We would like to thank Chris Wreden and Michelle Bland for comments on the manuscript and for technical help.

Larva 1. Hazırlık <ol><li> Bir hafta davranışı kaydetmeden önce, bir haç (25 bakireler ve 5 erkek en az) kurdu. 25 ° C&#39;de tüm haçlar ve soyunu korumak. Not: kültür koşulları sıcaklığı değiştirilebilir, ancak aşağıda tarif edilen zaman aralığı gelişim hızı değişiklikleri hesaba ayarlanması gerekir. </li><li> 5 gün sabah ilk şey kaydetmeden önce, bir agar / suyu kapağı ve ağar / suyu kap merkezinde maya hamur dab (0.5-1 ml) ile bir toplama kafes içine ortasını yerleştirin. <ol><li> Bir koleksiyon kafes yapmak için, bir 6 oz içine delik karıştırmak. Kare polietilen Drosophila şişe. </li><li> , Ağar / suyu kapaklar hale konik bir şişe içinde 600 ml su ile agar 18 g karıştırın. 200 ml elma suyu ayrı bir şişeye karışımı 20 gr sakaroz. katılar kadar mikrodalga çözülür. Karışım, 60 ° C&#39;ye kadar soğumaya bırakıldıktan, birleştirin ve karıştırın. % 95 etanol içinde 20 mL% 10 metil-p-hidroksibenzoat ekleyin ve karıştırın. Ekle ~ 735 x 10 mm yuvarlak petri kabı alt yarısına mi. Agar / suyu oda sıcaklığında 1 saat boyunca katılaşmaya izin verin. 4 ° C&#39;de saklayın. </li><li> , Maya salçası yapmak hacim kuru maya ve su eşit parçaya ekleyin. 4 ° C&#39;de saklayın. </li></ol></li><li> Larva koleksiyonları sağlığını kontrol edin. <ol><li> Sabah, 4 ve 3 gün kayıttan önce, kapağı çıkarın ve kafes taze bir kap yerleştirin. 24 hr yumurta toplama ve yumurtadan yeni çıkmış larva elde etmek için her gün aynı saatte kapaklarını değiştirin. </li><li> Her kapak kaldırıldıktan sonra, çapraz döşeme kaç yumurta görmek için inceleyin. Yani 500-2.000 yumurta arasında bekleyin. Gerekirse, yetişkinlerin sayısını ayarlayın. NOT: Bir kaç yumurta larva haline yumurtadan gerekirdi, ve yeni yumurtadan larva uzak maya macunundan bulunacaktır. </li><li> 24 saat boyunca her kap yaş. Larvalar sağlıklı olup olmadığını belirlemek için kapağını yeniden inceleyin. NOT: Çoğu yumurta larva haline yumurtadan gerekirdi, ve larva siz içine sürünerek gerekirdiast yapıştırın. kötü sağlık belirtileri bir bağışıklık reaksiyonu gösteren karın önemli koyu yamalar ile bir çıkmamış yumurta çok sayıda uzak maya hamur ölü larva organları ve larvaları içerir. Larvalar sağlıksız ise, kafes değiştirmek taze kapakları / maya hamur yapın ve genotipi kontrol edin. </li><li> Eski kapaklar atın. </li></ol></li><li> Davranışsal kayıtları için larva toplayın. <ol><li> kaydetmeden önce de 2 ve 1 gün, kapağı çıkarın ve taze bir kapak ile değiştirin. </li><li> Her çıkarıldı sınırı etiketi ve 25 ° C de devam edin. Bu davranış kayıtları için larva aşamalı dizi üretecek. İkinci instar (24-48 saat posthatch) ila (0-4 saat posthatch) yeni yumurtadan larvaları kanallar kullanılabilir. gün üst üste kayıtlar için kapaklar kaydedin. </li><li> 48 saat sonra tüm kapakları atın. </li><li> Gerekirse, en fazla 5 ek d 1.4.1-1.4.3 adımları tekrarlayın. Bu az sonra döllenmiş yumurtalar üretilir. </li></ol></li></ol><ol><li> Doğrusal kanal PDMS (polidimetilsiloksan, bir silikon elastomer) döküm kalıp (Şekil 1A) hazırlayın. Döküm PDMS istek üzerine Heckscher laboratuarında temin edebilirsiniz. <ol><li> izopropil alkol ile döküm kalıbı temizleyin. Hava kuru, dab laboratuvar mendil ile kuru veya konserve hava kullanın. </li><li> Bir 10 sm Petri kabı kapağı veya başka bir kap içine döküm kalıbı yerleştirin. </li></ol></li><li> Hazırlayın ve agaroz çözüm dökün. <ol><li> tamamen çözünene dek mikrodalga tarafından su içinde% 3 agaroz çözeltisi (100 ml, 3 g) sağlayın. </li><li> 55 ° C&#39;ye soğutun, kabarcıklar yüzeye yükselmesini bırakarak. </li><li> kalıp sadece kaplıdır, böylece döküm kalıbı içeren petri içine agaroz karışımı dökün. katılaşmış kadar agaroz set edelim. </li></ol></li><li> döküm kalıp agaroz kanalları çıkarın. Bir jilet ile agaroz diskin kenarları kırpın. <ol><li> kanal koymaksu içine batırılmış bir 10 santimetrelik bir petri tabağına s. Bunlar, 7 gün boyunca 4 ° C &#39;de muhafaza edilebilir. </li></ol></li></ol> Kayıt Davranışlarına bir kanal içine larva yükleme 3. NOT: 4 ° C&#39;de kanallar saklamak durumunda, kanallar davranışsal kayıt için kullanmadan önce oda sıcaklığına gelmesini bekleyin. <ol><li> Aşama 2 (Şekil 2A) &#39;da hazırlanmış olan tek bir kanal kesmek için temiz bir tıraş bıçağı kullanma. </li><li> Bir cam lamel (Şekil 2B) kanal yivli yan yukarı yerleştirmek için forseps bir çift kullanın. lamel çapı ve derinliği görüntüleme için kullanılan spesifik kapsama bağlıdır. </li><li> Adım 1&#39;de hazırlanan ağar / meyve suyu kapağından bir larva seçin ve kesme kanalı (Şekil 2C) içine yerleştirmek için ince forseps kullanın. <ol><li> Larva sıkmak yok. forseps tine ucu ile hafifçe toplayın. Iyi bir noktaya sahip bir fırça ile larva işlemek de mümkündür. NOT: Bu önemli larva olarak çok sen olandokunmak sas. bunlar dikkatle ele değilseniz, nosiseptif tepkiler denemenin ilk birkaç saniye boyunca davranışlarını hakim olabilir. </li><li> kısaca suyla daldırarak larvaları yıkayın. </li><li> kesim kanalı üzerine larva yerleştirdikten sonra, yavaşça kanal koru içine larva kızdırmak için forseps tine ucunu kullanın. NOT: Bir çok uygulama için larva genişliği ve kanal genişliği aynı olmalıdır. Farklı gelişim aşamalarında larvaların ortalama genişliği aşağıdaki gibidir: 0 saat posthatch - 140 mikron, 24 saat posthatch - 180 mikron, 48 saat posthatch - 320 mikron, 72 saat posthatch - 500 mikron, 96 saat posthatch - 750 mikron 8. Aşağıdaki genişliklere girmektedirler kanallar 100, 150, 200, 250 ve 300 mikron, ve bütün kanallar 150 um derindir. </li><li> kanal içinde larva konumunu ayarlamak için bir forseps tine ya da fırça ucu kullanın. Bu, herhangi bir yönde yönlendirilmiş olabilir: ventralyukarı, ventral aşağı ventral bir tarafı, ne yapısına bağlı olarak, görüntülenecek olan. </li></ol></li><li> Forseps kullanarak, hafifçe larva kapak camına şimdi olduğu gibi üzerinde kanalı çevirin. Bu, su (Şekil 2D) ile doldurur ve böylece kanalın ucunda su, bir veya iki damla yerleştirin. <ol><li> Yavaşça herhangi bir hava kabarcıklarını çıkarmak için kanalın kenarlarına kaldırın. </li><li> larva yönünü ayarlayın. Bunu yapmak için, hafifçe kanalı değil larva rulo cam kapak dürtmek. Bu yönünü değiştirmek değilse, kapak camı kaldırın ve larva konumunu ayarlamak. Larva yansıması hazırdır. </li><li> Görüntü kanal / ters bir mikroskop lamel. dik bir mikroskop görüntüleme, sadece kanal / lamel ters çevirin. </li></ol></li></ol> Davranış Kayıt İlgi 4. Tedbir Özelliği <ol><li> Ilgi bir yapı için (örneğin, kuyruk, MSS), ilgilenilen bir özelliği ölçmek (örnZamanla, flüoresan yoğunluğu, yer). NOT: baş ve kuyruk gibi yapılar elle açıklamalı edilebilir. Örneğin, baş koyu H-şekilli ağız kanca içeren olarak tespit edilebilir ve kuyruk arka trakeal spiricles içerdiği tespit edilebilir. Bu yazıda sinir kablosu üzerinde duruluyor. Floresan merkezi sinir sistemini (MSS) etiketlemek için bir UAS-myr-GFP transgen (elav&gt; GFP) 9,10 sürmek için nöronal GAL4 hat elav-GAL4 kullanın. MSS posterior (Şekil 3) kadar uzanır sinir kablosu, bağlı iki ön beyin lobu içerir. </li><li> Her zaman noktasında (t) sinir kordonu (f (NC)) piksel yoğunluğunu ölçün. Aşağıda manuel açıklama yaklaşımı açıklar, ancak bu adımı otomatik olabilir. <ol><li> &#39;Analiz&#39; menüsünden Fiji (veya benzer yazılım) ortalama gri değeri ve dilim ve rapor &quot;ayarla Ölçümler ...&quot; diyalog kutusunu kullanıne konumu. </li><li> El ile film (Şekil 3) ilk karesine sinir kablosu merkezinde bir kutu çizin. Bu adım aynı zamanda görüntü segmentasyonu ve kayıt algoritmaları ile otomatik olabilir. </li><li> ilgi kutulu bölgedeki ortalama piksel yoğunluğunu rapor &#39;Analiz&#39; menüsünden &quot;Tedbir&quot; komutunu kullanın. Bu bir &quot;Sonuçlar&quot; penceresi oluşturur. </li><li> Bir sonraki çerçevede, elle ok tuşlarını kullanarak yeniden boyutlandırma olmadan kutuyu yeniden konumlandırmak. Yine &quot;Tedbir&quot; komutunu kullanın. güncellenmiş sonuçlar &quot;Sonuçlar&quot; penceresinde gösterilir. ilgi her kare için bu adımı yineleyin. </li><li> Dosya menüsünden kullanarak &quot;Sonuçlar&quot; &#39;Save As ...&#39; komutunu kaydedin. Sonuçlar bir .xls dosyası olarak ihraç edilecek. </li></ol></li></ol> 5. Ölçümleri analiz <ol><li> &lt;0 ve 1 (z (t arası bir değere (NC) değeri) her bir F normalize/ Em&gt;). <ol><li> e-tabloya (veya başka bir program) olarak Results.xls dosyasını açın. Bu dosya çerçeve numarası ve ortalama floresan yoğunluğu temsil eden iki sütun vardır. </li><li> Yeni bir sütun yapmak ve ([NC] f) normalize floresan değeri oluşturmak için formül z (t) = f (NC [t]) -Min (f [NC]) / max (f [NC]) -Min kullanın her bir zaman noktasında karşılık gelir. </li></ol></li><li> Kayıtta her adım için adım süresini belirleyin. NOT: Bir adım döngü ileri için tekrarlayan tüm vücut hareket birimidir (ve tersi) tarama. Kongre tarafından bu tür bağırsak veya MSS 1 olarak kuyruk, baş ve diğer iç organların ileri hareketi ile ileri adım başlar (ve biter). <ol><li> El ile her adım başlanması sürelerini (i) davranışsal kayıt incelemek ve kayıt (i (Stride Döngüsü [n])). NOT: Aşağıdaki örnekte, ileri hareketCNS bir adım çevriminin başlatılması (Şekil 3) gibi. </li><li> Her adım süresini hesaplamak: Δ t (Adım döngüsü) = i (Stride Döngüsü [n + 1]) -i (Stride Döngüsü [n]). </li></ol></li><li> Kaydın her bir zaman noktası için geçen adım döngüsünün yüzdesini hesaplayın. <ol><li> Bir adım döngüsü (c) başlangıcından beri geçen süreyi temsil eden tablo dosyasında ek bir sütun olun. Saati ayarla her adım başlangıcında sıfıra adım başlatılması beri (c (Stride Döngüsü [n]) = 0). buna göre başladıktan sonra kere ayarlayın. </li><li> . Geçen yüzde adım döngüsü (% adım döngüsü) geçtikten temsil tablo dosyasında ek bir sütun yapmak adım dönemi ayarlanmış kez bölün ve adım döngüsünün yüzdesine dönüştürmek için 100 ile çarpın:% adım döngüsü = (c (Stride Döngüsü [n] )) / (Δ t (Adım döngü) * 100). </li></ol></li></ol> 6. Polar Tarama Döngüsü üzerinden İlgi Yapıların Dinamikleri Temsil Arsalar Koordinat üret <ol><li> MATLAB, güncellenmiş Results.xls almak için Giriş sekmesinde &#39;İthalat Verilerini&#39; diyalog kullanın. </li><li> Make a yeni bir dizi &quot;Teta&quot; içeren yüzde adım döngüsü değerleri (% adım döngüsü). (Q1% adım devrini temsil eder &quot;teta = var1&quot;). </li><li> Yeni bir dizi &quot;Rho&quot; normalize floresan değerleri (z (t)) içerirler olun. (Var2 z (t temsil eden &quot;Rho = var2&quot;)). </li><li> açı olarak yüzde adım döngüsü ve yarıçapı ( &quot;PolarPlot (Teta, Rho)&quot;) olarak floresan ile kutupsal koordinat çizimleri yapmak için &#39;PolarPlot&#39; komutunu kullanın. </li></ol>

<ol><li>Heckscher, E. S., Lockery, S. R., Doe, C. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+Drosophila+larval+crawling+at+the+level+of+organism%2C+segment%2C+and+somatic+body+wall+musculature%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Characterization of Drosophila larval crawling at the level of organism, segment, and somatic body wall musculature.</a> J Neurosci. 32 (36), 12460-12471 (2012).</li>
<li>Marder, E., Calabrese, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Principles+of+rhythmic+motor+pattern+generation%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+rev%22%5BJournal%5D)">Principles of rhythmic motor pattern generation.</a> Physiol rev. 76 (3), 687(1996).</li>
<li>Mullins, O. J., Hackett, J. T., Buchanan, J. T., Friesen, W. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neuronal+control+of+swimming+behavior%3A+Comparison+of+vertebrate+and+invertebrate+model+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Prog+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Neuronal control of swimming behavior: Comparison of vertebrate and invertebrate model systems.</a> Prog Neurobiol. 93 (2), 244-269 (2011).</li>
<li>Ohyama, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+multilevel+multimodal+circuit+enhances+action+selection+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">A multilevel multimodal circuit enhances action selection in Drosophila.</a> Nature. 520 (7549), 633-639 (2015).</li>
<li>Landgraf, M., Thor, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+Drosophila+motoneurons%3A+specification+and+morphology%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+cell+devl+bio%22%5BJournal%5D)">Development of Drosophila motoneurons: specification and morphology.</a> Semin cell devl bio. 17 (1), 3-11 (2006).</li>
<li>Heckscher, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Even-Skipped%28%2B%29+Interneurons+Are+Core+Components+of+a+Sensorimotor+Circuit+that+Maintains+Left-Right+Symmetric+Muscle+Contraction+Amplitude%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Even-Skipped(+) Interneurons Are Core Components of a Sensorimotor Circuit that Maintains Left-Right Symmetric Muscle Contraction Amplitude.</a> Neuron. 88 (2), 1-16 (2015).</li>
<li>Green, C. H., Burnet, B., Connolly, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Organization+and+patterns+of+inter-and+intraspecific+variation+in+the+behaviour+of+Drosophila+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22Anim+Behav%22%5BJournal%5D)">Organization and patterns of inter-and intraspecific variation in the behaviour of Drosophila larvae.</a> Anim Behav. 31 (1), 282-291 (1983).</li>
<li>Graf, S. A., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rover%2FSitter+Drosophila+melanogaster+Larval+Foraging+Polymorphism+as+a+Function+of+Larval+Development%2C+Food-Patch+Quality%2C+and+Starvation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Behav%22%5BJournal%5D)">Rover/Sitter Drosophila melanogaster Larval Foraging Polymorphism as a Function of Larval Development, Food-Patch Quality, and Starvation.</a> J Insect Behav. 2 (3), 301-313 (1989).</li>
<li>Lee, T., Luo, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mosaic+analysis+with+a+repressible+cell+marker+for+studies+of+gene+function+in+neuronal+morphogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Mosaic analysis with a repressible cell marker for studies of gene function in neuronal morphogenesis.</a> Neuron. 22 (3), 451-461 (1999).</li>
<li>Rebay, I., Rubin, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Yan+Functions+as+a+General+Inhibitor+of+Differentiation+and+Is+Negatively+Regulated+by+Activation+of+the+Rasl+%2F+MAPK+Pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Yan Functions as a General Inhibitor of Differentiation and Is Negatively Regulated by Activation of the Rasl / MAPK Pathway.</a> Cell. 81 (6), 857-866 (1995).</li>
<li>Chen, T. -W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrasensitive+fluorescent+proteins+for+imaging+neuronal+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Ultrasensitive fluorescent proteins for imaging neuronal activity.</a> Nature. 499 (7458), 295-300 (2013).</li>
<li>Tufte, E. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTufte%2C+ER+%22The+visual+display+of+quantitative+information%22">The visual display of quantitative information</a>. , Graphics Press. Cheshire, CT. (2004).</li>
</ol>

The authors have nothing to disclose.

Bir mikroakışkan cihaz Drosophila larvaları ağırlayacak doğrusal agaroz kanalları (Şekil 1) yapmak için inşa edilmiştir. Drosophila larvaları, bu lineer agaroz kanallarda yerleştirildiğinde davranışsal repertuarı tarama döngüsü boyunca larva yapıların dinamikleri ayrıntılı gözlem için izin veren, tarama ile sınırlıdır. Bir larva (Şekil 3) ritmik adımlar bir dizi gerçekleştirdiğinizde Başarılı bir kayı...

Bu yöntemin genel amacı ayrıntılı olarak Drosophila larva tarama incelemektir. Lokomosyon üzerinde deneyler geliştirilmesi ve motor kontrolü 2 teorileri test önemli bir rol oynamıştır. Geleneksel olarak hareket su hayvanları (örneğin, sülük taşemen, larva) 3 incelenmiştir. bu hayvanlarda hareketin tekrarlayan doğa lokomosyon sürüş biyofiziksel olayların analizi için, ve lokomosyon eşlik nöral ateşleme desenleri izlenmesi için, ritim yaratılışına çalışması için izin verdi. Yüzeysel genetik, iyi karakterize geliştirme, birinci ve ikinci instars de optik açık bir gövde ve entire devam eden bir transmisyon elektron mikroskobik yeniden: hareketin çalışmaları için Drosophila larva kullanımı diğer model sistemler üzerinde avantaj benzersiz bir bileşimini sunuyor sinir sistemi 4-6. Ancak, Drosophila larva locodüz açık yüzeylerde hareket, duraklamalar da dahil olmak üzere biraz karmaşık döner ve kıvrımlı 7 tarar. Bu yayın larva, düz, ritmik tarama davranışı sürekli gerçekleştirmek şekilde Drosophila larva lokomotor davranışını yönlendirmek için doğrusal agaroz kanalları kullanmak için bir yöntem sunar. Bunun yerine düz açık yüzeylerde davranış, agaroz kanallarda Drosophila larva davranış incelenmesi, çeşitli avantajları vardır. Birincisi, araştırmacılar özellikle larva davranışsal repertuar bir parçası olan pek çok hareketlerinden davranışı tarama seçmenizi sağlar. İkinci olarak, larva vücut büyüklüğü karşısında kanalın genişliğini ayarlayarak, tarama hızı ayarlanabilir. Üçüncü olarak, kanallar larva larva yüklenir ve kanal içinde nasıl yönlendirileceğini bağlı dorsal, ventral ya da yan tarafında görülebilir için izin verir. ilgi herhangi bir yapı tarama sırasında sürekli olarak görünür olması için larva yönde Bu çok yönlülük sağlar. Dördüncü,kanallar mikroskoplar ve hedeflerinin geniş bir yelpazede kullanım için müsait. Örneğin, doğrusal kanal / veya eğirme disk konfokal mikroskoplar 1 yüksek çözünürlüklü görüntüleme ve parlak alan stereoskop düşük çözünürlüklü görüntüleme için kullanılabilir. Beşinci olarak, bu yöntem, herhangi bir genetik arka Optogenetic / thermogenetic nöronal manipülasyonlar ile bir arada kullanılabilir. (Birinci ve ikinci instars at) larva vücut ve agaroz kanallar hem optik açıktır, çünkü genetik olarak kodlanmış floresan problar ile etiketlenen larva yapıların floresan yoğunluğu dinamik hareketleri veya değişiklikleri inceleyerek Son olarak, kanallar kullanılabilir. Tarif edilen yöntem olup, ilk ve ikinci instar Drosophila larva özelliklerinin detaylı kinematik çalışmalar için uygundur. Bu yayın kanallarının kullanımını göstermek için ileri larva tarama sırasında MSS floresan yoğunluğu dinamik değişiklikleri analiz ve bir habercisi olarak Neu içinronal kalsiyum görüntüleme.

<table><tbody><tr><td>6 oz square Drosophila bottle</td><td>Scimart</td><td>DR-103</td><td></td></tr><tr><td>agar</td><td>sigma</td><td>A1296</td><td></td></tr><tr><td>sucrose</td><td>sigma</td><td>S9378</td><td></td></tr><tr><td>apple juice</td><td></td><td></td><td>not from concentrate</td></tr><tr><td>Tegosept</td><td>Fisher</td><td>T2300</td><td>methyl-p-hydroxybenzoate</td></tr><tr><td>35 x 10 mm round petri dish</td><td>Fisher</td><td>351008</td><td></td></tr><tr><td>baker&#039;s yeast</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDMS casting mold</td><td>FlowJem</td><td></td><td>can be requested from authors</td></tr><tr><td>Isopropyl alcohol</td><td>Fisher</td><td>A417-1</td><td></td></tr><tr><td>laboratory wipes</td><td>Fisher</td><td>06-666-11</td><td></td></tr><tr><td>canned air</td><td>Fisher</td><td>18-431</td><td></td></tr><tr><td>10 cm petri dish</td><td>BioPioneer</td><td>GS82-1473-001</td><td></td></tr><tr><td>agarose</td><td>Fisher</td><td>50-444-176</td><td></td></tr><tr><td>razor blade</td><td>Fisher</td><td>12-640</td><td></td></tr><tr><td>forceps</td><td>FST</td><td>11241-40</td><td></td></tr><tr><td>22 x 40 cover glass, #1.5</td><td>Fisher</td><td>50-365-605</td><td></td></tr><tr><td>Fiji (version 1.51d)</td><td>NIH</td><td></td><td>fiji.sc</td></tr><tr><td>Excel 2016</td><td>Microsoft</td><td></td><td>www.microsoftstore.com</td></tr><tr><td>MATLAB R2016</td><td>Mathworks</td><td></td><td>www.mathworks.com</td></tr></tbody></table>

using linear agarose channels to study drosophila larval crawling behavior

Drosophila larva tarama sensorimotor davranış nöral kontrolünü incelemek için güçlü bir model olarak ortaya çıkmaktadır. , Duraklatma dönüm ve dolambaçlı: Ancak, düz açık yüzeylerde larva tarama davranışı da dahil olmak üzere, karmaşıktır. Hareketin repertuarında Bu karmaşıklık, tek bir tarama adım döngüsü sırasında meydana gelen olayların ayrıntılı analizini engellemektedir. Bu engeli aşmak için, doğrusal agaroz kanallar düz, sürekli, ritmik tarama larva davranış sınırlamak olduğunu yapılmıştır. Agaroz kanalları ve Drosophila larva vücut hem optik açıktır, çünkü prensip olarak, genetik olarak kodlanmış floresan problar ile etiketlenen larva yapıların hareket bozulmamış, serbestçe hareket eden larva izlenebilir. Geçmişte, larva lineer kanal içine yerleştirildi ve bütün organizmada kısım düzeyinde tarama ve kas 1 analiz edilmiştir. Gelecekte, kanallarda tarama larva nöro izlemek için kalsiyum görüntüleme için kullanılabilirNAL aktivitesi. Ayrıca, bu yöntemler, bir genotip larvalarına ve herhangi bir araştırmacı tasarlanmış kanal birlikte kullanılabilir. Böylece aşağıda sunulmuştur protokol motor kontrolünü anlamak için bir model olarak Drosophila larva kullanan çalışmalar için yaygın olarak uygulanabilir.

Bu makalede, agaroz kanalları kullanarak Drosophila larva davranış rehberlik ve bir tarama döngüsü boyunca larva yapıların dinamiklerini ölçmek için bir yöntem açıklanır. Doğrusal kanallarda Larvalar ritmik tarama (Şekil 3) sürekli nöbetleri gerçekleştirin. larva ve kanallar hem de optik açıdan berrak olduğu için, kanalların larva çıkar yapıda ifade floresan probları ifade ile birlikte kullanılabilir. Biz (elav-Gal4 / +; UAS MY...

Watch this Scientific Journal Video about Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior at JoVE.com

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila larva davranış nöral kontrolünü incelemek için güçlü bir model sistem. Bu yayın, tekrarlanan tarama davranışı sırasında, larva yapılarının dinamik ölçmek için lineer tarama ve yöntemler sürekli nöbetleri ortaya çıkarmak için, doğrusal agaroz kanallarının kullanımını tarif eder.

Doğrusal Agaroz Kanallar kullanarak Okuyacak<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva Tarama Davranış

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

using-linear-agarose-channels-to-study-drosophila-larval-crawling

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

7.4K Görüntüleme.  University of Chicago.  Drosophila larva davranış nöral kontrolünü incelemek için güçlü bir model sistem. Bu yayın, tekrarlanan tarama davranışı sırasında, larva yapılarının dinamik ölçmek için lineer tarama ve yöntemler sürekli nöbetleri ortaya çıkarmak için, doğrusal agaroz kanallarının kullanımını tarif eder. 

Video: Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

High-resolution Measurement of Odor-Driven Behavior in Drosophila Larvae

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

Yüksek çözünürlüklü Ölçüm Drosophila Larva Koku-Driven Davranış

Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral ...

Biyoloji

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of the Drosophila larva makes it an attractive model organism for live imaging studies. However, an important challenge for live imaging techniques is to noninvasively immobilize and position an animal on the microscope. This protocol presents a simple and easy to use method for immobilizing and imaging Drosophila larvae on a polydimethylsiloxane (PDMS) microfluidic device, which we call the 'larva chip'. The larva chip is comprised of a snug-fitting PDMS microchamber that is attached to a thin glass coverslip, which, upon application of a vacuum via a syringe, immobilizes the animal and brings ventral structures such as the nerve cord, segmental nerves, and body wall muscles, within close proximity to the coverslip. This allows for high-resolution imaging, and importantly, avoids the use of anesthetics and chemicals, which facilitates the study of a broad range of physiological processes. Since larvae recover easily from the immobilization, they can be readily subjected to multiple imaging sessions. This allows for longitudinal studies over time courses ranging from hours to days. This protocol describes step-by-step how to prepare the chip and how to utilize the chip for live imaging of neuronal events in 3rd instar larvae. These events include the rapid transport of organelles in axons, calcium responses to injury, and time-lapse studies of the trafficking of photo-convertible proteins over long distances and time scales. Another application of the chip is to study regenerative and degenerative responses to axonal injury, so the second part of this protocol describes a new and simple procedure for injuring axons within peripheral nerves by a segmental nerve crush.

Using Microfluidics Chips for Live Imaging and Study of Injury Responses in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are an attractive model system for live imaging due to their translucent cuticle and powerful genetics. This protocol describes how to utilize a single-layer PDMS device, called the &#39;larva chip&#39; for live imaging of cellular processes within neurons of 3rd instar Drosophila larvae.

Canlı Görüntüleme ve Yaralanma Yanıtları Çalışması için Mikroakiskan Chips kullanma<em&gt; Drosophila</em&gt; Larva

Live imaging is an important technique for studying cell biological processes, however this can be challenging in live animals. The translucent cuticle of ...

Biyomühendislik

A Burrowing/Tunneling Assay for Detection of Hypoxia in Drosophila melanogaster Larvae

Oxygen deprivation in animals can result from exposure to low atmospheric oxygen levels or from internal tissue damage that interferes with oxygen distribution. It is also possible that aberrant behavior of oxygen-sensing neurons could induce hypoxia-like behavior in the presence of normal oxygen levels. In D. melanogaster, development at low oxygen levels results in inhibition of growth and sluggish behavior during the larval phases. However, these established manifestations of oxygen deficit overlap considerably with the phenotypes of many mutations that regulate growth, stress responses or locomotion. As result, there is currently no assay available to identify i) cellular hypoxia induced by a mutation or ii) hypoxia-like behavior when induced by abnormal neuronal behavior.
We have recently identified two distinctive behaviors in D. melanogaster larvae that occur at normal oxygen levels in response to internal detection of hypoxia. First, at all stages, such larvae avoid burrowing into food, often straying far away from a food source. Second, tunneling into a soft substratum, which normally occurs during the wandering third instar stage is completely abolished if larvae are hypoxic. The assay described here is designed to detect and quantitate these behaviors and thus to provide a way to detect hypoxia induced by internal damage rather than low external oxygen. Assay plates with an agar substratum and a central plug of yeast paste are used to support animals through larval life. The positions and state of the larvae are tracked daily as they proceed from first to third instar. The extent of tunneling into the agar substratum during wandering phase is quantitated after pupation using NIH ImageJ. The assay will be of value in determining when hypoxia is a component of a mutant phenotype and thus provide insight into possible sites of action of the gene in question.

A Burrowing/Tunneling Assay for Detection of Hypoxia in Drosophila melanogaster Larvae

The protocol describes a simple assay to identify Drosophila melanogaster larvae that are experiencing hypoxia under normal atmospheric oxygen levels. This protocol allows hypoxic larvae to be distinguished from other mutants that show overlapping phenotypes such as sluggishness or slow growth.

Bir oyuk/tünel tahlil için algılama hipoksi Drosophila melanogaster larva içinde

Oxygen deprivation in animals can result from exposure to low atmospheric oxygen levels or from internal tissue damage that interferes with oxygen ...

Davranış

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular disease and various neurological diseases1. We have optimized simple and robust behavioral assays for determining larval locomotion, adult climbing ability (RING assay), and courtship behaviors of Drosophila. These behavioral assays are widely applicable for studying the role of genetic and environmental factors on fly behavior. Larval crawling ability can be reliably used for determining early stage changes in the crawling abilities of Drosophila larvae and also for examining effect of drugs or human disease genes (in transgenic flies) on their locomotion. The larval crawling assay becomes more applicable if expression or abolition of a gene causes lethality in pupal or adult stages, as these flies do not survive to adulthood where they otherwise could be assessed. This basic assay can also be used in conjunction with bright light or stress to examine additional behavioral responses in Drosophila larvae. Courtship behavior has been widely used to investigate genetic basis of sexual behavior, and can also be used to examine activity and coordination, as well as learning and memory. Drosophila courtship behavior involves the exchange of various sensory stimuli including visual, auditory, and chemosensory signals between males and females that lead to a complex series of well characterized motor behaviors culminating in successful copulation. Traditional adult climbing assays (negative geotaxis) are tedious, labor intensive, and time consuming, with significant variation between different trials2-4. The rapid iterative negative geotaxis (RING) assay5 has many advantages over more widely employed protocols, providing a reproducible, sensitive, and high throughput approach to quantify adult locomotor and negative geotaxis behaviors. In the RING assay, several genotypes or drug treatments can be tested simultaneously using large number of animals, with the high-throughput approach making it more amenable for screening experiments.

Methods to Assay Drosophila Behavior

Drosophila melanogaster is a genetically and behaviorally tractable model system that has been used to understand the molecular and cellular basis of many important biological processes for over a century 1. Drosophila has been well exploited to gain insights into the genetic basis of fly behavior.

Test için Yöntemler Drosophila Davranış

Drosophila melanogaster, the fruit fly, has been used to study molecular mechanisms of a wide range of human diseases such as cancer, cardiovascular ...

Nörobilim

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of critical importance during the development of the circuit. Using the functional output of the circuit, feeding, changes in the neuronal architecture of the stomatogastric system can be visualized. Feeding behavior can be recorded by observing the rate of retraction of the mouth hooks, which receive innervation from the brain. Locomotor behavior is used as a physiological control for feeding, since larvae use their mouth hooks to traverse across an agar substrate. Changes in feeding behavior can be correlated with the axonal architecture of the neurites innervating the gut. Using immunohistochemistry it is possible to visualize and quantitate these changes. Improper handling of the larvae during behavior paradigms can alter data as they are very sensitive to manipulations. Proper imaging of the neurite architecture innervating the gut is critical for precise quantitation of number and size of varicosities as well as the extent of branch nodes. Analysis of most circuits allow only for visualization of neurite architecture or behavioral effects; however, this model allows one to correlate the functional output of the circuit with the impairments in neuronal architecture.

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae serves a simple yet powerful model that allows changes in feeding rate to be correlated with alterations in the stomatogastric neural circuitry. This circuit is composed of central serotonergic neurons that send projections to the mouth hooks as well as the foregut.

Içinde larvaların Devre Fonksiyonel Analiz Drosophila</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, Drosophila research lacks popularity in developing countries, possibly due to the misinformed idea that establishing a lab and performing relevant experiments with such tiny insects is difficult and requires expensive, specialized apparatuses. Here, we describe how to build an affordable flylab to quantitatively analyze a myriad of behavioral parameters in D. melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We provide protocols to build in-house vial racks, courtship arenas, apparatuses for locomotor assays, etc., to be used for general fly maintenance and to perform behavioral experiments using adult flies and larvae. We also provide protocols on how to use more sophisticated systems, such as a high resolution oxygraph, to measure mitochondrial oxygen consumption in larval samples, and show its association with behavioral changes in the larvae upon the xenotopic expression of the mitochondrial alternative oxidase (AOX). AOX increases larval activity and mitochondrial leak respiration, and accelerates development at low temperatures, which is consistent with a thermogenic role for the enzyme. We hope these protocols will inspire researchers, especially from developing countries, to use Drosophila to easily combine behavior and mitochondrial metabolism data, which may lead to information on genes and/or environmental conditions that may also regulate human physiology and disease states.

<meta charset="utf8"></head><body>Drosophila davranış çalışmaları için uygun fiyatlı ve verimli bir "ev yapımı" platform ve larva mitokondriyal respirometrisi için eşlik eden bir protokol

We provide protocols for anyone with a "maker culture" mind to start building a flylab for quantitative analysis of a myriad of behavioral parameters in Drosophila melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We also describe a high resolution respirometry protocol using larvae to combine behavioral and mitochondrial metabolism data.

Drosophila davranış çalışmaları için uygun fiyatlı ve verimli bir "ev yapımı" platform ve larva mitokondriyal respirometrisi için eşlik eden bir protokol

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, ...

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and diverse behavioral features. Identifying behavioral deficiency in animal models is a crucial measure of disease severity, for example, in neurodegenerative diseases where patients often experience impairments in motor function. However, with the availability of various systems to track and assess motor deficits in fly models, such as drug-treated or transgenic individuals, an economical and user-friendly system for precise evaluation from multiple angles is still lacking. A method based on the AnimalTracker application programming interface (API) is developed here, which is compatible with the Fiji image processing program, to systematically evaluate the movement activities of both adult and larval individuals from recorded video, thus allowing for the analysis of their tracking behavior. This method requires only a high-definition camera and a computer peripheral hardware integration to record and analyze behavior, making it an affordable and effective approach for screening fly models with transgenic or environmental behavioral deficiencies. Examples of behavioral tests using pharmacologically treated flies are given to show how the techniques can detect behavioral changes in both adult flies and larvae in a highly repeatable manner.

A Simple Technique to Assay Locomotor Activity in Drosophila

The present protocol assesses the locomotor activity of Drosophila by tracking and analyzing the movement of flies in a hand-made arena using open-source software Fiji, compatible with plugins to segment pixels of each frame based on high-definition video recording to calculate parameters of speed, distance, etc.

Drosophila'da Lokomotor Aktiviteyi Test Etmek İçin Basit Bir Teknik

Drosophila melanogaster is an ideal model organism for studying various diseases due to its abundance of advanced genetic manipulation techniques and ...

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This protocol repurposes an instrument often used to measure adult activity, the TriKinetics Drosophila activity monitor (MB5 Multi-Beam Activity Monitor) to study larval activity. The instrument can monitor the movements of animals in 16 individual 8 cm glass assay tubes, using 17 infrared detection beams per tube. Logging software automatically saves data to a computer, recording parameters such as number of moves, times sensors were triggered, and animals&#8217; positions within the tubes. The data can then be analyzed to represent overall locomotion and/or position preference as well as other measurements. All data are easily accessible and compatible with basic graphing and data manipulation software. This protocol will discuss how to use the apparatus, how to operate the software and how to run a larval activity assay from start to finish.

Measurement of Larval Activity in the Drosophila Activity Monitor

This report describes a method for measuring Drosophila larval activity using the TriKinetics Drosophila Activity Monitor. The device employs infrared beams to detect movements of up to 16 individual animals. Data can be analyzed to represent motion parameters including rates and the positions of the animals within the assay chambers.

Larvaların Faaliyet Ölçümü<em&gt; Drosophila</em&gt; Activity Monitor

Drosophila larvae are used in many behavioral studies, yet a simple device for measuring basic parameters of larval activity has not been available. This ...

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model to study animal avoidance behavior. This protocol introduces a light-spot assay to investigate larval phototactic behavior. The experimental set-up includes two main parts: a visual stimulation system that generates the light spot, and an infrared light-based imaging system that records the process of larval light avoidance. This assay allows tracking of the behavior of larva before entering, during encountering, and after leaving the light spot. Details of larval movement including deceleration, pause, head casting, and turning can be captured and analyzed using this method.

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

This protocol introduces a light-spot assay to investigate Drosophila larval phototactic behavior. In this assay, a light spot is generated as light stimulation, and the process of larval light avoidance is recorded by an infrared light-based imaging system.

Drosophila Larva Fototaksisanalizi için Hafif Nokta Tabanlı Tahlil

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model ...

Doğrusal Agaroz Kanallar kullanarak Okuyacak

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Yüksek çözünürlüklü Ölçüm Drosophila Larva Koku-Driven Davranış

Canlı Görüntüleme ve Yaralanma Yanıtları Çalışması için Mikroakiskan Chips kullanma

Bir oyuk/tünel tahlil için algılama hipoksi Drosophila melanogaster larva içinde

Test için Yöntemler Drosophila Davranış

Içinde larvaların Devre Fonksiyonel Analiz Drosophila

Drosophila davranış çalışmaları için uygun fiyatlı ve verimli bir "ev yapımı" platform ve larva mitokondriyal respirometrisi için eşlik eden bir protokol

Drosophila davranış çalışmaları için uygun fiyatlı ve verimli bir "ev yapımı" platform ve larva mitokondriyal respirometrisi için eşlik eden bir protokol

Drosophila'da Lokomotor Aktiviteyi Test Etmek İçin Basit Bir Teknik

Larvaların Faaliyet Ölçümü

Drosophila Larva Fototaksisanalizi için Hafif Nokta Tabanlı Tahlil