Yazarlar yazının onun değerli yorumlarınız için Rena Bizios teşekkür etmek istiyorum.

Etik Beyanı: Bu çalışmada kullanılan fareler &quot;Bakımı ve Kullanımı Laboratuvar Hayvanları&quot; (2010/63 / AB ve Avrupa Sözleşmesi ETS 123) Avrupa Komitesi tarafından yayımlanan kurallarına uygun olarak tedavi edildi. Deneysel protokol Tıp Lariboisière Saint-Louis Fakültesi Etik Komitesi (CEEA LV / 2010-01-04) tarafından onaylandı. 1. Hayvanlar <ol><li> atimik fareler (10 haftalık) kullanın. Negatif kontrol grubu olarak, boş kalan hata ile 6 farelerinin az sayıda kullanın. </li></ol> 2. Yapı iskeleleri Hazırlık <ol><li> Sinjenik Greft Hazırlanması <ol><li> 6 hayvan az sayıda bir kontrol grubu oluşturmak için kusur doldurmak için, kemik isograft kullanın. </li><li> hasat tarafından elde kemik isografts kusurları mercan iskele &quot;gruplar (inci ile dolu&quot; Boş bırakılan veya kusurları &quot;ya ait fare femur kemiği çıkarıldıKemik isograft) 11 toplamak için ekstra hayvanın kullanılması önler olduğunu. </li><li> Fosfat tamponlu salin (PBS) ile rezeke kemik yıkayın ve steril nemli gazlı kompres kullanarak tutun. </li></ol></li><li> Mercan İskele Hazırlık <ol><li> Acropora sp: Doğal mercan yapılır iskele kullanın. mercan dış iskelet küpler, 6 hayvan minimum potansiyel kemik yerine 3 x 3 x 3 mm. </li><li> silindir şekline elle her mercan küp Carve (3.5 yükseklik, 2 mm çapında). </li><li> , Otoklav her iskelesi (20 dakika boyunca 121 ° C) sterilize steril PBS ile yıkayın ve farelerde implantasyondan önce 24 saat süre ile tam kültür ortamında (α-MEM) içinde daldırılır. </li></ol></li></ol> 3. Anestezik Usul ve Analjezi <ol><li> buprenorfin deri altı enjeksiyon (0.1 mg / kg hayvan vücut ağırlığı) koruyucu analjezi önce anestezi için 15 dakika, sağlar. </li><li> hayvan merhem sürünhayvanlar anestezi altında iken gözler her 30 dk kurumasını önlemek için. </li><li> hipotermi önlemek için bir ısınma pad üzerinde fareler yerleştirin. </li><li> Cerrahi Prosedür sırasında Anestezi ve Analjezi <ol><li> intraperitonal ihtiva eden bir çözelti ksilazin (8 mg / kg) ve ketamin (100 mg / kg) enjekte edilir. </li><li> Akış-by yoluyla (50 ml / dak) oksijen sağlar. </li><li> Bir uyarana (örneğin., Firma ayak tutam) iyi kas gevşemesi ve hayvan yanıt eksikliği varlığı ile anestezi yeterli derinliği onaylayın. </li><li> deri altından mikrobiyal profilaksi olarak enrofloxacin tek doz (0.05 mg / kg) enjekte edilir. </li></ol></li><li> Post-operatif analjezi <ol><li> buprenorfin deri altı enjeksiyon (0.1 mg / kg) 3 gün üst üste her 12 saat ile postoperatif analjezi sağlandı. </li></ol></li><li> Tanısal Görüntüleme Prosedürleri sırasında anestezi <ol><li> Bir anesthetizin fareler yerleştiring-box ve daha sonra ikna ve sırasıyla oksijen yaklaşık% 4 ve% 2 izofluran kullanarak anestezi korumak. </li><li> İyi hayvan kas gevşemesine ve fiziksel hareket azlığı ile anestezi yeterli derinliği onaylayın. </li></ol></li><li> Kurtarma Koşullar <ol><li> Tam iyileşme kadar ısınma pad üzerinde fareler tutmak </li><li> ameliyat sonrası sternal yatma korumak için yeterli bilinci yerine kadar gözetimsiz bir hayvan bırakmayın. </li><li> Tamamen iyileşene kadar diğer hayvanların şirkete ameliyat geçirmiş bir hayvan iade etmeyin. </li></ol></li><li> Post-operatif Koşullar <ol><li> 3. gün sonra kafeslerde 4 fareler ev sahipliği ilk 3 gün boyunca ayrı ayrı fareler barındırın. </li><li> Su ve uyarlanmış gıda ad libitum sağlamak. Ameliyat sonrası dönem boyunca herhangi bir aktivite kısıtlaması olmaksızın, ağırlık-ayıyla fareler izin verin. </li></ol></li></ol> 4. Cerrahi prosedür:Femoral segmental Kusur Model 11,12 <ol><li> anestezi sonrası, uzatma sol arka bacak ile ventral yatma her fare yerleştirin. </li><li> 5 dakika boyunca% 10 povidon iyodin kullanılarak aseptik cerrahi için uzuv sürtünür ve daha sonra steril bir yüzey (steril şeffaf örtü işlemi sırasında solunum hareketini takip edebilmek amacıyla kullanılmıştır) oluşturmak için bacak altında steril örtü yerleştirin. Prosedür sırasında cerrahi alanda kısırlık korumak için alınır. </li><li> Diz eklemi kalça eklemi uzanan, femur anterolateral yönü üzerinde 17 mm boyuna cilt insizyonu - 15 yapın. </li><li> Fasya lata insizyon, vastus lateralis kası ve pazı femur diafiz tam uzunlukta ortaya çıkarmak için kas femoris bölün. Dikkat kaudale siyatik siniri korumak için alınan ve gereken distal eklem kapsülü (Şekil 1). </li><li> femur diafiz expo geliştirmek içinEmin, gluteal kas ve biceps 3. trokanterden femoris transect. </li><li> diyafizinde ortasında femur dairesel diseksiyon. </li><li> 6 delikli titanyum mikro-kilitleme plakası uygulayın (uzun 10 mm; 1,5 mm genişliğinde, ağırlık: 30 mg) anterior femoral tarafta. Not: koni, silindirik bir bölümü ile girintilidir plakanın delikleri, titanyum 2 mm uzunluğunda kilitleme vidaları (kendi kendini kılavuzlayan bir uyum, 0.47 mm dış çap, ağırlık: 5 mg, baş vidanın alt yüzey ile olan kilitleme için vida kilitli kapalı katlanmış bir kök, bağlı plaka delik). </li><li> 0.3 mm matkap ucu ve özel motor gücünü ya da yaklaşık 500 mW 12 2.500 rpm&#39;de çalıştırılan olmayan özel motor gücü) kullanarak plaka en yakın delik delin. </li><li> Özel bir tornavida kullanarak ilk vidayı takın ve daha sonra (Şekil 2) kilitleyin. NOT: t uyum yanao plaka ilk vida uygulanmasıyla belirlenir, vida takarken femur plaka paralel konumlandırmak için önemlidir. </li><li> Benzer bir şekilde, plakanın en uzak delik delin yerleştirin ve vida (Şekil 3) kilitlenir. </li><li> Diğer iki dış vidayı takın, ancak hiçbir kilit yok. </li><li> Gigli bir medio-yanal yönde kemik etrafında yakından gördüm 0.22 mm tel yerleştirin ve sonra jig (Şekil 4) yuvalara takın. </li><li> Son iki vida kök üzerinde özel jig takın ve plaka (Şekil 5) Yukarıdaki uygulayın. </li><li> Termal nekrozu önlemek için (steril izotonik serum fizyolojik kullanarak) Gigli sulamaya gördüm kullanarak 3,5 mm uzunluğunda orta diafiz femoral ostectomy gerçekleştirin. cerrahın asistanı jig almak var. Cerrah sabit sabit gerilim uygulamak zorunda. testere teli arapsaçı ve telin orta üçte ikisini kullanmak için dikkatli olun. ex önlemekDüz bir kemik kesimi elde etmek için rak hareketi (Şekil 6). </li><li> ostectomy sonra, Gigli gördüm kaldırın. yumuşak doku hasar görmesini önlemek için, bir tarafta kemik testere tel yakın kesti. </li><li> Jig çıkarın ve son iki vidayı (Şekil 7) kilitleyin. </li><li> Ya boş defekt bırakın ya da cerrahi kusur içinde test edilecek malzemeler koyarak doldurunuz. </li><li> Copiously steril izotonik serum fizyolojik ile cerrahi alanında durulayın. </li><li> Plaka üzerinde gevşek Vastus lateralis kas yerleştirin. basit sürekli dikiş deseni ve 5.0 glycomer 631 dikiş kullanarak fasya ve deri altı uçakları kapatın; 4.0 glycomer 631 sütür kullanarak basit bir kesintiye dikiş deseni ile cildi kapatın. Alternatif olarak, cilt yapıştırıcı kullanarak cilt kapatmak da mümkündür. </li></ol> Kemik Rejenerasyon Vivo Değerlendirmeleri 5. <ol><li> anestezi altında farelerin ile, radyografik gerçekleştirmekKonvansiyonel X-ışınları her ikisini de kullanarak bir uzunlamasına şekilde değerlendirmeler (26 kV, 10 saniye; 2X büyütme, 20 satır / mm uzamsal çözünürlük) ve yüksek çözünürlüklü mikro-bilgisayarlı tomografi (uCT). </li><li> UCT analizi için, (0.5 mm alüminyum filtre, 0,7 º dönme adımı ve 180 º tomografik dönüşünü kullanarak, 40 msn maruz kalma sırasında, 50 kV ve 478 mA) 36 mikron çözünürlükte görüntüler elde. yerleşik yazılımı kullanarak görüntüleri analiz edin. </li></ol> Kemik Rejenerasyon 6. Ex Vivo Değerlendirmeleri <ol><li> On hafta ameliyat sonrası, oksijen izofluran ile anestezi sağlamak, ve daha sonra bir barbitürat aşırı dozda (pentobarbital 1 mi) intraperitoneal enjeksiyonu ile fareler kurban. </li><li> Femoral kemikleri tüketim kas dokusu kaplayan kaldırmak ve dört gün boyunca% 4 paraformaldehid (pH 7.4) kemik örnekleri düzeltmek. </li><li> paraformaldehit çapraz ba¤ sonra her eksize kemik örnekten plaka ve vidaları çıkarınyon. </li><li> Ex Vivo CT Analizi u <ol><li> % 75 alkol ile dolu polietilen tüplerde her kesilmiş ve sabit kemik yerleştirin ve ex vivo uCT kullanarak analiz eder. </li><li> 80 kV ve 100 uA (1000 msn pozlama süresi, alüminyum 0.5 filtre ve 4 mikron kamera piksel boyutunda (7 mikron voksel boyutu ile 2400 x 4000) de 0.9 º her rotasyon artışı için ortalama dört kare görüntü kazanır. </li><li> yerleşik yazılımı ile Hamming filtrelenmiş geri projeksiyon kullanılarak 3 boyutlu görüntüler (13 um ortalama voksel boyutu) yeniden yapılandırma. </li><li> kemik oluşumu kantitatif analiz için, kusur tekabül ilgi kararlı ve tutarlı bölgede mineralize doku (45 gri tonlama endeksleri alt gri eşiği ve 240 gri tonlama endeksleri üst gri eşiği) hacmini elde etmek için yerleşik yazılımı kullanın. </li><li> Aynı reg her fare için aynı şekilde analizlerini gerçekleştirmekilgi iyon. </li><li> Kemik kaynama oranı ve gruplar arasında çıkar bölgede mineralize doku hacmini karşılaştırmak için - (% 95 ve p &lt;0.05 anlamlı seviyede güven aralığı) tek yönlü analiz testi kullanın. </li></ol></li><li> Histolojik Analiz <ol><li> Göm her kesilmiş ve metil metakrilat reçine femoral kemik sabit ve undekalsifiye histoloji için işlemek. </li><li> dairesel su soğutmalı elmas testere kullanarak kalın bölüm (200 mikron) içine uzunlamasına her kemik örneği kesin. </li><li> 100 mikron kalınlığında aşağı her kemik numune bölümü eziyet onu parlatmak ve Stevenel mavi ve van Gieson picrofuchsin lekeleri kullanarak leke. NOT: boyamadan sonra hücreler ışık mikroskobu altında kahverengi mavi, pembe kemik ve mercan görünür. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Auer, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Refining+animal+models+in+fracture+research:+seeking+consensus+in+optimising+both+animal+welfare+and+scientific+validity+for+appropriate+biomedical+use.">Refining animal models in fracture research: seeking consensus in optimising both animal welfare and scientific validity for appropriate biomedical use.</a> BMC Musculoskelet Disord. 8 (72), (2007).</li><li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+bone+healing+models:+standards,+tips,+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting.">Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li><li>Horner, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long+bone+defect+models+for+tissue+engineering+applications:+criteria+for+choice.">Long bone defect models for tissue engineering applications: criteria for choice.</a> Tissue Eng. Part B Rev. 16 (2), 263-271 (2010).</li><li>Srouji, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+for+tissue+engineering+applications:+femoral+critical+size+defect+in+immunodeficient+mice.">A model for tissue engineering applications: femoral critical size defect in immunodeficient mice.</a> Tissue Eng. Part C Methods. 17 (5), 597-606 (2011).</li><li>Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+for+intramembranous+ossification+during+fracture+healing.">A model for intramembranous ossification during fracture healing.</a> J Orthop Res. 20 (5), 1091-1098 (2002).</li><li>Harris, J. S., Bemenderfer, T. B., Wessel, A. R., Kacena, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+mouse+critical+size+defect+models+in+weight+bearing+bones.">A review of mouse critical size defect models in weight bearing bones.</a> Bone. 55 (1), 241-247 (2013).</li><li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+LockingMouseNail--a+new+implant+for+standardized+stable+osteosynthesis+in+mice.">The LockingMouseNail--a new implant for standardized stable osteosynthesis in mice.</a> J. Surg. Res. 169 (2), 220-226 (2011).</li><li>Garcia, P., Histing, T., Holstein, J. H., Pohlemann, T., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femoral+non-union+models+in+the+mouse.">Femoral non-union models in the mouse.</a> Injury. 41 (10), 1093-1094 (2010).</li><li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+reliable+non-union+model+in+mice.">Development of a reliable non-union model in mice.</a> J. Surg. Res. 147 (1), 84-91 (2008).</li><li>Viateau, V., Logeart-Avramoglou, D., Guillemin, G., Petite, H., Conn, P. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+Models+for+bone+tisue+enginering+purposes.">Animal Models for bone tisue enginering purposes.</a> Sourcebook of models for biomedical research. , 725-738 (2008).</li><li>Manassero, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+murine+femoral+segmental+critical-sized+defect+model+stabilized+by+plate+osteosynthesis+for+bone+tissue+engineering+purposes.">A novel murine femoral segmental critical-sized defect model stabilized by plate osteosynthesis for bone tissue engineering purposes.</a> Tissue Eng. Part C Methods. 19 (4), 271-280 (2013).</li><li>Matthys, R., Perren, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Internal+fixator+for+use+in+the+mouse.">Internal fixator for use in the mouse.</a> Injury. 40 Suppl 4, S103-S109 (2009).</li><li>Becquart, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia+is+the+prime+but+not+the+only+cause+of+human+multipotent+stromal+cell+death+in+tissue-engineered+constructs+in+vivo.">Ischemia is the prime but not the only cause of human multipotent stromal cell death in tissue-engineered constructs in vivo.</a> Tissue Eng. Part A. 18 (19-20), 2084-2094 (2012).</li><li>Deschepper, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Proangiogenic+and+prosurvival+functions+of+glucose+in+human+mesenchymal+stem+cells+upon+transplantation.">Proangiogenic and prosurvival functions of glucose in human mesenchymal stem cells upon transplantation.</a> Stem Cells. 31 (3), 526-535 (2013).</li><li>Oetgen, M. E., Merrell, G. A., Troiano, N. W., Horowitz, M. C., Kacena, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+femoral+non-union+model+in+the+mouse.">Development of a femoral non-union model in the mouse.</a> Injury. 39 (10), 1119-1126 (2008).</li><li>Liu, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+murine+femoral+segmental+defect+model+for+bone+tissue+engineering+using+a+novel+rigid+internal+fixation+system.">A murine femoral segmental defect model for bone tissue engineering using a novel rigid internal fixation system.</a> J Surg Res. 183 (2), 493-502 (2013).</li><li>Zwingenberger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+a+femoral+critical-size+bone+defect+model+in+immunodeficient+mice.">Establishment of a femoral critical-size bone defect model in immunodeficient mice.</a> J Surg Res. 181 (1), e7-e14 (2013).</li><li>Cheung, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+externally+fixed+femoral+fracture+model+for+mice.">An externally fixed femoral fracture model for mice.</a> J. Orthop Res. 21 (4), 685-690 (2003).</li><li>Claes, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hyperhomocysteinemia+is+associated+with+impaired+fracture+healing+in+mice.">Hyperhomocysteinemia is associated with impaired fracture healing in mice.</a> Calcif. Tissue Int. 85 (1), 17-21 (2009).</li><li>Drosse, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validation+of+a+femoral+critical+size+defect+model+for+orthotopic+evaluation+of+bone+healing:+a+biomechanical,+veterinary+and+trauma+surgical+perspective.">Validation of a femoral critical size defect model for orthotopic evaluation of bone healing: a biomechanical, veterinary and trauma surgical perspective.</a> Tissue Eng. Part C Methods. 14 (1), 79-88 (2008).</li><li>Holstein, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+the+establishment+of+defined+mouse+models+for+the+study+of+fracture+healing+and+bone+regeneration.">Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration.</a> J. Orthop. Trauma. 23 (5 Suppl), S31-S38 (2009).</li><li>Johnson, K. D., August, A., Sciadini, M. F., Smith, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+ground+cortical+autograft+as+a+bone+graft+material+in+a+new+canine+bilateral+segmental+long+bone+defect+model.">Evaluation of ground cortical autograft as a bone graft material in a new canine bilateral segmental long bone defect model.</a> J. Orthop. Trauma. 10 (1), 28-36 (1996).</li><li>Meinig, R. P., Buesing, C. M., Helm, J., Gogolewski, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regeneration+of+diaphyseal+bone+defects+using+resorbable+poly(L/DL-lactide)+and+poly(D-lactide)+membranes+in+the+Yucatan+pig+model.">Regeneration of diaphyseal bone defects using resorbable poly(L/DL-lactide) and poly(D-lactide) membranes in the Yucatan pig model.</a> J. Orthop. Trauma. 11 (8), 551-558 (1997).</li><li>Wu, J. J., Shyr, H. S., Chao, E. Y., Kelly, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+osteotomy+healing+under+external+fixation+devices+with+different+stiffness+characteristics.">Comparison of osteotomy healing under external fixation devices with different stiffness characteristics.</a> J. Bone Joint Surg. Am. 66 (8), 1258-1264 (1984).</li><li>Xing, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+a+bilateral+femoral+large+segmental+bone+defect+mouse+model+potentially+applicable+to+basic+research+in+bone+tissue+engineering.">Establishment of a bilateral femoral large segmental bone defect mouse model potentially applicable to basic research in bone tissue engineering.</a> J. Surg. Res. 192 (2), 454-463 (2014).</li><li>Manassero, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+Survival+and+Osteogenic+Ability+of+Human+Mesenchymal+Stem+Cells+in+Orthotopic+and+Ectopic+Sites+in+Mice.">Comparison of Survival and Osteogenic Ability of Human Mesenchymal Stem Cells in Orthotopic and Ectopic Sites in Mice.</a> Tissue Eng. Part A. 22 (5-6), 534-544 (2016).</li><li>Bos, R. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Degradation+of+and+tissue+reaction+to+biodegradable+poly(L-lactide)+for+use+as+internal+fixation+of+fractures:+a+study+in+rats.">Degradation of and tissue reaction to biodegradable poly(L-lactide) for use as internal fixation of fractures: a study in rats.</a> Biomaterials. 12 (1), 32-36 (1991).</li><li>Oest, M. E., Dupont, K. M., Kong, H. J., Mooney, D. J., Guldberg, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+assessment+of+scaffold+and+growth+factor-mediated+repair+of+critically+sized+bone+defects.">Quantitative assessment of scaffold and growth factor-mediated repair of critically sized bone defects.</a> J.Orthop. Res. 25 (7), 941-950 (2007).</li><li>Pihlajamaki, H., Bostman, O., Tynninen, O., Laitinen, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+tissue+response+to+bioabsorbable+poly-L-lactide+and+metallic+screws:+an+experimental+study.">Long-term tissue response to bioabsorbable poly-L-lactide and metallic screws: an experimental study.</a> Bone. 39 (4), 932-937 (2006).</li><li>Rai, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combination+of+platelet-rich+plasma+with+polycaprolactone-tricalcium+phosphate+scaffolds+for+segmental+bone+defect+repair.">Combination of platelet-rich plasma with polycaprolactone-tricalcium phosphate scaffolds for segmental bone defect repair.</a> J. Biomed. Mater Res. A. 81 (4), 888-899 (2007).</li><li>Komlev, V. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetics+of+in+vivo+bone+deposition+by+bone+marrow+stromal+cells+into+porous+calcium+phosphate+scaffolds:+an+X-ray+computed+microtomography+study.">Kinetics of in vivo bone deposition by bone marrow stromal cells into porous calcium phosphate scaffolds: an X-ray computed microtomography study.</a> Tissue Eng. 12 (12), 3449-3458 (2006).</li></ol>

Yazarlar hiçbir rakip mali çıkarları olduğunu beyan ederim.

Ortopedik ilgili malzeme ve farelerde cihazın Ektopik implantasyon genellikle çeşitli iskeleler 13,14 kapasitelerinin kemik oluşturan değerlendirmek için gerçekleştirilmektedir. Önemli farklılıklar ancak yerli osteojenik sinyalizasyon faktörlerin ve konak kemik oluşturan hücreler ile parakrin etkileşimler de dahil olmak üzere ektopik ve ortotopik modelleri arasında var. Bu çalışma bir tekrarlanabilir fare geniş segmental kurar, kritik boyutlu femoral defekt (3,5 mm, femur uzunluğunun yaklaşık% 20-25). Böyle kusurun büyüklüğünü ve sonuç plak osteosentezi tarafından sağlanan istikrarı göz önüne alındığında, bu model klinik karşılaşılan atrofik kemik olmayan birlik taklit eder. Bu çalışmada seçilen post-operatif süre, 8 ila 12 hafta 4,9,15,16 sonra yeterli iyileşme eksikliği gösteren daha önce açıklanan sendikasız modeller fareler ile uyumludur. Daha da önemlisi, reproduuygulanan kemik ikamelerinin karışmayan ve sabit osteosentez, hem de stabilite kilitleme plakası ve ostectomy gerçekleştirmek için bir jig Her ikisinin de kullanılması ile önemli bir morbidite ve mortalite 1,2 olmadan elde edilmiştir. Bu sonuç aynı zamanda bir eksternal fiksatör veya intramedüller çivi ya 4,5,17-24 kullanıldığı zaman rapor edilen sonuçları tezat. Dış potansiyel sakıncaları şunlardır Sabitleyicilerdeki: sertlik değişkenlik, iğne yolları enfeksiyonları, pimlerin gevşeterek, iğne ve malzeme (4 fare vücut ağırlığının% 20 kadar) ağırlığı nedeniyle yaralanmalar potansiyelleri. intramedüller çivi potansiyel sakıncaları şunlardır: tırnak ve eklem yüzeylerinin iatrojenik hasarı ile ilik boşluğuna doldurulması. Plaka osteosentez ile stabilize edilmiş başka kemirgen segmental kritik boyutlu femoral kusurları 1.5 ile 2 mm uzunluğunda 16,25 arasında bir çapak tarafından yaratılan kemik defektinin tarif edilmiştir. thE Mevcut model bir jig ve testere tel kullanımı önemli kasları travma olmaksızın kesin bir 3.5 mm uzunluğundaki ostectomy izin verdi. Ancak, bir göz çeşitli kilit noktalarda üzerinde almalı işlemi gerçekleştirmeden başarılı olmak için: Aksi plaka çok uzun olmalıdır (8 hafta altında 25 g veya yaşın altında ya bir ağırlığa sahip çıplak fareler), küçük fareler kullanmayın. Femoral kemik yaklaşırken, kaudale siyatik siniri ve distal eklem kapsülü, hem korumak için özen gösterin. Femoral kemik ön tarafında plaka uygulayın ve plakanın hizalama bu ilk vidanın uygulama tarafından belirlenir, çünkü bu ilk vidayı takarken femur plaka paralel konumlandırmak için özen gösterin. ostectomy yapmadan önce, kas travması önlemek için diafiz ortasında femur dairesel diseksiyon özen gösterin. ostectomy yaparken, cerrahın asistanı sıkıca kılavuzu ve sur tutmak gerekirGeon sabit bir sabit gerilim uygulanırken, (ii) tel orta üçte ikisini kullanmak, ve (iii) Düz bir kemik kesimi elde etmek için aşırı hareket etmesini önlemek için, testere tel kavga dikkat (I) &#39;olmalıdır. Mevcut model kemik grefti kullanılan sağlanan Kemik iyileşmesi mümkündür. Ayrıca, bu model insan kökenli greft veya hücreler ya iyi standardize, büyük, segmental kemik defekti kullanılan kemik yedek stratejileri yer alan mekanizmaların ileri çalışmalara olanak verir. Buna ek olarak, arıtma ve ortopedi ilgili araştırmalar hayvanların kullanımının azaltılmasını gerektiren mevcut eğilimler doğrultusunda, bu model, biyolüminesans in vivo görüntüleme teknikleri ile birlikte de kullanılabilir. Böyle non-invaziv teknikler hayvan kurban 26 gerektirmeden hem implante hücre yaşamını ve doku iyileşmesini izleme izin verir. Mevcut modelin başlıca sınırlamaları hemyük taşıyan koşulları ve tam insanlarda klinik karşılaşılan taklit çünkü oluşturulan kemik defekti hacmi. Modelin Diğer sınırlamalar (i) ex vivo uCT analizden önce plakanın çıkarılmasını gerektirebilir ve boyuna radyografik muayene sonuçlarını yorumlama ve zorlaştırabilir plaka radyo donukluk vardır (ii) plaka sertliği modüle yetersizlik hangi kemik oluşumu 27-30 önemli bir mekanik parametre olabilir. Kemik isograft ya da (özellikle kalsiyum karbonat) bir mineral bileşeni içeren diğer iskeleleri kullanarak zaman yeni kurulan kemik yoğunluğu kısmen örtüştüğü çünkü biri, bazı önyargı mikro-BT analizi segmentasyonu sürecinde tanıtıldı olduğunu, aynı zamanda akılda tutmak gerekir isograft yoğunluğu veya iskele yoğunluğu ya. kemik hacmi mikro BT analizi ile elde Bu nedenle çok mineralleşmiş dokuyla (yeni oluşan kemik hacmi yansıtır artıKemik yerine) 11,26,31.

Masif cisim kemik defektleri ortopedik cerrah için büyük bir meydan okumadır. Şu anda altın standart tedavi olarak kabul otolog kemik grefti ile kemik yerine, sınırlı kaynağı olduğunu ve hasat ilişkili morbidite ile ilişkilidir. Bu nedenlerle, osteokonduktif iskeleleri ile kemik iliği mezenkimal kök hücreleri birleştiren doku mühendisliği kemik yapıları ortopedik cerrahide otogreftlerde için bir alternatif olarak araştırılmıştır. Bugüne kadar, çalışmaların çoğu gibi (örneğin köpek, domuz ve koyun 1-3, fakat küçük hayvan modellerinde ortotopik, segmental, kritik boyutlu kemik defektleri bu yapıların ön değerlendirme olarak klinik ile ilgili hayvan modellerinde yapılmıştır fareler) birçok avantajı olabilir: hayvanların sayıda kumanda edilebilir, (ii) (i) düşük maliyet; (Iii) büyük hayvan modellerinin tersine, fare suşlarının homojenliği skafold rezorpsiyonunun bir bireysel farklılıklar sınırlarnd kemik oluşumu ve; (Iv) en önemlisi, özel antikorlar ve gen hedefli hayvanların elde hazır mevcut kemik iyileşmesi ilgili biyolojik proseste değerlendirilmesini sağlar. Son olarak, farelerin bağışıklık yetersizliği olan suşlarının kullanımı da farelerde olumsuz bağışıklık tepkileri olmayan greft veya insan kökenli hücreler kullanılarak çalışmalar sağlar. Anılan avantajlara rağmen, farelerde masif diafizer kemik defekti modelleri seyrek. Bu tür modellerin çoğu (böylece test edilecek malzemenin hacmini sınırlayan) kemik iliği boşluğu dolduran intramedüller pin ile kemik tespitini kullanın ve aynı zamanda rotasyonel ve eksenel istikrar 2,4-7 sağlayarak değil tekrarlanabilirlik engellemektedir. Bu çalışmanın amacı, (i) doğru ve tekrarlanabilir kilitleme plaka osteosynth tarafından stabilize edilir tekrarlanabilir, kritik boyutu, segmental, farelerde femur kusur modelini açıklamak için, bir klinik kemik sendika üyesi olmayan bir durum taklit vardırson derece istikrarlı biyomekanik ortam 8-10 sağlayan ESIS; (Ii) iki potansiyel kemik yedekleri ile mevcut modeli göstermek için ve kemik oluşumu bu kullanılabilir analizleri tarif etmek.

<table><tbody><tr><td>&amp;alpha;-MEM , Minimum Essential Medium Eagle</td><td>Sigma-Aldrich, France</td><td>M4526</td><td>500 ml&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;Acropora&lt;/em&gt; sp. coral exoskeleton cubes, Biocoral&amp;reg;</td><td>Biocoral&amp;reg;, Inoteb, France</td><td></td><td>3 x 3 x 3 mm cubes, autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization</td></tr><tr><td>Buprenorphine, Buprecare&amp;reg;</td><td>Axience, Pantin, France</td><td></td><td>0.3 mg/ml</td></tr><tr><td>Xylazine, Rompun&amp;reg; 2%</td><td>Bayer HealthCare, Puteaux, France</td><td>20 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Ketamine, Ketamine 500&amp;reg;</td><td>Virbac, Carros, France</td><td></td><td>50 mg/ml</td></tr><tr><td>Isoflurane, For&amp;egrave;ne&amp;reg;</td><td>Abbott, Arcueil, France</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Enrofloxacine, Baytril&amp;reg; 5%</td><td>Bayer HealthCare, Puteaux, France</td><td>50 mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital, Dolethal&amp;reg;</td><td>V&amp;eacute;toquinol, Lure, France</td><td></td><td>182.2 mg/ml</td></tr><tr><td>Anesthetizing box</td><td>Ugo Basile, Gemonio, Italy</td><td>7900/10</td><td></td></tr><tr><td>Plastic transparent sterile drape, BusterOpCover 30 x 45 cm</td><td>Buster, Coveto, Montagu, France</td><td>613867</td><td></td></tr><tr><td>10% povidone iodine, V&amp;eacute;t&amp;eacute;dine&amp;reg; Solution</td><td>V&amp;eacute;toquinol, Lure, France</td><td></td><td>100 mg/ml</td></tr><tr><td>Titanium micro- locking plate, MouseFix Plate XL</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.401.120</td><td>6 holes, 10 mm long and 1.5 mm wide, autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>0.3 mm drill bit, Drill Bit 0.30 mm</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.592.200</td><td>autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>Engine power</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>AccuPen</td><td>Cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>Screw driver, Handrill</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.390.130</td><td>autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>Self-tapping locking screws, MouseFix Screw 2 mm</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.401.100</td><td>2 mm long, 0.47 mm outer diameter and 0.34 mm core diameter, autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>Jig, MouseFix XL Drill and Saw Guide</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland, http://www.risystem.com/</td><td>RIS.301.103</td><td>3.5 mm between the slots, autoclaving (121 &amp;deg;C for 20 min) sterilization or cold sterilzation (ethylene oxide)</td></tr><tr><td>0.22-mm Gigli saws (0.22 mm Saws)</td><td>RISystem AG, Davos, Switzerland</td><td></td><td></td></tr><tr><td>5.0 glycomer 631, Biosyn</td><td>Covidien, V&amp;eacute;toquinol, Lure, France</td><td></td><td>Tapper-cut needle</td></tr><tr><td>4.0 glycomer 631, Biosyn</td><td>Covidien, V&amp;eacute;toquinol, Lure, France</td><td></td><td>Tapper-cut needle</td></tr><tr><td>X-ray, MX20</td><td>Faxitron X-ray Corp, Edimex, Le Plessis Grammorie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;i&gt;In vivo&lt;/i&gt; high-resolution microcomputed tomography, Skyscan 1176</td><td>Skyscan, Aartselaar, Belgium</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;i&gt;Ex vivo&lt;/i&gt; high-resolution microcomputed tomography, Skyscan 1172</td><td>Skyscan, Aartselaar, Belgium</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Resident software: Nrecon (v1.6.9) / Ctan (v.1.14.4)</td><td>Skyscan, Aartselaar, Belgium</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

establishment of a segmental femoral critical-size defect model in mice stabilized by plate osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

Söz konusu cerrahi işlemler 45 ila 60 dk sürdü. Ostectomy ve osteosentez bir cerrahın asistanı yardımı ile ancak herhangi bir büyüteç sistemi kullanmadan gerçekleştirmek kolay. Hiçbir intraoperatif komplikasyon görülmedi. 18 fareler 11 bir ön çalışmada, postoperatif radyografi kemik defekti uzunluğu (3.43 ± 0.12 mm) ve (bastırmak ortak kavite ve plaka distalinde arasındaki mesafe = 2.65 ± 0.56 mm) plaka konumlandırma tekrarlanabilir olduğunu kanıtlar sağladı. anesteziye bağlı ölüm oranı yaklaşık% 5 idi. Ameliyat ekstremitenin fonksiyonel iyileşme cerrahi (Animasyon Şekil 1) sonra bir gün içinde gözlenmiştir tüm hayvanlar ve tam ağırlık taşıyan mükemmel oldu. p kullanılan osteosentez (plaka ve vidalar) ağırlığıyeniden gönderilen bir çalışma fare vücut ağırlığının yaklaşık% 0.1 idi. Hiçbir postoperatif komplikasyonlar (örneğin, yara enfeksiyonu, implant yetmezliği, kemik grefti göç, vb) oluştu. cagemates neden yok kendi kendine yaralanma veya yaralanmalar meydana geldi. cerrahi kaynaklı kemik defektleri boş kalmıştı, hiçbir belirgin kemik oluşumu tutarlı kemik kaynamama gözlenmiştir. Buna karşılık, kusurları bir isograft veya mercan iskele ya doluydu zaman gözlendi proksimal ve distal kemik kenarlarından uzanan kemik yeni kurulan. Buna ek olarak, buna kemik oluşumu isografts (Şekil 8), sadece bu malzeme ile doldurulmuş kusurlar mercan iskele içinde gözlenmiştir ile işlemden geçirildi en defektlerinde kemik sürekliliği yeniden kurulmasına izin. Aslında, herhangi bir kemik, bir mesafede bulunan kemik kenarlarından 1 mm&#39;den büyük gözlenmiştir. tüm histolojik kıkırdak yokluğu kanıt sağladı sonuçları analizelde osteosentezinin istikrar (Şekil 9, Şekil 10). Radyografilerde ve MikroBT&#39;lerin kemik sendika kusur-sol boş grubun herhangi bir hayvanda meydana olmadığını kanıtlar sunmuştur analizleri, 10 hafta implantasyon sonrası. MikroBT&#39;lerin analizlerle değerlendirilir mineralize doku hacmi ± 0.3 mm 3 0.8 idi ve yeni oluşmuş-kemik temsilcisi oldu. isograft ve mercan iskele gruplarında, kaynama 4 ve 4 hayvanlarda elde edildi. MikroBT&#39;lerin analizi ile değerlendirildi mineralize doku hacmi 4.4 ± 0.9 mm 3 ve 8.9 ± 0.7 mm 3. isograft ve mercan iskele hem mineraller içerdiğinden bu grupların Ancak, yeni kemik oluşumu kalan implante edilmiş malzemeden (isograft veya mercan iskele) dan gerçekten ayırt edici olamazdı. bon birliği hızı ve isograft grubundan elde edilen mineralize doku hacmi iki vemercan iskele grubu (p &lt;0.001) kusur-sol boş grubundan elde edilenden daha yüksek anlamlı idi gelen. <img alt="Şekil 1" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig1.jpg" /> Şekil 1:. Femur segmental Defektinin Oluşturulması cerrahi Pozlama A 15 - 17 mm boyuna cilt kesi, Diz eklemi kalça eklemi uzanan, femur anterolateral yönü üzerinde yapıldı. Fasya lata kesilmiştir; vastus lateralis kası ve pazı kası femur diafiz tam uzunlukta ortaya çıkarmak için ayrıldı femoris. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="şekil 2" src="/files/ftp_upload/52940/52940fig2.jpg" /> Şekil 2: LevhaKonumlandırma ve Proksimal Vida Yerleştirme. Plaka anterior femoral tarafta uygulanmıştır. plaka en yakın delik açılmış; İlk vida kilitli, daha sonra eklenen ve oldu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig2large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/52940/52940fig3.jpg" /> Şekil 3:. Distal Vida Yerleştirme plaka en uzak delik açılmış ve vida yerleştirilir ve kilitlendi. (Doku Mühendisliği Bölüm C, 2013, 19 (4), 271-280 izni ile yayımlanmaktadır) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig3large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 4," src="/files/ftp_upload/52940/52940fig4.jpg" /> Şekil 4: </strong&gt; Gigli Konumlama gördüm. Diğer iki dış vida takılı fakat kilitli olmayan ve 0.22 mm Gigli testere tel medio-yanal yönde kemik etrafında yakından bağlı olduğu bulundu. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig4large.jpg" target="_blank">Bu rakamın büyük halini görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/52940/52940fig5.jpg" /> Şekil 5: Jig Konumlandırma jig son iki vida kök üzerinde takılı ve plaka üzerinde uygulanan ve testerenin tel daha sonra jig yuvalarına takılan edildi.. (Doku Mühendisliği Bölüm C, 2013, 19 (4), 271-280 izni ile yayımlanmaktadır) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig5large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt= &quot;Şekil 6&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 52940 / 52940fig6.jpg&quot; /&gt; Şekil 6:. Ostectomy Ostectomy yapıldı ve Gigli testere geri çekildi. (Doku Mühendisliği Bölüm C, 2013, 19 (4), 271-280 izni ile yayımlanmaktadır) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig6large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 7," src="/files/ftp_upload/52940/52940fig7.jpg" /> Şekil 7:. İç Vidalar kilitleme jig kaldırıldı ve son iki vida kilitlendi. defektlerinde ardından sol boş veya test edilen malzeme ile dolu ya idi. (Doku Mühendisliği Bölüm C, 2013, 19 (4), 271-280 izni ile yayımlanmaktadır) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig7large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img al<html> t = &quot;Şekil 8&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 52940 / 52940fig8.jpg&quot; /&gt; Şekil 8: Temsilci postoperatif grafileri ve Fare Femoral Kemik Sagital uCT İmar ilgili kusur ile femoral kemik ya sol (AE) boş veya masif sinjenik kemik grefti (FJ) ile dolu, veya masif Acropora mercan iskeleleri ile dolu (KO. ); Ameliyattan hemen sonra (A, E, K), 4 hafta ameliyat N (B, G ve L), 6 hafta ameliyat sonrası (C, H, E) ve 10 hafta ameliyat sonrası (D, E, I, J, sonra , O) (plaka uzunluğu = 10 mm). (Doku Mühendisliği Bölüm C, 2013, 19 (4), 271-280 izni ile yayımlanmaktadır) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig8large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> dosyaları / ftp_upload / 52940 / 52940fig9.jpg &quot;/&gt; . Şekil 9: Temsilci radyografi, Bugünü Çalışmasında test Mercan Scaffold dolu bir Defekt ve uCT İmar ve Histoloji yeni kurulan kemik büyük bir miktarı çevreleyen kemik kenarları ve mercan iskele arasında-gözlendi; aksine, küçük kemik iskele içinde mevcuttu. Lekeleri: Stevenel Mavi ve von Gieson picrofuchsin. Bu koşullar altında, kemik hücreleri ve mercan sırasıyla kırmızı, mavi, ve kahverengi boyandı. Ölçek çubuğu = 500 mikron. ACS = Acropora mercan iskele; BN = kemik. (Doku Mühendisliği Bölüm C, 2013, 19 (4), 271-280 izni ile yayımlanmaktadır) <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/52940fig9large.jpg" target="_blank">bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a> <img alt="Şekil 10," src="/files/ftp_upload/52940/52940fig10.jpg" /> Şekil 10: Repre<html> Massive sinjenik Kemik Greft (B) doldurulur ve Mercan Scaffold (C) dolu bir Kusur Sol Boş (A) &#39;nin Sorumlunuzu Histoloji. defektinde boş bıraktı, kemik yuvarlaması medüller kanal dolgusu ve derin bol lifli doku ile kenarları zararlı alana gözlenmiştir. masif sinjenik kemik grefti ile dolduruldu kusur kemik sürekliliği grefti ve çevresindeki kemik kenarları arasında gözlenmiştir; Kemik iliği orijinal boşluğuna boyunca mevcuttu. mercan iskele ile dolu kusur olarak, yeni oluşmuş kemik çevreleyen kemik kenarları ve mercan iskele arasında gözlendi, ancak küçük kemik iskele içinde mevcuttu. Lekeleri: Stevenel Mavi ve von Gieson picrofuchsin. Bu koşullar altında, kemik hücreleri ve mercan sırasıyla kırmızı, mavi, ve kahverengi boyandı. Ölçek çubuğu = 500 mm. ACS, mercan iskele; BN, kemik; BM, kemik iliği; FT, fibröz doku. (Doku Mühendisliği Bölüm C, 2013, izni ile yayımlanmaktadır 19 (4), 271-280)OAD / 52940 / 52940fig10large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt; bu rakamın daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayınız. <img alt="Hareketli Şekil 11" src="/files/ftp_upload/52940/52940animfig1.jpg" /> Hareketli / Video Şekil 1: Bir fare bir gün postoperatif yürüyüş Temsilcisi görüntü. Rulman gözlendi tam ağırlığı. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52940/Animated_Figure1.MOV" target="_blank">Bu videoyu görmek için lütfen buraya tıklayınız.</a>

Watch this Scientific Journal Video about Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis at JoVE.com

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Farelerde bir Segmental Femoral Kritik boyutlu Defekt Modelinde kurulması Plaka Osteosentez tarafından Stabilize

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

establishment-segmental-femoral-critical-size-defect-model-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

10.0K Görüntüleme.  Université Paris Diderot. Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Video: Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

Establishment and Propagation of Human Retinoblastoma Tumors in Immune Deficient Mice

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited time. These cultured tumorspheres may exhibit markedly different cellular phenotypes when compared to the original tumors. Demonstration that cultured cells have the capability of forming new tumors is important to ensure that cultured cells model the biology of the original tumor. 
Here we present a protocol for propagating human retinoblastoma tumors in vivo using Rag2-/- immune deficient mice. Cultured human retinoblastoma tumorspheres of low passage or cells obtained from freshly harvested human retinoblastoma tumors injected directly into the vitreous cavity of murine eyes form tumors within 2-4 weeks. These tumors can be harvested and either further passaged into murine eyes in vivo or grown as tumorspheres in vitro. Propagation has been successfully carried out for at least three passages thus establishing a continuing source of human retinoblastoma tissue for further experimentation. 
Wesley S. Bond and Lalita Wadhwa are co-first authors.

A method is described to propagate human retinoblastoma tumors in mice. Tumor cells are directly injected into the eyes of immune deficient mice. Secondary tumors have been successfully established using both cells directly harvested from human tumors and cultured tumorspheres.

Bağışıklık Eksik Fare Kuruluş ve İnsan Retinoblastom Tümörler yayılımı

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited ...

Tıp

Adjustable Stiffness, External Fixator for the Rat Femur Osteotomy and Segmental Bone Defect Models

The mechanical environment around the healing of broken bone is very important as it determines the way the fracture will heal. Over the past decade there has been great clinical interest in improving bone healing by altering the mechanical environment through the fixation stability around the lesion. One constraint of preclinical animal research in this area is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a large segmental defect as well as osteotomies as they heal. In this paper we report on the design and use of an external fixator to study the healing of large segmental bone defects or osteotomies. This device not only allows for controlled axial stiffness on the bone lesion as it heals, but it also enables the change of stiffness during the healing process in vivo. The conducted experiments have shown that the fixators were able to maintain a 5 mm femoral defect gap in rats in vivo during unrestricted cage activity for at least 8 weeks. Likewise, we observed no distortion or infections, including pin infections during the entire healing period. These results demonstrate that our newly developed external fixator was able to achieve reproducible and standardized stabilization, and the alteration of the mechanical environment of in vivo rat large bone defects and various size osteotomies. This confirms that the external fixation device is well suited for preclinical research investigations using a rat model in the field of bone regeneration and repair.

One constraint of preclinical research in the field of bone repair is the lack of experimental control over the local mechanical environment within a healing bone lesion. We report the design and use of an external fixator for bone repair with the ability to change fixator stiffness in vivo.

Ayarlanabilir Sertlik, Sıçan Femur Osteotomi ve Segmental Kemik Hata Modelleri için Eksternal Fiksatör

The mechanical environment around the healing of broken bone is very important as it determines the way the fracture will heal. Over the past decade there ...

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

Farelerde Basit Kritik ölçekli Femoral Hata Modeli

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

A Reliable and Reproducible Critical-Sized Segmental Femoral Defect Model in Rats Stabilized with a Custom External Fixator

Orthopedic research relies heavily on animal models to study mechanisms of bone healing in vivo as well as investigate the new treatment techniques. Critical-sized segmental defects are challenging to treat clinically, and research efforts could benefit from a reliable, ambulatory small animal model of a segmental femoral defect. In this study, we present an optimized surgical protocol for the consistent and reproducible creation of a 5 mm critical diaphyseal defect in a rat femur stabilized with an external fixator. The diaphyseal ostectomy was performed using a custom jig to place 4 Kirschner wires bicortically, which were stabilized with an adapted external fixator device. An oscillating bone saw was used to create the defect. Either a collagen sponge alone or a collagen sponge soaked in rhBMP-2 was implanted into the defect, and the bone healing was monitored over 12 weeks using radiographs. After 12 weeks, rats were sacrificed, and histological analysis was performed on the excised control and treated femurs. Bone defects containing only collagen sponge resulted in non-union, while rhBMP-2 treatment yielded the formation of a periosteal callous and new bone remodeling. Animals recovered well after implantation, and external fixation proved successful in stabilizing the femoral defects over 12 weeks. This streamlined surgical model could be readily applied to study bone healing and test new orthopedic biomaterials and regenerative therapies in vivo.

In vivo mammalian models of critical-sized bone defects are essential for researchers studying healing mechanisms and orthopedic therapies. Here, we introduce a protocol for the creation of reproducible, segmental, femoral defects in rats stabilized using external fixation.

Güvenilir ve tekrarlanabilir kritik ölçekli gelen bir Segmental femur kusur manken özel eksternal fiksatör ile stabilize Sıçanlarda

Orthopedic research relies heavily on animal models to study mechanisms of bone healing in vivo as well as investigate the new treatment techniques. ...

Biyomühendislik

A Minimally Invasive Model to Analyze Endochondral Fracture Healing in Mice Under Standardized Biomechanical Conditions

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an increased use of mouse models in orthopedic research was noted, most probably because mouse models offer a large number of genetically-modified strains and special antibodies for the analysis of molecular mechanisms of fracture healing. To control the biomechanical conditions, well-characterized osteosynthesis techniques are mandatory, also in mice. Here, we report on the design and use of a closed bone healing model to stabilize femur fractures in mice. The intramedullary screw, made of medical-grade stainless steel, provides through fracture compression an axial and rotational stability compared to the mostly used simple intramedullary pins, which show a complete lack of axial and rotational stability. The stability achieved by the intramedullary screw allows the analysis of endochondral healing. A large amount of callus tissue, received after stabilization with the screw, offers ideal conditions to harvest tissue for biochemical and molecular analyses. A further advantage of the use of the screw is the fact that the screw can be inserted into the femur with a minimally invasive technique without inducing damage to the soft tissue. In conclusion, the screw is a unique implant that can ideally be used in closed fracture healing models offering standardized biomechanical conditions.

This protocol describes a minimally invasive osteosynthesis technique using an intramedullary screw for standardized stabilization of femur fractures, which can be used to analyze endochondral bone healing in mice.

Endochondral standart biyomekanik koşullar altında farelerde şifa kırık çözümlemek için minimal invaziv bir Model

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an ...

The Generation of Closed Femoral Fractures in Mice: A Model to Study Bone Healing

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies that promote efficient bone healing are non-existent and in high demand. Effective and reproducible animal models of fractures healing are needed to understand the complex biological processes associated with bone regeneration. Many animal models of fracture healing have been generated over the years; however, murine fracture models have recently emerged as powerful tools to study bone healing. A variety of open and closed models have been developed, but the closed femoral fracture model stands out as a simple method for generating rapid and reproducible results in a physiologically relevant manner. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice and facilitate a post-fracture stabilization of the femur by inserting an intramedullary steel rod. Although devices such as a nail or a screw offer greater axial and rotational stability, the use of an intramedullary rod provides a sufficient stabilization for consistent healing outcomes without producing new defects in the bone tissue or damaging nearby soft tissue. Radiographic imaging is used to monitor the progression of callus formation, bony union, and subsequent remodeling of the bony callus. Bone healing outcomes are typically associated with the strength of the healed bone and measured with torsional testing. Still, understanding the early cellular and molecular events associated with fracture repair is critical in the study of bone tissue regeneration. The closed femoral fracture model in mice with intramedullary fixation serves as an attractive platform to study bone fracture healing and evaluate therapeutic strategies to accelerate healing.

The murine closed femoral fracture model is a powerful platform to study fracture healing and novel therapeutic strategies to accelerate bone regeneration. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice using an intramedullary steel rod to stabilize the femur.

Farelerde kapalı femur kırığı nesil: kemik şifa çalışması için bir Model

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies ...

Transverse Fracture of the Mouse Femur with Stabilizing Pin

Fracture repair is an essential function of the skeleton that cannot be reliably modeled in vitro. A mouse injury model is an efficient approach to test whether a gene, gene product or drug influences bone repair because murine bones recapitulate the stages observed during human fracture healing. When a mouse or human breaks a bone, an inflammatory response is initiated, and the periosteum, a stem cell niche surrounding the bone itself, is activated and expands. Cells residing in the periosteum then differentiate to form a vascularized soft callus. The transition from the soft callus to a hard callus occurs as the recruited skeletal progenitor cells differentiate into mineralizing cells, and the bridging of the fractured ends results in the bone union. The mineralized callus then undergoes remodeling to restore the original shape and structure of the healed bone. Fracture healing has been studied in mice using various injury models. Still, the best way to recapitulate this entire biological process is to break through the cross-section of a long bone that encompasses both cortices. This protocol describes how a stabilized, transverse femur fracture can be safely performed to assess healing in adult mice. A surgical protocol including detailed harvesting and imaging techniques to characterize the different stages of fracture healing is also provided.

This protocol describes a method to perform fractures on adult mice and monitor the healing process.

Fare Femurunun Stabilize Pin ile Enine Kırılması

Fracture repair is an essential function of the skeleton that cannot be reliably modeled in vitro. A mouse injury model is an efficient approach to test ...

Biyoloji

Establishing a Diaphyseal Femur Fracture Model in Mice

Bones have a significant regenerative capacity. However, fracture healing is a complex process, and depending on the severity of the lesions and the age and overall health status of the patient, failures can occur, leading to delayed union or nonunion. Due to the increasing number of fractures resulting from high-energy trauma and aging, the development of innovative therapeutic strategies to improve bone repair based on the combination of skeletal/mesenchymal stem/stromal cells and biomimetic biomaterials is urgently needed. To this end, the use of reliable animal models is fundamental to better understanding the key cellular and molecular mechanisms that determine the healing outcomes. Of all the models, the mouse is the preferred research model because it offers a wide variety of transgenic strains and reagents for experimental analysis. However, the establishment of fractures in mice may be technically challenging due to their small size. Therefore, this article aims to demonstrate the procedures for the surgical establishment of a diaphyseal femur fracture in mice, which is stabilized with an intramedullary wire and resembles the most common bone repair process, through cartilaginous callus formation.

This protocol describes a surgical procedure for the establishment of a diaphyseal fracture in the femur of mice, which is stabilized with an intramedullary wire, for fracture healing studies.

Farelerde Diafiz Femur Kırığı Modelinin Kurulması

Bones have a significant regenerative capacity. However, fracture healing is a complex process, and depending on the severity of the lesions and the age ...

<meta charset="utf8"></head><body>Aksolotllarda kemik iyileşmesini ve uzuv rejenerasyonunu incelemek için plaka fiksasyonunun kullanılması

Stabilizing a Femur Osteotomy with a Plate Fixation in Ambystoma mexicanum

The axolotl (Ambystoma mexicanum) is a promising model organism for regenerative medicine due to its remarkable ability to regenerate lost or damaged organs, including limbs, brain, heart, tail, and others. Studies on axolotl shed light on cellular and molecular pathways ruling progenitor activation and tissue restoration after injury. This knowledge can be applied to facilitate the healing of regeneration-incompetent injuries, such as bone non-union. In the current protocol, the femur osteotomy stabilization using an internal plate fixation system is described. The procedure was adapted for use in aquatic animals (axolotl, Ambystoma mexicanum). &#8805;20 cm snout-to-tail tip axolotls with fully ossified, mouse-size comparable femurs were used, and special attention was paid to the plate positioning and fixation, as well as to the postoperative care. This surgical technique allows for standardized and stabilized bone fixation and could be useful for direct comparison to axolotl limb regeneration and analogous studies of bone healing across amphibians and mammals.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spotlight: Hücresel ve Moleküler Mekanizmalar, Kemik İyileşmesi ve İnsan Terapileri için Çıkarımlar Yoluyla Aksolotllarda Rejenerasyonu Keşfetmek

A protocol for femoral osteotomy surgery with the use of internal plate fixation in mature axolotls is presented. The procedure can be used to perform comparative studies on limb regeneration and fracture healing in aquatic amphibians.

Ambystoma mexicanum'da Plak Fiksasyonu ile Femur Osteotomisinin Stabilize Edilmesi

The axolotl (Ambystoma mexicanum) is a promising model organism for regenerative medicine due to its remarkable ability to regenerate lost or damaged ...

Farelerde bir Segmental Femoral Kritik boyutlu Defekt Modelinde kurulması Plaka Osteosentez tarafından Stabilize

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Bağışıklık Eksik Fare Kuruluş ve İnsan Retinoblastom Tümörler yayılımı

Ayarlanabilir Sertlik, Sıçan Femur Osteotomi ve Segmental Kemik Hata Modelleri için Eksternal Fiksatör

Farelerde Basit Kritik ölçekli Femoral Hata Modeli

Güvenilir ve tekrarlanabilir kritik ölçekli gelen bir Segmental femur kusur manken özel eksternal fiksatör ile stabilize Sıçanlarda

Endochondral standart biyomekanik koşullar altında farelerde şifa kırık çözümlemek için minimal invaziv bir Model

Farelerde kapalı femur kırığı nesil: kemik şifa çalışması için bir Model

Fare Femurunun Stabilize Pin ile Enine Kırılması

Farelerde Diafiz Femur Kırığı Modelinin Kurulması

Ambystoma mexicanum'da Plak Fiksasyonu ile Femur Osteotomisinin Stabilize Edilmesi

Ambystoma mexicanum'da Plak Fiksasyonu ile Femur Osteotomisinin Stabilize Edilmesi