Bu çalışmada ulusal araştırma, geliştirme ve yenilik Office Macaristan (grant 116912 ÁH için), maliyet office tarafından desteklenmiştir (Gıda ve tarım maliyet eylem FA1205: AQUAGAMETE), Stipendium Hungaricum burs programı (grant ZM için) ve yeni Macar Ulusal mükemmellik HGUGM Bursu (EK hibe).

Tüm yöntem tanımlamak burada Macar hayvan refah hukuk tarafından onaylanmıştır.
1. reaktif hazırlık
<ol><li>Hisse senedi çözümleri<ol>
<li>1 M trehalose de tamamen eriyene kadar trehalose dihydrate 0,378 g dH2O. Mix 1 mL ekleyerek hazırlayın.</li>
		<li>1 M Sükroz de tamamen eriyene kadar dH2O. Mix 1 mL sukroz 0.342 g ekleyerek hazırlayın.</li>
		<li>1 M HEPES de tamamen eriyene kadar dH2O. Mix 1 mL HEPES 0,238 g ekleyerek hazırlayın.</li>
		<li>20 mg/mL collagenase (290 U/mg) 100 mg 5 mL için PBS de ekleyerek hazırlayın. İyice eriyene kadar karıştırın. 0.2 µm filtreler steril filtreden. Aliquot 50 µL içine 0.2 mL PCR tüpleri ve 20 ° C'de - dondurma</li>
		<li>15 mg/mL tripsin hazırlamak (~ 10000 U/mg) 75 mg 5 mL için PBS de ekleyerek. İyice eriyene kadar karıştırın. 0.2 µm filtreler steril filtreden. Aliquot 50 µL içine 0.2 mL PCR tüpleri ve 20 ° C'de - dondurma</li>
		<li>1 mg/mL Dnaz hazırlamak ben (~ 3000 U/mg) 5 mg 5 mL için PBS de ekleyerek. İyice eriyene kadar karıştırın. 0.2 µm filtreler steril filtreden. Aliquot 50 µL içine 0.2 mL PCR tüpleri ve 20 ° C'de - dondurma</li>
		<li>%0,4 trypan mavi PBS için 10 mL trypan mavi 40 mg ekleyerek hazırlayın. 0.2 µm filtreler steril filtreden. 1.5 mL tüpler içine aliquot 1 mL.</li>
		<li>200 mg/L MS hazırlamak-de tamamen eriyene kadar ekleyerek MS-222 200 mg 1 litre dH2O. Mix 222 (Tricaine metan Sülfonat). Buna ek olarak, MS-222 çözüm nötr pH 7.0 için sodyum bikarbonat ile tampon.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Vitrifiye için çözümler<ol>
<li>Denge çözüm (ES) hazırlamak: ES 2 mL metanol (MeOH; 1,5 M), 121.5 µL karıştırılarak hazırlamak propilen glikol (PG; 1,5 M), 220 µL FBS (% 10), trehalose hisse senedi çözüm (0,1 M), 50 µL HEPES hisse senedi çözüm (25 mM) ve L-15 1208.5 µL 2 içine 200 µL 200 µL mL tüp.</li>
		<li>Vitrifiye çözüm (VS) hazırlamak: PG (3 M), Dimetil sülfoksit 426 µL 439 µL karıştırılarak vs 2 mL hazırlamak (bana2yani; 3 M), 200 FBS (% 10), trehalose hisse senedi çözüm (0,1 M), HEPES 50 µL 200 µL µL stok çözüm (25 mM) ve L-15 685 µL bir 2 mL tüp.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Isınma için çözümler<ol>
<li>Isınma çözüm 1 (WS1) hazırlamak: WS1 1,5 mL 2 mL tüp içinde FBS (% 10), sukroz hisse senedi çözüm (3 M) 450 µL 150 µL karıştırarak hazırlayın ve L-15 900 µL.</li>
		<li>Isınma çözüm 2 (WS2) hazırlamak: WS2 1,5 mL 2 mL tüp içinde FBS (% 10), sukroz hisse senedi çözüm (1 M) 150 µL 150 µL karıştırarak hazırlayın ve L-15 1200 µL.</li>
		<li>Isınma çözüm 3 (WS3) hazırlamak: WS2 1,5 mL 2 mL tüp içinde karıştırma 150 µL FBS (% 10) tarafından hazırlamak ve L-15 1350 µL.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Sindirim çözüm hazırlamak: her örnek hazırlamak için sindirim çözeltinin 500 µL 50 µL collagenase hisse senedi çözüm (2 mg/mL), 50 µL tripsin hisse senedi çözüm (1.5 mg/mL) karıştırılarak, 10 µL Dnaz, ben (20 µg/mL) ve L-15 390 µL 2 ml tüp.</li>
	<li>Diseksiyon Araçları'nı edinmeniz: makas, microscissors, cımbız, eğri cımbız ve akupunktur iğneleri.</li>
</ol>2. testis koleksiyonu
<ol><li>200 mg/L MS içeren bir tabak içine yerleştirerek balık ötenazi-222 (pH = 7). Diseksiyon ile devam etmeden önce solungaçları hareket durdu ve o en az 10 dk ölüm hipoksi tarafından emin olmak için o andan beri geçti emin olun.</li>
	<li>Kağıt havlu üzerinde okşamaya tarafından kuru balık ve sırt tarafında bir diseksiyon Mat yerleştirin.<ol>
<li>Öncelikle pelvis ve göğüs yüzgeçleri daha kolay diseksiyon için kesti.</li>
		<li>Yatay olarak cilt üzerinde balık göğüs yüzgeçleri arasında göbek makasla kesme ve cilt ve temel kas göbek boyunca anal yüzgeç kadar kesti.</li>
		<li>Balık vücut boşluğuna açın ve iğnelerle diseksiyon mat sol ve sağ vücut duvara pin. Not: Testis Yüzme kesesi (şekil 1) her iki tarafında gastrointestinal organ yukarıda yer alır.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Kirlenmesini önlemek için sindirim organları almaz ama nazikçe onları bir kenara itmek ve testis karşı taraftan kaldırın. Testisler vücut duvara bağlı olan çok dikkatli bir şekilde çıkarın ve bağlantı Periton microscissors tarafından kesilmiş.</li>
	<li>Ayrıca, kirlenmesini önlemek için ilk olarak testis % 70 etanol 2 s ve sonra yer için onları koyarak sterilize buzda bir 96-şey tabakta L-15 onları. Not: gerekli ise, temiz testis yağ dokusu ve büyük damarları stereomicroscope altında tam kan</li>
</ol>3. hızlı testis dokusunun soğutma
<ol><li>Mark iğneler bağlı olarak örnek uygun etiketleri yazın ve denge (ES) ve Vitrifiye Çözümleri (VS) hazırlayın.</li>
	<li>Testis daha büyük bir iyi tabak veya çanak ve PIN iki ya da üç testisler (veya daha fazla iğne boyutuna bağlı olarak) bir steril akupunktur iğnesi aktarın.<ol>
<li>Öncelikle testis eğri cımbız üstüne getirin. Testis ortasında iğne üzerine getirin ve dikkatle testis yukarı cımbızla çekin.</li>
		<li>Testis delinme sonra hafifçe yukarı doğru iğne üst doğru çekin. Testis birbirinden ayrılır ve onlar are değil düşme ya da aşağı kayan olduğunu doğrulayın.</li>
		<li>2 mL tüp içinde sabitlenmiş testis iğnelerle dolu yer L-15 kadar vitrifikasyon ile (25 ˚C; saklama süresi 1 h geçmemelidir). Not: testis iğne sabitleme hızlı testis kurumasını önlemek için yapılmalıdır.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Testis iğneyle denge çözüm içine aktarmak ve 25˚C, 5 min için kuluçkaya.</li>
	<li>İğne vitrifikasyon çözüm içine aktarmak ve 30 için kuluçkaya 25˚C s.</li>
	<li>İğne vitrifikasyon çözümden kaldırmak için hızlı bir şekilde ve yavaşça dokusundan kalan çözüm bir steril kağıt havlu emmek. Kağıt havlu yapışmasını veya düşme testis önlemek için dikkatli olun.</li>
	<li>Hızlı bir şekilde sıvı azot bir Styrofoam kutusu yerleştirilmiş iğne yerleştirin. Not: hızlı bir şekilde sıvı azot buharı için doku maruz önlemek için bu adımı yapmak. Sıvı azot düşük hacimli Çapraz bulaşma örneklerin engellemek için kullanın.</li>
	<li>5-10dk için kapalı bir Styrofoam kutusu içinde sıvı azot iğne tutun.</li>
	<li>Bir açılan 4.5 mL cryotube ve onun cap aynı kutusunda precool.</li>
	<li>5-10 dk sonra sıvı azot yüzeyinin altında ayrı bir cryotube içine her iğne transfer ve cryotube kapatın. Dikkat: Her zaman (örneğin, İZOLELİ eldiven) koruyucu giysi kullandığınızda pozlama için şiddetli soğuktan yol açabilir gibi sıvı azot ile çalışma.</li>
	<li>Cryotube metal baston üzerine yerleştirin ve kısa sürede cryobank teneke kutu yerleştirin. Örnekleri bir teneke kutu depoda saklamak dewar kullanmaya devam etmenize kadar.</li>
</ol>4. ısınma yordamı
<ol><li>Her iğne ayrı ayrı sıcak. Tüm ısınma çözümler 25 ° C'de olmalıdır</li>
	<li>Cryotube metal baston üzerinden bağlantısını kesin ve sıvı azot bir strafor kutu içinde saklanan içine dalma.</li>
	<li>Cryotube (forseps kullanarak) sıvı azot Buhar açmak ve iğne sıvı azot bırakın.</li>
	<li>İğne çok hızlı ilk ısınma çözüm aktarmak ve (25 ° C'de) 1 dk. için kuluçkaya. Hızlı bir şekilde onun havada aktarım sırasında ısınma önlemek için iğne transfer emin olun.</li>
	<li>İğne ikinci ısınma çözüm içine aktarmak ve 3 dak (25 ° C'de) için kuluçkaya.</li>
	<li>İğne üçüncü ısınma çözüm içine aktarmak ve (25 ° C'de) 5 min için kuluçkaya.</li>
	<li>Testis iğne üzerinden onları aşağıya doğru eğimli cımbızla kaydırarak serbest bırakın. Tek tek bir kuyuya ayrı (96-şey plaka) ısıtılan her testis dolu 250 µL % 10 ile desteklenmiş L-15 ile yer FBS. Kuyuları örnek göre etiketlenir emin olun. İyi plaka tüm örneklerini ısındı kadar buz üzerinde ve daha fazla çalışma kadar tutun.</li>
</ol>5. doku sindirim
<ol><li>Ayrılma çözeltinin 500 µL her örneği ayrı 2 mL tüpler için hazır olun. Örnek koduna göre tüpler etiketleyin. Oda sıcaklığında 5 min için hazırlanan ayrılma çözüm kuluçkaya.</li>
	<li>Sindirim çözüm içine ısıtılmış doku ekleyin ve küçük makas en az 30 hareketlerle küçük parçalar halinde kesin.</li>
	<li>Kesme doku 90 dk 25 ˚C az için titreyen bir plaka üzerinde kuluçkaya.</li>
	<li>L-15 ve 100 µL FBS, 400 µL ekleyerek sindirim işlemini durdurmak (% 10 FBS v/v). Kısaca çözüm sallamak ve oda sıcaklığında 1 dk. için kuluçkaya.</li>
	<li>Elde edilen çözüm 1.5 mL tüp içine 50 µm filtreler aracılığıyla filtre. Buna göre tüplere etiket.</li>
	<li>200 × g 10 dk 25 ˚C az için filtre uygulanmış çözüm santrifüj kapasitesi.</li>
	<li>Dikkatle süpernatant kaldırmak ve 20 µL % 10 ile desteklenmiş L15 Pelet resuspend FBS. Pelet tamamen eriyene kadar el ile tüp sallamak. Hücre süspansiyon 4 ˚C veya buz üzerinde daha fazla kullanımda kadar devam.</li>
</ol>6. canlılığı değerlendirme ve Hücre sayımı
<ol><li>Mix 5 µL hücre süspansiyon ve 5 µL % 0,4 trypan mavi çözüm bir uygun şekilde etiketlenmiş 0.2 mL PCR tüp. Farklı birimler kullanılırsa, emin olun seyreltme oranı 1:1 kalır.</li>
	<li>Bu süspansiyon, oda sıcaklığında (25 ° C) 1-3 dk için kuluçkaya.</li>
	<li>Bir hemasitometre mikroskop altında her örnekte canlılığı kontrol edin.</li>
	<li>15 alanları (trypan mavi tarafından günahı) canlı hücreleri saymak. Hücrelerde hücre süspansiyon 20 µm toplam sayısını hesaplayın. Süspansiyon artık herhangi bir aşağı akım uygulama için hazırdır. Not: yordamı büyük vücut büyüklüğü ile diğer türler için en iyi duruma getirme, eşit ağırlık, testis parçaları kullanın. Testis bir birey tüm deneysel grupları için gelen sonuçlarda bireysel farklılıklarına önlemek için kullanın. Zebra balığı söz konusu olduğunda, biz aslında bu sol yararlandı ve sağ testis germ hücreleri13 eşit (ya da çok benzer) sayısı içermelidir (temsilcisi sonuçları görmek). Sağ testis Vitrifiye/sıcak iken sol testis bir denetim olarak tutuldu. Canlılığı yüzdesi hesaplanmıştır taze testis izole hücre sayısı karşılaştırıldığında Vitrifiye/ısındı testislerden izole hücre sayısı.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Mazur, P., Leibo, S. P., Seidel, G. R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryopreservation+of+the+germplasm+of+animals+used+in+biological+and+medical+research:+Importance,+impact,+status,+and+future+directions.">Cryopreservation of the germplasm of animals used in biological and medical research: Importance, impact, status, and future directions.</a> Biol. Reprod. 78 (1), 2-12 (2008).</li><li>Carmichael, C., Westerfield, M., Varga, Z. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryopreservation+and+In+Vitro+Fertilization+at+the+Zebrafish+International+Resource+Center.">Cryopreservation and In Vitro Fertilization at the Zebrafish International Resource Center.</a> Methods Mol. Biol. 546, 45-65 (2009).</li><li>Yang, H., Carmichael, C., Varga, Z. M., Tiersch, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+simplified+and+standardized+protocol+with+potential+for+high-throughput+for+sperm+cryopreservation+in+zebrafish+Danio+rerio.">Development of a simplified and standardized protocol with potential for high-throughput for sperm cryopreservation in zebrafish Danio rerio.</a> Theriogenology. 68 (2), 128-136 (2007).</li><li>Morris, J. P., Berghmans, S., Zahrieh, D., Neuberg, D. S., Kanki, J. P., Look, A. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zebrafish+sperm+cryopreservation+with+N,N-dimethylacetamide.">Zebrafish sperm cryopreservation with N,N-dimethylacetamide.</a> Biotechniques. 35 (5), 956-968 (2003).</li><li>Yoshizaki, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spermatogonial+transplantation+in+fish:+A+novel+method+for+the+preservation+of+genetic+resources.">Spermatogonial transplantation in fish: A novel method for the preservation of genetic resources.</a> Comp. Biochem. Physiol. Part D: Genomics Proteomics. 6 (1), 55-61 (2011).</li><li>Gao, D., Critser, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanisms+of+cryoinjury+in+living+cells.">Mechanisms of cryoinjury in living cells.</a> ILAR J. 41 (4), 187-196 (2000).</li><li>Asturiano, J. F., Cabrita, E., Horv&#225;th, &. #. 1. 9. 3. ;. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progress,+challenges+and+perspectives+on+fish+gamete+cryopreservation:+A+mini-review.">Progress, challenges and perspectives on fish gamete cryopreservation: A mini-review.</a> Gen. Comp. Endocrinol. 245, 69-76 (2017).</li><li>K&#225;sa, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+sperm+vitrification+protocols+for+freshwater+fish+(Eurasian+perch,+Perca+fluviatilis)+and+marine+fish+(European+eel,+Anguilla+anguilla).">Development of sperm vitrification protocols for freshwater fish (Eurasian perch, Perca fluviatilis) and marine fish (European eel, Anguilla anguilla).</a> Gen. Comp. Endocrinol. 245, 102-107 (2017).</li><li>Cuevas-Uribe, R., Leibo, S. P., Daly, J., Tiersch, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+of+channel+catfish+with+sperm+cryopreserved+by+rapid+non-equilibrium+cooling.">Production of channel catfish with sperm cryopreserved by rapid non-equilibrium cooling.</a> Cryobiology. 63 (3), 186-197 (2011).</li><li>Wang, Y., Xiao, Z., Li, L., Fan, W., Li, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+needle+immersed+vitrification:+A+practical+and+convenient+method+with+potential+advantages+in+mouse+and+human+ovarian+tissue+cryopreservation.">Novel needle immersed vitrification: A practical and convenient method with potential advantages in mouse and human ovarian tissue cryopreservation.</a> Hum. Reprod. 23 (10), 2256-2265 (2008).</li><li>Liu, J., Cheng, K. M., Silversides, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Production+of+Live+Offspring+from+Testicular+Tissue+Cryopreserved+by+Vitrification+Procedures+in+Japanese+Quail+(Coturnix+japonica).">Production of Live Offspring from Testicular Tissue Cryopreserved by Vitrification Procedures in Japanese Quail (Coturnix japonica).</a> Biol. Reprod. 88 (5), 124 (2013).</li><li>Liu, J., Cheng, K. M., Silversides, F. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+needle-in-straw+vitrification+can+effectively+preserve+the+follicle+morphology,+viability,+and+vascularization+of+ovarian+tissue+in+Japanese+quail+(Coturnix+japonica).">Novel needle-in-straw vitrification can effectively preserve the follicle morphology, viability, and vascularization of ovarian tissue in Japanese quail (Coturnix japonica).</a> Anim. Reprod. Sci. 134 (3-4), 197-202 (2012).</li><li>Lee, S., Yoshizaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+cryopreservation+of+spermatogonia+in+critically+endangered+Manchurian+trout+(Brachymystax+lenok).">Successful cryopreservation of spermatogonia in critically endangered Manchurian trout (Brachymystax lenok).</a> Cryobiology. 72 (2), 165-168 (2016).</li><li>Marques, L. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viability+of+zebrafish+(Danio+rerio)+ovarian+follicles+after+vitrification+in+a+metal+container.">Viability of zebrafish (Danio rerio) ovarian follicles after vitrification in a metal container.</a> Cryobiology. 71 (3), 367-373 (2015).</li><li>Luji&#263;, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=First+successful+vitrification+of+salmonid+ovarian+tissue.">First successful vitrification of salmonid ovarian tissue.</a> Cryobiology. 76, 154-157 (2017).</li><li>Bono-Mestre, C., Cardona-Costa, J., Garc&#237;a-Xim&#233;nez, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+on+cell+viability+of+three+zebrafish+testicular+cell+or+tissue+cryopreservation+methods.">Effects on cell viability of three zebrafish testicular cell or tissue cryopreservation methods.</a> CryoLetters. 30 (2), 148-152 (2009).</li><li>Marinovi&#263;, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryosurvival+of+isolated+testicular+cells+and+testicular+tissue+of+tench+Tinca+tinca+and+goldfish+Carassius+auratus+following+slow-rate+freezing.">Cryosurvival of isolated testicular cells and testicular tissue of tench Tinca tinca and goldfish Carassius auratus following slow-rate freezing.</a> Gen. Comp. Endocrinol. 245, 77-83 (2017).</li><li>P&#353;eni&#269;ka, M., Saito, T., Rodina, M., Dzyuba, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cryopreservation+of+early+stage+Siberian+sturgeon+Acipenser+baerii+germ+cells,+comparison+of+whole+tissue+and+dissociated+cells.">Cryopreservation of early stage Siberian sturgeon Acipenser baerii germ cells, comparison of whole tissue and dissociated cells.</a> Cryobiology. 72, 119-122 (2016).</li><li>Lee, S., Iwasaki, Y., Shikina, S., Yoshizaki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+functional+eggs+and+sperm+from+cryopreserved+whole+testes.">Generation of functional eggs and sperm from cryopreserved whole testes.</a> Proc. Nati. Acad. Sci. USA. 110 (5), 1640-1645 (2013).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Bu çalışmanın temel amacı iğne adapte kuş ve memeli türleri10,11,12 ' ye balık testis (Zebra balığı bir model olarak dondurma için geliştirilen hızlı soğutma yordamı dalmış oldu organizma). Zebra balığı genetik kaynakları dondurma ile ilgili önceki çalışmaların en öncelikle Zebra balığı sperm2,3,4dondurm...

Bilim ve biyoteknoloji yeni eğilimler fareler, Drosophila, Zebra balığı ve canlılar arasında Biyomedikal ve diğer Bilimler1kullanılan diğer türler yeni mutant satırları binlerce yaratılmasına yol açmıştır. Yeni teknolojiler geliştirdi ve kullanılabilir hale gelir, Ayrıca, mutant satırların numaralarını giderek2artar. Bu genetik kaynakları kolonileri damızlık tutmanın ortak uygulamalar ötesinde bir güvenli depolama için gerekliliğini yol açar. Belirsiz bir süre için genetik kaynaklarının güvenli depolama sağlayan bir yöntem olarak olarak üreme sezonu, uzantısı broodstock sürekli bakım gereksinimini kaçınmanızı sağlar ve daha fazla maliyet - dondurma birçok avantaj sunar ve emek verimli2.
Geçtiğimiz birkaç yıl2,3,4 sırasında geliştirilen sperm dondurma protokollerde Zebra balığı erkek genetik materyal başarılı Muhafazası için fırsat sunuyoruz. Ancak, yumurta veya balık embriyo dondurma henüz onların karmaşık yapısı ve sarısı malzeme büyük miktarda nedeniyle mümkün değildir. Son zamanlarda, primordial germ hücreleri (PGCs) veya spermatogonial (SSCs) kök hücre nakli pratiği fonksiyonel sperm ve yumurta nakli5sonra geliştirerek bu bariyer için yan yol sunmaktadır. Bu nedenle, dondurma SSCs, nadir ve değerli genetik kaynakların korunması yeni bir sınır sağlar.
Dondurma pek çok avantajları sunuyor olsa bile, yavaş hızı dondurma işlemi hücre hasarı2' ye neden olabilir birkaç koşulları oluşturur. Bu hücre içi ve hücre dışı buz oluşumu, dehidratasyon, cryoprotectant toksisite ve diğerleri içerir. Hücre içi buz hücreleri zarar, hücre dışı buz hücrelerden su Difüzyon sırasında yavaş kuru buz gibi su kaybı6için neden olabilir iken mekanik hücreleri, kırma için neden olabilir. Son zamanlarda, Vitrifiye buz oluşumu olumsuz etkilerini önleyen bir teknik olarak balık gamet7,8,9dondurma uygulanmıştır. Bir ultra hızlı soğutma tekniği ile iç ve dış ortam buz7,10crystalizing olmadan amorf/cam gibi bir duruma çevirmek sunar. Testis ve Yumurtalık dokusunun başarılı vitrifikasyon böylece uygulama için olanaklar balık de açılış kuş ve memeli türleri10,11,12' kanıtlandığı.
Bu çalışmada, biz iğne batırılır Vitrifiye (NIV) yordamı tüm Zebra balığı testis dondurma için mevcut. Zebra balığı aşamasındaki germ hücreleri kirlenme ve nispeten yüksek miktarda aşamasındaki germ hücreleri düşük varlığı diğer hücreleri, özellikle sperm hücreleri ile verimleri bir dondurma işlemi olmadan yalıtım için güvenilir bir yöntem gösterilmektedir. Bizim bilgi en iyi şekilde, bu ultra hızlı soğutma balık Gonad doku ve Zebra balığı germline hücreleri için detaylı bir görüntülenmeyecektir protokol göstermek için ilk çalışmadır. Ayrıca, tekrarlanabilirlik yönteminin beş farklı Zebra balığı suşları içinde gösterilmiştir: AB vahşi türü, casper (roy- / -; sedef- / -), leopard (leot1/t1), vasa [Tg (vas::eGFP)] ve Wilms tümörü [Tg (wt1b::eGFP 1)] transgenik hattı.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="948">
	<tbody>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:232px;">Leibovitz media (L-15)</td>
			<td style="width:220px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:200px;">L1518</td>
			<td style="width:296px;">Supplemented with L-glutamine</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:232px;">Fetal bovine serum (FBS)</td>
			<td style="width:220px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:200px;">F9665</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:232px;">Tricaine methanesulfonate (MS-222)</td>
			<td style="width:220px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td>E10521</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:232px;">HEPES</td>
			<td style="width:220px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:200px;">H3375</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="19">
			<td height="19" style="height:19px;width:232px;">Sucrose</td>
			<td style="width:220px;">Acros Organics</td>
			<td>57-50-1</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Trehalose</td>
			<td style="width:220px;">Acros Organics</td>
			<td>99-20-7</td>
			<td style="width:296px;">Dihydrate</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Methanol</td>
			<td style="width:220px;">Reanal</td>
			<td style="width:200px;">20740-0-08-65</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Propylene glycol</td>
			<td style="width:220px;">Reanal</td>
			<td style="width:200px;">08860-1-08-65</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Dimethyl sulfoxide</td>
			<td style="width:220px;">Reanal</td>
			<td style="width:200px;">00190-1-01-65</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Collagenase</td>
			<td style="width:220px;">Gibco</td>
			<td style="width:200px;">9001-12-1</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Trypsin</td>
			<td style="width:220px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:200px;">T8003</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:232px;">DNase I</td>
			<td style="width:220px;">Panreac AppliChem</td>
			<td style="width:200px;">A3778</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Trypan blue</td>
			<td style="width:220px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:200px;">T6146</td>
			<td style="width:296px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:232px;">Phospate buffered saline (PBS)</td>
			<td style="width:220px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td>P4417</td>
			<td>Tablets for preparation of 200 ml PBS solution</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

cryopreservation of zebrafish spermatogonia by whole testes needle immersed ultra-rapid cooling

Böylece kolonileri damızlık tutmanın ortak uygulamalar dışında genetik kaynaklarının güvenli depolama için yeni yöntemler için gerekliliğini önde gelen model organizmalar yeni satırları binlerce kurulması için bilim ve biyoteknoloji mevcut eğilimler yol. Bu çalışmanın temel amacı iğne adapte Vitrifiye (NIV) yordamı tüm Zebra balığı testis cryopreserve dalmış oldu. Özellikle nakli sonra erkek ve dişi gamet olgun beri dondurma bütün testisler tarafından aşamasındaki germ hücrelerinin NIV genetik kaynakları, Zebra balığı Muhafazası için olanaklar sunuyor. Testisler, iki cryoprotective medyada (1.5 M metanol ve 1,5 M propilen glikol; içeren denge çözüm ve Vitrifiye çözüm 3 M Dimetil sülfoksit ve 3 M propilen glikol içeren) equilibrated bir akupunktur iğnesi üzerinde pinned eksize ve sıvı azot içine daldı. Örnekleri bir dizi üç sonucu ısınma çözümleri ısındı. Bu teknik en önemli avantajları (1) sperm eksikliği aşağı akım manipülasyonlar; böylece kolaylaştırmak ısıtılan testis sindirim sonra vardır. (2) ultra hızlı sıvı nitrojen bu nedenle soğutma ve cryoprotectants, böylece onların toksisite azaltmak gerekli konsantrasyonu azaltarak en üst düzeye çıkarma en uygun maruz dokuların etkinleştirme soğutma; (3) birkaç testisler zaman uyumlu maruz kalma cryoprotectants ve sıvı azot; ve beş farklı Zebra balığı suşların % 50 üzerinde canlılık elde ederek (4) tekrarlanabilirlik gösterdi.

Ortalama olarak, aşamasındaki germ hücreleri tek taze Zebra balığı testislerden izole balığın büyüklüğüne bağlı olarak 40.000 ve 200.000 hücreler arasında değişmekteydi. Ne zaman tüm 5 suşları taze Zebra balığı testis sindirerek, erken germ hücreleri tek hücre hücre süspansiyonlar (Şekil 2) mevcut değildi. Aşamasındaki germ hücreleri çok sayıda sperm hücreleri de bulundu. Öte yandan, cryopreserved testis sindirim sonra ?...

Watch this Scientific Journal Video about Cryopreservation of Zebrafish Spermatogonia by Whole Testes Needle Immersed Ultra-Rapid Cooling at JoVE.com

Cryopreservation of Zebrafish Spermatogonia by Whole Testes Needle Immersed Ultra-Rapid Cooling

Zebra balığı Spermatogonia bütün testis iğne tarafından dondurma hızlı soğutma dalmış

Bu çalışmanın temel amacı iğne adapte Vitrifiye (NIV) yordamı tüm Zebra balığı testis cryopreserve dalmış oldu. Ayrıca, beş farklı Zebra balığı suşları yönteminde tekrarlanabilirlik test edildi.

Current trends in science and biotechnology lead to creation of thousands of new lines in model organisms thereby leading to the necessity for new methods ...

cryopreservation-zebrafish-spermatogonia-whole-testes-needle-immersed

Research

JoVE Journal

Biology

8.2K Görüntüleme.  Szent István University. Bu çalışmanın temel amacı iğne adapte Vitrifiye (NIV) yordamı tüm Zebra balığı testis cryopreserve dalmış oldu. Ayrıca, beş farklı Zebra balığı suşları yönteminde tekrarlanabilirlik test edildi.

Video: Cryopreservation of Zebrafish Spermatogonia by Whole Testes Needle Immersed Ultra-Rapid Cooling

Transplantation of Whole Kidney Marrow in Adult Zebrafish

Hematopoietic stem cells (HSC) are a rare population of pluripotent cells that maintain all the differentiated blood lineages throughout the life of an organism. The functional definition of a HSC is a transplanted cell that has the ability to reconstitute all the blood lineages of an irradiated recipient long term. This designation was established by decades of seminal work in mammalian systems. Using hematopoietic cell transplantation (HCT) and reverse genetic manipulations in the mouse, the underlying regulatory factors of HSC biology are beginning to be unveiled, but are still largely under-explored. Recently, the zebrafish has emerged as a powerful genetic model to study vertebrate hematopoiesis. Establishing HCT in zebrafish will allow scientists to utilize the large-scale genetic and chemical screening methodologies available in zebrafish to reveal novel mechanisms underlying HSC regulation. In this article, we demonstrate a method to perform HCT in adult zebrafish. We show the dissection and preparation of zebrafish whole kidney marrow, the site of adult hematopoiesis in the zebrafish, and the introduction of these donor cells into the circulation of irradiated recipient fish via intracardiac injection. Additionally, we describe the post-transplant care of fish in an "ICU" to increase their long-term health. In general, gentle care of the fish before, during, and after the transplant is critical to increase the number of fish that will survive more than one month following the procedure, which is essential for assessment of long term (&lt;3 month) engraftment. The experimental data used to establish this protocol will be published elsewhere. The establishment of this protocol will allow for the merger of large-scale zebrafish genetics and transplant biology.

In this article, we demonstrate a method to perform HCT in adult zebrafish.

Yetişkin Zebra balığı Tüm Böbrek İliği Nakli

Hematopoietic stem cells (HSC) are a rare population of pluripotent cells that maintain all the differentiated blood lineages throughout the life of an ...

Biyoloji

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. The protocol is a modified version of the standard in situ hybridization using alkaline phosphatase and substrates such as NBT/BCIP and Fast Red 1,2. This protocol utilizes standard digoxygenin and fluorescein labeled probes along with tyramide signal amplification (TSA) 3. The commercially available TSA kits allow flexible experimental design as fluorescence emission from green to far-red can be used in combination with various nuclear stains, such as propidium iodide, or fluorescence immunohistochemistry for proteins. TSA produces a reactive fluorescent substrate that quickly covalently binds to moieties, typically tyrosine residues, in the immediate vicinity of the labeled antisense riboprobe. The resulting staining patterns are high resolution in that subcellular localization of the mRNA can be observed using laser scanning confocal microscopy 3,4. One can observe nascent transcripts at the chromosomal loci, distinguish nuclear and cytoplasmic staining and visualize other patterns such as cortical localization of mRNA. Studies in Drosophila indicate that roughly 70% of mRNAs exhibit specific patterns of subcellular localization that frequently correlate with the function of the encoded protein 5. When combined with computer-aided reconstruction of 3D confocal datasets, our protocol allows the detailed analysis of mRNA distribution with sub-cellular resolution in whole vertebrate embryos.

Zebrafish Whole Mount High-Resolution Double Fluorescent In Situ Hybridization

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology. Here, we present a high-resolution double fluorescent in situ hybridization protocol for analyzing the precise expression pattern of a single gene and for determining the overlap of the expression domains of two genes. We include a propidium iodide nuclear counter-stain to highlight tissue organization.

Zebra balığı Tüm Dağı Yüksek Çözünürlüklü Çift Floresan Yerinde Hibridizasyon

Whole mount in situ hybridization is one of the most widely used techniques in developmental biology.  Here, we present a high-resolution double ...

Generating Chimeric Zebrafish Embryos by Transplantation

One of the most powerful tools used to gain insight into complex developmental processes is the analysis of chimeric embryos. A chimera is defined as an organism that contains cells from more than one animal; mosaics are one type of chimera in which cells from more than one genotype are mixed, usually wild-type and mutant. In the zebrafish, chimeras can be readily made by transplantation of cells from a donor embryo into a host embryo at the appropriate embryonic stage. Labeled donor cells are generated by injection of a lineage marker, such as a fluorescent dye, into the one-cell stage embryo. Labeled donor cells are removed from donor embryos and introduced into unlabeled host embryos using an oil-controlled glass pipette mounted on either a compound or dissecting microscope. Donor cells can in some cases be targeted to a specific region or tissue of the developing blastula or gastrula stage host embryo by choosing a transplantation site in the host embryo based on well-established fate maps.

A step-by-step guide to generating targeted chimeric zebrafish embryos by transplantation at the blastula or gastrula stage.

Transplantasyon Kimerik Zebra balığı Embriyolar Yaratma

One of the most powerful tools used to gain insight into complex developmental processes is the analysis of chimeric embryos. A chimera is defined as an ...

A High-Throughput Method For Zebrafish Sperm Cryopreservation and In Vitro Fertilization

This is a method for zebrafish sperm cryopreservation that is an adaptation of the Harvey method (Harvey et al., 1982).  We have introduced two changes to the original protocol that both streamline the procedure and increase sample uniformity.  First, we normalize all sperm volumes using freezing media that does not contain the cryoprotectant. Second, cryopreserved sperm are stored in cryovials instead of capillary tubes.  The rates of sperm freezing and thawing (&delta;&deg;C/time) are probably the two most critical variables to control in this procedure.  For this reason, do not substitute different tubes for those specified.  Working in teams of 2 it is possible to freeze the sperm of 100 males per team in ~2 hrs.  Sperm cryopreserved using this protocol has an average of 25% fertility (measured as the number of viable embryos generated in an in vitro fertilization divided by the total number of eggs fertilized) and this percent fertility is stable over many years.

A High-Throughput Method For Zebrafish Sperm Cryopreservation and In Vitro Fertilization

This is a high-throughput sperm cryopreservation protocol for zebrafish. Sperm cryopreserved using this protocol has an average of 25% fertility in subsequent vitro fertilization and is stable over many years.

Zebra balığı sperm Kriyoprezervasyon için bir Yüksek Verim Yöntem ve In Vitro Gübreleme

This is a method for zebrafish sperm cryopreservation that is an adaptation of the Harvey method (Harvey et al., 1982).  We have introduced two changes to ...

Making Gynogenetic Diploid Zebrafish by Early Pressure

Heterozygosity in diploid eukaryotes often makes genetic studies cumbersome. Methods that produce viable homozygous diploid offspring directly from heterozygous females allow F1 mutagenized females to be screened directly for deleterious mutations in an accelerated forward genetic screen. Streisinger et al.1,2 described methods for making gynogenetic (homozygous) diploid zebrafish by activating zebrafish eggs with ultraviolet light-inactivated sperm and preventing either the second meiotic or the first zygotic cell division using physical treatments (heat or pressure) that deploymerize microtubules. The "early pressure" (EP) method blocks the meiosis II, which occurs shortly after fertilization. The EP method produces a high percentage of viable embryos that can develop to fertile adults of either sex. The method generates embryos that are homozygous at all loci except those that were separated from their centromere by recombination during meiosis I. Homozygous mutations are detected in EP clutches at between 50% for centromeric loci and less than 1% for telomeric loci. This method is reproduced verbatim from the Zebrafish Book3.

This is a method for generating gynogenetic diploid zebrafish embryos (embryos whose only genetic contribution comes from the mother) by blocking the second meiotic division immediately after fertilization with ultraviolet light-inactivated sperm. EP embryos are not fully homozygous due to recombination during the first meiotic division, however they are homozygous at all loci that have not been separated from their centromere by recombination.

Erken Basınç Gynogenetic Diployid Zebra balığı

Heterozygosity in diploid eukaryotes often makes genetic studies cumbersome. Methods that produce viable homozygous diploid offspring directly from ...

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline interactions. Testes are typically isolated from adult males 0-3 days after eclosion from the pupal case. The testes of wild-type flies are easily distinguished from other tissues because they are yellow, but the testes of white mutant flies, a common genetic background for laboratory experiments are similar in both shape and color to the fly gut. Performing dissection on a glass microscope slide with a black background makes identifying the testes considerably easier. Testes are removed from the flies using dissecting needles. Compared to protocols that use forceps for testes dissection, our method is far quicker, allowing a well-practiced individual to dissect testes from 200-300 wild-type flies per hour, yielding 400-600 testes. Testes from white flies or from mutants that reduce testes size are harder to dissect and typically yield 200-400 testes per hour.

Isolation of Drosophila melanogaster Testes

Drosophila melanogaster testes can be rapidly and efficiently isolated from adult males using dissecting needles. With practice, one can readily isolate in one or two days an amount of testes sufficient for the analysis of DNA or RNA by high throughput sequencing or more traditional molecular biology methods or of protein for antibody- or enzyme-based assays.

İzolasyonu Drosophila melanogaster Testisler

The testes of Drosophila melanogaster provide an important model for the study of stem cell maintenance and differentiation, meiosis, and soma-germline ...

Cryopreservation of Mouse Embryos by Ethylene Glycol-Based Vitrification

Cryopreservation of mouse embryos is a technological basis that supports biomedical sciences, because many strains of mice have been produced by genetic modifications and the number is consistently increasing year by year. Its technical development started with slow freezing methods in the 1970s1, then followed by vitrification methods developed in the late 1980s2. Generally, the latter technique is advantageous in its quickness, simplicity, and high survivability of recovered embryos. However, the cryoprotectants contained are highly toxic and may affect subsequent embryo development. Therefore, the technique was not applicable to certain strains of mice, even when the solutions are cooled to 4&deg;C to mitigate the toxic effect during embryo handling. At the RIKEN BioResource Center, more than 5000 mouse strains with different genetic backgrounds and phenotypes are maintained3, and therefore we have optimized a vitrification technique with which we can cryopreserve embryos from many different strains of mice, with the benefits of high embryo survival after vitrifying and thawing (or liquefying, more precisely) at the ambient temperature4.
Here, we present a vitrification method for mouse embryos that has been successfully used at our center. The cryopreservation solution contains ethylene glycol instead of DMSO to minimize the toxicity to embryos5. It also contains Ficoll and sucrose for prevention of devitrification and osmotic adjustment, respectively. Embryos can be handled at room temperature and transferred into liquid nitrogen within 5 min. Because the original method was optimized for plastic straws as containers, we have slightly modified the protocol for cryotubes, which are more easily accessible in laboratories and more resistant to physical damages. We also describe the procedure of thawing vitrified embryos in detail because it is a critical step for efficient recovery of live mice. These methodologies would be helpful to researchers and technicians who need preservation of mouse strains for later use in a safe and cost-effective manner.

An ethylene glycol-based vitrification method for mouse embryos is described. It is advantageous to other methods in its simplicity and low embryonic toxicity, and therefore can be broadly applicable to many strains of mice, including inbred and gene-modified mice.

Etilen Glikol Tabanlı Vitrifikasyon Fare Embriyolar Kriyoprezervasyon

Cryopreservation of mouse embryos is a technological basis that supports biomedical sciences, because many strains of mice have been produced by genetic ...

Harvesting and Cryo-cooling Crystals of Membrane Proteins Grown in Lipidic Mesophases for Structure Determination by Macromolecular Crystallography

An important route to understanding how proteins function at a mechanistic level is to have the structure of the target protein available, ideally at atomic resolution. Presently, there is only one way to capture such information as applied to integral membrane proteins (Figure 1), and the complexes they form, and that method is macromolecular X-ray crystallography (MX). To do MX diffraction quality crystals are needed which, in the case of membrane proteins, do not form readily. A method for crystallizing membrane proteins that involves the use of lipidic mesophases, specifically the cubic and sponge phases1-5, has gained considerable attention of late due to the successes it has had in the G protein-coupled receptor field6-21 (<a href="http://www.mpdb.tcd.ie" target="_blank">www.mpdb.tcd.ie</a>). However, the method, henceforth referred to as the in meso or lipidic cubic phase method, comes with its own technical challenges. These arise, in part, due to the generally viscous and sticky nature of the lipidic mesophase in which the crystals, which are often micro-crystals, grow. Manipulating crystals becomes difficult as a result and particularly so during harvesting22,23. Problems arise too at the step that precedes harvesting which requires that the glass sandwich plates in which the crystals grow (Figure 2)24,25 are opened to expose the mesophase bolus, and the crystals therein, for harvesting, cryo-cooling and eventual X-ray diffraction data collection.
The cubic and sponge mesophase variants (Figure 3) from which crystals must be harvested have profoundly different rheologies4,26. The cubic phase is viscous and sticky akin to a thick toothpaste. By contrast, the sponge phase is more fluid with a distinct tendency to flow. Accordingly, different approaches for opening crystallization wells containing crystals growing in the cubic and the sponge phase are called for as indeed different methods are required for harvesting crystals from the two mesophase types. Protocols for doing just that have been refined and implemented in the Membrane Structural and Functional Biology (MS&amp;FB) Group, and are described in detail in this JoVE article (Figure 4). Examples are given of situations where crystals are successfully harvested and cryo-cooled. We also provide examples of cases where problems arise that lead to the irretrievable loss of crystals and describe how these problems can be avoided. In this article the Viewer is provided with step-by-step instructions for opening glass sandwich crystallization wells, for harvesting and for cryo-cooling crystals of membrane proteins growing in cubic and in sponge phases.

Herein is described procedures implemented in the Caffrey Membrane Structural and Functional Biology Group to harvest and cryo-cool membrane protein crystals grown in lipidic cubic and sponge phases for use in structure determination using macromolecular X-ray crystallography.

Makromoleküler Kristalografi tarafından Yapı Tayini için lipidik Mesophases Yetiştirilen Membran Proteinlerinin Hasat ve Cryo-soğutma Kristaller

An important route to understanding how proteins function at a mechanistic level is to have the structure of the target protein available, ideally at ...

Imaging Centrosomes in Fly Testes

Centrosomes are conserved microtubule-based organelles whose structure and function change dramatically throughout the cell cycle and cell differentiation. Centrosomes are essential to determine the cell division axis during mitosis and to nucleate cilia during interphase. The identity of the proteins that mediate these dynamic changes remains only partially known, and the function of many of the proteins that have been implicated in these processes is still rudimentary. Recent work has shown that Drosophila spermatogenesis provides a powerful system to identify new proteins critical for centrosome function and formation as well as to gain insight into the particular function of known players in centrosome-related processes. Drosophila is an established genetic model organism where mutants in centrosomal genes can be readily obtained and easily analyzed. Furthermore, recent advances in the sensitivity and resolution of light microscopy and the development of robust genetically tagged centrosomal markers have transformed the ability to use Drosophila testes as a simple and accessible model system to study centrosomes. This paper describes the use of genetically-tagged centrosomal markers to perform genetic screens for new centrosomal mutants and to gain insight into the specific function of newly identified genes.

Imaging of centrosomal proteins during Drosophila spermatogenesis is a powerful method to identify new proteins critical for centrosome biology as well as to elucidate the particular function of known players in this process.

Fly Testislerin görüntüleme centrosomes

Centrosomes are conserved microtubule-based organelles whose structure and function change dramatically throughout the cell cycle and cell ...

Analysis of Apoptosis in Zebrafish Embryos by Whole-mount Immunofluorescence to Detect Activated Caspase 3

Whole-mount immunofluorescence to detect activated Caspase 3 (Casp3 assay) is useful to identify cells undergoing either intrinsic or extrinsic apoptosis in zebrafish embryos. The whole-mount analysis provides spatial information in regard to tissue specificity of apoptosing cells, although sectioning and/or colabeling is ultimately required to pinpoint the exact cell types undergoing apoptosis. The whole-mount Casp3 assay is optimized for analysis of fixed embryos between the 4-cell stage and 32 hr-post-fertilization and is useful for a number of applications, including analysis of zebrafish mutants and morphants, overexpression of mutant and wild-type mRNAs, and exposure to chemicals. Compared to acridine orange staining, which can identify apoptotic cells in live embryos in a matter of hours, Casp3 and TUNEL assays take considerably longer to complete (2-4 days). However, because of the dynamic nature of apoptotic cell formation and clearance, analysis of fixed embryos ensures accurate comparison of apoptotic cells across multiple samples at specific time points. We have also found the Casp3 assay to be superior to analysis of apoptotic cells by the whole-mount TUNEL assay in regard to cost and reliability. Overall, the Casp3 assay represents a robust, highly reproducible assay in which to analyze apoptotic cells in early zebrafish embryos.

Certain genetic perturbations or exposure to toxins can disrupt normal developmental processes leading to death of specific cell types. The analysis of activated Caspase 3 by whole-mount immunofluorescence in zebrafish embryos reveals stage- and tissue-specific localization of cells specifically undergoing apoptosis.

Aktif Kaspaz 3 Algılama Tüm montaj immünofloresans tarafından Zebra balığı Embriyolar Apaptozun Analizi

Whole-mount immunofluorescence to detect activated Caspase 3 (Casp3 assay) is useful to identify cells undergoing either intrinsic or extrinsic apoptosis ...