We thank Peter Johnson of the Georgetown University Microscopy Core for assistance with imaging the zebrafish embryos. The Microscopy &amp; Imaging Shared Resource and the Zebrafish Shared Resource are partially supported by NIH/NCI grant P30-CA051008. This work was also supported by NIH/NCI CA71508 (AW) and CA177466 (AW).

Ethik-Statement: Zebrabärbling-Embryonen erzeugt wurden nach einer genehmigten IACUC Protokoll. Diese Experimente wurden in Übereinstimmung mit den Empfehlungen der Georgetown University Animal Care und Use Committee durchgeführt. 1. Organisieren Embryonen für Injection und erstellen Stammlösungen <ol><li> Generieren erforderlichen Zebrabärblingembryonen zur Krebszelle Gefäßinvasion beurteilen. <ol><li> Richten Sie paarweise oder Gruppe in Cross Paarung mit Tg (kdrl: grcfp) zn1; mitfa b692; ednrb1 b140 Fisch. HINWEIS: Wir erzeugten Tg (kdrl: grcfp) zn1; mitfa b692; ednrb1 b140 Zebrabärbling, durch Tg Kreuzung (kdrl: grcfp) zn1 25, die in Endothelzellen grün Riffkoralle fluoreszierende Protein exprimieren, mit einer Linie , die Pigmentzellen fehlt, mitfa b692; ednrb1 b140 am Zebrabärbling international Resource - Center entwickelt. </li><li> Collect Eier, sauber und entfernen unfertilized oder deformierte Embryonen am nächsten Tag 22. </li><li> Inkubieren Embryonen bei 28,5 ° C, bis sie bereit zur Injektion mit Krebszellen, zu kommen, wenn die Genaktivität 2-Tage nach der Befruchtung (2 dpf) sind. </li></ol></li><li> Machen Injektion Platten. <ol><li> Melt 25 ml 1,5% Agarose in dH 2 O für jede Platte. </li><li> Gießen Sie 12 ml der Agarose in eine 100 mm x 15 mm Petrischale und lassen Sie es aushärten. </li><li> Re-Schmelze dann gießen Sie die verbleibenden Agarose in der Platte. </li><li> Position unmittelbar einen Schnitt Glasform (3 mm x 7,2 cm breit x 7,5 cm lang), so dass es in einem 30 Grad Winkel zur Agarose und positioniert in der Mitte der Platte ist. Hinweis: das wird eine steile 60 ° Wand und eine 30 ° geneigte Rampe erstellen. </li><li> Kleben Sie die Glasform an Ort und Stelle und lassen Sie die Agarose hart werden. </li><li> Sie vorsichtig die Glasform entfernen und darauf achten, nicht die Agarose zu reißen. HINWEIS: Formen können in dH 2 O bei 4 ° C gelagert werden. </li></ol></li><li> Äquilibrieren Injektionsplatte mit Fischwasser (0,3 g / l Meersalz). <ol><li> Rinse Platte zweimal mit destilliertem Wasser. </li><li> Äquilibrieren Platte durch Zugabe von 10 ml Fischwasser an der Platte und auf Schüttler für 10 min. </li><li> Äquilibrieren Platte ein zweites Mal mit Fischwasser. </li></ol></li><li> Split 2-Tage nach der Befruchtung (dpf) Embryonen in Injektionsgruppen , indem sie in Gerichte zu übertragen Fischwasser enthält 22. </li><li> Bereiten Sie Erholung Gerichte für jede Gruppe nach der Injektion zu verwenden. Stellen Sie sicher, dass die Erholung Schale enthält 10 ml Fischwasser plus Penicillin (25 ug / ml) und Streptomycin (50 ug / ml). </li><li> Bereiten 2x Tricaine Lösung durch Zugabe von 4 ml der gepufferten Tricaine Lager (4 mg / ml, 10 mM Tris, pH 7) und 50 ml Fisch Wasser plus Penicillin und Streptomycin. </li><li> Man löst 15 mg mit niedrigem Schmelzpunkt Agarose in 10 ml 2x Tricaine Lösung eine Montage Anästhetikum Medium zu erzeugen, die Live-Embryonen für die imagin immobilisieren wirdG. HINWEIS: Montagemedium besteht aus 1,5% Agarose. </li><li> Ziehen Mikroinjektionsnadeln. <ol><li> Legen Sie Glaskapillarröhren in einer vertikalen Pipette Puller. Ziehen Sie lange verjüngte Pipetten mit 20 mA Strom und eine 2-Spule Heizelement. </li></ol></li></ol> 2. Markierung Krebszellen mit lipophilen Fluoreszenzfarbstoff <ol><li> Pflegen Krebszellen in ihrer empfohlenen Kulturbedingungen. ANMERKUNG: Diese Linien wurden in DMEM gehalten + 10% FBS: BT-474, MCF-7, MDA-MB-231, MDA-MB-468 und SK-BR-3. Diese Linien wurden in RPMI + 10% FBS: HCC 1806 und T-47D. Alle Zelllinien wurden bei 37 o C und 5% CO 2 während der Inkubation gehalten. </li><li> Generieren Sie eine Einzelzellsuspension durch eine haftende Kultur von Krebszellen distanziert. <ol><li> Waschen Sie die Zellen zuerst mit PBS und dann mit 0,05% Trypsin-EDTA-Lösung zu behandeln. HINWEIS: Trypsin Belichtungszeit auf der Zelllinie ab. </li><li> Neutralisieren Sie die Trypsin-Lösung mit sichRum-haltigen Zellkulturmedien, nachdem die Zellen zu lösen. </li></ol></li><li> Zentrifugieren Sie die Trypsin-neutralisierten Zellsuspension für 5 Minuten bei 200 · g, dann Zellpellet in frischem Kulturmedien für die Zellzählung. </li><li> Zählen der Zellsuspension unter Verwendung eines automatischen Zählers und bereiten 1 Million Zellen in 200 ul Zellkulturmedien. <ol><li> Überprüfen Sie die Lebensfähigkeit der Zellen mit Trypanblau-Ausschluss vor der Injektion in Zebrafischembryonen. ANMERKUNG: Nur tragfähige sollten die Zellpopulationen in Zebrafischembryonen, als Injektion von toten Zellen reflektieren nicht wahr Gefäßinvasion injiziert werden. </li></ol></li><li> In 2 ul roten lipophilen Farbstoffs an die Krebszellsuspension für eine 1: 100 Verdünnung, gut mischen und brüten dann die Mischung bei 37 ° C für 20 min. HINWEIS: Die Konzentration des Farbstoffes und Kennzeichnungszeit benötigen für jede Zelllinie optimiert werden. </li><li> Nach der Inkubation mit 1 ml frischem Medium mit dem Rohr und dann 5 min zentrifugieren200 x g. </li><li> Waschen Restfluoreszenzfarbstoff aus den Krebszellen entfernt. <ol><li> Aspirat der Überstand vom Zellpellet, das Pellet in 1 ml frischem Kulturmedium und Zentrifuge für 5 Minuten bei 200 x g. </li><li> Wiederholen der Waschschritt ein zweites Mal: ​​absaugen Überstand, Zellpellet in 1 ml frischem Medium und dann wieder Zentrifuge für 5 Minuten bei 200 x g. </li><li> Wiederholen Sie den Waschschritt dritten Mal: ​​den Überstand aspirieren, Zellpellet in 1 ml frischem Medium und dann wieder Zentrifuge für 5 Minuten bei 200 x g. </li></ol></li><li> Den Überstand aspirieren und Zellpellet enthält 1 Million markierten Krebszellen in 500 &amp; mgr; l frisches Medium. HINWEIS: 0,5 mM EDTA können in den Medien zugesetzt werden, um Zell Verklumpung zu verhindern. </li></ol> 3. Injecting Krebszellen in die Pre-Herz-Sinus von Zebrafischembryonen <ol><li> Bringen Mikroinjektionsabgabesystem mit einer Druckluftquelle und schalten Sie the Mikroinjektionsquelle Abgabesystem Leistung. <ol><li> Prüfdruck durch das Fußpedal drücken. Ein kurzer Impuls der Luft sollte aus dem Nadelhalter emittieren. </li></ol></li><li> Äquilibrieren der Injektions Platten zweimal mit 2x Tricaine Lösung. <ol><li> Für jeden Equilibrierungsschritt, fügen Sie 20 ml 2x Tricaine Lösung für die Einspritzplatte und auf Schüttler für 10 min. </li></ol></li><li> Verwenden Sie Plastikpipette eine Gruppe von Embryonen in eine kleine Schüssel zu übertragen, die 2x Tricaine Lösung enthält. </li><li> Verfüllen die Mikroinjektion Injektionsnadel mit Krebszellen unter Verwendung eines Gel-Ladepipettenspitze. <ol><li> Legen Sie die Nadel in einem Elektrodenvorratsglas mit dem spitzen Ende nach unten, so Zellen in der Nähe der Spitze absetzen. </li></ol></li><li> Transfer 20 - 30 narkotisierten Embryonen mit einer Injektionsplatte durch die Embryonen mit viel 2x Tricaine in einer Plastikpipette zu sammeln. <ol style="margin-left: 40px;"><li> Lassen Embryonen in der Spitze der Pipette zu begleichen. </li><li> Gently Embryonen in den Trog der Injektionsplatte zu vertreiben, um die Embryonen entlang der Länge der Rinne zu verbreiten. </li><li> Richten Embryonen mit Köpfen nach oben und Bäuche der steilen Wand des Troges gegenüber. HINWEIS: Tricaine Lösung sollte sowohl die Troglänge und die flache Agarose Oberfläche bedecken, mit Embryonen nur in der Mulde befinden. Die Embryonen sind jetzt bereit für die Injektion. </li></ol></li><li> Injizieren von 50 bis 100 Krebszellen (2 bis 5 nl) in den precardiac Sinus der Genaktivität das Mikroinjektionsabgabesystem. <ol><li> Bringen Sie die Nadel in den Nadelhalter eines Mikromanipulators. </li><li> Positionieren Sie die Injektionsplatte unter dem Stereoskop mit der 60-Grad-Wand auf der linken Seite und konzentrieren sich auf die Top-Embryo bei 25x Vergrößerung. </li><li> Positionieren Sie den Mikromanipulator, so dass, wenn verlängert, wird die Nadel auf den Embryo durchdringen. </li><li> Ziehen Sie die Nadel durch das Auge, bis es fast ist der Embryo zu berühren. </li><li> Ein Blick unter dem Mikroskop, richten die Nadel so tHut wird es den Embryo auf weitere Verlängerung durchdringen. </li><li> Pierce der Embryo durch den Dottersack Plazieren der Spitze nur an, aber nicht in die vorgeHerzHöhle. </li><li> Injizieren Sie die Zellen durch das Fußpedal drücken. Die Kraft des Injektions ausstößt, die Zellen in das Herzhöhle. Ziehen Sie die Nadel. </li><li> Mit der rechten Hand, zu erweitern und die Injektionsnadel zurückzuziehen. Mit der linken Hand, Feineinstellungen nächsten Embryo zu positionieren. </li><li> Bringen Sie die Nadel in das Gefäß Elektrode Lagerung beim Einrichten auf eine andere Platte zu injizieren. </li></ol></li><li> Übertragen Sie die Embryonen in die Recovery-Schale einmal die gesamte Platte eingespritzt wird. <ol><li> Kippen Sie die Einspritzplatte, die Embryonen am Boden zu bündeln, Waschen alle verbleibenden Embryonen aus dem Trog, und sie mit der Plastikpipette zu sammeln. </li><li> Lassen Sie die Embryonen in den Boden der Pipette zu begleichen. </li><li> Transfer der Embryonen auf das Rückgewinnungsschale in einem minimalen Volumen von Tricaine. </li></ol></li><li> Incubate Erholung Schale bei 28 ° C für 1 Stunde. <ol><li> Separate tragfähige Genaktivität von toten Embryonen und andere Verunreinigungen. </li></ol></li><li> Inkubieren Schale bei 33 ° C, bis sie bereit für die Wertung, in der Regel 24 bis 96 Stunden. ANMERKUNG: Diese Temperatur als Kompromiß zwischen 37 ° C die ideale Temperatur für Krebszellen bestimmt wird, und 28,5 ° C, die ideale Temperatur für Zebrabärbling. </li></ol> 4. Wertung Extravasation <ol><li> Anesthetize die Charge von Embryonen, indem sie in eine Schüssel mit Tricaine Lösung erzielt werden. </li><li> Legen Sie eine narkotisiert Larven auf eine Depression Mikroskopie Folie in einem Tropfen Tricaine. <ol><li> Orient Larven seitlich für eine optimale Abbildung der Schwanzregion. </li></ol></li><li> Zähle die Anzahl der Krebszellen, die aus dem Gefäßsystem erfolgreich eingedrungen sind von oben und unten durch den Heckbereich konzentriert klar intakten Zellen erkennen. HINWEIS: Es ist am besten mindestens zwei Personen in t beteiligt zu haben,seinen Prozess, in dem die einzelnen Fische Scoring auf der experimentellen Bedingung ist blind geprüft. <ol><li> Score Larven auf einer Verbindung Fluoreszenzmikroskop mit dem 10x-Objektiv. Verwenden Sie das 20x-Objektiv für alle schwierig Anrufe. </li></ol></li></ol> 5. Montage Embryonen auf Folien und anschließende Fluorescence Imaging <ol><li> Schmelze 1,5% Agarose / Tricaine Lösung und bringen auf 37 ° C. </li><li> Anesthetize den Embryo, indem Sie es in Tricaine Lösung abgebildet werden. </li><li> Transfer des Embryos in einem Tropfen Tricaine Lösung auf die Abbildungsfläche. verwenden Sie wahlweise eine Glasbodenschale oder Mikroskop-Objektträger. </li><li> Verwenden einer Glaspipette das überschüssige Tricaine Lösung, Halten der Embryo auf der Abbildungsfläche zu entfernen. </li><li> Overlay ein Tropfen geschmolzenen Agarose-Lösung über den Embryo. </li><li> Schnell, bevor die Agarose polymerisieren, verwenden Sie ein empfindliches Werkzeug, wie ein Wimpernbürste, um den Embryo seitlich zur Bildgebung zu orientieren, besonders vorsichtig zu gebenden Embryo zu gewährleisten ist entlang der Abbildungsfläche abgeflacht. </li><li> Tauchen Sie die jetzt polymerisiert Agarose Tropfen unter Tricaine Lösung. </li><li> Thema der Live-Zebrafischembryo auf mikroskopische Bildgebung. </li></ol> 6. Änderung: Die Einspeisung von Krebszellen in den Dottersack von Zebrafischembryonen <ol><li> Herstellung der Mikroinjektionsabgabesystem und die Einspritzplatten, wie zuvor in Abschnitt (3) dieses Protokolls. </li><li> Etikett zwei Zellpopulationen mit kontrasFluoreszenzFarbstoffen, wie vorstehend in Abschnitt (2) dieses Protokolls. </li><li> Injizieren von 5 bis 10 nl von 2 x 10 ^ 7 Zellen / ml in den Dottersack. Halten Sie das Injektionsvolumen konstant gleiche Zellzahlen zu injizieren (100-200 Krebszellen) aus jeder Zellpopulation HINWEIS: Eine transparente Genaktivität verwenden können fluoreszierende Gefäße für diesen Test fehlt. Passive Eindringen von Partikeln in das Gefäßsystem kann für Perlen durch Injizieren fluoreszierendes gesteuert werden (&lt;10 um) oder verändernnativ, eine Zelllinie, die nicht intravsate. </li><li> Recover die injizierten Embryonen, wie zuvor in Abschnitt (3) dieses Protokolls und dann Screening für eine erfolgreiche Injektionen. <ol><li> Verwenden Sie ein Stereoskop zu screenen und tragfähige Embryonen übertragen, die erfolgreich auf eine neue Schale injiziert wurden. HINWEIS: Alle Embryonen eine gleich bleibend bemessen Masse von Zellen in dem Eigelb entfernt haben sollte. Die Embryonen werden verworfen, wenn die Masse Größe unterscheidet, oder wenn alle Zellen außerhalb des Eigelbs befinden. </li><li> Übertragen Sie die tragfähige Embryonen auf ein neues Gericht, wenn Krebszellen in den Dottersack deutlich zu erkennen. </li></ol></li><li> Inkubieren Schale bei 33 ° C, bis sie bereit für die Wertung, in der Regel 24 bis 48 Stunden. ANMERKUNG: Diese Temperatur als Kompromiß zwischen 37 ° C die ideale Temperatur für Krebszellen bestimmt wird, und 28,5 ° C, die ideale Temperatur für Zebrabärbling. </li><li> Um zu punkten intravasation, befolgen Sie die im Abschnitt Richtlinien (4) dieses Protokoll, sondern die Anzahl der c zählenancer Zellen, die in das Gefäßsystem des kaudalen Region erfolgreich eingedrungen sind. </li></ol>

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A., Loynes, C. A., Trushell, D. M. I., Elworthy, S., Ingham, P. W., Whyte, M. K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+transgenic+zebrafish+model+of+neutrophilic+inflammation.">A transgenic zebrafish model of neutrophilic inflammation.</a> Blood. 108 (13), 3976-3978 (2006).</li><li>Berens, E. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Keratin-associated+protein+5-5+controls+cytoskeletal+function+and+cancer+cell+vascular+invasion.">Keratin-associated protein 5-5 controls cytoskeletal function and cancer cell vascular invasion.</a> Oncogene. , (2016).</li></ol>

The authors have no conflicts of interest to disclose.

Diese Technik nutzt die Zebrabärbling Modell zur effizienten Steuerung des Gefäß invasive Fähigkeit von Krebszellen zu testen (siehe Abbildung 1). Hier verwendeten wir die Technik zu einer Gruppe von Brustkrebszelllinien , um eine Basislinie zu schaffen , auf die andere Forscher können dann ihre eigenen Studien bauen (siehe Tabelle 1; Figuren 2 - 3). Die Beobachtung, dass MDA-MB-231-Zellen leicht in die Schwanzregion Genaktivität fallen würde diese Zelllinie idea...

Metastatische Erkrankung ist eine Hauptursache der Krebssterblichkeit und viele Mechanismen, die Krebszelle ermöglichen Verbreitung bleiben bis 1 entdeckt werden. Um für eine Krebszelle, um erfolgreich zu metastasieren, muss er zunächst durch das Stroma eindringen, die eine primäre Tumor umgibt, geben Sie (intravasate) in das Kreislaufsystem, überleben auf der Durchreise, Ausfahrt (extravasate) aus dem Kreislauf und schließlich eine tragfähige Kolonie gründen am entfernten Organstelle 2. Intravasation und Extravasation sind somit entscheidende Schritte in der metastatischen Kaskade, doch jeder Krebszelle ist nicht von Natur geschickt darin zu stören und die Migration durch endotheliale Kreuzungen 3. In der Tat gibt es eine Reihe von einzigartigen Selektionsdruck , die Krebszellen vaskuläre Invasion und der Prozess umgeben kann weiterhin durch eine Vielzahl von endogenen und exogenen Faktoren 4 beeinflusst werden. Aus diesen Gründen Techniken, die das aggressive Verhalten von fortgeschrittenen Stadium Krebs Sonde konzentrieren sich häufig auf vascular invasive Fähigkeit als Mittel Metastasierung zu prognostizieren. Verschiedene Modellsysteme existieren , um die Untersuchung von Krebszellen Gefäßinvasion in vitro zu erleichtern. Die am häufigsten verwendete in vitro Assays beinhalten entweder Transwell - Systemen Krebszellmigration durch eine endotheliale Schranke 5 oder Elektro Zell-Substrat - Impedance Sensing (ECIS) Technologie zur Überwachung des Echtzeit - Unterbrechung einer intakten endothelialen Monoschicht durch Krebszellen 6 zu bewerten. Diese Tests fehlt typischerweise die Fluiddynamik und Stroma-Faktoren, die sonst Krebszellbindung an eine Endothelwand auswirken würde. Dieses Problem wird etwas von perfundierbaren Gefäßnetze umgangen , die aus dem 3D - Kultur von Endothel entstehen mit Stromazellen zu unterstützen und diese 3D - Mikrofluidik - Systeme nun die Spitze der aktuellen In - vitro - Optionen 7,8 darstellen. Dennoch auslassen diese Ansätze die robuste Mikro eines funktionellen Kreislaufsystemund daher nur teilweise Ersatz für die in vivo - Modellen. Die am häufigsten in - vivo - Modell von Gefäßinvasion verwendet wird , ist die Maus, bei der experimentellen Metastasierung Assays häufig durchgeführt werden , weil sie auf relativ kurze Zeiträume und sind in der Regel bezeichnend für Metastasierungsfähigkeit 9 auftreten. Diese Tests umfassen die direkte Injektion von Krebszellen in den Verkehr und damit die Endstadien der Metastasierung zu modellieren, nämlich Extravasation und Krebszellbesiedelung von Organen. Die experimentellen Metastasierung Assays unterscheiden sich an der Stelle der Krebszellinjektion basiert und die Organe schließlich analysiert. Im ersten Assay - Typ, Krebszellen in die Schwanzvene von Mäusen und Krebszellaussaat in der Lunge injiziert werden , wird 10,11 überwacht. Der zweite Test beinhaltet die Durchführung intrakardiale Injektionen metastatic seeding in Richtung auf die Knochenmikro 12-14, sondern auch das Gehirn 15 zu lenken. In dem dritten Test, Krebs cells werden in die Milz injiziert , um Besiedlung der Leber 16 zu ermöglichen , während die vierte Lieferroute in die Arteria carotis Krebszellen zum Gehirn 17,18 trägt. Unabhängig von der Krebszelle Liefermethode, Organ Kolonisation ist die akzeptierte experimentellen Endpunkt und wird in der Regel über Lumineszenz, Histologie bestimmt, oder PCR-basierte Techniken. Trotz der physiologischen Vorteile von innerhalb eines murinen Wirt experimentellen Metastasierung Assays Durchführung dieser Experimente erfordern noch Wochen bis Monate abzuschließen und zu analysieren. Der Zebrafisch (Danio rerio) -Modell hat sich kürzlich als neuer Systemkrebsprogression 19,20, zu untersuchen und ermöglicht die Beurteilung von Krebszellen vaskuläre Invasion innerhalb eines Funktionskreislauf über einen viel kürzeren Zeitskala als bei Mäusen im Vergleich 21-24. Das Verfahren nutzt einen transparenten Zebrabärbling-Stamm, der seine Endothel mit einem grünen Riffkoralle Fluo markiertrescent Protein Reporter durch die kdrl Promotor, der Zebrabärbling Rezeptor für den vaskulären endothelialen Wachstumsfaktor 25 angetrieben. In dem Test werden die Krebszellen mit einem roten fluoreszierenden Marker markiert und in den precardiac Sinus von 2 Tage alten Embryonen injiziert. Irgendwo zwischen 48 bis 96 Stunden nach der Injektion von Krebszellen, die aus dem Gefäßsystem und in die Schwanzvene Region von Embryonen eingedrungen sind effizient auf einem Fluoreszenzmikroskop erzielt. Hier wir die Technik zu einer Gruppe von üblicherweise verwendeten humanen Brustkrebszelllinien gelten für stark Unterschiede in ihrer Gefäß invasive Fähigkeit demonstrieren. Darüber hinaus zeigen wir, dass für den Embryo yolk sac die Injektionsstelle zu ändern für die Untersuchung der heterogenen Zell-Interaktionen ermöglicht, als Krebszellpopulationen differentiell mit Fluoreszenzfarbstoffen und injiziert in Zebrabärbling-Embryonen fehlt Fluoreszenz Vaskulatur markiert werden. In diesem letzteren Test, Krebszellen, die das Eigelb eingedrungen sind und intravasated in die vasculature werden im kaudalen Bereich von 24 bis 48 Stunden nach der Injektion erzielt. Aufgrund der Effektivität und Komfort dieses Modells sind Zebrabärbling zunehmend die Gefäß invasive Fähigkeit von Krebszellen unter einer physiologischen Umgebung, um schnell zu testen eingesetzt.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1253">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:491px;">0.05% Trypsin-EDTA</td>
			<td style="width:316px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:321px;">25300-054</td>
			<td style="width:125px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">100mm Dishes</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>3160-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5 3/4&#34; Disposable Pastur Pipets, borosilicate Glass</td>
			<td>Fisher Brand</td>
			<td>13-678-20B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">60 mm Dish</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>3160-60</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Agarose, Low Melting</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP165-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Agarose, Molecular Grade</td>
			<td>Bioline</td>
			<td>BIO-41026</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Capillary Glass, Standard, 1.2MM x 0.68MM, 4&#34;</td>
			<td>A-M Systems, Inc</td>
			<td>627000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">David Kopf 700C Vertical Pipette Puller</td>
			<td>Hofstra Group</td>
			<td>3600</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">DMEM</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11995-065</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Electrode Storage Jar, 1.0MM</td>
			<td>World Precision Instruments, Inc</td>
			<td>E210</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate salt (Tricaine, MS-222)</td>
			<td>Fluka</td>
			<td>A5040</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Eyelash Brush</td>
			<td>Ted Pella, Inc</td>
			<td>113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fetal Bovine Serum, Heat Inactivated</td>
			<td>Omega Scientific</td>
			<td>FB-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fisherbrand Transfer Pipettes</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>13-711-7M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gel Loading Pipet Tips</td>
			<td>Fisher Brand</td>
			<td>02-707-181</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glass Bottom Dishes (12.0 mm)</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>150680</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glass Depression Slide</td>
			<td>VWR</td>
			<td>470005-634</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Instant Ocean Salt, Sea Salt</td>
			<td>Pentair</td>
			<td>IS50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Latex Rubber Bulbs, 2mL, Pack of 72</td>
			<td>Heathrow Scientific</td>
			<td>HS20622B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">SP8 Confocal Microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Micromanipulator</td>
			<td>Narishige</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Eclipse E600</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">PBS</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>10010-023</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Penicillin-G Potassium</td>
			<td>Fisher Biotech</td>
			<td>BP914-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Petri Plates, 100mm x 15mm</td>
			<td>Fisher Brand</td>
			<td>&#160;FB0875713</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Picospritzer II</td>
			<td>General Valve Corporation</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RPMI 1640 Medium&#160;</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11875-093</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Streptomycin Sulfate</td>
			<td>Fisher Biotech</td>
			<td>BP910-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vybrant DiI</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>V22885</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Vybrant DiO</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>V22886</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Zebrafish&#160;</td>
			<td>Georgetown Zebrafish Shared Resources</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td colspan="3" height="21" style="height:21px;">Cell lines were maintained in DMEM + 10% FBS, with the expection of BT-474 and HCC18-6 cells, which were mantained in RPMI + 10% FBS.</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

testing the vascular invasive ability of cancer cells in zebrafish (danio rerio)

Cancer cell vascular invasion and extravasation is a hallmark of metastatic progression. Traditional in vitro models of cancer cell invasion of endothelia typically lack the fluid dynamics that invading cells are otherwise exposed to in vivo. However, in vivo systems such as mouse models, though more physiologically relevant, require longer experimental timescales and present unique challenges associated with monitoring and data analysis. Here we describe a zebrafish assay that seeks to bridge this technical gap by allowing for the rapid assessment of cancer cell vascular invasion and extravasation. The approach involves injecting fluorescent cancer cells into the precardiac sinus of transparent 2-day old zebrafish embryos whose vasculature is marked by a contrasting fluorescent reporter. Following injection, the cancer cells must survive in circulation and subsequently extravasate from vessels into tissues in the caudal region of the embryo. Extravasated cancer cells are efficiently identified and scored in live embryos via fluorescence imaging at a fixed timepoint. This technique can be modified to study intravasation and/or competition amongst a heterogeneous mixture of cancer cells by changing the injection site to the yolk sac. Together, these methods can evaluate a hallmark behavior of cancer cells and help uncover mechanisms indicative of malignant progression to the metastatic phenotype.

Hier testeten wir die vaskuläre invasive Fähigkeit von häufig verwendeten Brustkrebszelllinien in einem Zebrafischembryo - Modell (Abbildung 1). Rigorose Kriterien wurden in Scoring-Extravasation für diese verschiedenen Zelllinien eingesetzt werden, wo positive Ereignisse nur dann, wenn die Krebszellen gezählt wurden deutlich extravasierten hatte, dieses Wesen hauptsächlich getan keine Falsch-Positiven zu begrenzen, die von Scoring Zelltrümmer entstehen könnten. ...

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Testing the Vascular Invasive Ability of Cancer Cells in Zebrafish Danio Rerio

Dieses Verfahren nutzt Zebrabärblingembryonen effizient die Gefäß invasive Fähigkeit von Krebszellen zu testen. Fluoreszierende Krebszellen werden in den precardiac Sinus oder Dottersack von sich entwickelnden Embryonen injiziert. Krebszelle Gefäßinvasion und Extravasation wird über Fluoreszenzmikroskopie des Heckbereich 24 bis 96 Stunden später bewertet.

Testen des Vascular Invasive Fähigkeit von Krebszellen in Zebrabärbling (<em&gt; Danio rerio</em&gt;)

Cancer cell vascular invasion and extravasation is a hallmark of metastatic progression.  Traditional in vitro models of cancer cell invasion of ...

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Research

JoVE Journal

Cancer Research

Testing the Vascular Invasive Ability of Cancer Cells in Zebrafish (Danio Rerio)

11.9K Aufrufe.  Georgetown University.  Dieses Verfahren nutzt Zebrabärblingembryonen effizient die Gefäß invasive Fähigkeit von Krebszellen zu testen. Fluoreszierende Krebszellen werden in den precardiac Sinus oder Dottersack von sich entwickelnden Embryonen injiziert. Krebszelle Gefäßinvasion und Extravasation wird über Fluoreszenzmikroskopie des Heckbereich 24 bis 96 Stunden später bewertet. 

Serie: Testing the Vascular Invasive Ability of Cancer Cells in Zebrafish Danio Rerio

Isolation of Circulating Tumor Cells in an Orthotopic Mouse Model of Colorectal Cancer

Despite the advantages of easy applicability and cost-effectiveness, subcutaneous mouse models have severe limitations and do not accurately simulate tumor biology and tumor cell dissemination. Orthotopic mouse models have been introduced to overcome these limitations; however, such models are technically demanding, especially in hollow organs such as the large bowel. In order to produce uniform tumors which reliably grow and metastasize, standardized techniques of tumor cell preparation and injection are critical. 
We have developed an orthotopic mouse model of colorectal cancer (CRC) which develops highly uniform tumors and can be used for tumor biology studies as well as therapeutic trials. Tumor cells from either primary tumors, 2-dimensional (2D) cell lines or 3-dimensional (3D) organoids are injected into the cecum and, depending on the metastatic potential of the injected tumor cells, form highly metastatic tumors. In addition, CTCs can be found regularly. We here describe the technique of tumor cell preparation from both 2D cell lines and 3D organoids as well as primary tumor tissue, the surgical and injection techniques as well as the isolation of CTCs from the tumor-bearing mice, and present tips for troubleshooting.

We describe the establishment of orthotopic colorectal tumors via injection of tumor cells or organoids into the cecum of mice and the subsequent isolation of circulating tumor cells (CTCs) from this model.

Isolierung von zirkulierenden Tumorzellen in einem orthotopischen Mausmodell des Darmkrebses

Despite the advantages of easy applicability and cost-effectiveness, subcutaneous mouse models have severe limitations and do not accurately simulate ...

Forschung

Krebsforschung

Invasive Behavior of Human Breast Cancer Cells in Embryonic Zebrafish

In many cases, cancer patients do not die of a primary tumor, but rather because of metastasis. Although numerous rodent models are available for studying cancer metastasis in vivo, other efficient, reliable, low-cost models are needed to quickly access the potential effects of (epi)genetic changes or pharmacological compounds. As such, we illustrate and explain the feasibility of xenograft models using human breast cancer cells injected into zebrafish embryos to support this goal. Under the microscope, fluorescent proteins or chemically labeled human breast cancer cells are transplanted into transgenic zebrafish embryos, Tg (fli:EGFP), at the perivitelline space or duct of Cuvier (Doc) 48 h after fertilization. Shortly afterwards, the temporal-spatial process of cancer cell invasion, dissemination, and metastasis in the living fish body is visualized under a fluorescent microscope. The models using different injection sites, i.e., perivitelline space or Doc are complementary to one another, reflecting the early stage (intravasation step) and late stage (extravasation step) of the multistep metastatic cascade of events. Moreover, peritumoral and intratumoral angiogenesis can be observed with the injection into the perivitelline space. The entire experimental period is no more than 8 days. These two models combine cell labeling, micro-transplantation, and fluorescence imaging techniques, enabling the rapid evaluation of cancer metastasis in response to genetic and pharmacological manipulations.

Here, we describe xenograft zebrafish models using two different injection sites, i.e., perivitelline space and duct of Cuvier, to investigate the invasive behavior and to assess the intravasation and extravasation potential of human breast cancer cells, respectively.

Invasive Verhalten von menschlichen Brustkrebszellen in embryonalem Zebrabärbling

In many cases, cancer patients do not die of a primary tumor, but rather because of metastasis. Although numerous rodent models are available for studying ...

A Time-lapse, Label-free, Quantitative Phase Imaging Study of Dormant and Active Human Cancer Cells

The acquisition of the angiogenic phenotype is an essential component of the escape from tumor dormancy. Although several classic in vitro assays (e.g., proliferation, migration, and others) and in vivo models have been developed to investigate and characterize angiogenic and non-angiogenic cell phenotypes, these methods are time and labor intensive, and often require expensive reagents and instruments, as well as significant expertise. In a recent study, we used a novel quantitative phase imaging (QPI) technique to conduct time-lapse and labeling-free characterizations of angiogenic and non-angiogenic human osteosarcoma KHOS cells. A panel of cellular parameters, including cell morphology, proliferation, and motility, were quantitatively measured and analyzed using QPI. This novel and quantitative approach provides the opportunity to continuously and non-invasively study relevant cellular processes, behaviors, and characteristics of cancer cells and other cell types in a simple and integrated manner. This report describes our experimental protocol, including cell preparation, QPI acquisition, and data analysis.

Dormant and active cancer cell phenotypes were characterized using quantitative phase imaging. Cell proliferation, migration, and morphology assays were integrated and analyzed in one simple method.

Ein Time-Lapse, markierungsfreie, Quantitative Phase bildgebende Untersuchung der ruhenden und aktiven menschlichen Krebszellen

The acquisition of the angiogenic phenotype is an essential component of the escape from tumor dormancy. Although several classic in vitro assays (e.g., ...

In Vivo Targeting of Xenografted Human Cancer Cells with Functionalized Fluorescent Silica Nanoparticles in Zebrafish

Developing nanoparticles capable of detecting, targeting, and destroying cancer cells is of great interest in the field of nanomedicine. In vivo animal models are required for bridging the nanotechnology to its biomedical application. The mouse represents the traditional animal model for preclinical testing; however, mice are relatively expensive to keep and have long experimental cycles due to the limited progeny from each mother. The zebrafish has emerged as a powerful model system for developmental and biomedical research, including cancer research. In particular, due to its optical transparency and rapid development, zebrafish embryos are well suited for real-time in vivo monitoring of the behavior of cancer cells and their interactions with their microenvironment. This method was developed to sequentially introduce human cancer cells and functionalized nanoparticles in transparent Casper zebrafish embryos and monitor in vivo recognition and targeting of the cancer cells by nanoparticles in real time. This optimized protocol shows that fluorescently labeled nanoparticles, which are functionalized with folate groups, can specifically recognize and target metastatic human cervical epithelial cancer cells labeled with a different fluorochrome. The recognition and targeting process can occur as early as 30 min postinjection of the nanoparticles tested. The whole experiment only requires the breeding of a few pairs of adult fish and takes less than 4 days to complete. Moreover, zebrafish embryos lack a functional adaptive immune system, allowing the engraftment of a wide range of human cancer cells. Hence, the utility of the protocol described here enables the testing of nanoparticles on various types of human cancer cells, facilitating the selection of optimal nanoparticles in each specific cancer context for future testing in mammals and the clinic.

Described here is a method for utilizing zebrafish embryos to study the ability of functionalized nanoparticles to target human cancer cells in vivo. This method allows for the evaluation and selection of optimal nanoparticles for future testing in large animals and in clinical trials.

In Vivo Targeting von xenografierten menschlichen Krebszellen mit funktionalisierten fluoreszierenden Kieselsäure-Nanopartikeln in Zebrafischen

Developing nanoparticles capable of detecting, targeting, and destroying cancer cells is of great interest in the field of nanomedicine. In vivo animal ...

Generation of Zebrafish Larval Xenografts and Tumor Behavior Analysis

Zebrafish larval xenografts are being widely used for cancer research to perform in vivo and real-time studies of human cancer. The possibility of rapidly visualizing the response to anti-cancer therapies (chemo, radiotherapy, and biologicals), angiogenesis and metastasis with single cell resolution, places the zebrafish xenograft model as a top choice to develop preclinical studies.

The zebrafish larval xenograft assay presents several experimental advantages compared to other models, but probably the most striking is the reduction of size scale and consequently time. This reduction of scale allows single cell imaging, the use of a relatively low number of human cells (compatible with biopsies), medium-high-throughput drug screenings, but most importantly enables a significant reduction of the time of the assay. All these advantages make the zebrafish xenograft assay extremely attractive for future personalized medicine applications.

Many zebrafish xenograft protocols have been developed with a wide diversity of human tumors; however, a general and standardized protocol to efficiently generate zebrafish larval xenografts is still lacking. Here we provide a step-by-step protocol, with tips to generate xenografts and guidelines for tumor behavior analysis, whole-mount immunofluorescence, and confocal imaging quantification.

Here, we provide a step-by-step protocol, with tips to generate xenografts and guidelines for tumor behavior analysis, whole-mount immunofluorescence, and confocal imaging quantification.

Generation von Zebrafischen Larval Xenografts und Tumorverhaltensanalyse

Zebrafish larval xenografts are being widely used for cancer research to perform in vivo and real-time studies of human cancer. The possibility of rapidly ...

Non-Invasive PET/MR Imaging in an Orthotopic Mouse Model of Hepatocellular Carcinoma

Preclinical experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate human disease represent an important tool to study tumorigenesis and evaluate novel therapeutic approaches. Non-invasive whole-body imaging using positron emission tomography (PET) provides critical insights into the in vivo characteristics of tissues at the molecular level in real-time. We present here a protocol for orthotopic HCC xenograft creation with and without hepatic artery ligation (HAL) to induce tumor hypoxia and the assessment of their tumor metabolism in vivo using [18F]Fluoromisonidazole ([18F]FMISO) and [18F]Fluorodeoxyglucose ([18F]FDG) PET/magnetic resonance (MR) imaging. Tumor hypoxia could be readily visualized using the hypoxia marker [18F]FMISO, and it was found that the [18F]FMISO uptake was higher in HCC mice that underwent HAL than in the non-HAL group, whereas [18F]FDG could not distinguish tumor hypoxia between the two groups. HAL tumors also displayed a higher level of hypoxia-inducible factor (HIF)-1&#945; expression in response to hypoxia. Quantification of HAL tumors showed a 2.3-fold increase in [18F]FMISO uptake based on the standardized value uptake (SUV) approach.

Here, we present a protocol to create orthotopic hepatocellular carcinoma xenografts with and without hepatic artery ligation and perform non-invasive positron emission tomography (PET) imaging of tumor hypoxia using [18F]Fluoromisonidazole ([18F]FMISO) and [18F]Fluorodeoxyglucose ([18F]FDG).

Nicht-invasive PET/MR-Bildgebung in einem orthotopen Mausmodell des hepatozellulären Karzinoms

Preclinical experimental models of hepatocellular carcinoma (HCC) that recapitulate human disease represent an important tool to study tumorigenesis and ...

Modeling Brain Metastasis by Internal Carotid Artery Injection of Cancer Cells

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural microenvironment and stromal cell interaction, cannot be entirely replicated with in vitro assays; thus, animal models are critical for investigating and understanding the effects of therapeutic intervention. However, most brain tumor xenografting methods do not produce brain metastases consistently in terms of the time frame and tumor burden. Brain metastasis models generated by intracardiac injection of cancer cells can result in unintended extracranial tumor burden and lead to non-brain metastatic morbidity and mortality. Although intracranial injection of cancer cells can limit extracranial tumor formation, it has several caveats, such as the injected cells frequently form a singular tumor mass at the injection site, high leptomeningeal involvement, and damage to brain vasculature during needle penetration. This protocol describes a mouse model of brain metastasis generated by internal carotid artery injection. This method produces intracranial tumors consistently without the involvement of other organs, enabling the evaluation of therapeutic agents for brain metastasis.

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Most brain metastasis mouse models are complicated by systemic metastases confounding analysis of mortality and therapeutic intervention outcomes. Presented here is a protocol for internal carotid injection of cancer cells that produces consistent intracranial tumors with minimal systemic tumors.

Modellierung der Hirnmetastasierung durch Injektion von Krebszellen in die innere Halsschlagader

Brain metastasis is a cause of severe morbidity and mortality in cancer patients. Critical aspects of metastatic diseases, such as the complex neural ...

Zebrafish Larvae as a Model to Evaluate Potential Radiosensitizers or Protectors

Zebrafish are extensively used in several kinds of research because they are one of the easily maintained vertebrate models and exhibit several features of a unique and convenient model system. As highly proliferative cells are more susceptible to radiation-induced DNA damage, zebrafish embryos are a front-line in vivo model in radiation research. In addition, this model projects the effect of radiation and different drugs within a short time, along with major biological events and associated responses. Several cancer studies have used zebrafish, and this protocol is based on the use of radiation modifiers in the context of radiotherapy and cancer. This method can be readily used to validate the effects of different drugs on irradiated and control (non-irradiated) embryos, thus identifying drugs as radio sensitizing or protective drugs. Although this methodology is used in most drug screening experiments, the details of the experiment and the toxicity assessment with the background of X-ray radiation exposure are limited or only briefly addressed, making it difficult to perform. This protocol addresses this issue and discusses the procedure and toxicity evaluation with a detailed illustration. The procedure describes a simple approach for using zebrafish embryos for radiation studies and radiation-based drug screening with much reliability and reproducibility.

The zebrafish has recently been exploited as a model to validate potential radiation modifiers. The present protocol describes the detailed steps to use zebrafish embryos for radiation-based screening experiments and some observational approaches to evaluate the effect of different treatments and radiation.

Zebrafischlarven als Modell zur Bewertung potenzieller Radiosensibilisatoren oder Protektoren

Zebrafish are extensively used in several kinds of research because they are one of the easily maintained vertebrate models and exhibit several features ...

Orthotopic Implantation of Patient-Derived Cancer Cells in Mice Recapitulates Advanced Colorectal Cancer

Over the last decade, more sophisticated preclinical colorectal cancer (CRC) models have been established using patient-derived cancer cells and 3D tumoroids. Since patient derived tumor organoids can retain the characteristics of the original tumor, these reliable preclinical models enable cancer drug screening and the study of drug resistance mechanisms. However, CRC related death in patients is mostly associated with the presence of metastatic disease. It is therefore essential to evaluate the efficacy of anti-cancer therapies in relevant in vivo models that truly recapitulate the key molecular features of human cancer metastasis. We have established an orthotopic model based on the injection of CRC patient-derived cancer cells directly into the cecum wall of mice. These tumor cells develop primary tumors in the cecum that metastasize to the liver and lungs, which is frequently observed in patients with advanced CRC. This CRC mouse model can be used to evaluate drug responses monitored by microcomputed tomography (&#181;CT), a clinically relevant small-scale imaging method that can easily identify primary tumors or metastases in patients. Here, we describe the surgical procedure and the required methodology to implant patient-derived cancer cells in the cecum wall of immunodeficient mice.

This protocol describes the orthotopic implantation of patient-derived cancer cells in the cecum wall of immunodeficient mice. The model recapitulates advanced colorectal cancer metastatic disease and allows for the evaluation of new therapeutic drugs in a clinically relevant scenario of lung and liver metastases.

Orthotope Implantation von patienteneigenen Krebszellen in Mäusen rekapituliert fortgeschrittenen Darmkrebs

Over the last decade, more sophisticated preclinical colorectal cancer (CRC) models have been established using patient-derived cancer cells and 3D ...

Establishment of Zebrafish Patient-Derived Xenografts from Pancreatic Cancer for Chemosensitivity Testing

Cancer is one of the main causes of death worldwide, and the incidence of many types of cancer continues to increase. Much progress has been made in terms of screening, prevention, and treatment; however, preclinical models that predict the chemosensitivity profile of cancer patients are still lacking. To fill this gap, an in vivo patient-derived xenograft model was developed and validated. The model was based on zebrafish (Danio rerio) embryos at 2 days post fertilization, which were used as recipients of xenograft fragments of tumor tissue taken from a patient's surgical specimen. 
It is also worth noting that bioptic samples were not digested or disaggregated, in order to maintain the tumor microenvironment, which is crucial in terms of analyzing tumor behavior and the response to therapy. The protocol details a method for establishing zebrafish-based patient-derived xenografts (zPDXs) from primary solid tumor surgical resection. After screening by an anatomopathologist, the specimen is dissected using a scalpel blade. Necrotic tissue, vessels, or fatty tissue are removed and then chopped into 0.3 mm x 0.3 mm x 0.3 mm pieces. 
The pieces are then fluorescently labeled and xenotransplanted into the perivitelline space of zebrafish embryos. A large number of embryos can be processed at a low cost, enabling high-throughput in vivo analyses of the chemosensitivity of zPDXs to multiple anticancer drugs. Confocal images are routinely acquired to detect and quantify the apoptotic levels induced by chemotherapy treatment compared to the control group. The xenograft procedure has a significant time advantage, since it can be completed in a single day, providing a reasonable time window to carry out a therapeutic screening for co-clinical trials.

Preclinical models aim to advance the knowledge of cancer biology and predict treatment efficacy. This paper describes the generation of zebrafish-based patient-derived xenografts (zPDXs) with tumor tissue fragments. The zPDXs were treated with chemotherapy, the therapeutic effect of which was assessed in terms of cell apoptosis of the transplanted tissue.

Etablierung von Zebrafisch-Xenotransplantaten aus Bauchspeicheldrüsenkrebs für Chemosensitivitätstests

Cancer is one of the main causes of death worldwide, and the incidence of many types of cancer continues to increase. Much progress has been made in terms ...