of saline filled sharpened glass pipettes as electrodes to extracellularly monitor ORN responses. Next, we present a method to extracellularly monitor PN responses using a commercial 16-channel electrode3. A similar approach using a custom-made 8-channel twisted wire tetrode is demonstrated for Kenyon cell recordings8. We provide details of our experimental setup and present representative recording traces for each of these techniques.

Multi-unit Recording Methods to Characterize Neural Activity in the Locust Schistocerca Americana Olfactory Circuits

We demonstrate variations of the extracellular multi-unit recording technique to characterize odor-evoked responses in the first three stages of the invertebrate olfactory pathway. These techniques can easily be adapted to examine ensemble activity in other neural systems as well.

Locust Sinir Aktivitesi Karakterize Multi-ünite Kayıt Yöntemleri (<em&gt; Schistocerca Americana</em&gt;) Olfaktör Devreler

Detection and interpretation of olfactory cues are critical for the survival  of many organisms. Remarkably, species across phyla have strikingly similar ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Yarı sağlam Lazer Aydınlatma ile Sinir Faaliyet optogenetic Pertürbasyon<em&gt; Drosophila</emMotion&gt; Larva

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Immunohistochemical Visualization of Hippocampal Neuron Activity After Spatial Learning in a Mouse Model of Neurodevelopmental Disorders

Induction of phosphorylated extracellular-regulated kinase (pERK) is a reliable molecular readout of learning-dependent neuronal activation. Here, we describe a pERK immunohistochemistry protocol to study the profile of hippocampal neuron activation following exposure to a spatial learning task in a mouse model characterized by cognitive deficits of neurodevelopmental origin. Specifically, we used pERK immunostaining to study neuronal activation following Morris water maze (MWM, a classical hippocampal-dependent learning task) in Engrailed-2 knockout (En2-/-) mice, a model of autism spectrum disorders (ASD). As compared to wild-type (WT) controls, En2-/- mice showed significant spatial learning deficits in the MWM. After MWM, significant differences in the number of pERK-positive neurons were detected in specific hippocampal subfields of En2-/- mice, as compared to WT animals. Thus, our protocol can robustly detect differences in pERK-positive neurons associated to hippocampal-dependent learning impairment in a mouse model of ASD. More generally, our protocol can be applied to investigate the profile of hippocampal neuron activation in both genetic or pharmacological mouse models characterized by cognitive deficits.

We describe an immunohistochemistry protocol to study the profile of hippocampal neuron activation following exposure to a spatial learning task in a mouse model characterized by cognitive deficits of neurodevelopmental origin. This protocol can be applied to both genetic or pharmacological mouse models characterized by cognitive deficits.

Nörogelişimsel Bozukluklar Fare Modeli Mekansal Öğrenme ardından Hipokampal Nöron Faaliyet immünohistokimyasal Görselleştirme

Induction of phosphorylated extracellular-regulated kinase (pERK) is a reliable molecular readout of learning-dependent neuronal activation. Here, we ...

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the gold-standard experimental model to study basic neurophysiological mechanisms involved in the formation and maintenance of neuronal cell assemblies. However, in vitro studies have been limited to the recording of the electrophysiological activity generated by bi-dimensional (2D) neural networks. Nonetheless, given the intricate relationship between structure and dynamics, a significant improvement is necessary to investigate the formation and the developing dynamics of three-dimensional (3D) networks. In this work, a novel experimental platform in which 3D hippocampal or cortical networks are coupled to planar Micro-Electrode Arrays (MEAs) is presented. 3D networks are realized by seeding neurons in a scaffold constituted of glass microbeads (30-40 &#181;m in diameter) on which neurons are able to grow and form complex interconnected 3D assemblies. In this way, it is possible to design engineered 3D networks made up of 5-8 layers with an expected final cell density. The increasing complexity in the morphological organization of the 3D assembly induces an enhancement of the electrophysiological patterns displayed by this type of networks. Compared with the standard 2D networks, where highly stereotyped bursting activity emerges, the 3D structure alters the bursting activity in terms of duration and frequency, as well as it allows observation of more random spiking activity. In this sense, the developed 3D model more closely resembles in vivo neural networks.

Interfacing 3D Engineered Neuronal Cultures to Micro-Electrode Arrays: An Innovative In Vitro Experimental Model

In this work, a novel experimental model in which 3D neuronal cultures are coupled to planar Micro-Electrode Arrays (MEAs) is presented. 3D networks are built by seeding neurons in a scaffold made up of glass microbeads on which neurons grow and form interconnected 3D structures.

Mikro Elektrot Diziler 3D Engineered Nöronal Kültürler Arayüz: Yenilikçi<em&gt; İn Vitro</em&gt; Deneysel Model

Currently, large-scale networks derived from dissociated neurons growing and developing in vitro on extracellular micro-transducer devices are the ...

Direct-current Stimulation and Multi-electrode Array Recording of Seizure-like Activity in Mice Brain Slice Preparation

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the stimulation parameters (e.g., orientation, field strength, and stimulation duration) need to be examined in mice brain slice preparations. Testing and arranging the orientation of the electrode relative to the position of the mice brain slice are feasible. The present method preserves the thalamocingulate pathway to evaluate the effect of DCS on anterior cingulate cortex seizure-like activities. The results of the multichannel array recordings indicated that cathodal DCS significantly decreased the amplitude of the stimulation-evoked responses and duration of 4-aminopyridine and bicuculline-induced seizure-like activity. This study also found that cathodal DCS applications at 15 min caused long-term depression in the thalamocingulate pathway. The present study investigates the effects of DCS on thalamocingulate synaptic plasticity and acute seizure-like activities. The current procedure can test the optimal stimulation parameters including orientation, field strength, and stimulation duration in an in vitro mouse model. Also, the method can evaluate the effects of DCS on cortical seizure-like activities at both the cellular and network levels.

Studies have shown that cathodal transcranial direct-current stimulation can produce suppressive effects on drug-resistant seizures. In this study, an in vitro experimental setup was devised in which the direct-current stimulation and multielectrode array recording of seizure-like activity were evaluated in mice brain slice preparation. The direct-current stimulation parameters were evaluated.

Fare Beyin Dilim Hazırlık içinde nöbet benzeri Faaliyet doğrudan akım Stimülasyon ve Multi-elektrot Dizi Kaydı

Cathodal transcranial direct-current stimulation (tDCS) induces suppressive effects on drug-resistant seizures. To perform effective actions, the ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

Uyanık Farelerde Nöroaktif Maddelerin Microiontophoretic Uygulaması ile birlikte Nöronal Faaliyet dışı Kaydı

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...