Biz bu tekniğin gelişimi sırasında değerli tavsiye ve yardım için, Karşılaştırmalı Tıp, Temple, Teksas Scott &amp; Beyaz Hastanesi Bölümü personeli ve veteriner hekimler teşekkür ederiz. Bu çalışma Rejeneratif Tıp Programı Fonları Enstitüsü, Scott &amp; Beyaz ALP hibe # 90.172, NIH 2P40RR017447-07 ve NIH R01AR066033-01 (NIAMS) tarafından kısmen finanse edildi. Biz yazının prova Dr Suzanne Zeitouni teşekkür ederim.

NOT: Bu protokol, Jackson Laboratories&#39;den elde edilen dişi çıplak (nu / J) fareler (18-25 g, 6 haftalık) için tasarlanmıştır. Farelerin suşları anatomisi ve büyüme oranı bakımından biraz farklılık yana, biz pim fabrikasyon canlı konuların içine implantasyon öncesinde alıcıların suşu, cinsiyet ve yaş için optimize edilmiştir tavsiye ederiz. Suşları dikkatlice eşleştirilmiş ise, pim ve kemik iliği boşluğu arasındaki girişim uyum son derece tekrarlanabilir. Konut, diyet ve genel hayvancılık için prosedürler bu protokol kapsamı dışındadır, ancak tüm fareler Kurumsal Hayvan Bakım ve belirlenen Laboratuvar Hayvanları Bakım ve Kullanım (8 inci Edition) ve kurumsal politikaların Kılavuz uyarınca muhafaza edildi Kullanım Komitesi (IACUC) ve Scott Beyaz Hastanesi Karşılaştırmalı Tıp Anabilim Dalı (DKMP). Pins 1. Fabrikasyon <imgalt = &quot;Şekil 2&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 52.368 / 52368fig2highres.jpg&quot; /&gt; Şekil 2: Pin montaj. (A) montaj çeşitli aşamalarında cerrahi çelik boru ve 5 mm kalınlığında levha Gelfoam bir 4 mm çaplı silindir kesim Fotoğraf. (B) monte pimi (yukarıdaki) parlatma sonra, Gelfoam silindir çelik üzerine konumlandırılmış, kesilir Yaka (orta), daha sonra kurutuldu, Gelfoam ile kaplanmış steril iğne ile sonuçlanan otoklavda muamele edildi. Bu yaralanma yerinde hücre eki geliştirir ve şifa (aşağıda). (C) medüller iğne ile donatılmış bir eksize femur yönünü korur. (D), çeşitli kalınlıklarda pim meclisleri örnekleri ve bu yaklaşımın esnekliği gösteren uzunlukları. proksimal femur uzak uçlarına trabeküler kemik ile medüller pim etkileşimini gösteren bir pim stabilize femur kusur (E) uCT yeniden oluşturma. <ol><li> 22 G, paslanmaz deri altı boru 9 mm uzunluğa ve bir döner alete takılan bir 23.8 mm çapında fiberglas güçlendirilmiş ağır kesme çarkı ile 19 G, bir boru, 3 mm uzunlukta kesilir. Boru (yukarıdaki Şekil 2A) hareketsiz küçük ince uçlu pense kullanın. Uygun göz koruması takın ve dikkatle döner aracı anlaştım. </li><li> 9 mm&#39;lik milin ortasından siyanoakrilat yapıştırıcı madde küçük bir miktar (yaklaşık 10 ul) yerleştirin. Merkezi kadar 9 mm şaft üzerinde 3 mm yaka Pass ve eşit yaka ve şaft arasındaki tutkal dağıtmak için bükün. Dijital kumpas bir çift boyutları ölçün ve Şekil 1 ile karşılaştırın. En az 15 saat (Şekil 2A, ortası) ayarlamak için izin ver. </li><li> Çapakları ve aşırı tutkal kaldırmak için bir 220 kum zımpara emdirilmiş disk kullanın. </li><li> Döner aracını kullanarak, bir keçe parlatma diski kullanarak pimini lehçe. </li><li> Deiyonize su ile durulayın ve geniş kapsamlı kurussed hava. </li><li> Yaka karşı yeni yapılan pim ve itme milin üzerine bir 19 G derialtı künt iğne yerleştirerek test bütünlüğü. Yaka ağırlığının yaklaşık 25 gr kurtulamazsın emin olun. </li><li> Steril olarak filtreden geçirilmiş, fosfat tamponlu tuzlu su (Şekil 2B, üst) pim durulayın. Pimin mil kesme kemik (Şekil 2C) kenarlarına karşı yaka floş femoral medüller boşluğuna rahatça sığar emin olun. Çalışma ve alıcı (Şekil 2B) belirli amaçlar için Prototip çeşitli konfigürasyonlar. Fiksasyon üst düzeye çıkarmak ve girişim geçişimi (Şekil 2E) geliştirmek amacıyla pimin uçları diafiz trabeküler kemiğe nüfuz emin olun. NOT: Bu uygun canlı farelerde (örneğin Şekil 2C) implantasyon öncesi kemik örnekleri üzerinde test edilmesi tavsiye edilir. </li><li> Bir silindir kesmek için 4 mm çaplı yumruk-biyopsi kesici kullanınCerrahi jelatin sünger 5 mm kalınlığında sacdan. 3 mm uzunluğa silindir Döşeme ve bir delik (aşağıdaki Şekil 2A) üretmek için silindirin uzunluğu boyunca 20 G derialtı iğne geçmek için bir neşter kullanın. NOT: kusur bölgesinde bir jelatin ya da kolajen skafoldun konumlandırma hücre birikimini arttırır ve kemik ekseni boyunca uzunlamasına bir büyümeye yol açar bulmuşlardır. </li><li> Piminin üzerine jelatin köpük silindiri geçmek ve 15 psi&#39;de ve 120 ° C sıcaklıkta kuru bir döngü bandajın (Şekil 2B, orta) ve otoklav ile hizalanır. jelatin köpük kurur ve (aşağıda Şekil 2B) koyulaşacaktır. </li></ol> 2. Cerrahi Tekniği Not: Aşağıdaki yordam Laboratuvar Hayvanları Bakım ve Kullanımı Kılavuzu (8. Baskı) tarafından belirlenen tüm kurallara uyulması yazılır. Tüm ek politikalar uyunYerel IACUC tarafından belirlenen ve aşağıdaki bölümlerde geçmeden önce yerinde (veya eşdeğeri), IACUC onaylı hayvan kullanımı protokolü sağlamak. <img alt="Şekil 3," src="/files/ftp_upload/52368/52368fig3highres.jpg" /> Şekil 3: Cerrahi aletler. (A) Cerrahi kiti. Mikro-matkap (1), tekerlek kesme (2), emilebilir sütür (3), dış sütür (4), neşter bıçakları (5), neşter sapı (6), folyo sarılı steril medüller pimleri (7), medüller derinlik göstergesi yapılan formu derialtı boru (8), ince burunlu forseps (9), sıçan-diş forseps (10), künt oyma iğneler (11), iğne sürücüleri (12), küçük hemostatlar (13), ince makas (14), periost asansör (15), modifiye edilmiş Kern forseps (16) (B):. fareler için Kern tarzda kemik kulpları üretmek için gerekli modifikasyonlar. <ol><li> Aracılığıyla trafik bir cerrahi işlem odası ya da temiz laboratuvar kapatılabilen bir kapı ile ve hiçbir seçin. Uygun bir çalışma Surfac sanitizeKlinik dereceli dörtlü-bazlı dezenfektan temizleyici ile e. </li><li> Atılabilir steril eldiven ve elbise giyerek, Otoklavlanmış bez örtüler ile dezenfekte çalışma yüzeyine yaklaşık 60 x 90 cm 2 steril bir alan kurmak. NOT: Bir asistan dış ambalajı kaldırmak ve alanı kurma araştırmacı steril malzeme sunmak için tavsiye edilir. </li><li> Drape sıcak bir su yeniden sirkülatörün takılan bir dezenfekte ısıtma yastığı yerleştirin ve steril tek kullanımlık örtüler ile kaplayın. Çalışma sıcaklığına bir kordon sterilizatör ısıtın (250-265 ° C, bu, 30 dakika kadar sürer). </li><li> Steril alanda, tüm bileşenlere kolay erişim sağlamak için cerrahi kiti (Şekil 3A) düzenlemek. Ayrıca, steril pamuk gazlı bez (2 x 2 inç 2), steril Q ipuçları, steril tuzlu su, ve klorheksidin / izopropil alkol cerrahi dezenfektan aplikatörler (ağırlık / hacim% 0.9) ihtiva eden bir steril çelik çanak (500 mi) sağlar. </li><li> Küçük birleştirinVeteriner rehberlik ve kullanıcı kılavuzuna uygun bir indüksiyon odasına ve burun-koni montaj ile steril alanın yanındaki hayvan anestezi ünitesi. Gaz temini ve izofluran, USP gibi klinik sınıf oksijen kullanın. </li></ol><img alt="Şekil 4," src="/files/ftp_upload/52368/52368fig4highres.jpg" /> Şekil 4: Cerrahi yöntem. (AC) Yaklaşım ve femur maruz kalma. (DE) Yükseklik ve keser. (FK) Raybalama ve medüller kanallar boyutlandırma. <img alt="Şekil 5," src="/files/ftp_upload/52368/52368fig5highres.jpg" /> Şekil 5: Cerrahi yöntem. Pimin (AB) Kurulum. (CD) Kapanış. (E) ameliyat sonrası düzgün yerleştirilmiş pim 24 saat tipik görüntüsü. <ol start="6"><li> Anestezi sistemi ve se indüksiyon odasında bir fare yerleştirinT 2 dakika -1 O 2 L% 3 izofluran konsantrasyonu çıkışı (h / h). <ol><li> Fare 1 dakika içinde bilinçsiz olup olmadığını kontrol edin; % 4 konsantrasyonunu (h / h) gerektiğinde. Altında konumlandırılmış ısıtma pedi steril alanında fare, yer çıkarın ve burun konisi uygulayın. Transferi kurumsal politikasına uygun olarak yeterli cerrahi uçak için koni akar, ve% 2.5 izofluran azaltmak, bir daha 20 saniye bekleyin ve test. Tipik olarak, hafifçe sıkılmış bir arka bacak refleksi eksikliği yeterli anestezi belirlenmesi için yeterli. </li><li> Tüm süreç boyunca, bilinçsiz ise oksijenlenme uygun bir düzeyde sağlamak için güçlü bir düzenli nefes ve ekstremite ve ağız bölgesinde pembe renk için bir asistan monitör var. Veteriner rehberlik ve kurumsal politika gerekirse uygun anestezi ayarlayın. Steril yapay gözyaşı yağ merhemi (% 15 (h / h) arasında mineral yağ,% 83 halinde (hacim / hacim) WHGözleri ite vazelin). </li></ol></li><li> Yeni bir tek örtü üzerinde yukarı bakacak arka-bacak ile tek yüzüne fare çevirin. Gerekirse, bir elektrikli tıraş makinesi veya epilasyon kremi ile kürk çıkarın. Steril serum fizyolojik ile site silin ve aşırı kürk ek örtü çıkarın. Tüm parçaları ancak tüm arka-uzuv (Şekil 4A) kapsayacak ancak renklendirme ve nefes izlemek için yüz ve pençe görünümünü korumak amacıyla fare üzerinde yeni bir Fenestralı örtü yerleştirin. </li><li> Uyluk kemiğinin merkeze yakın ve uzak uçlara bulun ve uzunlamasına ekseni (Şekil 4B) boyunca, 5-10 mm cilt insizyon. Biceps femoris ve vastus lateralis üzerinden femur lateral yaklaşım sergilemek, bir 15. neşter ile fasya cilt katmanı ayırın. Her iki kasların septalar (bu kas pembe renk üzerine beyaz doku çizgi) buluştuğu bulun. Bir neşter ile dikkatlice intermusküler sınırına kadar birlikte teşrihFemur (Şekil 4B) görülebilir. </li><li> Tüm gövdesini (Şekil 4C) açığa çıkartacak şekilde bir künt periosteal ile kesi geliştirin. Medial tarafında (Şekil 4D) posterior nörovasküler demeti korumak için dikkat çekerken ayrıca femur orta üçte ikisinin açığa asansör kullanın. Yavaşça steril Q-ucu veya eşdeğeri ile yumuşak bir neşter ile kemik kapalı doku, ve kuru kazıyın. </li><li> Steril bir neşter veya işaretleyici ile kumpaslar gerekirse ve işareti ile femur merkezini bulun, sonra merkezden proksimal ve distalde 1.5 mm işaretleyin. Yavaşça kemik aşırı basınç önlemek için önceden Kern tarzı moda ince burunlu forseps bir çift kullanarak femur kavramak. Not: değişiklikler için kesin boyutlar Şekil 3B&#39;de verilmiştir. Bu gerektiren baskı altında kırmak olmaz kemik sağlamak için kullanmadan önce bir ötenazi numune üzerinde forseps test tavsiye edilirkesim sırasında immobilizasyon d. </li><li> Ince elmas kum kaplı kesme tekerleği (8 mm çap x 0.1 mm genişlik) ile donatılmış ince bir matkap kullanarak, (Şekil 4E) altındaki dokuyu korumak için asansör ilk kesim yapmak. Sıkıca 3 mm segmenti kaldırarak, ikinci kesim yapmak, diafiz ekstremite tutarken 45 ° kesim femur Raising. NOT: Yüz koruması, bu aşamada tavsiye edilir. </li><li> Forseps tarafından hareketsiz kemik ile, dikkatli bir künt 23 G derialtı iğne ile her iki ucuna medüller boşlukları oyun. 19 G, borular takımı içinde yerleştirilmiş 22 G, bir boru uzunluğunu yapılmış bir önceden hazırlanmış derinlik ölçer kullanılarak (Şekil 3A, ı 8 TEM), delik medüller derinliğini belirlemek ve 3 mm, emin olun (Şekil 4F-k) . Medüller kavite 22 G derinlik ölçer direnir ise, bir künt 22 G derialtı iğne ile tekrar oyun. </li><li> Dikkatlice sonra proksimal distal medüller c içine medüller pimini takınavities istikrarlı 3 mm&#39;lik boşluk (Şekil 5A, B) orijinal uzunluğuna geri femur getirmek ve kurmak. Gerekirse, femur kortikal kemik çubuk iyi bir girişim geçişimi elde etmek için el ile gerilim arasında küçük bir miktar uygulanır. Pim, her iki tarafın medüller boşlukların içine rahatça sığar ve kesim kemik kenarları yaka ile aynı hizada olduğundan emin olun. Bir boşluk varsa, bir 22 G, kör bir iğne ile bir kez daha oyun. </li><li> Pim üzerinde kas ve periferik doku konumlandırmak ve sürekli bir emilebilir 5-0 dikiş (Şekil 5C) ile kapatın. Cerrahi yapıştırıcı (Şekil 5D) ile 5-7 kare düğüm naylon 5-0 sütür ve mühür ile yakın cilt kesisi. </li></ol> 3. Ameliyat sonrası Prosedürler <ol><li> Cilt kesisi kapattıktan sonra, anestezi çekilme, ama O 2 fare hareket etmeye başlayana kadar akan kalmasına izin; Bu az 1 dakika sürer. Fare 5 dakika sonra hareketsiz kalırsaO 2 yönetim, veteriner müdahale kurumsal politikalara bakın. </li><li> Fare hareket başladığında, yavaşça tercihen kuru, otoklava yatak içeren bir kafese transfer. <ol><li> Her kafeste bir iglo tipi yuva yerleştirin ve fare hareketi azaltarak, içine çekilmek olacaktır. Fare arka ekstremite hareketlilik bilinç kurtarma sonra 5-10 dakika kurtarır kontrol edin. </li><li> Kurumsal politikalar doğrultusunda günlük postoperatif izleme yapın. İlk 5-7 gün kafesin zeminine jelatinleştirilmiş nemlendirme ve yiyecek sağlamak ve kurumsal onaylanan politikalar doğrultusunda analjezi ve postoperatif izleme yönetmek. NOT: Biz yönetmek 0.05-0.1 mg kg -1 günde iki kez, ilk 3 gün ve daha sonra tuzlu subkutan 0.25 ml, ile buprenorfın 24 fare, normal programını yeniden değilse. </li></ol></li><li> Kurtarma, ilk 24 saat sonra, unde canlı hayvan X-ışını görüntüleme gerçekleştirmekr anestezi pimi yerleştirme (Şekil 4E) görselleştirmek için. Pim yerinden ise, derhal revizyon ameliyatı düşünün. </li><li> Günde 7 ameliyat sonrası anda, kurumsal hayvancılık politikalarına uygun olarak gruplar halinde anestezi ve evin altında sütür çıkarın. </li><li> 2-5 hafta sonra, insanca Amerikan Veteriner Hekimleri Birliği ile uyumlu hayvanlar ötenazi 25 yöntemleri onaylı euthanize. NOT: piyasada mevcut barbiturate-kombinasyon ötenazi kokteyl bir intraperitoneal enjeksiyonu etkili ve insancıl, ama ötenazi yerel kurumsal politikalar takip edilmelidir olduğunu. </li><li> Dikkatle proksimal femur ve medial taraftan pelvis teşhir ederek arka-uzuv uzak teşrih. Bir neşter ile asetabulum (kalça soketi) den femur başını ayrılmakta iken yavaşça bacak lateral tarafında içe doğru eklemi basın. Serbest, keskin bir neşter veya mikro-makas ile kas ve cilt kalan CutTüm ekstremite pelvis oluştururlar. Rongeurs veya ağır makas keskin bir çift, düşük arka-uzuv (tibia / fibula) diz ekleminin altında yaklaşık 5 mm kesti. NOT: Tüm örneklerin analiz öncesi aynı şekilde depolanması tavsiye edilir. </li><li> Cildi çıkarın, ancak yerinde kas bırakın. 1 ay kadar önce görüntüleme için, 10 mM CaCl2 ile doldurulmuş fosfat-tampon tuzlu su içinde depolama ve ardından 1 hafta boyunca 10 mM CaCl2 sabitleyici ile takviye edilmiş,% 10 tamponlu formalin içine doku düzeltildi. 4 ° C&#39;de tespit ve depolama gerçekleştirin. Alternatif olarak, derhal tespit olmadan örnekleri tarayın. </li></ol> Örneklerinin 4. Analizi NOT: Kemik iyileşmesi bu protokol kapsamı dışındadır metodolojileri geniş bir yelpazede tarafından değerlendirilebilir. Aşağıdaki başarılı bir örnek MikroBT&#39;lerin (uCT) görüntüleyici kullanarak istihdam var bir yöntemdir. Aşağıdaki parametreler ar önerilirE o zaman projenin özel ihtiyaçları için optimize, başlangıçta test. <ol><li> Enstrüman odasında plastik sızdırmazlık film ve dikey pozisyon onu ince bir tabaka halinde numune sarın. Femur tüm tarama sırasında numune aşamasında dik olduğundan emin olun. Aşağıdaki parametrelere tarama ayarlayın; gerilimi = 29 kV, akım = 661 uA, güç = 19 W, görüntü piksel boyutu (um) = 21.00; 360 derece dönebilen = yes; Çerçeve ortalama = (5); rotasyon aşaması (C) = 1.00, rastgele hareket =. Tarama başına tek bir hedef klasör (örneğin Şekil 6A) JPEG dosyaları olarak kaydedin. NOT: Tarama 57 dakika içinde tam olmalıdır. </li><li> Aşağıdaki parametrelere dayalı eksenel görüntüler oluşturmak için yeniden yapılanma yazılımı yararlanın; yumuşatma = (4), hiza tazminat = üzerinde, halka artefakt azaltma = (5), kiriş-sertleştirme düzeltme (% 40) üzerine, CS rotasyon (°) = 0.00 üzerinde. 2,000-15,000 Hounsfield birimlerine çıktı ayarlayın. JPEG dosyaları olarak kaydetme görüntüleritarama başına tek hedef klasörde. </li><li> Eksenel görüntüleri ve analitik yazılım kullanarak, ilk proksimal ve orijinal kusur uzak kenarları ayarlayarak faiz (ROI) bölgeyi tanımlamak. Sadece yaka kapsayacak bölümleri seçerek bunu başarmak. Yaka medüller pin daha kalın olduğundan, bu bölümler kolayca (sol Şekil 6B) tanımlanır. (Sağ, Şekil 6B) (100 mikron marjı) etrafında bir dışlama alanı çizim ve ROI bölümlerin her bölgeyi aktararak hesaplamalardan yaka hariç. NOT: yeni kemik hacmi (Şekil 6C, D) atalet 3D oluşturulmasında ve hesaplamalar kutup dakika kolaylıkla yazılımı kullanılarak elde edilebilir. </li></ol>

<ol>
	<li>Brinker, M. R., O'Connor, D. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+incidence+of+fractures+and+dislocations+referred+for+orthopaedic+services+in+a+capitated+population.">The incidence of fractures and dislocations referred for orthopaedic services in a capitated population.</a> J Bone Joint Surg Am. 86, 290-297 (2004).</li><li>Cheung, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+future+of+bone+healing.">The future of bone healing.</a> Clin Podiatr Med Surg. 22, 631-641 (2005).</li><li>Rosemont, I. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> United States Bone and Joint Decade: The burden of musculoskeletal diseases and musculoskeletal injuries. , (2008).</li><li>Tzioupis, C., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prevalence+of+long-bone+non-unions.">Prevalence of long-bone non-unions.</a> Injury. 38, S3-S9 (2007).</li><li>Marsh, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concepts+of+fracture+union,+delayed+union,+and+nonunion.">Concepts of fracture union, delayed union, and nonunion.</a> Clin Orthop Relat Res. , S22-S30 (1998).</li><li>Spicer, P. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+bone+regeneration+using+the+rat+critical+size+calvarial+defect.">Evaluation of bone regeneration using the rat critical size calvarial defect.</a> Nat Protoc. 7, 1918-1929 (2012).</li><li>Green, E., Lubahn, J. D., Evans, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Risk+factors,+treatment,+and+outcomes+associated+with+nonunion+of+the+midshaft+humerus+fracture.">Risk factors, treatment, and outcomes associated with nonunion of the midshaft humerus fracture.</a> J Surg Orthop Adv. 14, 64-72 (2005).</li><li>Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+health+economics+of+the+treatment+of+long-bone+non-unions.">The health economics of the treatment of long-bone non-unions.</a> Injury. 38, S77-S84 (2007).</li><li>Dimitriou, R., Mataliotakis, G. I., Angoules, A. G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complications+following+autologous+bone+graft+harvesting+from+the+iliac+crest+and+using+the+RIA:+a+systematic+review.">Complications following autologous bone graft harvesting from the iliac crest and using the RIA: a systematic review.</a> Injury. 42, S3-S15 (2011).</li><li>Boer, H. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+history+of+bone+grafts.">The history of bone grafts.</a> Clin Orthop Relat Res. , 292-298 (1988).</li><li>Aro, H. T., Aho, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+use+of+bone+allografts.">Clinical use of bone allografts.</a> Ann Med. 25, 403-412 (1993).</li><li>Burstein, F. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+substitutes.">Bone substitutes.</a> Cleft Palate Craniofac. J. 37, 1-4 (2000).</li><li>Kao, S. T., Scott, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+review+of+bone+substitutes.">A review of bone substitutes.</a> Oral Maxillofac Surg Clin North Am. 19, 513-521 (2007).</li><li>Boden, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overview+of+the+biology+of+lumbar+spine+fusion+and+principles+for+selecting+a+bone+graft+substitute.">Overview of the biology of lumbar spine fusion and principles for selecting a bone graft substitute.</a> Spine. (Phila Pa 1976). 27, S26-S31 (1976).</li><li>Hollinger, J. O., Kleinschmidt, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+critical+size+defect+as+an+experimental+model+to+test+bone+repair+materials).">The critical size defect as an experimental model to test bone repair materials).</a> J Craniofac Surg. 1, 60-68 (1990).</li><li>Key, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+effect+of+local+calcium+depot+on+osteogenesis+and+healing+of+fractures.">The effect of local calcium depot on osteogenesis and healing of fractures.</a> J. Bone Joint Surg. (Am). 16, 176-184 (1934).</li><li>Holstein, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+the+establishment+of+defined+mouse+models+for+the+study+of+fracture+healing+and+bone+regeneration).">Advances in the establishment of defined mouse models for the study of fracture healing and bone regeneration).</a> J Orthop Trauma. 23, S31-S38 (2009).</li><li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Small+animal+bone+healing+models:+standards,+tips,+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting.">Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49, 591-599 (2011).</li><li>Cheung, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+externally+fixed+femoral+fracture+model+for+mice.">An externally fixed femoral fracture model for mice.</a> J Orthop Res. 21, 685-690 (2003).</li><li>Hiltunen, A., Vuorio, E., Aro, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+standardized+experimental+fracture+in+the+mouse+tibia.">A standardized experimental fracture in the mouse tibia.</a> J Orthop Res. 11, 305-312 (1993).</li><li>Manigrasso, M. B., O'Connor, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+a+closed+femur+fracture+model+in+mice.">Characterization of a closed femur fracture model in mice.</a> J Orthop Trauma. 18, 687-695 (2004).</li><li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rodent+animal+models+of+delayed+bone+healing+and+non-union+formation:+a+comprehensive+review.">Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review.</a> Eur Cell Mater. 26, 1-12 (2013).</li><li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+reliable+non-union+model+in+mice.">Development of a reliable non-union model in mice.</a> J Surg Res. 147, 84-91 (2008).</li><li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+relief+of+pain+in+laboratory+animals.">The relief of pain in laboratory animals.</a> Lab Anim. 18, 147-160 (1984).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Guidelines on the Euthanasia of Animals. , (2013).</li><li>Neill, K. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-computed+tomography+assessment+of+the+progression+of+fracture+healing+in+mice.">Micro-computed tomography assessment of the progression of fracture healing in mice.</a> Bone. 50, 1357-1367 (2012).</li><li>Bagi, C. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+micro-CT+to+evaluate+cortical+bone+geometry+and+strength+in+nude+rats:+correlation+with+mechanical+testing,+pQCT+and+DXA.">The use of micro-CT to evaluate cortical bone geometry and strength in nude rats: correlation with mechanical testing, pQCT and DXA.</a> Bone. 38, 136-144 (2006).</li><li>Hadjiargyrou, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptional+profiling+of+bone+regeneration.+Insight+into+the+molecular+complexity+of+wound+repair.">Transcriptional profiling of bone regeneration. Insight into the molecular complexity of wound repair.</a> J Biol Chem. 277, 30177-30182 (2002).</li><li>Clough, B. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bone+regeneration+with+osteogenically+enhanced+mesenchymal+stem+cells+and+their+extracellular+matrix+proteins.">Bone regeneration with osteogenically enhanced mesenchymal stem cells and their extracellular matrix proteins.</a> J Bone Miner Res. , (2014).</li><li>Lu, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cellular+basis+for+age-related+changes+in+fracture+repair.">Cellular basis for age-related changes in fracture repair.</a> J Orthop Res. 23, 1300-1307 (2005).</li><li>Jepsen, K. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+variation+in+the+patterns+of+skeletal+progenitor+cell+differentiation+and+progression+during+endochondral+bone+formation+affects+the+rate+of+fracture+healing.">Genetic variation in the patterns of skeletal progenitor cell differentiation and progression during endochondral bone formation affects the rate of fracture healing.</a> J Bone Miner Res. 23, 1204-1216 (2008).</li><li>Thayer, T. C., Wilson, S. B., Mathews, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+nonobese+diabetic+mice+to+understand+human+type+1+diabetes.">Use of nonobese diabetic mice to understand human type 1 diabetes.</a> Endocrinol Metab Clin North Am. 39, 541-561 (2010).</li><li>Jee, W. S., Yao, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Overview:+animal+models+of+osteopenia+and+osteoporosis.">Overview: animal models of osteopenia and osteoporosis.</a> J Musculoskelet Neuronal Interact. 1, 193-207 (2001).</li></ol>

The authors have no competing financial interests.

Bu yazıda, standart laboratuvar ve veteriner ekipman kullanılarak kemirgen femur kritik boyutlu pin-stabilize kusur oluşturmak için basit bir yöntem tarif. Pimleri ve cerrahi prosedür kendisi montaj pratik gerektirir iken, iyi bir iyi eğitimli biyomedikal araştırma bilim adamı ya da veteriner yetenekleri dahilindedir. pin eksternal fiksatörü veya birbirine vidaları istihdam daha karmaşık yaklaşımlar daha prosedür teknik olarak daha uygun hale ek fiksasyon olmadan medüller ...

Bu tedavi kırıklı hastalar için cerrahi, 500.000 prosedürleri kemik grefti 2 kullanımını içerir. ABD nüfusunun yarısı 65 1 yaşına göre bir kırık yaşadıklarını tahmin edilmektedir ve bu sayı giderek yaşlanan nüfus 3 artması bekleniyor . Kemik nedbe bırakmadan iyileşmesi kapasitesine sahip birkaç organlardan biri olmasına rağmen işlem 3,4 başarısız nerede, örnekleri vardır. Koşullar ve tedavi kalitesine bağlı olarak, uzun kemik kırıklarının% 2-30 sendikasız 3,5 sonuçlanan başarısız. Tanımı, psödoartroz, boy-kritik veya sendika üyesi olmayan kemik yaralanmaları üzerinde bazı tartışmalar var olmaya devam ederken, genellikle konu 6 doğal ömrü boyunca iyileşmeyen bir yaralanma anlamına gelir. Deneysel amaçlı, bu süre ortalama büyüklükteki bir kemik yaralanması tam iyileşme için gerekli ortalama süre kısaltılır. Sigara sendika kemik lezyonları num için ortayaerous nedenleri, ama önemli faktörler nedeniyle hastalık veya 7 yaş için kritik büyüklükte boşluk, enfeksiyon, zayıf anjiyogenez, tütün kullanımı, ya da inhibe osteoregenerative kapasitesi sonuçlanan aşırı travma vardır. Olmayan sendikalar başarıyla tedavi bile, bu yaralanma türüne ve 8 çalışan yaklaşımlara bağlı olarak, prosedür başına 60.000 $ aşan mal olabilir. Orta durumlarda, otolog kemik grefti kullanılır. Bu strateji, yaralanma yerinde bir donor sitesi ve implantasyondan kemik iyileşme içerir. Bu yaklaşım, son derece etkili olmakla beraber, mevcut donör kaynaklı kemik hacmi sınırlıdır ve prosedür, birçok hastada 9,10 kalıcı ağrı oluşturan bir ilave cerrahi içerir. Buna ek olarak, otolog kemik grefti etkinliği, hastanın sağlık bağlıdır. Sentetik malzemeler veya işlenmiş kadavra kemikten yapılmış kemik yerine 11-13 bol mevcuttur, ancak bunlar hadüşük konukçu hücre yapışma özelliklerine, düşük osteoconductivity ve immün red 14 potansiyeli dahil olmak üzere önemli kısıtlamaları, ve,. Güvenli, etkili ve yaygın olarak kullanılan, kemik yenilenmesi teknolojileri için acil bir ihtiyaç vardır. Kemik rejeneratif stratejiler geliştirmek için yetenek deney hayvanlarında ciddi kemik travma taklit yeteneği kritik bir şekilde bağlıdır, ancak büyük kemik lezyonlarının nesil ve istikrar teknik zordur. Çoğu durumda, ciddi uzun kemik travması doğal iyileşmeyecek bir kusur kurarak deneysel taklit edilir. Bu türler 15 ile değişir, ancak bu, kemik enine kesit 16 daha büyük bir çapının 1.5 mislinden daha olan bir kemik parçası tamamen çıkarılması ile elde edilir. Kemik daha sonra kırık kenarlarının doğru bir şekilde yerleştirilmesini sağlamak ve hareket için izin vermek için, bir metal implant ile stabilize edilir. Nedeniyle kendi küçük boyutu ve kırılganlıkuzun kemikler, farelerde bu tür lezyonların kurulması çoğu araştırma grupları yeteneklerini ötesindedir. Bu nedenle, uzun kemik defekti modelleri, farelerde ve büyük hayvanlar sınırlıdır. Yine, fareler onlar genetiği değiştirilmiş ve insan hücreleri ve dokuları reddetmek değil bağışıklık tehlikeye suşlar olarak yetiştirilen olabilir ki önemli araştırma avantajlar göze. İnsan hücre tabanlı uygulamalar için, bağışıklığı baskılanmış farelerin onlar fizyolojik evin kolay, iyi karakterize çünkü çalışmak için cazip, maliyet etkin ve kolay histolojik radyolojik ve analiz. Büyük önem bağışıklık yetmezlikli fareler insanlar dahil olmak üzere farklı türlerden hücreleri reddetme kalmamasıdır. Kendi küçük boyutu da hücreler veya ortopedik uygulamalarda deneysel iskeleler hacimleri çok küçük sayılar test izin verir. Birkaç kemirgen ortopedik modeller kemik istikrar 17,18 değişik derecelerde göze olduğu bildirilmiştir. Bu systeendokondral iyileşme 19 bildirilmiş olmasına rağmen, bu dış fiksatörlerle ve kilitleme plakaları gibi istikrar çok yüksek seviyelerde, neden ms ağırlıklı intramembranöz kemikleşme ile iyileşir. Buna karşılık, bu tür sabitlenmemiş veya kısmen sabit medüller işaretçilerine kullananlar gibi bazı mikro ve / veya makro-motion, izin olanlar, genellikle endokondral kemikleşme 20,21 üstünlüğü ile iyileşir. Gecikmeli sendika veya uzun kemiğin olmayan sendika kusurlar nedeniyle gerekli istikrar ekstra seviyesine farelerde elde etmek oldukça zordur. Ancak, bir takım yaklaşımlar birbirine çivi ile medüller pimleri, kilitleme plakaları ve dış fiksatörlerle 22 olmak üzere, bildirilmiştir. Bu sistemler genellikle iyi çalışır, ancak onların karmaşık tasarım onlar yüklemek için teknik olarak zor olabilir verilen. Örneğin, Garcia ve arkadaşları. 23 farelerde kullanılmak için zarif birbirine pim sistemi geliştirmiştir, ancak söz konusu prosedür, iki ayrı yerinde kesiler içerirs ve femur geniş değişiklik işaretçilerine karşılamak için. Bu prosedürler, bir mikroskop altında yapıldı. Bu yazıda, 3 mm kemik açığının kapanmasını önlemek ve aynı zamanda kusur orijinal kenarlarını belirginleştiren tasarlanmış bir merkezi yakalı basit femur medüller pin tarif. Pim kemik kendisi sabit değil iken, yeterli müdahale medüller kavite sonuçlarının pin çapı ve raybalama hassas boyutlandırma burulma hareketi (Şekil 1) en aza indirmek için. Doğuştan yaş, cinsiyet ve gerilme-uyumlu farelerin dikkatli seçimi ile, sonuç kolayca radyolojik değerlendirilebilir oldukça tekrarlanabilir hipertrofik olmayan uniondefect 22 olduğunu. Ayrıca Söz konusu bölgeler yeniden üretilebilir, de novo kemik oluşumu ve histomorfolojik parametrelerin ölçülmesi için mikro-bilgisayarlı tomografi (uCT sonra) tanımlanabilir. pimleri hazır araçları kullanarak laboratuvarda prototyped edildi.<img alt="Şekil 1," src="/files/ftp_upload/52368/52368fig1highres.jpg" /> Şekil 1: Deneysel ilke defekt modeli diyagramsal özeti.. Bir 9-10 mm kemirgen femur merkezi 3 mm segmenti (solda) cerrahi olarak eksize edilir. Bir 3 mm uzunluğunda, 19 göstergesi cerrahi çelik boru tam merkezine (sağda) uzun bir 9 mm, 22 G paslanmaz çelik boru geçti ve yapıştırıcı ile sabittir. Elde edilen pim kemik 3 mm&#39;lik bir bölümü yerine 19 G, yaka (aşağıda, merkez) ile femur kalan proksimal ve distal kısımlarının medüller kanala takılır.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="799">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:235px;">Name of Equipment/Material*</td>
			<td style="width:207px;">Company</td>
			<td style="width:180px;">Catalog or model</td>
			<td style="width:179px;">Notes</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Pin Assembly</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Dremel rotary tool</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>8220</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Heavy duty cut off wheel</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>420</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical tubing 19G</td>
			<td>Small Parts (Amazon)</td>
			<td>B000FMZ8LY</td>
			<td>OD 1.07mm, ID 0.889mm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical tubing 21G</td>
			<td>Small Parts (Amazon)</td>
			<td>B000FMZ8YQ</td>
			<td>OD 0.82mm, ID 0.635mm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical tubing 22G</td>
			<td>Small Parts (Amazon)</td>
			<td>B000FMYLZS</td>
			<td>OD 0.719mm, ID 0.502mm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical tubing 23G</td>
			<td>Small Parts (Amazon)</td>
			<td>B000FN0SY0</td>
			<td>OD 0.643mm, ID 0.444mm</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Cyanoacrylate adhesive</td>
			<td>Loctite</td>
			<td>1365882</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Emery disc</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>413</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Rubber polishing point</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>462</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Felt polishing disc</td>
			<td>Dremel</td>
			<td>414</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Gelatin sponge</td>
			<td>Surgifoam/Ethicon</td>
			<td>1974</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Punch biopsy cutter</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>33-34</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgery/post-operative</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Warm pad and circulator pump</td>
			<td>Stryker/Thermocare</td>
			<td>TP700, TP700C, TPP722</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Coverage quaternary spray</td>
			<td>Steris</td>
			<td>1429-77</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Bead sterilizer</td>
			<td>Germinator/CellPoint Scentific</td>
			<td>Germinator 500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Anesthesia system</td>
			<td>VetEquip Inc</td>
			<td>901806 or 901807/901809</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Isofluorane anesthetic</td>
			<td>VETone/MWI</td>
			<td>501017, 502017</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical disinfectant</td>
			<td>Chloraprep/CareFusion</td>
			<td>260449</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical tools</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>various</td>
			<td>recommend German made</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Face protection</td>
			<td>Splash Shield</td>
			<td>4505</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Rechargable high speed drill</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18000-17</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Diamond cutting wheel</td>
			<td>Strauss Diaiond</td>
			<td>361.514.080HP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Absorbable sutures&#160;</td>
			<td>Covidien</td>
			<td>UM-213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Outer sutures</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>668G</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Vetbond</td>
			<td>3M</td>
			<td>1469SB</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Hydration gel</td>
			<td>Clear H2O</td>
			<td>70-01-1082</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Diet gel</td>
			<td>Clear H2O</td>
			<td>72-01-1062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Buprenorphine</td>
			<td>Reckitt and Benckser</td>
			<td>12496-0757-01</td>
			<td>controlled substance</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Mouse igloos</td>
			<td>Bio Serv</td>
			<td>K3328, 3570,3327</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Euthanasia cocktail</td>
			<td>Euthasol/Virbac</td>
			<td>710101</td>
			<td>controlled substance</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Analysis</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Live animal imager&#160;</td>
			<td>Orthoscan</td>
			<td>FD Pulse</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Micro-CT unit and software</td>
			<td>Bruker</td>
			<td>Skyscan1174</td>
			<td>or equivalent</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Sealing film/Parafilm M</td>
			<td>VWR or Fisher</td>
			<td>100501-338, S37441</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td colspan="4" height="20" style="height:20px;">*Generic sources are suitable for all other items such as gause, drapes, protective clothing, animal care equipment.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a simple critical-sized femoral defect model in mice

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all limb bone fractures fail to heal completely due to the extent of the trauma, disease, or age of the patient. Our ability to improve bone regenerative strategies is critically dependent on the ability to mimic serious bone trauma in test animals, but the generation and stabilization of large bone lesions is technically challenging. In most cases, serious long bone trauma is mimicked experimentally by establishing a defect that will not naturally heal. This is achieved by complete removal of a bone segment that is larger than 1.5 times the diameter of the bone cross-section. The bone is then stabilized with a metal implant to maintain proper orientation of the fracture edges and allow for mobility. 
Due to their small size and the fragility of their long bones, establishment of such lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. As such, long bone defect models are confined to rats and larger animals. Nevertheless, mice afford significant research advantages in that they can be genetically modified and bred as immune-compromised strains that do not reject human cells and tissue.
Herein, we demonstrate a technique that facilitates the generation of a segmental defect in mouse femora using standard laboratory and veterinary equipment. With practice, fabrication of the fixation device and surgical implantation is feasible for the majority of trained veterinarians and animal research personnel. Using example data, we also provide methodologies for the quantitative analysis of bone healing for the model.

Fareler genellikle bilinci kurtarmak ve arka bacak hareketlilik anestezi çekilmesinden sonra 5-10 dakika. İlk 5 gün boyunca, ayrı ayrı fareler ev ve ekstremitenin aşırı kullanımını önlemek için çevre zenginleştirme tanıtmak için tavsiye edilir. Bu amaçla, iglo tipi yuvaları yuva bina ihtiyacını azaltmak ve istirahat teşvik. Ayrıca, kafesin kat yiyecek ve hidrojelin karşılık pim yer değiştirme olasılığını azalttığını gözledik. Kurumsal-onaylanan politikalar doğrultusunda gerekli 5 g...

Watch this Scientific Journal Video about A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice at JoVE.com

A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice.

Farelerde Basit Kritik ölçekli Femoral Hata Modeli

While bone has a remarkable capacity for regeneration, serious bone trauma often results in damage that does not properly heal. In fact, one tenth of all ...

a-simple-critical-sized-femoral-defect-model-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

15.0K Görüntüleme.  Texas A&M Health Science Center. Animal models are frequently employed to mimic serious bone injury in biomedical research. Due to their small size, establishment of stabilized bone lesions in mice are beyond the capabilities of most research groups. Herein, we describe a simple method for establishing and analyzing experimental femoral defects in mice. 

Video: A Simple Critical-sized Femoral Defect Model in Mice

A Simple Guide Screw Method for Intracranial Xenograft Studies in Mice

The grafting of human tumor cells into the brain of immunosuppressed mice is an established method for the study of brain cancers including glioblastoma (glioma) and medulloblastoma. The widely used stereotactic approach only allows for the injection of a single animal at a time, is labor intensive and requires highly specialized equipment. The guide screw method, initially developed by Lal et al.,1 was developed to eliminate cumbersome stereotactic procedures. We now describe a modified guide screw approach that is rapid and exceptionally safe; both of which are critical ethical considerations. Notably, our procedure now incorporates an infusion pump that allows up to 10 animals to be simultaneously injected with tumor cells.
To demonstrate the utility of this procedure, we established human U87MG glioma cells as intracranial xenografts in mice, which were then treated with AMG102; a fully human antibody directed to HGF/scatter factor currently undergoing clinical evaluation2-5. Systemic injection of AMG102 significantly prolonged the survival of all mice with intracranial U87MG xenografts and resulted in a number of complete cures. 
This study demonstrates that the guide screw method is an inexpensive, highly reproducible approach for establishing intracranial xenografts. Furthermore, it provides a relevant physiological model for validating novel therapeutic strategies for the treatment of brain cancers.

In order to evaluate novel therapeutic paradigms for the treatment of glioma, physiological relevant models are essential. We utilize an implantable guide screw procedure for establishment of intracranial xenograft models that is more rapid and safer than stereotactic approaches.

Basit Fare İntrakranial Xenograftlarında Çalışmaları Kılavuzu Vida Yöntemi

The grafting of human tumor cells into the brain of immunosuppressed mice is an established method for the study of brain cancers including glioblastoma ...

Tıp

Creating Rigidly Stabilized Fractures for Assessing Intramembranous Ossification, Distraction Osteogenesis, or Healing of Critical Sized Defects

Assessing modes of skeletal repair is essential for developing therapies to be used clinically to treat fractures. Mechanical stability plays a large role in healing of bone injuries. In the worst-case scenario mechanical instability can lead to delayed or non-union in humans. However, motion can also stimulate the healing process. In fractures that have motion cartilage forms to stabilize the fracture bone ends, and this cartilage is gradually replaced by bone through recapitulation of the developmental process of endochondral ossification. In contrast, if a bone fracture is rigidly stabilized bone forms directly via intramembranous ossification. Clinically, both endochondral and intramembranous ossification occur simultaneously. To effectively replicate this process investigators insert a pin into the medullary canal of the fractured bone as described by Bonnarens4. This experimental method provides excellent lateral stability while allowing rotational instability to persist. However, our understanding of the mechanisms that regulate these two distinct processes can also be enhanced by experimentally isolating each of these processes. We have developed a stabilization protocol that provides rotational and lateral stabilization. In this model, intramembranous ossification is the only mode of healing that is observed, and healing parameters can be compared among different strains of genetically modified mice 5-7, after application of bioactive molecules 8,9, after altering physiological parameters of healing 10, after modifying the amount or time of stabilization 11, after distraction osteogenesis 12, after creation of a non-union 13, or after creation of a critical sized defect. Here, we illustrate how to apply the modified Ilizarov fixators for studying tibial fracture healing and distraction osteogenesis in mice.

This article describes a method for stabilizing long bone fractures that is based on the application of modified Ilizarov external fixators 1-3. After application of the fixators and creation of the bone injury, healing can be assessed, distraction osteogenesis can be performed, or non-union or critical sized defect can be created and used to study therapeutic interventions.

Distraksiyon Osteogenezi, ya da Eleştirel Ölçekli Kusurların Şifa, Intramembranous kemikleşme değerlendirilmesi için Kademe Stabilize Kırıklar oluşturma

Assessing modes of skeletal repair is essential for developing therapies to be used clinically to treat fractures. Mechanical stability plays a large role ...

Repair of a Critical-sized Calvarial Defect Model Using Adipose-derived Stromal Cells Harvested from Lipoaspirate

Craniofacial skeletal repair and regeneration offers the promise of de novo tissue formation through a cell-based approach utilizing stem cells. Adipose-derived stromal cells (ASCs) have proven to be an abundant source of multipotent stem cells capable of undergoing osteogenic, chondrogenic, adipogenic, and myogenic differentiation. Many studies have explored the osteogenic potential of these cells in vivo with the use of various scaffolding biomaterials for cellular delivery. It has been demonstrated that by utilizing an osteoconductive, hydroxyapatite-coated poly(lactic-co-glycolic acid) (HA-PLGA) scaffold seeded with ASCs, a critical-sized calvarial defect, a defect that is defined by its inability to undergo spontaneous healing over the lifetime of the animal, can be effectively show robust osseous regeneration. This in vivo model demonstrates the basis of translational approaches aimed to regenerate the bone tissue - the cellular component and biological matrix. This method serves as a model for the ultimate clinical application of a progenitor cell towards the repair of a specific tissue defect.

This protocol describes the isolation of adipose-derived stromal cells from lipoaspirate and the creation of a 4 mm critical-sized calvarial defect to evaluate skeletal regeneration.

Lipoaspirate itibaren hasat Yağ kaynaklı stromal hücreler kullanarak Kritik ölçekli Kalvaryum Defekt Model tamiri

Craniofacial skeletal repair and regeneration offers the promise of de novo tissue formation through a cell-based approach utilizing stem cells. ...

A Simple Method of Mouse Lung Intubation

A simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or expensive animal. One of the reasons that this is not done more routinely is that it is relatively difficult, despite there being several published studies that describe ways to achieve it. In this paper we demonstrate a procedure that eliminates one of the major hurdles associated with this intubation, that of visualizing the trachea during the entire time of intubation. The approach uses a 0.5 mm fiberoptic light source that serves as an introducer to direct the intubation cannula into the mouse trachea. We show that it is possible to use this procedure to measure lung mechanics in individual mice over a time course of at least several weeks. The technique can be set up with relatively little expense and expertise, and it can be routinely accomplished with relatively little training. This should make it possible for any laboratory to routinely carry out this intubation, thereby allowing longitudinal studies in individual mice, thereby minimizing the number of mice needed and increasing the statistical power by using each mouse as its own control.

This paper describes a striaghforward and efficient method of intubating mice for pulmonary function measurements or pulmonary instillation, that allows the mice to recover and be studied at later times. The procedure involves an inexpensive fiberoptic light source that directly illuminates the trachea.

Fare Akciğer Entübasyonun Basit Bir Yöntem

A  simple procedure to intubate mice for pulmonary function measurements would  have several advantages in longitudinal studies with limited numbers or  ...

Femoral Bone Marrow Aspiration in Live Mice

Serial sampling of the cellular composition of bone marrow (BM) is a routine procedure critical to clinical hematology. This protocol describes a detailed step-by-step technical procedure for an analogous procedure in live mice which allows for serial characterization of cells present in the BM. This procedure facilitates studies aimed to detect the presence of exogenously administered cells within the BM of mice as would be done in xenograft studies for instance. Moreover, this procedure allows for the retrieval and characterization of cells enriched in the BM such as hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) without sacrifice of mice. Given that the cellular composition of peripheral blood is not necessarily reflective of proportions and types of stem and progenitor cells present in the marrow, procedures which provide access to this compartment without requiring termination of the mice are very helpful. The use of femoral bone marrow aspiration is illustrated here for cytological analysis of marrow cells, flow cytometric characterization of the hematopoietic stem/progenitor compartment, and culture of sorted HSPCs obtained by femoral BM aspiration compared with conventional marrow harvest.

This protocol describes a procedure for serial sampling of femoral bone marrow (BM) without requiring the sacrifice of mice. This procedure facilitates longitudinal studies of the BM composition of mice over time and provides serial access to cells within the BM for ex vivo and transplantation studies.

Canlı Farelerde Femoral Kemik İliği Aspirasyon

Serial sampling of the cellular composition of bone marrow (BM) is a routine procedure critical to clinical hematology. This protocol describes a detailed ...

Murine Model of Femoral Artery Wire Injury with Implantation of a Perivascular Drug Delivery Patch

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. While these therapies lead to the rapid restoration of blood flow, these technologies remain limited by restenosis in the case of bare metal stents and angioplasty, or reduced healing and possibly enhanced risk of thrombosis in the case of drug eluting stents. A key pathophysiological mechanism in the formation of restenosis is intimal hyperplasia caused by the activation of vascular smooth muscle cells and inflammation due to arterial stretch and injury. Surgeries that induce arterial injury in genetically modified mice are useful for the mechanistic study of the vascular response to injury but are often technically challenging to perform in mouse models due to the their small size and lack of appropriate sized devices. We describe two approaches for a surgical technique that induces endothelial denudation and arterial stretch in the femoral artery of mice to produce robust neointimal hyperplasia. The first approach creates an arteriotomy in the muscular branch of the femoral artery to obtain vascular access. Following wire injury this arterial branch is ligated to close the arteriotomy. A second approach creates an arteriotomy in the main femoral artery that is later closed through localized cautery. This method allows for vascular access through a larger vessel and, consequently, provides a less technically demanding procedure that can be used in smaller mice. Following either method of arterial injury, a degradable drug delivery patch can be placed over or around the injured artery to deliver therapeutic agents.

We describe a surgical technique that produces wire injury in the femoral artery of mice to induce neointimal hyperplasia to serve as a model testing system for the perivascular delivery of therapeutic compounds for the inhibition of restenosis.

Bir Perivasküler Drug Delivery Patch İmplantasyonunda ile Femoral Arter Tel Yaralanma sıçan Modeli

Percutaneous interventions including balloon angioplasty and stenting have been used to restore blood flow in vessels with occlusive vascular disease. ...

A Murine Model of Arterial Restenosis: Technical Aspects of Femoral Wire Injury

Cardiovascular disease caused by atherosclerosis is the leading cause of death in the developed world. Narrowing of the vessel lumen, due to atherosclerotic plaque development or the rupturing of established plaques, interrupts normal blood flow leading to various morbidities such as myocardial infarction and stroke. In the clinic endovascular procedures such as angioplasty are commonly performed to reopen the lumen. However, these treatments inevitably damage the vessel wall as well as the vascular endothelium, triggering an excessive healing response and the development of a neointimal plaque that extends into the lumen causing vessel restenosis (re-narrowing). Restenosis remains a major cause of failure of endovascular treatments for atherosclerosis. Thus, preclinical animal models of restenosis are vitally important for investigating the pathophysiological mechanisms as well as translational approaches to vascular interventions. Among several murine experimental models, femoral artery wire injury is widely accepted as the most suitable for studies of post-angioplasty restenosis because it closely resembles the angioplasty procedure that injures both endothelium and vessel wall. However, many researchers have difficulty utilizing this model due to its high degree of technical difficulty. This is primarily because a metal wire needs to be inserted into the femoral artery, which is approximately three times thinner than the wire, to generate sufficient injury to induce prominent neointima. Here, we describe the essential surgical details to effectively overcome the major technical difficulties of this model. By following the presented procedures, performing the mouse femoral artery wire injury becomes easier. Once familiarized, the whole procedure can be completed within 20 min.

The mouse femoral artery wire injury model of restenosis is technically challenging. In this protocol we show the key technical details essential for successfully performing wire injury to induce consistent&#160;neointima for studies of restenosis.

Arter Restenozun bir fare modeli: Femur Tel Yaralanma Teknik Yönleri

Cardiovascular disease caused by atherosclerosis is the leading cause of death in the developed world. Narrowing of the vessel lumen, due to ...

Establishment of a Segmental Femoral Critical-size Defect Model in Mice Stabilized by Plate Osteosynthesis

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a model organism, the mouse has already been widely used in bone-related research. Large diaphyseal bone defect models in mice, however, are sparse and often use bone fixation which fills the bone marrow cavity and does not provide optimal mechanical stability. The objectives of the current study were to develop a critical-size, segmental, femoral defect in nude mice. A 3.5-mm mid-diaphyseal femoral ostectomy (approximately 25% of the femur length) was performed using a dedicated jig, and was stabilized with an anterior located locking plate and 4 locking screws. The bone defect was subsequently either left empty or filled with a bone substitute (syngenic bone graft or coralline scaffold). Bone healing was monitored noninvasively using radiography and in vivo micro-computed-tomography and was subsequently assessed by ex vivo micro-computed-tomography and undecalcified histology after animal sacrifice, 10 weeks postoperatively. The recovery of all mice was excellent, a full-weight-bearing was observed within one day following the surgical procedure. Furthermore, stable bone fixation and consistent fixation of the implanted materials were achieved in all animals tested throughout the study. When the bone defects were left empty, non-union was consistently obtained. In contrast, when the bone defects were filled with syngenic bone grafts, bone union was always observed. When the bone defects were filled with coralline scaffolds, newly-formed bone was observed in the interface between bone resection edges and the scaffold, as well as within a short distance within the scaffold. 
The present model describes a reproducible critical-size femoral defect stabilized by plate osteosynthesis with low morbidity in mice. The new load-bearing segmental bone defect model could be useful for studying the underlying mechanisms in bone regeneration pertinent to orthopaedic applications.

Although mouse models are invaluable tools for bone tissue engineering, models of long bone defects are sparse. This need motivated development of the present protocol which uses a locking plate with four screws and a dedicated jig to perform and stabilize a reproducible, femoral, critical-size defect with low morbidity.

Farelerde bir Segmental Femoral Kritik boyutlu Defekt Modelinde kurulması Plaka Osteosentez tarafından Stabilize

The use of tissue-engineered bone constructs is an appealing strategy to overcome drawbacks of autografts for the treatment of massive bone defects. As a ...

A Repetitive Concussive Head Injury Model in Mice

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of knowledge on the injury and its effects. To develop a better understanding of concussions, animals are often used because they provide a controlled, rigorous, and efficient model. Studies have adapted traditional animal models to perform mTBI to stimulate mild injury severity by changing the injury parameters. These models have been used because they can produce morphologically similar brain injuries to the clinical condition and provide a spectrum of injury severities. However, they are limited in their ability to present the identical features of injuries in patients. Using a traditional impact system, a repetitive concussive injury (rCHI) model can induce mild to moderate human-like concussion. The injury degree can be determined by measuring the period of loss of consciousness (LOC) with a sign of a transient termination of breathing. The rCHI model is beneficial to use for its accuracy and simplicity in determining mTBI effects and potential treatments.

Concussion presents the most common type of traumatic brain injury. Therefore, a repetitive concussive animal model, which replicates the important features of an injury in patients, may provide a means to study concussion in a rigorous, controlled, and efficient manner.

Farelerde Bir Tekrarlanan Concussive Kafa Travması Modeli

Despite the concussion/ mild traumatic brain injury (mTBI) being the most frequent occurrence of traumatic brain injury, there is still a lack of ...

The Generation of Closed Femoral Fractures in Mice: A Model to Study Bone Healing

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies that promote efficient bone healing are non-existent and in high demand. Effective and reproducible animal models of fractures healing are needed to understand the complex biological processes associated with bone regeneration. Many animal models of fracture healing have been generated over the years; however, murine fracture models have recently emerged as powerful tools to study bone healing. A variety of open and closed models have been developed, but the closed femoral fracture model stands out as a simple method for generating rapid and reproducible results in a physiologically relevant manner. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice and facilitate a post-fracture stabilization of the femur by inserting an intramedullary steel rod. Although devices such as a nail or a screw offer greater axial and rotational stability, the use of an intramedullary rod provides a sufficient stabilization for consistent healing outcomes without producing new defects in the bone tissue or damaging nearby soft tissue. Radiographic imaging is used to monitor the progression of callus formation, bony union, and subsequent remodeling of the bony callus. Bone healing outcomes are typically associated with the strength of the healed bone and measured with torsional testing. Still, understanding the early cellular and molecular events associated with fracture repair is critical in the study of bone tissue regeneration. The closed femoral fracture model in mice with intramedullary fixation serves as an attractive platform to study bone fracture healing and evaluate therapeutic strategies to accelerate healing.

The murine closed femoral fracture model is a powerful platform to study fracture healing and novel therapeutic strategies to accelerate bone regeneration. The goal of this surgical protocol is to generate unilateral closed femoral fractures in mice using an intramedullary steel rod to stabilize the femur.

Farelerde kapalı femur kırığı nesil: kemik şifa çalışması için bir Model

Bone fractures impose a tremendous socio-economic burden on patients, in addition to significantly affecting their quality of life. Therapeutic strategies ...

Methods Article

Farelerde Basit Kritik ölçekli Femoral Hata Modeli