We thank Peter Johnson of the Georgetown University Microscopy Core for assistance with imaging the zebrafish embryos. The Microscopy &amp; Imaging Shared Resource and the Zebrafish Shared Resource are partially supported by NIH/NCI grant P30-CA051008. This work was also supported by NIH/NCI CA71508 (AW) and CA177466 (AW).

Etik Beyanı: onaylı IACUC protokole göre Zebra balığı embriyolar üretildi. Bu deneyler, Georgetown Üniversitesi Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından tavsiyelerine uygun olarak yürütülmüştür. 1. Enjeksiyon için Embriyolar Organize ve Stok Çözümleri Oluşturmak <ol><li> kanser hücresi damar invazyonu değerlendirmek için gerekli Zebra balığı larvaları oluşturun. <ol><li> Mitfa b692;; ednrb1 b140 balık: (grcfp kdrl) zn1 Tg ile çapraz çiftleşme çifti bilge ya da grup kurmak. NOT: Tg oluşturulan (kdrl: grcfp) zn1, mitfa b692; ednrb1 b140 zebrafish, Tg (kdrl: grcfp) geçerek pigment hücreleri yoksun bir çizgi, mitfa ile endotel hücrelerinde mercan floresan protein yeşil resif ifade zn1 25, b692; Zebra balığı Uluslararası Kaynak Merkezi&#39;nde geliştirilen ednrb1 b140. </li><li> Collect yumurta, temiz ve döllenmemiş veya deforme embriyolar ertesi gün 22 kaldırın. </li><li> Zebra balığı embriyolar 2-günler olduğunda oluştuğu, kanser hücreleri enjeksiyon için hazır olana kadar 28.5 ° C embriyolar inkübe sonrası fertilizasyon (2 dpf). </li></ol></li><li> enjeksiyon plakaları olun. <ol><li> Her plaka için dH 2 O% 1.5 agaroz 25 ml eritin. </li><li> 100 mm x 15 mm Petri kabı içine agaroz 12 mi dökün ve sertleştiriniz. </li><li> Yeniden eritebilir plaka kalan agaroz dökün sonra. </li><li> o agaroz bir 30 derecelik açıyla ve plakanın ortasına konumlandırılmış böylece hemen kesme cam kalıp (genişlik x 7.5 cm uzunluğunda 3 mm x 7.2 cm) yerleştirin. NOT: Bu dik bir 60 ° duvarı ve 30 ° eğimli rampa yaratacaktır. </li><li> yerinde cam kalıp Bant ve agaroz sertleşmesine izin verin. </li><li> Yavaşça cam kalıp çıkarmak ve agaroz gözyaşı için dikkatli olmak. Not: Kalıplar, 4 ° C&#39;de dH 2 O saklanabilir. </li></ol></li><li> Balık, su (0,3 g / L, deniz tuzu) enjeksiyon plaka dengelenmesi. <ol><li> İki kez distile su ile durulayın plaka. </li><li> 10 dakika boyunca bir karıştırıcı üzerinde plaka ve yer balık 10 ml su ilave edilerek plaka dengelenmesi. </li><li> plaka balığı, su ile bir kez dengelenmesi. </li></ol></li><li> Balık suyu 22 içeren yemeklerin içine aktararak enjeksiyon gruba 2 gün sonrası fertilizasyon (dpf) embriyolar bölün. </li><li> enjeksiyondan sonra kullanmak için her grup için kurtarma yemekleri hazırlayın. Kurtarma çanağı 10 mi balık suyu artı penisilin (25 ug / ml) ve streptomisin (50 ug / ml ug) içerdiğinden emin olun. </li><li> Balık su artı penisilin ve streptomisin, 50 ml tamponlanmış tricaine stok (4 mg / ml, 10 mM Tris, pH 7) içinde 4 ml ekleyerek 2x tricaine çözeltisi hazırlayın. </li><li> IMAGin canlı embriyolar hareketsiz bir montaj anestezi ortam oluşturmak için 2x tricaine çözeltisi, 10 ml 15 mg düşük erime noktalı agaroz eritilirörn. Not: Montaj ortamı% 1.5 agaroz oluşur. </li><li> mikroenjeksiyon iğneler çekin. <ol><li> dikey pipet çektirmesi cam kılcal boru yerleştirin. 20 mAmp akımı ve 2-coil ısıtma elemanı kullanarak uzun konik pipetler çekin. </li></ol></li></ol> Lipofilik Floresan Boya ile 2. Etiketleme Kanseri Hücreleri <ol><li> tavsiye edilen kültür koşullarında kanser hücreleri korumak. NOT: Bu hatlar, DMEM +% 10 FBS muhafaza edilmiştir: BT-474, MCF-7, MDA-MB-231, MDA-MB-468 ve SK-BR-3. Bu hatlar, RPMI +% 10 FBS içinde muhafaza edilmiştir 1806 HCC ve T-47D. Tüm hücre çizgileri, inkübasyon sırasında 37 o C ve% 5 CO2 de muhafaza edilmiştir. </li><li> Kanser hücrelerinin bir yapışkan kültürü süzülerek tek hücreli bir süspansiyon oluşturur. <ol><li> PBS ile ilk hücreleri yıkanır ve daha sonra% 0.05 tripsin-EDTA çözeltisi ile tedavi edilir. NOT: Tripsin maruz kalma süresi hücre hattına bağlıdır. </li><li> se ile tripsin çözüm nötralizerom içeren hücreler ayırmak sonra hücre kültürü ortamı. </li></ol></li><li> 200 x g&#39;de 5 dakika boyunca tripsin nötralize hücre süspansiyonu santrifüj, daha sonra hücre sayımı için taze kültür ortamı hücre pelletini. </li><li> bir otomatik sayaç hücre süspansiyonu sayımı ve hücre kültür ortamı 200 ul 1.000.000 hücreleri hazırlamak. <ol><li> Zebra balığı embriyolarının içine enjeksiyon öncesinde tripan mavi boya dışlama hücre canlılığını doğrulayın. NOT: Sadece canlı hücre popülasyonları, gerçek vasküler invazyonu yansıtmaz ölü hücrelerin enjeksiyonu gibi, zebra balığı embriyoların içine enjekte edilmelidir. </li></ol></li><li> 100 seyreltme karıştırın ve daha sonra 20 dakika boyunca 37 ° C&#39;de karışım inkübe bir 1: kanser hücre süspansiyonu kırmızı lipofilik boya 2 ul ekle. Not: boya ve markalama zaman konsantre her bir hücre hattı için optimize edilmesi gerekebilir. </li><li> İnkübasyondan sonra, tüp taze ortam 1 ml ilave edilir ve daha sonra 5 dk süreyle santrifüj200 x g. </li><li> kanser hücreleri kalıntı floresan boya silsin. <ol><li> Aspire hücre peletinin yüzen kısmı, 200 x g&#39;de 5 dakika boyunca, taze kültür ortamı, 1 ml pelet ve santrifüj yeniden süspanse edin. </li><li> 200 x g&#39;de 5 dakika boyunca daha sonra santrifüj, süpernatan aspire taze ortam 1 ml hücre pelletini ve: yıkama aşamasından ikinci kez tekrarlayın. </li><li> 200 x g&#39;de 5 dakika boyunca daha sonra santrifüj, süpernatan aspire taze ortam 1 ml hücre pelletini ve: yıkama aşaması, üçüncü bir zaman tekrar edin. </li></ol></li><li> Süpernatant aspire ve taze ortam 500 ul 1.000.000 etiketli kanser hücrelerini içeren hücre pelletini. Not: 0.5 mM EDTA hücre topaklanma önlemek için ortama ilave edilebilir. </li></ol> Zebra balığı Embriyolar Öncesi kalp Sinüs içine 3. Enjekte Kanseri Hücreleri <ol><li> Bir basınçlı hava kaynağına mikroenjeksiyon dağıtım sistemini takın ve inci açmake mikroenjeksiyon dağıtım sistemi güç kaynağı. <ol><li> ayak pedalına basılarak Test basıncı. Havanın kısa bir darbe iğne tutucu yayarlar gerekir. </li></ol></li><li> 2x tricaine çözeltisi ile iki kez enjeksiyon plakaları dengelenmesi. <ol><li> Her dengeleme adım için, 10 dakika boyunca bir karıştırıcı üzerinde, enjeksiyon plakası ve yere 2x tricaine çözeltisi 20 ml ekleyin. </li></ol></li><li> 2x tricaine çözeltisi içeren küçük bir çanak embriyoların bir grup aktarmak için plastik pipet kullanın. </li><li> Bir jel yükleme pipet ucu kullanılarak kanser hücreleri mikroenjeksiyon enjeksiyon iğnesi Dolgu. <ol><li> Hücreler ucuna yakın yerleşmek böylece aşağı bakacak sivri ucu bir elektrot depolama kavanoz iğne yerleştirin. </li></ol></li><li> Transferi 20 - plastik bir pipet 2x tricaine bol embriyolar toplayarak bir enjeksiyon plakasına 30 anestezi embriyolar. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Embriyolar pipet ucu yerleşmek için izin verin. </li><li> centilmenly oluk uzunluğu boyunca embriyolar yayılan, enjeksiyon plaka çukur içine embriyolar sınırdışı. </li><li> çukur dik duvara bakan yukarı bakacak başkanları ve karınlarına embriyolar hizalayın. NOT: Tricaine çözüm embriyolar sadece yalak ikamet ile, yalak uzunluğu ve düz agaroz yüzeyi hem kapsamalıdır. Embriyolar artık enjeksiyon için hazır. </li></ol></li><li> mikroenjeksiyon dağıtım sistemini kullanarak zebra balığı embriyolarının precardiac sinüse - (5 nl 2) 100 kanser hücrelerini - 50 enjekte edilir. <ol><li> Bir Mikromanipülatör iğne tutucu iğne takın. </li><li> sola 60 derece duvar Stereoskop altında enjeksiyon plakasını yerleştirin ve 25x büyütme üst embriyo odaklanmak. </li><li> uzatılmış zaman, iğne embriyo delmek olacak, böylece mikromanipülatör yerleştirin. </li><li> neredeyse embriyo dokunmadan kadar gözle iğne uzatın. </li><li> Mikroskop altında bakıldığında, t böylece iğne hizalamakşapka daha da uzatma üzerine embriyo delmek olacaktır. </li><li> Pierce, sadece en ucu yerleştirerek yolk kesesi yoluyla embriyo, ama değil, önceden kalp sinüs. </li><li> Ayak pedalına hücreleri enjekte edilir. enjeksiyon kuvvet kalp sinüs içine hücreleri kovar. iğne geri çekin. </li><li> Sağ elini kullanarak, genişletmek ve enjeksiyon iğnesi geri çekin. sol el ile, bir sonraki embriyo konumlandırmak için ince ayarlamalar yapmak. </li><li> başka bir plaka enjekte kurarken elektrot depolama kavanoz iğne dönün. </li></ol></li><li> tüm plaka enjekte edildikten sonra kurtarma çanak embriyolar aktarın. <ol><li> çukur dışında kalan embriyolar yıkama ve plastik pipet ile onları toplama, altta embriyolar havuz enjeksiyon plaka yatırın. </li><li> Embriyolar pipet dibinde yerleşmek için izin verin. </li><li> tricaine bir minimal hacimde geri çanak embriyolar aktarın. </li></ol></li><li> doğmuş iyileşmesini1 saat süre ile 28 ° C &#39;de te geri çanak. <ol><li> ölü embriyo ve diğer enkaz ayrı canlı zebrafish embriyolar. </li></ol></li><li> 96 saat - tipik olarak 24, puanlama için hazır olana kadar 33 ° C&#39;de çanak inkübe edin. NOT: Bu sıcaklık 37 ° C, kanser hücreleri için ideal sıcaklık ve 28.5 ° C, zebrabalıkları için ideal sıcaklık arasında bir uzlaşma olarak belirlenir. </li></ol> 4. Puanlama Ekstravazasyon <ol><li> Embriyoların toplu tricaine solüsyonu ile bir tabak yerleştirerek atılır için uyutmak. </li><li> tricaine bir damla bir depresyon mikroskopi slayt üzerinde bir anestezi larvaları yerleştirin. <ol><li> kaudal bölgenin uygun görüntüleme için yanal olarak yönlendirilmesi larva. </li></ol></li><li> başarıyla açıkça sağlam hücreleri ayırt etmek kuyruk bölgesinden geçen yukarı ve aşağı odaklanarak damarsal dışında işgal kanser hücrelerinin sayısını sayın. NOT: t katılan en az iki kişi olması en iyisidirbalık puanlama bireysel deneysel durumuna kör onun süreç, değerlendirilen. <ol><li> 10x objektif lens ile bir bileşik floresan mikroskop larvaları puanı. herhangi bir zor aramalar için 20x objektif kullanın. </li></ol></li></ol> Slaytlar ve sonraki Floresan Görüntüleme üzerine 5. Montaj Embriyolar <ol><li> % 1.5 agaroz / tricaine çözeltisi eritin ve 37 ° C&#39;ye getir. </li><li> embriyo anestezisi tricaine çözelti içinde yerleştirilerek yansıması. </li><li> görüntüleme yüzeyine tricaine çözümün bir damla embriyo transferi. İsteğe bağlı olarak cam alt çanak veya mikroskop lamı kullanın. </li><li> görüntü yüzeyinde embriyo koruyarak, aşırı tricaine çözüm kaldırmak için bir cam pipet kullanın. </li><li> embriyo üzerinde erimiş agaroz çözüm bir damla Yerleşimi. </li><li> Çabuk, agaroz polimerize önce, bir kirpik fırçası gibi hassas bir aracı kullanmak ekstra bakım veren görüntüleme için yanal embriyo yönlendirmek içinembriyo sağlamak için görüntü oluşturma yüzeyi üzerinde düzleştirilir. </li><li> tricaine çözümü altında şimdi polimerize agaroz damla Batmak. </li><li> mikroskopik görüntüleme için canlı zebrafish embriyo Konu. </li></ol> 6. Modifikasyon: Zebra balığı Embriyolar sarısı kesesinin içine enjekte Kanser Hücreleri <ol><li> Daha önce bu protokol bölüm (3) &#39;de tarif edildiği gibi mikroenjeksiyon dağıtma sistemi ve enjeksiyon tabak hazırlayın. </li><li> Daha önce bu protokol bölüm (2) &#39;de tarif edildiği gibi floresan boyalar zıt olan iki hücre popülasyonu etiketleyin. </li><li> sarısı kesesinin içine 2 x 10 7 hücre / ml 10 nl - 5 enjekte edilir. Her hücre popülasyonundaki - (200 kanser hücreleri 100) özdeş hücre sayıları enjekte enjeksiyon hacmi sabit tutmak NOT: Bir bu deney için floresan damarsal eksik şeffaf zebrafish embriyolar kullanabilir. damar içine partiküllerin pasif giriş veya flüoresan boncuklar (&lt;10 um) enjekte edilmesiyle kontrol edilebilir değiştirebilirAlternatif olarak, intravsate olmayan bir hücre çizgisi. </li><li> Daha önce (3) Bu protokolün ardından başarılı enjeksiyonları için ekran bölümünde açıklandığı gibi enjekte embriyolar kurtarın. <ol><li> Ekrana ve başarılı yeni bir çanak enjekte edildi embriyo transfer etmek Stereoskop kullanın. NOT: Tüm embriyolar sarısında bulunan hücrelerin sürekli boyutta kütleye sahip olmalıdır. Herhangi hücreler sarısı dışında bulunuyorsa Embriyolar kitle boyutu farklıysa atılır ya da vardır. </li><li> Kanser hücreleri açıkça yumurta sarısının görülür ise yeni bir çanak embriyo transfer. </li></ol></li><li> 48 saat - tipik olarak 24, puanlama için hazır olana kadar 33 ° C&#39;de çanak inkübe edin. NOT: Bu sıcaklık 37 ° C, kanser hücreleri için ideal sıcaklık ve 28.5 ° C, zebrabalıkları için ideal sıcaklık arasında bir uzlaşma olarak belirlenir. </li><li> intravasation puan için (4) Bu protokolün, ancak bunun yerine c sayısını bölümünde açıklanan yönergeleri izleyinbaşarıyla kaudal bölgede damar içine işgal ancer hücreleri. </li></ol>

<ol>
	<li>Cummings, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metastatic+progression+of+breast+cancer:+insights+from+50+years+of+autopsies.">Metastatic progression of breast cancer: insights from 50 years of autopsies.</a> Am J Path. 232, 23-31 (2014).</li><li>Nguyen, D. X., Bos, P. D., Massagu&#233;, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metastasis:+from+dissemination+to+organ-specific+colonization.">Metastasis: from dissemination to organ-specific colonization.</a> Nat Rev Cancer. 9 (4), 274-284 (2009).</li><li>Reymond, N., d'&#193;gua, B. B., Ridley, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crossing+the+endothelial+barrier+during+metastasis.">Crossing the endothelial barrier during metastasis.</a> Nat Rev Cancer. 13 (12), 858-870 (2013).</li><li>Quail, D. F., Joyce, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microenvironmental+regulation+of+tumor+progression+and+metastasis.">Microenvironmental regulation of tumor progression and metastasis.</a> Nat Med. 19 (11), 1423-1437 (2013).</li><li>Hooper, S., Marshall, J. F., Sahai, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tumor+cell+migration+in+three+dimensions.">Tumor cell migration in three dimensions.</a> Method Enzymol. 409, 625-642 (2006).</li><li>Rahim, S., &#220;ren, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+real-time+electrical+impedance+based+technique+to+measure+invasion+of+endothelial+cell+monolayer+by+cancer+cells.">A real-time electrical impedance based technique to measure invasion of endothelial cell monolayer by cancer cells.</a> J Vis Exp. (50), (2011).</li><li>Jeon, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Human+3D+vascularized+organotypic+microfluidic+assays+to+study+breast+cancer+cell+extravasation.">Human 3D vascularized organotypic microfluidic assays to study breast cancer cell extravasation.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 112 (1), 214-219 (2015).</li><li>Shin, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+assay+for+simultaneous+culture+of+multiple+cell+types+on+surfaces+or+within+hydrogels.">Microfluidic assay for simultaneous culture of multiple cell types on surfaces or within hydrogels.</a> Nat Protoc. 7 (7), 1247-1259 (2012).</li><li>Vargo-Gogola, T., Rosen, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modelling+breast+cancer:+one+size+does+not+fit+all.">Modelling breast cancer: one size does not fit all.</a> Nat Rev Cancer. 7 (9), 659-672 (2007).</li><li>Mohanty, S., Xu, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+metastasis+assay.">Experimental metastasis assay.</a> J Vis Exp. (42), (2010).</li><li>Minn, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genes+that+mediate+breast+cancer+metastasis+to+lung.">Genes that mediate breast cancer metastasis to lung.</a> Nature. 436 (7050), 518-524 (2005).</li><li>Campbell, J. P., Merkel, A. R., Masood-Campbell, S. K., Elefteriou, F., Sterling, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Models+of+bone+metastasis.">Models of bone metastasis.</a> J Vis Exp. (64), e4260 (2012).</li><li>Arguello, F., Baggs, R. B., Frantz, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+murine+model+of+experimental+metastasis+to+bone+and+bone+marrow.">A murine model of experimental metastasis to bone and bone marrow.</a> Cancer Res. 48 (23), 6876-6881 (1988).</li><li>Minn, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+organ-specific+metastatic+potential+of+individual+breast+cancer+cells+and+primary+tumors.">Distinct organ-specific metastatic potential of individual breast cancer cells and primary tumors.</a> J Clin Invest. 115 (1), 44-55 (2005).</li><li>Bos, P. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genes+that+mediate+breast+cancer+metastasis+to+the+brain.">Genes that mediate breast cancer metastasis to the brain.</a> Nature. 459 (7249), 1005-1009 (2009).</li><li>Soares, K. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+preclinical+murine+model+of+hepatic+metastases.">A preclinical murine model of hepatic metastases.</a> J Vis Exp. (91), e51677 (2014).</li><li>Kienast, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+imaging+reveals+the+single+steps+of+brain+metastasis+formation.">Real-time imaging reveals the single steps of brain metastasis formation.</a> Nature Med. 16 (1), 116-122 (2010).</li><li>Hasegawa, H., Ushio, Y., Hayakawa, T., Yamada, K., Mogami, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Changes+of+the+blood-brain+barrier+in+experimental+metastatic+brain+tumors.">Changes of the blood-brain barrier in experimental metastatic brain tumors.</a> J Neurosurg. 59 (2), 304-310 (1983).</li><li>Amatruda, J. F., Shepard, J. L., Stern, H. M., Zon, L. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+as+a+cancer+model+system.">Zebrafish as a cancer model system.</a> Cancer Cell. 1 (3), 229-231 (2002).</li><li>Feitsma, H., Cuppen, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+as+a+cancer+model.">Zebrafish as a cancer model.</a> Molecular Cancer Res. 6 (5), 685-694 (2008).</li><li>Stoletov, K., Klemke, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Catch+of+the+day:+zebrafish+as+a+human+cancer+model.">Catch of the day: zebrafish as a human cancer model.</a> Oncogene. 27 (33), 4509-4520 (2008).</li><li>Stoletov, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualizing+extravasation+dynamics+of+metastatic+tumor+cells.">Visualizing extravasation dynamics of metastatic tumor cells.</a> J Cell Sci. 123 (13), 2332-2341 (2010).</li><li>Kanada, M., Zhang, J., Yan, L., Sakurai, T., Terakawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+cell-initiated+extravasation+of+cancer+cells+visualized+in+zebrafish.">Endothelial cell-initiated extravasation of cancer cells visualized in zebrafish.</a> PeerJ. , (2014).</li><li>Teng, Y., Xie, X., Walker, S., White, D. T., Mumm, J. S., Cowell, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluating+human+cancer+cell+metastasis+in+zebrafish.">Evaluating human cancer cell metastasis in zebrafish.</a> BMC Cancer. 13 (453), (2013).</li><li>Cross, L. M., Cook, M. A., Lin, S., Chen, J. -. N., Rubinstein, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+analysis+of+angiogenesis+drugs+in+a+live+fluorescent+zebrafish+assay.">Rapid analysis of angiogenesis drugs in a live fluorescent zebrafish assay.</a> Arterioscl Throm Vas. 23 (5), 911-912 (2003).</li><li>Sharif, G. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+growth+density+modulates+cancer+cell+vascular+invasion+via+Hippo+pathway+activity+and+CXCR2+signaling.">Cell growth density modulates cancer cell vascular invasion via Hippo pathway activity and CXCR2 signaling.</a> Oncogene. 34, 5879-5889 (2015).</li><li>Novoa, B., Figueras, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish:+model+for+the+study+of+inflammation+and+the+innate+immune+response+to+infectious+diseases.">Zebrafish: model for the study of inflammation and the innate immune response to infectious diseases.</a> Adv Exp Med Biol. 946, 253-275 (2012).</li><li>Kitamura, T., Qian, B. -. Z., Pollard, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immune+cell+promotion+of+metastasis.">Immune cell promotion of metastasis.</a> Nature Rev Immunol. 15 (2), 73-86 (2015).</li><li>He, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neutrophil-mediated+experimental+metastasis+is+enhanced+by+VEGFR+inhibition+in+a+zebrafish+xenograft+model.">Neutrophil-mediated experimental metastasis is enhanced by VEGFR inhibition in a zebrafish xenograft model.</a> J Pathol. 227 (4), 431-445 (2012).</li><li>Tulotta, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inhibition+of+signaling+between+human+CXCR4+and+zebrafish+ligands+by+the+small+molecule+IT1t+impairs+the+formation+of+triple-negative+breast+cancer+early+metastases+in+a+zebrafish+xenograft+model.">Inhibition of signaling between human CXCR4 and zebrafish ligands by the small molecule IT1t impairs the formation of triple-negative breast cancer early metastases in a zebrafish xenograft model.</a> Dis Model Mech. 9 (2), 141-153 (2016).</li><li>Renshaw, S. A., Loynes, C. A., Trushell, D. M. I., Elworthy, S., Ingham, P. W., Whyte, M. K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+transgenic+zebrafish+model+of+neutrophilic+inflammation.">A transgenic zebrafish model of neutrophilic inflammation.</a> Blood. 108 (13), 3976-3978 (2006).</li><li>Berens, E. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Keratin-associated+protein+5-5+controls+cytoskeletal+function+and+cancer+cell+vascular+invasion.">Keratin-associated protein 5-5 controls cytoskeletal function and cancer cell vascular invasion.</a> Oncogene. , (2016).</li></ol>

The authors have no conflicts of interest to disclose.

Bu teknik, etkili bir şekilde, kanser hücreleri (Şekil 1 e bakınız) vasküler invaziv yeteneğini test etmek zebra balığı modeli kullanmaktadır. (; - 3 Şekil 2 Tablo 1) Burada diğer araştırmacılar daha sonra kendi çalışmalarını inşa edebilirsiniz hangi üzerine bir temel sağlamak amacıyla meme kanseri hücre hatları bir panel tekniği uygulandı. MDA-MB-231 hücreleri kolayca zebra balığı embriyolarının kaudal bölgeye işgal gözlem vasküle...

Metastatik hastalık kanser mortalite ve kanser hücresi yayılmasını sağlayabilmek 1 keşfedilmeyi beklemektedir birçok mekanizmalar önemli bir nedenidir. Başarıyla metastaz için bir kanser hücresi için, öncelikle dolaşım sistemi içine (intravasate) girin, primer tümörü çevreleyen stroma ile işgal gerekir, dolaşımdan transit çıkış (extravasate) hayatta ve son olarak uygulanabilir bir koloni kurmak uzak organ sitesinde 2&#39;de. Intravasation ve damar dışına böylece metastatik kaskad önemli adımlardır, ancak her kanser hücresi bozarak ve endotel kavşaklar 3 ile göç de doğal olarak usta değildir. Aslında, kanser hücresi vasküler invazyonu çevreleyen ve işlem ayrıca iç ve dış faktörlerin 4 çeşitli etkilenebilir özel baskılar bir dizi bulunmaktadır. Bu nedenlerden dolayı, ileri evre kanser saldırgan davranış prob teknikleri genellikle v odaklanmakmetastatik yayılması tahmin etmek için bir araç olarak, invaziv yeteneği ascular. Çeşitli model sistemler in vitro kanser hücresi vasküler invazyon çalışma kolaylaştırmak için vardır. En vitro deneylerde kullanılan kanser hücreleri 6 tarafından sağlam endotel tek tabaka gerçek zamanlı bozulmasını izlemek için bir endotel bariyer 5 ya da elektrik Hücre Yüzey empedansını algılayarak, (ECIS) teknolojisi ile kanser hücre göçü değerlendirmek ya Transwell sistemleri içerir. Bu tahliller, tipik aksi bir endotel duvara kanser hücresi eki etkileyecektir akışkanlar dinamiği ve stromal faktörleri yoksundur. Bu sorun biraz stromal hücreler destekleyen endotelinin 3D kültür kaynaklanan perfusable vasküler şebekeler tarafından atlatılabilir edilir ve bu 3 boyutlu mikroakışkan sistemleri artık vitro mevcut seçeneklerin 7,8 ön planda temsil etmektedir. Yine de, bu yaklaşımlar fonksiyonel dolaşım sisteminin sağlam mikro ihmalve bu nedenle sadece in vivo modeller için parça atama. En yaygın olarak vasküler invazyon in vivo modelde kullanılan nispeten kısa zaman ölçeği üzerinde meydana gelir ve metastatik yeteneği 9 genellikle göstergesidir için deneysel metastaz tahlilleri sık gerçekleştirilen edildiği fare,. Bu deneyler dolaşıma kanser hücrelerinin direkt enjeksiyon içerir ve bu nedenle metastaz, organların yani ekstravazasyon ve kanser hücresi kolonizasyon son aşamalarını modeli. Deneysel metastaz tahlilleri kanser hücre enjeksiyon yerinde göre farklılık ve organlar sonuçta analiz edildi. İlk deney türü, kanser hücreleri akciğer fareler ve kanser hücresi tohumlama kuyruk damarının içine enjekte edilir 10,11 izlenir. İkinci tahlil kemik mikroçevresindeki 12-14 doğru metastatik tohumlama yönlendirmek için intrakardiyak enjeksiyon gerçekleştiren, fakat aynı zamanda beyin 15 içerir. Üçüncü bir deneyde, kanser Cıarşın karotid artere dördüncü dağıtım yolu, beyin 17,18 kanser hücreleri taşıyan ise karaciğer 16 kolonizasyonunu izin vermek amacıyla dalak içine enjekte edilir. Ne olursa olsun kanser hücresi teslim yönteminin organ kolonizasyonu kabul deneysel uç ve genellikle lüminesans, histoloji, ya da PCR tabanlı teknikleri ile tespit edilir. Bir fare konak içinde deneysel metastaz deneyleri yürüten fizyolojik avantajlarına rağmen, bu deneyler hala tamamlamak ve analiz etmek için aylar haftalar gerektirir. Zebra balığı (Danio rerio) modeli son zamanlarda kanser ilerlemesini 19,20 incelemek için yeni bir sistem olarak ortaya çıktı ve fareler 21-24 ile karşılaştırıldığında çok daha kısa bir süreye üzerinde fonksiyonel dolaşım sistemi içinde kanser hücresi damar invazyonu değerlendirilmesi için olanak sağlamaktadır. yöntem, endotelin yeşil resif mercan fluo ile etiketlenmiş olan şeffaf zebrafish gerginlik kullanırkdrl promotör, vasküler endotelyal büyüme faktörü 25 zebrabalıkları reseptör tarafından yönlendirilen rescent protein muhabiri. tahlilde, kanser hücreleri, bir kırmızı floresan işaretleyici ile etiketlenir ve 2 günlük embriyoların precardiac sinüs içine enjekte edilir. Anywhere 48 saat 96 arasındaki enjeksiyondan sonra, damarsal dışında ve embriyoların kaudal bölgeye işgal etmiş kanser hücreleri bir floresan mikroskop verimli attı edilebilir. Burada da vasküler invaziv yeteneği açık farkları göstermek için yaygın olarak kullanılan insan göğüs kanseri hücre çizgileri panelinde tekniği uygulanır. Ayrıca, kanser hücre popülasyonları farklı olarak florasan boyalarla işaretlenmiş floresan damar yoksun zebra balığı embriyoların içine enjekte edilebilir embriyo yumurta sarısının için enjeksiyon yerinin değiştirilmesi, heterojen bir hücre etkileşimleri çalışma için izin verdiğini göstermektedir. Bu ikinci deneyde, sarısı işgal ve sahip kanser hücreleri vasculatur içine intravasatede enjeksiyonundan sonra 48 saat için kaudal bölgede 24 puanlanır. Nedeniyle bu modelin etkililiği ve kolaylık, zebra balığı giderek hızla fizyolojik bir ortamda altında kanser hücrelerinin damar invaziv kabiliyetini test etmek için kullanılır.

<table><tbody><tr><td>0.05% Trypsin-EDTA</td><td>Life Technologies</td><td>25300-054</td><td></td></tr><tr><td>100 mm Dishes</td><td>Corning Incorporated</td><td>3160-100</td><td></td></tr><tr><td>5 3/4&quot; Disposable Pastur Pipets, borosilicate Glass</td><td>Fisher Brand</td><td>13-678-20B</td><td></td></tr><tr><td>60 mm Dish</td><td>Corning Incorporated</td><td>3160-60</td><td></td></tr><tr><td>Agarose, Low Melting</td><td>Fisher</td><td>BP165-25</td><td></td></tr><tr><td>Agarose, Molecular Grade</td><td>Bioline</td><td>BIO-41026</td><td></td></tr><tr><td>Capillary Glass, Standard, 1.2 mm x 0.68 mm, 4&quot;</td><td>A-M Systems, Inc</td><td>627000</td><td></td></tr><tr><td>David Kopf 700C Vertical Pipette Puller</td><td>Hofstra Group</td><td>3600</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Life Technologies</td><td>11995-065</td><td></td></tr><tr><td>Electrode Storage Jar, 1.0 mm</td><td>World Precision Instruments, Inc</td><td>E210</td><td></td></tr><tr><td>Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine, MS-222)</td><td>Fluka</td><td>A5040</td><td></td></tr><tr><td>Eyelash Brush</td><td>Ted Pella, Inc</td><td>113</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated</td><td>Omega Scientific</td><td>FB-12</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Transfer Pipettes</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>13-711-7M</td><td></td></tr><tr><td>Gel Loading Pipet Tips</td><td>Fisher Brand</td><td>02-707-181</td><td></td></tr><tr><td>Glass Bottom Dishes (12.0 mm)</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>150680</td><td></td></tr><tr><td>Glass Depression Slide</td><td>VWR</td><td>470005-634</td><td></td></tr><tr><td>Instant Ocean Salt, Sea Salt</td><td>Pentair</td><td>IS50</td><td></td></tr><tr><td>Latex Rubber Bulbs, 2 ml, Pack of 72</td><td>Heathrow Scientific</td><td>HS20622B</td><td></td></tr><tr><td>SP8 Confocal Microscope</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Micromanipulator</td><td>Narishige</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Eclipse E600</td><td>Nikon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>Life Technologies</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin-G Potassium</td><td>Fisher Biotech</td><td>BP914-100</td><td></td></tr><tr><td>Petri Plates, 100 mm x 15 mm</td><td>Fisher Brand</td><td>&amp;nbsp;FB0875713</td><td></td></tr><tr><td>Picospritzer II</td><td>General Valve Corporation</td><td></td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640 Medium&amp;nbsp;</td><td>Life Technologies</td><td>11875-093</td><td></td></tr><tr><td>Streptomycin Sulfate</td><td>Fisher Biotech</td><td>BP910-50</td><td></td></tr><tr><td>Vybrant DiI</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>V22885</td><td></td></tr><tr><td>Vybrant DiO</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>V22886</td><td></td></tr><tr><td>Zebrafish&amp;nbsp;</td><td>Georgetown Zebrafish Shared Resources</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cell lines were maintained in DMEM + 10% FBS, with the expection of BT-474 and HCC18-6 cells, which were mantained in RPMI + 10% FBS.</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

testing the vascular invasive ability of cancer cells in zebrafish (danio rerio)

Cancer cell vascular invasion and extravasation is a hallmark of metastatic progression. Traditional in vitro models of cancer cell invasion of endothelia typically lack the fluid dynamics that invading cells are otherwise exposed to in vivo. However, in vivo systems such as mouse models, though more physiologically relevant, require longer experimental timescales and present unique challenges associated with monitoring and data analysis. Here we describe a zebrafish assay that seeks to bridge this technical gap by allowing for the rapid assessment of cancer cell vascular invasion and extravasation. The approach involves injecting fluorescent cancer cells into the precardiac sinus of transparent 2-day old zebrafish embryos whose vasculature is marked by a contrasting fluorescent reporter. Following injection, the cancer cells must survive in circulation and subsequently extravasate from vessels into tissues in the caudal region of the embryo. Extravasated cancer cells are efficiently identified and scored in live embryos via fluorescence imaging at a fixed timepoint. This technique can be modified to study intravasation and/or competition amongst a heterogeneous mixture of cancer cells by changing the injection site to the yolk sac. Together, these methods can evaluate a hallmark behavior of cancer cells and help uncover mechanisms indicative of malignant progression to the metastatic phenotype.

Burada bir zebrabalıkları embriyo modelinde yaygın olarak kullanılan meme kanseri hücre hatları (Şekil 1), vasküler invaziv yeteneği test edildi. Titiz kriterler, kanser hücreleri açıkça ekstravaze olsaydı pozitif olaylar sadece sayıldı bu farklı hücre hatları için puanlama ekstravazasyonunda hücresel enkaz puanlama ortaya çıkabilecek herhangi bir yanlış-pozitif sınırlamak için esas yapılması bu varlık istihdam edilmiştir. <p class="jo...

Watch this Scientific Journal Video about Testing the Vascular Invasive Ability of Cancer Cells in Zebrafish Danio Rerio at JoVE.com

Testing the Vascular Invasive Ability of Cancer Cells in Zebrafish Danio Rerio

Bu yöntem etkili bir kanser hücrelerinin damar invaziv yeteneğini test etmek zebrafish embriyolar kullanır. Floresan kanser hücrelerinin gelişmekte olan embriyo precardiac sinüs ve yumurta sarısı kesesinin içine enjekte edilir. Kanser hücresi vasküler invazyon ve damar dışına 24-96 saat sonra kuyruk bölgenin floresan mikroskobu ile değerlendirilir.

Zebra balığı Kanser Hücrelerinin Vasküler İnvaziv Yetenek (Test<em&gt; Danio rerio</em&gt;)

Cancer cell vascular invasion and extravasation is a hallmark of metastatic progression.  Traditional in vitro models of cancer cell invasion of ...

testing-vascular-invasive-ability-cancer-cells-zebrafish-danio

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Testing the Vascular Invasive Ability of Cancer Cells in Zebrafish (Danio Rerio)

11.9K Görüntüleme.  Georgetown University.  Bu yöntem etkili bir kanser hücrelerinin damar invaziv yeteneğini test etmek zebrafish embriyolar kullanır. Floresan kanser hücrelerinin gelişmekte olan embriyo precardiac sinüs ve yumurta sarısı kesesinin içine enjekte edilir. Kanser hücresi vasküler invazyon ve damar dışına 24-96 saat sonra kuyruk bölgenin floresan mikroskobu ile değerlendirilir. 

Video: Testing the Vascular Invasive Ability of Cancer Cells in Zebrafish Danio Rerio

Mosaic Zebrafish Transgenesis for Functional Genomic Analysis of Candidate Cooperative Genes in Tumor Pathogenesis

Comprehensive genomic analysis has uncovered surprisingly large numbers of genetic alterations in various types of cancers. To robustly and efficiently identify oncogenic &#8220;drivers&#8221; among these tumors and define their complex relationships with concurrent genetic alterations during tumor pathogenesis remains a daunting task. Recently, zebrafish have emerged as an important animal model for studying human diseases, largely because of their ease of maintenance, high fecundity, obvious advantages for in vivo imaging, high conservation of oncogenes and their molecular pathways, susceptibility to tumorigenesis and, most importantly, the availability of transgenic techniques suitable for use in the fish. Transgenic zebrafish models of cancer have been widely used to dissect oncogenic pathways in diverse tumor types. However, developing a stable transgenic fish model is both tedious and time-consuming, and it is even more difficult and more time-consuming to dissect the cooperation of multiple genes in disease pathogenesis using this approach, which requires the generation of multiple transgenic lines with overexpression of the individual genes of interest followed by complicated breeding of these stable transgenic lines. Hence, use of a mosaic transient transgenic approach in zebrafish offers unique advantages for functional genomic analysis in vivo. Briefly, candidate transgenes can be coinjected into one-cell-stage wild-type or transgenic zebrafish embryos and allowed to integrate together into each somatic cell in a mosaic pattern that leads to mixed genotypes in the same primarily injected animal. This permits one to investigate in a faster and less expensive manner whether and how the candidate genes can collaborate with each other to drive tumorigenesis. By transient overexpression of activated ALK in the transgenic fish overexpressing MYCN, we demonstrate here the cooperation of these two oncogenes in the pathogenesis of a pediatric cancer, neuroblastoma that has resisted most forms of contemporary treatment.

The goal of this study is to demonstrate how the mosaic transgenesis strategy can be used in zebrafish to rapidly and efficiently assess the relative contributions of multiple oncogenes in tumor initiation and progression in vivo.

Tümör Patogenezinde Aday Kooperatif Genlerin Fonksiyonel Genomik Analizi Mozaik Zebra balığı Transgenesis

Comprehensive genomic analysis has uncovered surprisingly large numbers of genetic alterations in various types of cancers.  To robustly and efficiently ...

Gelişim Biyolojisi

Invasive Behavior of Human Breast Cancer Cells in Embryonic Zebrafish

In many cases, cancer patients do not die of a primary tumor, but rather because of metastasis. Although numerous rodent models are available for studying cancer metastasis in vivo, other efficient, reliable, low-cost models are needed to quickly access the potential effects of (epi)genetic changes or pharmacological compounds. As such, we illustrate and explain the feasibility of xenograft models using human breast cancer cells injected into zebrafish embryos to support this goal. Under the microscope, fluorescent proteins or chemically labeled human breast cancer cells are transplanted into transgenic zebrafish embryos, Tg (fli:EGFP), at the perivitelline space or duct of Cuvier (Doc) 48 h after fertilization. Shortly afterwards, the temporal-spatial process of cancer cell invasion, dissemination, and metastasis in the living fish body is visualized under a fluorescent microscope. The models using different injection sites, i.e., perivitelline space or Doc are complementary to one another, reflecting the early stage (intravasation step) and late stage (extravasation step) of the multistep metastatic cascade of events. Moreover, peritumoral and intratumoral angiogenesis can be observed with the injection into the perivitelline space. The entire experimental period is no more than 8 days. These two models combine cell labeling, micro-transplantation, and fluorescence imaging techniques, enabling the rapid evaluation of cancer metastasis in response to genetic and pharmacological manipulations.

Here, we describe xenograft zebrafish models using two different injection sites, i.e., perivitelline space and duct of Cuvier, to investigate the invasive behavior and to assess the intravasation and extravasation potential of human breast cancer cells, respectively.

Embriyonik Zebra balığı İnsan Kanser Hücrelerinin İnvazif Davranış

In many cases, cancer patients do not die of a primary tumor, but rather because of metastasis. Although numerous rodent models are available for studying ...

Kanser Araştırmaları

Transplantation of Zebrafish Pediatric Brain Tumors into Immune-competent Hosts for Long-term Study of Tumor Cell Behavior and Drug Response

Tumor cell transplantation is an important technique to define the mechanisms controlling cancer cell growth, migration, and host response, as well as to assess potential patient response to therapy. Current methods largely depend on using syngeneic or immune-compromised animals to avoid rejection of the tumor graft. Such methods require the use of specific genetic strains that often prevent the analysis of immune-tumor cell interactions and/or are limited to specific genetic backgrounds. An alternative method in zebrafish takes advantage of an incompletely developed immune system in the embryonic brain before 3 days, where tumor cells are transplanted for use in short-term assays (i.e., 3 to 10 days). However, these methods cause host lethality, which prevents the long-term study of tumor cell behavior and drug response. This protocol describes a simple and efficient method for the long-term orthotopic transplantation of zebrafish brain tumor tissue into the fourth ventricle of a 2-day-old immune-competent zebrafish. This method allows: 1) long-term study of tumor cell behaviors, such as invasion and dissemination; 2) durable tumor response to drugs; and 3) re-transplantation of tumors for the study of tumor evolution and/or the impact of different host genetic backgrounds. In summary, this technique allows cancer researchers to assess engraftment, invasion, and growth at distant sites, as well as to perform chemical screens and cell competition assays over many months. This protocol can be extended to studies of other tumor types and can be used to elucidate mechanisms of chemoresistance and metastasis.

The transplantation of cancer cells is an important tool for the identification of cancer mechanisms and therapeutic responses. Current techniques depend on immune-incompetent animals. Here, we describe a method to transplant zebrafish tumor cells into immune-competent embryos for the long-term analysis of tumor cell behavior and in vivo drug responses.

Zebra balığı Pediatrik Beyin Tümörlerinin Tümör Hücre Davranışının ve İlaç Yanıtının Uzun Vadeli İncelenmesi için Bağışıklık Yetenekli Ev Sahibi Olarak Transplantasyonu

Tumor cell transplantation is an important technique to define the mechanisms controlling cancer cell growth, migration, and host response, as well as to ...

In Vivo Imaging and Quantitation of the Host Angiogenic Response in Zebrafish Tumor Xenografts

Tumor angiogenesis is a key target of anti-cancer therapy and this method has been developed to provide a new model to study this process in vivo. A zebrafish xenograft is created by implanting mammalian tumor cells into the perivitelline space of two days-post-fertilization zebrafish embryos, followed by measuring the extent of the angiogenic response observed at an experimental endpoint up to two days post-implantation. The key advantage to this method is the ability to accurately quantitate the zebrafish host angiogenic response to the graft. This enables detailed examination of the molecular mechanisms as well as the host vs tumor contribution to the angiogenic response. The xenografted embryos can be subjected to a variety of treatments, such as incubation with potential anti-angiogenesis drugs, in order to investigate strategies to inhibit tumor angiogenesis. The angiogenic response can also be live-imaged in order to examine more dynamic cellular processes. The relatively undemanding experimental technique, cheap maintenance costs of zebrafish and short experimental timeline make this model especially useful for the development of strategies to manipulate tumor angiogenesis.

The aim of this method is to generate an in vivo model of tumor angiogenesis by xenografting mammalian tumor cells into a zebrafish embryo that has fluorescently-labelled blood vessels. By imaging the xenograft and associated vessels, a quantitative measurement of the angiogenic response can be obtained.

Zebrabalığı Tümör Ksenogreftlerinde Konak Anjiyojenik Yanıtın Vivo Görüntüleme ve Kantitasyonunda

Tumor angiogenesis is a key target of anti-cancer therapy and this method has been developed to provide a new model to study this process in vivo. A ...

Drug Screening of Primary Patient Derived Tumor Xenografts in Zebrafish

Patient derived xenograft models are critical in defining how different cancers respond to drug treatment in an in vivo system. Mouse models are the standard in the field, but zebrafish have emerged as an alternative model with several advantages, including the ability for high-throughput and low-cost drug screening. Zebrafish also allow for in vivo drug screening with large replicate numbers that were previously only obtainable with in vitro systems. The ability to rapidly perform large scale drug screens may open up the possibility for personalized medicine with rapid translation of results back to clinic. Zebrafish xenograft models could also be used to rapidly screen for actionable mutations based on tumor response to targeted therapies or to identify new anti-cancer compounds from large libraries. The current major limitation in the field has been quantifying and automating the process so that drug screens can be done on a larger scale and be less labor-intensive. We have developed a workflow for xenografting primary patient samples into zebrafish larvae and performing large scale drug screens using a fluorescence microscope equipped imaging unit and automated sampler unit. This method allows for standardization and quantification of engrafted tumor area and response to drug treatment across large numbers of zebrafish larvae. Overall, this method is advantageous over traditional cell culture drug screening as it allows for growth of tumor cells in an in vivo environment throughout drug treatment, and is more practical and cost-effective than mice for large scale in vivo drug screens.

Zebrafish xenograft models allow for high-throughput drug screening and fluorescent imaging of human cancer cells in an in vivo microenvironment. We developed a workflow for large scale, automated drug screening on patient-derived leukemia samples in zebrafish using an automated fluorescence microscope equipped imaging unit.

Zebrabalığında Primer Hasta Kaynaklı Tümör Xenograftların İlaç Taraması

Patient derived xenograft models are critical in defining how different cancers respond to drug treatment in an in vivo system. Mouse models are the ...

In Vivo Targeting of Xenografted Human Cancer Cells with Functionalized Fluorescent Silica Nanoparticles in Zebrafish

Developing nanoparticles capable of detecting, targeting, and destroying cancer cells is of great interest in the field of nanomedicine. In vivo animal models are required for bridging the nanotechnology to its biomedical application. The mouse represents the traditional animal model for preclinical testing; however, mice are relatively expensive to keep and have long experimental cycles due to the limited progeny from each mother. The zebrafish has emerged as a powerful model system for developmental and biomedical research, including cancer research. In particular, due to its optical transparency and rapid development, zebrafish embryos are well suited for real-time in vivo monitoring of the behavior of cancer cells and their interactions with their microenvironment. This method was developed to sequentially introduce human cancer cells and functionalized nanoparticles in transparent Casper zebrafish embryos and monitor in vivo recognition and targeting of the cancer cells by nanoparticles in real time. This optimized protocol shows that fluorescently labeled nanoparticles, which are functionalized with folate groups, can specifically recognize and target metastatic human cervical epithelial cancer cells labeled with a different fluorochrome. The recognition and targeting process can occur as early as 30 min postinjection of the nanoparticles tested. The whole experiment only requires the breeding of a few pairs of adult fish and takes less than 4 days to complete. Moreover, zebrafish embryos lack a functional adaptive immune system, allowing the engraftment of a wide range of human cancer cells. Hence, the utility of the protocol described here enables the testing of nanoparticles on various types of human cancer cells, facilitating the selection of optimal nanoparticles in each specific cancer context for future testing in mammals and the clinic.

Described here is a method for utilizing zebrafish embryos to study the ability of functionalized nanoparticles to target human cancer cells in vivo. This method allows for the evaluation and selection of optimal nanoparticles for future testing in large animals and in clinical trials.

Zebrabalığında Fonksiyonel Floresan Silika Nano partikülleri ile Ksenogreftli İnsan Kanser Hücrelerinin Vivo Hedeflemesinde

Developing nanoparticles capable of detecting, targeting, and destroying cancer cells is of great interest in the field of nanomedicine. In vivo animal ...

Generation of Zebrafish Larval Xenografts and Tumor Behavior Analysis

Zebrafish larval xenografts are being widely used for cancer research to perform in vivo and real-time studies of human cancer. The possibility of rapidly visualizing the response to anti-cancer therapies (chemo, radiotherapy, and biologicals), angiogenesis and metastasis with single cell resolution, places the zebrafish xenograft model as a top choice to develop preclinical studies.

The zebrafish larval xenograft assay presents several experimental advantages compared to other models, but probably the most striking is the reduction of size scale and consequently time. This reduction of scale allows single cell imaging, the use of a relatively low number of human cells (compatible with biopsies), medium-high-throughput drug screenings, but most importantly enables a significant reduction of the time of the assay. All these advantages make the zebrafish xenograft assay extremely attractive for future personalized medicine applications.

Many zebrafish xenograft protocols have been developed with a wide diversity of human tumors; however, a general and standardized protocol to efficiently generate zebrafish larval xenografts is still lacking. Here we provide a step-by-step protocol, with tips to generate xenografts and guidelines for tumor behavior analysis, whole-mount immunofluorescence, and confocal imaging quantification.

Here, we provide a step-by-step protocol, with tips to generate xenografts and guidelines for tumor behavior analysis, whole-mount immunofluorescence, and confocal imaging quantification.

Zebra Balığı Larva Xenografts ve Tümör Davranış AnaliziNin Üretimi

Zebrafish larval xenografts are being widely used for cancer research to perform in vivo and real-time studies of human cancer. The possibility of rapidly ...

Zebrafish Model of Neuroblastoma Metastasis

Zebrafish has emerged as an important animal model to study human diseases, especially cancer. Along with the robust transgenic and genome editing technologies applied in zebrafish modeling, the ease of maintenance, high-yield productivity, and powerful live imaging altogether make the zebrafish a valuable model system to study metastasis and cellular and molecular bases underlying this process in vivo. The first zebrafish neuroblastoma (NB) model of metastasis was developed by overexpressing two oncogenes, MYCN and LMO1, under control of the dopamine-beta-hydroxylase (d&#946;h) promoter. Co-overexpressed MYCN and LMO1 led to the reduced latency and increased penetrance of neuroblastomagenesis, as well as accelerated distant metastasis of tumor cells. This new model reliably reiterates many key features of human metastatic NB, including involvement of clinically relevant and metastasis-associated genetic alterations; natural and spontaneous development of metastasis in vivo; and conserved sites of metastases. Therefore, the zebrafish model possesses unique advantages to dissect the complex process of tumor metastasis in vivo.

This paper introduces the method of developing, characterizing, and tracking in real-time the tumor metastasis in zebrafish model of neuroblastoma, specifically in the transgenic zebrafish line with overexpression of MYCN and LMO1, which develops metastasis spontaneously.

Nöroblastom Metastaz Zebra Balığı Modeli

Zebrafish has emerged as an important animal model to study human diseases, especially cancer. Along with the robust transgenic and genome editing ...

Verimli In Vivo Tümör Çalışmaları için Larva Zebra Balığının Kullanılması

A Simple, Rapid, and Effective Method for Tumor Xenotransplantation Analysis in Transparent Zebrafish Embryos

In vivo studies of tumor behavior are a staple of cancer research; however, the use of mice presents significant challenges in cost and time. Here, we present larval zebrafish as a transplant model that has numerous advantages over murine models, including ease of handling, low expense, and short experimental duration. Moreover, the absence of an adaptive immune system during larval stages obviates the need to generate and use immunodeficient strains. While established protocols for xenotransplantation in zebrafish embryos exist, we present here an improved method involving embryo staging for faster transfer, survival analysis, and the use of flow cytometry to assess disease burden. Embryos are staged to facilitate rapid cell injection into the yolk of the larvae and cell marking to monitor the consistency of the injected cell bolus. After injection, embryo survival analysis is assessed up to 7 days post injection (dpi). Finally, disease burden is also assessed by marking transferred cells with a fluorescent protein and analysis by flow cytometry. Flow cytometry is enabled by a standardized method of preparing cell suspensions from zebrafish embryos, which could also be used in establishing the primary culture of zebrafish cells. In summary, the procedure described here allows a more rapid assessment of the behavior of tumor cells in vivo with larger numbers of animals per study arm and in a more cost-effective manner.

Yazar Spotlight: Zebra Balıklarında Tümör Ksenotransplantasyonu Kullanarak Kanser Terapötiklerini İlerletmek

We describe a protocol for xenotransplantation into the yolk of transparent zebrafish embryos that is optimized by a simple, rapid staging method. Post-injection analyses include survival and assessing the disease burden of xenotransplanted cells by flow cytometry.

Şeffaf Zebra Balığı Embriyolarında Tümör Ksenotransplantasyon Analizi için Basit, Hızlı ve Etkili Bir Yöntem

In vivo studies of tumor behavior are a staple of cancer research; however, the use of mice presents significant challenges in cost and time. Here, we ...

Zebra balığı Kanser Hücrelerinin Vasküler İnvaziv Yetenek (Test

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Tümör Patogenezinde Aday Kooperatif Genlerin Fonksiyonel Genomik Analizi Mozaik Zebra balığı Transgenesis

Embriyonik Zebra balığı İnsan Kanser Hücrelerinin İnvazif Davranış

Zebra balığı Pediatrik Beyin Tümörlerinin Tümör Hücre Davranışının ve İlaç Yanıtının Uzun Vadeli İncelenmesi için Bağışıklık Yetenekli Ev Sahibi Olarak Transplantasyonu

Zebrabalığı Tümör Ksenogreftlerinde Konak Anjiyojenik Yanıtın Vivo Görüntüleme ve Kantitasyonunda

Zebrabalığında Primer Hasta Kaynaklı Tümör Xenograftların İlaç Taraması

Zebrabalığında Fonksiyonel Floresan Silika Nano partikülleri ile Ksenogreftli İnsan Kanser Hücrelerinin Vivo Hedeflemesinde

Zebra Balığı Larva Xenografts ve Tümör Davranış AnaliziNin Üretimi

Nöroblastom Metastaz Zebra Balığı Modeli

Şeffaf Zebra Balığı Embriyolarında Tümör Ksenotransplantasyon Analizi için Basit, Hızlı ve Etkili Bir Yöntem

Şeffaf Zebra Balığı Embriyolarında Tümör Ksenotransplantasyon Analizi için Basit, Hızlı ve Etkili Bir Yöntem