Biz ö Ashton, V. Barkley, K. Beimfohr, F. Bojorquez, J. Cantrell, G. Castro, R. Christensen, J. Fearn, C. Jara, ö. Meade, G. Owens, L. Rodarte, ö. Sieglaff, A. Sonoqui, M. Stefanek, B. Stuart, J. Trejo, A. Slade ve E. Yescas teknik yardım için teşekkür ederim. Arizona pamuk yetiştiricileri Derneği, pamuk kısmi destek USDA tarımsal araştırma Servisi, USDA Ulusal Enstitüsü gıda ve tarım uzantısı IPM Programı ve haşere yönetimi alternatifleri özel projeler, Cotton Incorporated, tarafından sağlanan Vakıflar, USDA düşünüyorsunuz, NAPIAP (Batı Bölgesi) ve Batı bölgesini IPM özel projeler.

Not: aşağıda açıklanan teknikleri kısmi yaşam tabloları üretilmesi veya ölüm yetişkin etap açıkça içermediği için kabul edilir. Yumurta mortalite yetişkin sahneye incelediği için terim kohort nesile eşdeğerdir.
 1. kurmak alan siteleri <ol><li>kuralları yaşam tabloları böcekler mevcut olduğunda bitki büyüme sırasında herhangi bir zamanda. Seçtiğiniz zaman çalışmaları başlatmak bir amaç ve hedefleri araştırma bağlıdır.</li>
	<li>Kırpma kenar araziler veya ekilmemiş alanları çevreleyen gelen etkileri en aza indirmek için arsa merkezine yakın iki satırı seçin. Her satır bir tel bayrak veya ürün büyük kurtuluşun kolay tehcir kolaylaştırmak için tahta bir kazık ile baş işareti.</li>
	<li>3-4 m arsa kenarından paralel satıra gidin. Yumurta tabur ve ikinci perisi tabur kurmak için kurmak için bir satır kullanmak</li></ol> 2. Yumurta tabur kurmak <ol><li>8 X el objektif bir kullanım için yeni pamuk bitkisinin (genellikle ikinci veya üçüncü düğümden üst) ana kök en üstündeki yaprakların alt kısmında koydu yumurta aramak için. 
	Not: B. tabaci hayat aşamalarında genellikle dikey olarak bitki ve giderek büyük nimf aşamaları aşağıdaki en üstündeki yumurta ile bitki gölgelik içinde dağıtılır. Bu 1 st INSTAR perileri yumurta olarak aynı yaprak üzerine yerleşmek ve büyüdükçe bitki yaprakları ilk oviposition site yukarıda ekler nedeniyle oluşur.
	Taze yumurta gözlemlemek ve böcek işaretlemek için 8 x lens kullanmadan önce kimlik doğrulamak için <ol><li>kullanımı daha yüksek güç 15 X objektif. Taze yumurta mercek altında parlak beyaz rengi var ve büyük (şekil 1A ve 1B) olan yumurta göze çarpıyor. Yumurta gibi onlar olgun tannish bir renge darken.</li>
	</ol></li> <li>Yumurta etrafında küçük bir daire çizmek için toksik olmayan, ultra fine punto siyah kalıcı bir kalem kullanın. Bir erkek başka bir yumurta daha sonra daire içinde döşeme olasılığını en aza indirmek için yeterince daire küçük çizmek.
	<ol><li>Bir delik veya yuvası 8 X el lens tarafındaki bir demir testeresi veya kalem takılı ve lens aracılığıyla çizim yaparken görüntülendi bit matkap ( şekil 2A) ile kesti.</li>
	</ol></li> <li>Aynı yaprak bu işlemi yineleyin, mümkünse, diğer yumurtaları işaretlemek için en fazla dört olmak üzere toplam işaretleme bir tek yaprak ve yaprak sektör başına birden fazla yumurta yumurta. Pamuk için yaprak üç büyük yaprak damarları ( şekil 3) tarafından dört bölgeye bölünmüştür.</li>
	<li>Küçük bir hafif karton etiket işaretli egg(s) içeren yaprak petiole etrafında kravat. Etiket sayısı ve deneysel tasarım ( şekil 2B) göre arsa veya tedavi numarasını için Gösterim içerir.</li>
	<li>1 m uzun boyu işaretleme bant bitki en üstündeki ana kök etrafında kravat. Kaseti kolayca tekrarlanan ziyaretler için bu konum alanında görünür durumda tutmak için gereken taşındı bir yay tarzı kravat kullanın.</li>
	<li>Kayıt yaprak sayısı ve konumsal bilgi üstünde bir taşınabilir analog veya elektronik defter (Tablo 1). Konum bilgileri daha iyi not konuma (örneğin, 1-1, 1-2, 1-4 yumurta 1, 2 ve 4 yaprak #1 tarihinde sektörlerde belirtmek) yaprak sektörlerinin kullanır.</li>
	<li>Her kohort tek bir günde kurmak. 
	Not: Bir kohort belirli bir komplo içinde en az 50 yumurta toplam oluşur.
	<ol><li>Daha iyi kohort üyeleri dağıtmak için bitki başına birden fazla yaprak kullanın. 
		Not: böcek yoğunluğu bağlı olarak, bu her yerde 3-4 yumurta ile 13 yaprakları üzerinden oluşturan veya her bir yumurta ile 50 bırakır. Bireysel bitkiler işaretli yaprakları kadar mümkün olduğunca satır boyunca dağıtmak için kazazedelerin kampında kalırlar.</li>
	</ol></li></ol> 3. Su perisi tabur kurmak <ol><li>8 X 1 st yeni yerleşmiş açmak için el objektif hakkında perileri yaprakların alt kısmında biçim kullanımı pamuk bitkisinin ana kök tepesinden aşağı 3-5 yaprakları. 15 X objektif lens 8 X kullanarak işaretleme önce kimlik doğrulamak için kullanın.</li>
	<li>Perisi etrafında küçük bir daire çizmek için toksik olmayan, ultra fine punto siyah kalıcı bir kalem kullanın. Daire yeterince bir tarayıcı daha sonra daire içinde yerleşme olasılığını en aza indirmek için küçük çizmek. 
	Not: Yeni taranmış 1 st INSTAR perileri santimetre birkaç yumurta yumurtadan sonra ilk birkaç saat sırasında taşıyabilirsiniz Damper denir. Sonra BT &#34; yerleşir &#34; nerede yem ve tüy dökme yetişkin çıkar kadar hiç tekrar hareket ettirmeden bir site üzerine. Bunlar 1 st INSTAR perileri ( şekil 1 c) gezginlerinin ayırt edici yerleşti. İlk olarak, onlar are hareketsiz ve ikinci, onlar daha 2 boyutlu ve sıkı yatıyordu ve düz yaprak üzerinde ve biraz daha saydam bir kehribar rengi.
	<ol><li>Bir delik veya yuvası 8 X el lens tarafındaki bir demir testeresi veya kalem takılı ve lens aracılığıyla çizim yaparken görüntülendi bit matkap ( şekil 2A) ile kesti.</li>
	</ol></li> <li>Fazla dört perileri üzerindeki tek yaprak ve yaprak kesim başına birden fazla su perisi işaretleme diğer perileri işaretlemek için mümkünse, aynı yaprak, bu işlemi yineleyin. Pamuk için yaprak üç büyük yaprak damarları ( şekil 3) tarafından dört bölgeye bölünmüştür.</li>
	<li>Küçük bir hafif karton etiket işaretli perisi içeren yaprak petiole etrafında kravat. Etiket sayısı ve deneysel tasarım ( şekil 2B) göre arsa veya tedavi numarasını için Gösterim içerir.</li>
	<li>1 m uzun boyu işaretleme bant bitki en üstündeki ana kök etrafında kravat. Kaseti kolayca tekrarlanan ziyaretler için bu konum alanında görünür durumda tutmak için gereken taşındı bir yay tarzı kravat kullanın.</li>
	<li>Kayıt yaprak sayısı ve konumsal bilgi üstünde bir taşınabilir analog veya elektronik defter (Tablo 1). Konum bilgileri daha iyi not konuma (örneğin, 1-1, 1-2, 1-4 1, 2 ve 4 yaprak #1 tarihinde sektörlerde perileri göstermek) yaprak sektörlerinin kullanır.</li>
	1 st biçim perileri ve değil Damper işaretlenir, emin olmak için <li>işaretli her yaprak için geri dönüp işaretli böcek yaklaşık 1-2 h sonra ilk kurulum gözlemlemek. İn yatacak yerleşmiş perileri gerekli olabilir.</li>
	<li>Kurmak her kohort tek bir günde. 
	Not: Bir kohort belirli bir komplo içinde en az 50 perileri toplam oluşur. Birden fazla yaprak bitki daha iyi kohort üyeleri dağıtmak için kullanılır. Bağlı olarak böcek yoğunluğu, bu herhangi bir yerde 3-4 perileri ile 13 yaprakları üzerinden oluşturan veya bir su perisi ile her 50 bırakır. Bireysel bitkiler işaretli yaprakları kadar mümkün olduğunca satır boyunca dağıtmak için seçilir. 1 st INSTAR Paletli sahne nedeniyle 2 iletişim kuralında işaretlenmiş yumurta sonra perisi takip edilmektedir aynı böcekler değildirs. böylece, hiçbir Paletli mortalite ölçülür ve yumurta ve su perisi tabur genellikle aynı gün kurulan çünkü zamanında biraz hayat tablo tutarsız. Mortalite ihmal edilebilir düzeydedir ve aslında göz ardı 30-ebilmek var olmak araştırma Gezgin göstermiştir.</li>
</ol> 4. Gözlem ve kayıt yumurta kapağı ve ölüm <ol><li>8-10 d sonra (28-32 ° C; ortalama Arizona yaz koşullar) sonra yumurta kohort kurulması, işaretli yumurta içeren yaprakları toplamak ve gözlem altında için laboratuvara dönmek bir diseksiyon mikroskop. Yumurta mortalite ve alanında mortalite nedenleri açıkça değerlendirmek için çok küçük.</li>
	<li>Belirlemek için yumurta ölüm nedenleri ve kayıt başlatılan kohort kurulması (Tablo 1) not defterinde. 
	Not: Ölüm dislodgement, avlanma veya inviability karakterizedir. Dislodgement: yumurta hava olayları nedeniyle (rüzgar, üfleme toz, yağmur) eksik veya avlanma çiğneme. Avlanma: emme yırtıcı bir daraltılmış koryon ( şekil 4 K) bırakın. Taranmış yumurta daraltılmış görünebilir, ama orada-ecek var olmak içinde yumurta koryon dikey bir yarık. Bu yarık için bakmak için mikroskop altında yaprak üzerinde koryon Tease minuten PIN kullanın. İnviability: yumurta 8-10 d noktadan sonra yumurtadan başarısız ve koyu kahverengi renk vardır. Arizona altında yaz koşullarda (28-32 ° C) normalde 5-7 gün içinde yumurtadan. Bu diğer bölgelerinde farklı olabilir ve ayarlar alanından koleksiyon zamanında gerekli olabilir.</li>
</ol> 5. Gözlem ve nimf geliştirme kayıt ve ölüm <ol><li>bir kohort kurulması sonra iki gün için kullanmak bir 15 X lens perileri gelişimi değerlendirmek ve eğer ölü ölüm nedeni atamak için. En az haftada üç kez (her gün) gözlemler yapmak.
	<ol><li>Kullan göreli boyutu ( şekil 1 c -G) ve zaman biçim değerlendirmek için kuruluş sonra. 
		Not: Dört nimf instars vardır ve her biri yaklaşık 2 d süren ilk üç aşamalı ve 3-5 d süren son aşaması ile Arizona yaz koşulları (28-32 ° C) altında hızlı gelişmedir (Toplam nimf geliştirme 2 wk veya daha az). Yeni gözlemciler INSTAR boyutları laboratuvar veya sera ilgi ana bitki üzerinde yetiştirilen böcekler gözlemleyerek öğrenmelidir. Göreli birimin genel vücut büyüklüğüne göre bacteriosomes (whitefly ortakyaşam barındıran organları) karın nimf biçim, yararlı bir göstergedir ( şekil 1 c -G). Yeni molted perileri çok düz ve yarı saydam. Perileri tüy dökme hazır daha abartılı, profilde kubbeli ve görünüşte opak.</li>
		<li>Belirlemek için perileri ölüm nedenleri ve kayıt başlatılan kohort kurulması (Tablo 1) not defterinde. 
		Not: Ölüm dislodgement, parazitizm, avlanma veya bilinmeyen biçim ( şekil 4) bağlı olarak karakterizedir. Dislodgement: herhangi bir sahne alanı'nın perileri hava olayları nedeniyle (rüzgar, üfleme toz, yağmur) eksik veya avlanma çiğneme. Yerinden çıkar perileri aşaması ölü ve canlı perileri sahne ortalama bir verilen gözlem tarihte tahmin ediyoruz. Asalaklıktan: sadece gözlemlenebilir 4 th biçim perileri. Eşleştirilmiş sarımsı bacterisomes gelişmekte olan parasitoid larva ( şekil 4A); tarafından zorla göç ettirilmiş larva bazen görülebilir ( şekil 4 c) aşamasıdır. Kendine özgü parasitoid pupa aşamasıdır ve cins belirli ( şekil 4B , 4 D). Avlanma: perisi içeriğini tahliye yırtıcı emme ve daraltılmış bir kadavra bırakın ( şekil 4 g -4i '). Nadiren, çiğneme yırtıcı bir kanıt ( şekil 4J) bırakabilir. Bilinmeyen: Yukarıdaki nedenlerden birine isnat edilemez ölüm. Nemli ortamlarda, mantar hastalığı ölüm ek bir sebebi olabilir. Bu kategori parasitoid ana besleme tarafından öldürüldü perileri de içerebilir. Hayatta perileri ortaya exuviae ( şekil 1 H) kendine özgü bir t şeklinde yuvası bırakarak yetişkin olarak</li></ol></li> <li>kaydetmemin geliştirme aşaması (canlı) ve ölüm ve kohort başlatılan defter aşamasında neden kuruluş (Tablo 1).</li>
	Bir kez bir tek yaprak üzerinde gözlenen perileri de <li>ölen ya da yetişkin bir whitefly ortaya çıkan yaprak toplamak ve laboratuvara dönmek. Diseksiyon mikroskop yüksek büyütme alanında kaydetti ölüm nedeninin doğru olduğunu doğrulayın ve herhangi bir düzeltme yapmak için kullanın. 
	Not: Her yerinden olmayan ölü böcek tipik iki haftalık gözlem dönemde yaprak üzerinde kalır ve bu yüzden bazı doğrulamaları değil mümkün olacaktır.</li>
</ol> 6. Veri özeti ve analizler <ol><li>Danışma kaynakları verileri tablodan hayat inşa yardımcı olmak için toplanan 2 , 8 , 11 , 31. Bir örnek yaşam tablosu tablo 2 gösterilmektedir. 
	Not: Sağlam hayat tablo analizleri zaman ve/veya farklı siteler yürütülen birden çok bağımsız yaşam tablo gerektirir. Multivoltine böcek gibi B. tabaci için bu tek bir sezon ve/veya birden fazla mevsim ve siteleri boyunca birden çok hayat tablo olabilir.
	<ol><li>Tahmin gerçek ölüm (d x/l 0) müstenit belgili tanımlık sayı üretimi başında kurulan böceklerin. 
		Gerçek ölüm oranı = (d x/l 0) nerede d x sahne x sırasında ölen numarası ve l 0 böcekler sayısı üretimi başında. Bu ölüm oranları katkı ve d x toplamı toplam ölüm oranı (Tablo 2) üretimi için aşamaları tahminleri bitti.</li>
		<li>Böcek belirli sahne (Tablo 2) başında canlı sayısını temel alan bir sahne (q x) içinde belirgin ölüm tahmin ediyoruz. Sahne özgü q x veya faktör sahne özgü q x içinde tahmin ediyoruz. Bu oranları sadece bir sahne içinde katkı.</li>
		<li>Belirlemek marjinal mortalite formülü kullanarak: 
		M B d B = / (1-b A) M B ölüm faktör marjinal oranı B, d B faktörü B mortalite belirgin oranda nerede ve d A kul tüm ölüm faktörler B 13 , 32 (Tablo 3) faktör için özetlenebilir mortalite belirgin oranıdır. 
		Not: sesil böcekler gibi whiteflies ve birçok diğer böcekler için ölüm bir özel hayat sahne içinde birden çok nedenleri sıralı değildir. Bunun yerine contemporaneously davranırlar ve çok marjinal oranlarının tahmin doğru sahne özgü herhangi bir mortalite oranları 32 , 34 neden tahmin için gereklidir. Örneğin, bir parasitoid bir whitefly perisi saldırabilir. Parasitoid yumurta yumurtadan ve larvalar konak geliştirmek. Bu etkinlik, gözlemci için başlangıçta asemptomatik mu, ya da en büyük olasılıkla, ana bilgisayar böcek öldürmek ve ölüm sebebi olarak alacak. Ancak bazı durumlarda, bir avcı bu aynı perisi saldırabilir veya perisi avlanma veya dislodgement olarak ölüm nedeninin dikkat edilmesi gereken gözlemci önde gelen yaprak üzerinden yerinden. Marjinal ölüm bunun için düzeltir.
		<ol><li>K-değerleri 35 k olarak convert marjinal sahne özel oranları = - ln (1 - M), nereye ln doğal logaritma ve M faiz marjinal mortalite oranı. k değerlerdir katkı ve bu analizler daha da basitleştirir. k-değerleri orantılı mortalite oranları tarafından 1 - geri dönüştürülmüş olabilir e [-k].</li>
		</ol></li> <li>Tahmin olarak yeri doldurulamaz ölüm [1 - e (-TotalK)]-[1 - e (-{konuşmak - kvalue ben })]. 
		Not: Bu bir belirli ölüm faktör kaldırdıysanız həyata değil toplam kuşak ölüm kısmını verir. Örneğin, bir böcek ilacı sprey nedeniyle avlanma veya parazitizm kaldırdıysanız kuşak ne kadar ölüm kaybolmuş olabilir? Bu şekilde tahmini yeri doldurulamaz mortalite varsayar mortalite yok yoğunluğu bağımlılık olduğunu.</li>
		<li>Anahtar faktörler <ol><li>kullanmak basit grafik çözümlemesini herhangi bir sahne, ya da herhangi bir ölüm faktör (veya bir ölüm faktör bir sahne içinde) k-değeri çizilecek karşı toplam-K değer için bütün bir nesil (Toplam K tüm bireysel k-değerlerin toplamı =). 
			Not: En yakın desen toplam-k en iyi taklit eden mortalite en önemli unsur, en iyi kuşak mortalite 35 değişikliklere katkıda faktör faktördür. Bir daha nicel yöntemi k-belirtilen değerlerin her biri toplam-k geriler ve en önemli unsur olan en büyük eğim değeri 3 olarak tanımlar.</li>
		</ol></li> <li>Gerileme k-değerleri bağımsız olarak ölçülen böcek nüfus yoğunluğu (örneğin 13) doğal günlük faizi faktörlerin yoğunluğu bağımlılığı testi. Önemli bir pozitif eğim doğrudan yoğunluğu bağımlılık ve negatif eğim ters bağımlılık öneriyor. 
		Not: İlave yaşam tablo hakkında bilgilerle yetişkin hayatta kalma ve üreme, birçok ek parametreleri (örneğin, oluşturma süresi, net üreme oranı, anlık oranda artış, yaşam beklentisi verilen sahne, vb) ve analizleri (matrix modelleri ve esneklik analizleri 36 , 37 yaptı.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Deevey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+tables+for+natural+populations+of+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Quart.+Rev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Life tables for natural populations of animals.</a> Quart. Rev. Biol. 22, 283-314 (1947).</li>
<li>Southwood, T. R. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSouthwood%2C+TRE+%22Ecological+Methods%22">Ecological Methods</a>. , 2nd Ed, Chapman and Hall. (1978).</li>
<li>Podoler, H., Rogers, D. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/3853">A new method for the identification of key factors from life-table data.</a> J Anim Ecol. 44, 85-114 (1975).</li>
<li>Stiling, P. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/4926">Density-dependent processes and key factors in insect populations.</a> J Anim Ecol. 57, 581-593 (1988).</li>
<li>Cornell, H. V., Hawkins, B. A. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2462969">Survival patterns and mortality sources of herbivorous insects: some demographic trends.</a> Am Nat. 145, 563-593 (1995).</li>
<li>Morris, R. F. <a target="_blank" href="https://www.cambridge.org/core/journals/canadian-entomologist/article/the-interpretation-of-mortality-data-in-studies-on-population-dynamics1/E32F7C2D2471C976AF5880E8B22D37DB">The interpretation of mortality data in studies on population dynamics.</a> Can Entomol. 89, 49-69 (1957).</li>
<li>Morris, R. F. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/1929811">Single-factor analysis in population dynamics.</a> Ecology. 40, 580-588 (1959).</li>
<li>Varley, G. C., Gradwell, G. R., Hassell, M. P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVarley%2C+GC+%22Insect+Population+Ecology%3A+An+Analytical+Approach%22">Insect Population Ecology: An Analytical Approach</a>. , Blackwell Sci. Pub. London. 212(1973).</li>
<li>Southwood, T. R. E., Reader, P. M. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/3782">Population census data and key factor analysis for the viburnum whitefly, Aleurotrachelus jelinekii, on three bushes.</a> J Anim Ecol. 45, 313-325 (1976).</li>
<li>Royama, T. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2937325">Fundamental concepts and methodologies for the analysis of animal population dynamics, with particular reference to univoltine speices.</a> Ecol Monogr. 51, 473-493 (1981).</li>
<li>Carey, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+multiple+decrement+life+table%3A+a+unifying+framework+for+cause-of-death+analysis+in+ecology%5BTitle%5D)+AND+%22Oecologia%22%5BJournal%5D)">The multiple decrement life table: a unifying framework for cause-of-death analysis in ecology.</a> Oecologia. 78, 131-137 (1989).</li>
<li>Hawkins, B. A., Mills, N. J., Jervis, M. A., Price, P. W. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/3546654">Is the biological control of insects a natural phenomenon?</a> Oikos. 86, 493-506 (1999).</li>
<li>Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1570-7458.2005.00297.x/abstract">Mortality dynamics and population regulation in Bemisia tabaci.</a> Entomol Exp Appl. 116, 93-108 (2005).</li>
<li>Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S104996440900214X">The contribution of conservation biological control to integrated control of Bemisia tabaci in cotton.</a> Biol Control. 51, 458-470 (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Applied+Demography+for+Biologist%3A+With+Special+Emphasis+on+Insects%22">Applied Demography for Biologist: With Special Emphasis on Insects</a>. Carey, J. R. , Oxford, NY. (1993).</li>
<li>Dinsdale, A., Cook, L., Riginos, C., Buckley, Y. M., De Barro, P. <a target="_blank" href="http://www.bioone.org/doi/abs/10.1603/an09061">Refined global analysis of Bemisia tabaci (Hemiptera: Sternorrhyncha: Aleyrodoidea: Aleyrodidae) Mitochondrial cytochrome oxidase 1 to identify species level genetic boundaries.</a> Ann Entomol Soc Am. 103, 196-208 (2010).</li>
<li>Oliveira, M. R. V., Henneberry, T. J., Anderson, P. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0261219401001089">History, current status, and collaborative research projects for Bemisia tabaci.</a> Crop Protect. 20, 709-723 (2001).</li>
<li>Jones, D. R. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1023/A:1022846630513">Plant viruses transmitted by whiteflies.</a> Eur J Plant Pathol. 109, 195-219 (2003).</li>
<li>United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Sticky+Cotton+-+Causes%2C+Impacts+and+Prevention%22">Sticky Cotton - Causes, Impacts and Prevention</a>. Hequet, E. F., Henneberry, T. J., Nichols, R. L. , Technical Bulletin No. 1915 (2007).</li>
<li>Palumbo, J. C., Horowitz, A. R., Prabhaker, N. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S026121940100117X">Insecticidal control and resistance management for Bemisia tabaci.</a> Crop Protect. 20, 739-765 (2001).</li>
<li>Horowitz, A. R., Kontsedalov, S., Khasdan, V., Ishaaya, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biotypes+B+and+Q+of+Bemisia+tabaci+and+their+relevance+to+neonicotinoid+and+pyriproxyfen+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Insect+Biochem+Physiol%22%5BJournal%5D)">Biotypes B and Q of Bemisia tabaci and their relevance to neonicotinoid and pyriproxyfen resistance.</a> Arch Insect Biochem Physiol. 58, 216-225 (2005).</li>
<li>Nauen, R., Denholm, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resistance+of+insect+pests+to+neonicotinoid+insecticides%3A+current+status+and+future+prospects%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Insect+Biochem+Physiol%22%5BJournal%5D)">Resistance of insect pests to neonicotinoid insecticides: current status and future prospects.</a> Arch Insect Biochem Physiol. 58, 200-215 (2005).</li>
<li>Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fifty+years+of+the+integrated+control+concept%3A+moving+the+model+and+implementation+forward+in+Arizona%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Manage+Sci%22%5BJournal%5D)">Fifty years of the integrated control concept: moving the model and implementation forward in Arizona.</a> Pest Manage Sci. 65, 1267-1286 (2009).</li>
<li>Palumbo, J. C., Castle, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IPM+for+fresh-market+lettuce+production+in+the+desert+southwest%3A+the+produce+paradox%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Manage+Sci%22%5BJournal%5D)">IPM for fresh-market lettuce production in the desert southwest: the produce paradox.</a> Pest Manage Sci. 65, 1311-1320 (2009).</li>
<li>Ellsworth, P. C., Martinez-Carrillo, J. L. <a target="_blank" href="http://profyh.com/assets/uploads/990613566d8e6d5a827b5d0ac3f1a27d.pdf">IPM for Bemisia tabaci: a case study from North America.</a> Crop Protect. 20, 853-869 (2001).</li>
<li>Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C., Cañas, L. <a target="_blank" href="http://www.nhm.ac.uk/resources/research-curation/projects/chalcidoids/pdf_X/NaranjCaEl2008.pdf">Mortality and populations dynamics of Bemisia tabaci within a multi-crop system</a>. , USDA Forest Service (2009).</li>
<li>Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="http://www.bioone.org/doi/abs/10.1603/0046-225X%282005%29034%5B1211%3ALAOTEO%5D2.0.CO%3B2">Long-term assessment of the effects of transgenic Bt cotton on the function of the natural enemy community.</a> Environ Entomol. 34, 1211-1223 (2005).</li>
<li>Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/295962538_Establishment_and_impact_of_exotic_aphelinid_parasitoids_in_arizona_A_life_table_approach">Establishment and impact of exotic Aphelinid parasitoids in Arizona: A life table approach.</a> J Insect Sci. 8, 36(2008).</li>
<li>Asiimwe, P., Ellsworth, P. C., Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/een.12340/abstract">Natural enemy impacts on Bemisia tabaci (MEAM1) dominate plant quality effects in the cotton system.</a> Ecol Entomol. 41, 642-652 (2016).</li>
<li>Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="https://www.ars.usda.gov/research/publications/publication/?seqNo115=199997">Survival and movement of Bemisia tabaci (Homoptera: Aleyrodidae) crawlers on cotton.</a> Southwest Entomol. 32, 17-23 (2007).</li>
<li>Bellows, T. S., Van Driesche, R. G., Elkinton, J. S. <a target="_blank" href="http://www.annualreviews.org/doi/abs/10.1146/annurev.en.37.010192.003103">Life-table construction and analysis in the evaluation of natural enemies.</a> Annu Rev Entomol. 37, 587-614 (1992).</li>
<li>Buonaccorsi, J. P., Elkinton, J. S. <a target="_blank" href="http://meme.biology.tohoku.ac.jp/POPECOL/RP%20PDF/32(1)/pp.151.pdf">Estimation of contemporaneous mortality factors.</a> Res Popul Ecol. 32, 151-171 (1990).</li>
<li>Royama, T. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2937326">Evaluation of mortality factors in insect life table analysis.</a> Ecol Monogr. 51, 495-505 (1981).</li>
<li>Elkinton, J. S., Buonaccorsi, J. P., Bellows, T. S., Van Driesche, R. G. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF02513520">Marginal attack rate, k-values and density dependence in the analysis of contemporaneous mortality factors.</a> Res. Pop. Ecol. 34, 29-44 (1992).</li>
<li>Varley, G. C., Gradwell, G. R. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2213">Key factors in population studies.</a> J Anim Ecol. 29, 399-401 (1960).</li>
<li>Caswell, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCaswell%2C+H+%22Matrix+population+models%22">Matrix population models</a>. , 2nd ed, Sinauer Associates, Inc. Publishers. (2001).</li>
<li>Mills, N. J. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1049964405000484">Selecting effective parasitoids for biological control introductions: Codling moth as a case study.</a> Biol Control. 34, 274-282 (2005).</li>
<li>Foltyn, S., Gerling, D. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1570-7458.1985.tb03527.x/abstract">The parasitoids of the aleyrodid Bemisia tabaci in Israel: development, host preference and discrimination of the aphelinid wasp Eretmocerus mundus.</a> Entomol Exp Appl. 38, 255-260 (1985).</li>
<li>Headrick, D. H., Bellows, T. S., Perring, T. M. <a target="_blank" href="http://digitalcommons.calpoly.edu/cgi/viewcontent.cgi?article=1006&context=hcs_fac">Behaviors of female Eretmocerus sp nr californicus (Hymenoptera: Aphelinidae) attacking Bemisia argentifolii (Homoptera: Aleyrodidae) on sweet potato.</a> Environ Entomol. 24, 412-422 (1995).</li>
<li>Liu, T. X., Stansly, P. A. <a target="_blank" href="https://academic.oup.com/aesa/article-abstract/89/1/96/13893/Oviposition-Development-and-Survivorship-of">Oviposition, development, and survivorship of Encarsia pergandiella (Hymenoptera: Aphelinidae) in four instars of Bemisia argentifolii (Homoptera: Aleyrodidae).</a> Ann Entomol Soc Am. 89, 96-102 (1996).</li>
<li>Ardeh, M. J., deJong, P. W., vanLenteren, J. C. <a target="_blank" href="http://library.wur.nl/WebQuery/wurpubs/343851">Selection of Bemisia nymphal stages for oviposition or feeding, and host-handling times of arrhenotokous and thelytokous Eretmocerus mundus and arrhenotokous E-eremicus.</a> BioControl. 50, 449-463 (2005).</li>
<li>Zang, L. S., Liu, T. X. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1570-7458.2008.00667.x/abstract">Host-feeding of three parasitoid species on Bemisia tabaci biotype B and implications for whitefly biological control.</a> Entomol Exp Appl. 127, 55-63 (2008).</li>
<li>Hagler, J. R., Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1570-7458.1994.tb01802.x/full">Determining the frequency of heteropteran predation on sweetpotato whitefly and pink bollworm using multiple ELISAs.</a> Entomol Exp Appl. 72, 63-70 (1994).</li>
<li>Hagler, J. R., Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/48856005_Qualitative_Survey_of_Two_Coleopteran_Predators_of_Bemisia_tabaci_Homoptera_Aleyrodidae_and_Pectinophora_gossypiella_Lepidoptera_Gelechiidae_Using_a_Multiple_Prey_Gut_Content_ELISA">Qualitative survey of two Coleopteran predators of Bemisia tabaci (Homoptera, Aleyrodidae) and Pectinophora gossypiella (Lepidoptera, Gelechiidae) using a multiple prey gut content ELISA.</a> Environ Entomol. 23, 193-197 (1994).</li>
<li>Hagler, J. R., Jackson, C. G., Isaacs, R., Machtley, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Foraging+behavior+and+prey+interactions+by+a+guild+of+predators+on+various+lifestages+of+Bemisia+tabaci%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">Foraging behavior and prey interactions by a guild of predators on various lifestages of Bemisia tabaci.</a> J Insect Sci. 4, (2004).</li>
<li>Price, J. F., Taborsky, D. <a target="_blank" href="http://www.jstor.org/stable/3495495">Movement of immature Bemisia tabaci (Homoptera, Aleyrodidae) on poinsettia leaves.</a> Florida Entomol. 75, 151-153 (1992).</li>
<li>Simmons, A. M. <a target="_blank" href="http://www.bioone.org/doi/abs/10.1603/0013-8746(2002)095%5B0464:SOCOBT%5D2.0.CO%3B2">Settling of crawlers of Bemisia tabaci (Homoptera : Aleyrodidae) on five vegetable hosts.</a> Ann Entomol Soc Am. 95, 464-468 (2002).</li>
<li>Royama, T. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2265658">A fundamental problem in key factor analysis.</a> Ecology. 77, 87-93 (1996).</li>
<li>Stiling, P., Throckmorton, A., Silvanima, J., Strong, D. R. <a target="_blank" href="http://www.jstor.org/stable/1941566">Does spatial scale affect the incidence of density dependence - A field test with insect parasitoids.</a> Ecology. 72, 2143-2154 (1991).</li>
<li>Hassell, M., Latto, J., May, R. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/5130">Seeing the wood for the trees: detecting density dependence from existing life table studies.</a> J Anim Ecol. 58, 883-892 (1989).</li>
<li>Berryman, A. A. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1034/j.1600-0706.2002.12106.x/abstract">Population regulation, emergent properties, and a requiem for density dependence.</a> Oikos. 99, 600-606 (2002).</li>
<li>Sibly, R. M., Smith, R. H. <a target="_blank" href="https://eurekamag.com/research/008/812/008812476.php">Identifying key factors using lambda contribution analysis.</a> J Anim Ecol. 67, 17-24 (1998).</li>
</ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Genellikle, tablolar geniş nesiller çakışan multivoltine böcekler için nerede bir nüfus art arda zaman ve çeşitli grafik ve matematiksel teknikler üzerinde örneklenir dikey bir yaklaşım için kısıtlı olan hayat gelişimi sonra için kullanılır İşe Alım için çeşitli aşamalarında tahmin etmek ve çeşitli yaşam aşamaları2yoğunlukları değiştirmesini mortalite oranları sonucuna. Yaklaşım burada hareketsiz eşit yaşlı böcekler bir popülasyondan bir grup izole ve ...

Hayat uzun bir geçmişi ekoloji1,2ile ortak bir araç tablolarıdır. Hayat tablolarıdır aslında doğum ve ölüm bir nüfus zaman ve bu verilerin üzerinde bir programı bir dizi parametre anlama ve nüfus dinamikleri tahmin için önemli ölçmek için kullanılabilir. Yaşam tabloları da trofik etkileşimleri anlamak ve zararlıları tarım ve doğal sistemleri yönetmek için denetim stratejileri geliştirmede önemli ölüm nedenleri üzerinde bilgi sağlayabilir. Çok sayıda alan bazlı yaşam tabloları böcekler3,4,5için inşa edilmiştir ve analizleri olması koşuluyla dynamics, yönetmelik ve yönetilen pek çok böcek nüfus tahmini önemli anlayışlar ve doğal sistemlerin6,7,8,9,10,11,12,13,14. Vadeli hayat tablo da sık sık büyük ölçüde zamanlamaları doğum ve ölüm ama böcek doğal ölüm kuvvetler ve gerçekçi ortam değişkenleri maruz bırakmayın yapay koşullar altında incelemek dayalı laboratuar çalışmaları tanımlamak için kullanılır. Genellikle, laboratuvar çalışmaların amacı bir türün karşılaştırmalı biyotik potansiyeli tahmin etmektir. Burada açıklanan yöntemlerden temel alanı tanımlamak soruşturma çevre göre potansiyel fark odaklanmıştır.
Hayat tablolar içinde eşit yaşlı bireylerin gerçek bir kohort kadar ölüm, hayatlarının en başından takip edilmektedir, yatay veya dikey nerede sık örnekleri popülasyondan alınmış bir takma istikrarlı yaş yapısı ile zaman içinde alınır, olarak karakterize edilebilir ve sonra hayati oranları matematiksel olarak inşa tabur2,15algılanır. Dağıtılabilir hayat tablo türü böcek niteliğine bağlıdır. Böyle bir yaklaşım çok ve yaygın olarak nesiller her yıl üst üste ile multivoltine bir böcek için çok zor olabilir süre yatay yaşam tabloları kez univoltine (yılda bir nesil) böcekler için geliştirilebilir. Analitik yöntemleri bir dizi önerilen ve böcek nüfus (örnekler için Southwood2 bakınız) dikey yaşam tabloları geliştirmek için kullanılır. Aşağıda gösterildiği metodoloji kohort tabanlı, yatay yaşam tabloları belirli yaşam öyküsü özelliklerle multivoltine böcekler için alanında özellikle, sesil yaşam evreleri varlığı gelişimi için izin verir. Yöntem bir anahtar pest pamuk için bir model sistem olarak gösterilmiştir.
Whitefly, Bemisia tabaci biotype B (Bemisia argentifolii =, Orta Doğu Asya küçük 116) olumsuz etkileri verim ve kalite de dahil olmak üzere birçok tarımsal ve Bahçe Bitkileri tarım küresel bir zararlı olduğunu ılıman bölgelerde17tarım sistemlerinde korumalı. Phloem besin akışı, bilinmeyen etyoloji nimf besleme, çok sayıda bitki virüs ve ürün kalitesi etkileri honeydew18,19 birikimi nedeniyle iletim neden bozuklukları bozan beslenme nedeniyle etkileri ortaya . Böcek bir geniş ana alanı vardır ve en çok 12-13 nesiller bağlı olarak bölge ve mevcut gıda kaynakları20yılda sahip multivoltine. Yönetim zorlukları da yüksek üreme potansiyeline dağıtmak ve içinde ve tarım sistemleri, durgun bir sahne (diapause veya estivation) ve hızla direnç geliştirmek için onun mizaç onun eksikliği arasında geçirmek için onun yetenek tarafından şiddetlenir bastırma21,22için kullanılan böcek öldürücüler için.
Önemli ilerleme gelişmekte olan entegre zararlı Yönetimi (IPM) stratejileri etkili ve ekonomik olarak bu haşere etkilenen bitkileri23,24,25olasılığını yönetme için yapılmıştır. Bu yönetim sistemleri B. tabaci nüfus dinamikleri ses bir temel anlayış üzerinde esas ve yaşam tabloları bu anlayış etkinleştirilmiş olduğu için anahtar yöntem olmuştur. Arizona, yaşam tabloları tahmini ve birden fazla ürün sistemleri13,26önemli mortalite kuvvetlerin B. tabaci için kimlik sağladı, mortalite dynamics göreli olarak ölçümü etkinleştirmiş olmanız gerekir Böcek öldürücüler14, hedef olmayan etkileri de dahil olmak üzere Yönetim Stratejileri transgenik pamuk böcek proteinler27üreten olası işlevsel olmayan hedef etkilerini tahmin etmek için bir yol vermişlerdir, titiz destekledim bir klasik biyolojik mücadele programı28 (Naranjo, yayınlanmamış veri) değerlendirilmesi ve yukarıdan aşağıya ve aşağıdan yukarıya haşere dynamics29üzerindeki etkileri karşılaştırmalı etkilerini araştırmak için yardımcı oldu. Tüm bu uygulamaları burada açıklanan metodoloji dağıtmış olan. Bir sürü doğal ve yönetilen sistem yaklaşım böcek nüfusunun ekoloji çalışma için yararlı olabilir.

<table><tbody><tr><td>Flagging tape</td><td>Gempler, Janesville, Wisconsin USA</td><td>52273</td><td>Five colors</td></tr><tr><td>Manila merchandise tags</td><td>American Tag Company, Pico Rivera, California USA</td><td>12-104</td><td></td></tr><tr><td>Ultra fine point marker</td><td>Sanford, Bellwood, Illinois, USA</td><td>451898</td><td>Available at Office Max, Amazon</td></tr><tr><td>Peak Loupe 8X</td><td>Adorama, New York, NY USA</td><td>2018</td><td></td></tr><tr><td>Peak Loupe 15X</td><td>Adorama, New York, NY USA</td><td>19621</td><td></td></tr></tbody></table>

methodology for developing life tables for sessile insects in the field using the whitefly, bemisia tabaci, in cotton as a model system

Yaşam tabloları zamanlamaları doğum ve nüfus ölümden zamanla ölçme aracı sağlar. Kaynakları ve ekoloji tarım ekosistemleri de dahil olmak üzere, çeşitli uygulamalar olan nüfus, mortalite oranları ölçmek için de kullanılabilir. Tabloları sağlar çünkü onlar ölene kadar doğumdan itibaren bir popülasyondaki bireylerin bir grup takip miktarının önemli nüfus oranları, en doğrudan ve doğru yöntemi için yatay veya kohort tabanlı, hayat. Burada, protokolleri iletken ve kohort dayalı yaşam tabloları küresel bir böcek haşere Bemisia tabaciolgunlaşmamış yaşam aşamaları sesil doğa yararlanır alanda analiz için sunulur. Bireysel böcekler pamuk yaprak alt üzerinde bulunur ve toksik olmayan kalemle böcek etrafında küçük bir daire çizerek işaretlenir. Bu böcek sonra art arda ölçmek için el lens yardımıyla zamanla geliştirme bir sahneden diğerine ve sahne-özel ölüm nedenlerini belirlemek için doğal ve tanıtılan mortalite güçleri ile ilişkili görülebilmektedir. Analizleri nasıl doğru bir şekilde ölçmek için bu hareket her aşamasında contemporaneously içinde birden fazla ölüm zorlar ve bu verilerin anlamlı nüfus dinamik ölçümleri sağlamak için nasıl kullanılacağını açıklar. Yöntemi doğrudan yetişkin hayatta kalma ve üreme, çıkarsama olgunlaşmamış aşamaları dinamikleri için sınırlar için hesaba katmaz. Pamuk sisteminde aşağıdan yukarıya (bitki Kalite) ve B. tabaci mortalite dinamikleri üzerinde yukarıdan aşağıya (doğal düşmanları) etkileri etkisini ölçme üzerinde odaklanmış bir örnek gösterilmiştir.

Bir örnek kohort bir tipik sunu ve hesaplama hayat tablo sonuçları göstermek için Tablo 2 ' de sunulmuştur. En yararlı veri içinde her aşamasında her faktör için marjinal mortalite oranlarında yakalanır. Bu oranlar k-değerler için (Bölüm 6 iletişim kuralı) dönüştürerek, tüm faktörler üzerinde sahne özgü mortalite ve faktör özel ölüm tüm aşamaları üzerinde kolayca, kuşak ölüm toplam olarak tahmin edilebilir. Bu da yeri doldurulamaz m...

Watch this Scientific Journal Video about Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System at JoVE.com

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Yaşam tabloları miktar kaynaklarının ve mortalite oranları böcek nüfus izin ve anlama, tahmin ve agroecosystems nüfus dinamikleri işleme katkıda bulunur. İletken ve kohort dayalı yaşam tabloları sesil olgunlaşmamış yaşam evreleri ile bir böcek için alanı analiz yöntemleri sunulmaktadır.

Metodoloji geliştirme yaşam tabloları alanını kullanarak Whitefly, Bemisia tabaci, pamuk gibi bir Model sistemi içinde sesil böcekler için için

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

methodology-for-developing-life-tables-for-sessile-insects-field

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Statistics

Environment

Unit 1

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Survival Analysis

SCIENTISTS IN ACTION

11.8K Görüntüleme.  USDA-ARS, Arid-Land Agricultural Research Center. Yaşam tabloları miktar kaynaklarının ve mortalite oranları böcek nüfus izin ve anlama, tahmin ve agroecosystems nüfus dinamikleri işleme katkıda bulunur. İletken ve kohort dayalı yaşam tabloları sesil olgunlaşmamış yaşam evreleri ile bir böcek için alanı analiz yöntemleri sunulmaktadır.

Video: Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

A Method for Evaluating Insecticide Efficacy against Bed Bug, Cimex lectularius, Eggs and First Instars

Standard toxicity evaluations of insecticides against insect pests are primarily conducted on adult insects. Evaluations are based on a dose-response or concentration-response curve, where mortality increases as the dose or concentration of an insecticide is increased. Standard lethal concentration (LC50) and lethal dose (LD50) tests that result in 50% mortality of a test population can be challenging for evaluating toxicity of insecticides against non-adult insect life stages, such as eggs and early instar or nymphal stages. However, this information is essential for understanding insecticide efficacy in all bed bug life stages, which affects control and treatment efforts. This protocol uses a standard dipping bioassay modified for bed bug eggs and a contact insecticidal assay for treating nymphal first instars. These assays produce a concentration-response curve to further quantify LC50 values for insecticide evaluations.

A Method for Evaluating Insecticide Efficacy against Bed Bug,  Cimex lectularius, Eggs and First Instars

Insecticide evaluations are often targeted against adult insects, rather than immature stages. Here, we present a protocol for evaluating insecticides against bed bug eggs with a comparison to the first nymphal bed bug stage. These protocols could be adjusted for other insects to evaluate insecticide efficacy in non-adult life stages.

Yatak Bug karşı Böcek etkinliğini değerlendirmek için bir yöntem,<em&gt; Cımex lectularius</em&gt; Yumurta ve İlk instars

Standard toxicity evaluations of insecticides against insect pests are primarily conducted on adult insects. Evaluations are based on a dose-response or ...

Çevre

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant viruses they vector. Despite numerous studies of the biology of these species in different environments, a key life history parameter, offspring sex ratios, has received little attention, yet is important for predicting population dynamics. The primary sex ratio (sex ratio at oviposition) of Bemisia tabaci has never been reported but can be found by determining the egg fertilization rate of this haplodiploid insect. The technique involves the dechorionation of eggs with bleach, a series of fixation steps, and the application of the general DNA fluorescent stain, DAPI (4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole, a DNA-binding fluorescent dye), to bind to female and male pronuclei. Here, we present the technique, and an example of its application, to test whether an endosymbiotic bacterium, Rickettsia sp. nr. bellii, influenced the primary sex ratio of B. tabaci. This method may assist in population studies of whiteflies, or in determining if sex allocation exists with certain environmental stimuli.

Determining the Egg Fertilization Rate of Bemisia tabaci Using a Cytogenetic Technique

We present a simple cytogenetic technique using 4&#8242;,6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) to determine the fertilization rate and primary sex ratio of the haplodiploid invasive pest Bemisia tabaci.

Sitogenetik teknikle Bemisia tabaci yumurta döllenme oranı belirleme

A few species of sap-sucking whiteflies are some of the most damaging terrestrial pests worldwide because of the crop damage they inflict and plant ...

Genetik

A Loop-mediated Isothermal Amplification (LAMP) Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many countries around the world. Severe yield losses are caused by direct feeding, and even more importantly, also by the transmission of more than 100 harmful plant pathogenic viruses. As for other invasive pests, increased international trade facilitates the dispersal of B. tabaci to areas beyond its native range. Inspections of plant import products at points of entry such as seaports and airports are, therefore, seen as an important prevention measure. However, this last line of defense against pest invasions is only effective if rapid identification methods for suspicious insect specimens are readily available. Because the morphological differentiation between the regulated B. tabaci and close relatives without quarantine status is difficult for non-taxonomists, a rapid molecular identification assay based on the loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology has been developed. This publication reports the detailed protocol of the novel assay describing rapid DNA extraction, set-up of the LAMP reaction, as well as interpretation of its read-out, which allows identifying B. tabaci specimens within one hour. Compared to existing protocols for the detection of specific B. tabaci biotypes, the developed method targets the whole B. tabaci species complex in one assay. Moreover the assay is designed to be applied on-site by plant health inspectors with minimal laboratory training directly at points of entry. Thorough validation performed under laboratory and on-site conditions demonstrates that the reported LAMP assay is a rapid and reliable identification tool, improving the management of B. tabaci.

A Loop-mediated Isothermal Amplification LAMP Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

This paper reports the protocol for a rapid identification assay for Bemisia tabaci based on loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology. The protocol requires minimal laboratory training and can, therefore, be implemented on-site at points of entry for plant imports such as seaports and airports.

Bir döngü-aracılı izotermal amplifikasyon (lamba) tahlil hızlı teşhis edilmesi için kullanılan Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many ...

Bioassays for Monitoring Insecticide Resistance

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products are labeled for an individual pest within a particular crop system, chemical control options are limited. Therefore, the same product(s) are used repeatedly and continual selection pressure is placed on the target pest. There are both financial and environmental costs associated with the development of resistant populations. The cost of pesticide resistance has been estimated at approximately $ 1.5 billion annually in the United States. This paper will describe protocols, currently used to monitor arthropod (specifically insects) populations for the development of resistance. The adult vial test is used to measure the toxicity to contact insecticides and a modification of this test is used for plant-systemic insecticides. In these bioassays, insects are exposed to technical grade insecticide and responses (mortality) recorded at a specific post-exposure interval. The mortality data are subjected to Log Dose probit analysis to generate estimates of a lethal concentration that provides mortality to 50% (LC50) of the target populations and a series of confidence limits (CL's) as estimates of data variability. When these data are collected for a range of insecticide-susceptible populations, the LC50 can be used as baseline data for future monitoring purposes. After populations have been exposed to products, the results can be compared to a previously determined LC50 using the same methodology.

This manuscript demonstrates and discusses techniques used to survey pesticide susceptibility and detect resistance to contact and systemic pesticides in arthropod pests.

İnsektisit Direnci İzleme için biyoanalizlere

Pest resistance to pesticides is an increasing problem because pesticides are an integral part of high-yielding production agriculture. When few products ...

Biyoloji

Protocols for Investigating the Host-tissue Distribution, Transmission-mode, and Effect on the Host Fitness of a Densovirus in the Cotton Bollworm

Many novel viruses have been discovered in animal hosts using next-generation sequencing technologies. Previously, we reported a mutualistic virus, Helicoverpa armigera densovirus (HaDV2), in a lepidopteran species, the cotton bollworm, Helicoverpa armigera (Hubner). Here, we describe the protocols that are currently used to study the effect of HaDV2 on its host. First, we establish a HaDV2-free cotton bollworm colony from a single breeding pair. Then, we orally inoculate some neonate larval offspring with HaDV2-containing filtered liquid to produce two colonies with the same genetic background: one HaDV2-infected, the other uninfected. A protocol to compare life table parameters (e.g., larval, pupal, and adult periods and fecundity) between the HaDV2-infected and -uninfected individuals is also presented, as are the protocols for determining the host-tissue distribution and transmission efficiency of HaDV2. These protocols would also be suitable for investigating the effects of other orally transmitted viruses on their insect hosts, lepidopteran hosts in particular.

Here, we present a protocol to investigate the host-tissue distribution, transmission mode, and effect on the host fitness of a densovirus within a lepidopteran species, the cotton bollworm. This protocol can also be used for studying the interaction between other orally-transmitted viruses and their insect hosts.

Pamuk Yeşilkurt bir densovirüs Host Fitness Host doku Dağılımı, İletim-modunu ve Etkisi incelenmesi için Protokoller

Many novel viruses have been discovered in animal hosts using next-generation sequencing technologies. Previously, we reported a mutualistic virus, ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Transmitting Plant Viruses Using Whiteflies

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several genera of these whitefly-transmitted plant viruses (Begomovirus, Carlavirus, Crinivirus, Ipomovirus, Torradovirus) include several hundred species of emerging and economically significant pathogens of important food and fiber crops (reviewed by9,10,16). These viruses do not replicate in their vector but nevertheless are moved readily from plant to plant by the adult whitefly by various means (reviewed by2,6,7,9,10,11,17). For most of these viruses whitefly feeding is required for acquisition and inoculation, while for others only probing is required. Many of these viruses are unable or cannot be easily transmitted by other means. Therefore maintenance of virus cultures, biological and molecular characterization (identification of host range and symptoms)3,13, ecology2,12, require that the viruses be transmitted to experimental hosts using the whitefly vector. In addition the development of new approaches to management, such as evaluation of new chemicals14 or compounds15, new cultural approaches1,4,19, or the selection and development of resistant cultivars7,8,18, requires the use of whiteflies for virus transmission. The use of whitefly transmission of plant viruses for the selection and development of resistant cultivars in breeding programs is particularly challenging7. Effective selection and screening for resistance employs large numbers of plants and there is a need for 100% of the plants to be inoculated in order to find the few genotypes which possess resistance genes. These studies use very large numbers of viruliferous whiteflies, often several times per year.
Whitefly maintenance described here can generate hundreds or thousands of adult whiteflies on plants each week, year round, without the contamination of other plant viruses. Plants free of both whiteflies and virus must be produced to introduce into the whitefly colony each week. Whitefly cultures must be kept free of whitefly pathogens, parasites, and parasitoids that can reduce whitefly populations and/or reduce the transmission efficiency of the virus. Colonies produced in the manner described can be quickly scaled to increase or decrease population numbers as needed, and can be adjusted to accommodate the feeding preferences of the whitefly based on the plant host of the virus.
There are two basic types of whitefly colonies that can be maintained: a nonviruliferous and a viruliferous whitefly colony. The nonviruliferous colony is composed of whiteflies reared on virus-free plants and allows the weekly availability of whiteflies which can be used to transmit viruses from different cultures. The viruliferous whitefly colony, composed of whiteflies reared on virus-infected plants, allows weekly availability of whiteflies which have acquired the virus thus omitting one step in the virus transmission process.

Improving our understanding of and our ability to manage many of the insect-transmitted plant viruses requires the use of the vector. Insect transmission of plant viruses is a tritrophic interaction, and as such requires the manipulation of insects, virus, and plant. Vectors must be reared in large numbers and manipulated in such a way as to insure high rates of transmission to test plants. The basics of rearing and manipulating the whitefly, Bemisa tabaci (Hemiptera: Aleyrodidae), a vector of plant viruses belonging to several emerging plant virus genera, representing a large number of economically significant viruses is presented.

Whiteflies kullanarak Verici Bitki Virüsler

Whiteflies, Hemiptera: Aleyrodidae, Bemisia tabaci, a complex of morphologically indistinquishable species5, are vectors of many plant viruses. Several ...

Localization and Quantification of Begomoviruses in Whitefly Tissues by Immunofluorescence and Quantitative PCR

Begomoviruses (genus Begomovirus, family Geminiviridae) are transmitted by whiteflies of the Bemisia tabaci complex in a persistent, circulative manner. Considering the extensive damage caused by begomoviruses to crop production worldwide, it is imperative to understand the interaction between begomoviruses and their whitefly vector. To do so, localization and quantification of the virus in the vector tissues is crucial. Here, using tomato yellow leaf curl virus (TYLCV) as an example, we describe a detailed protocol to localize begomoviruses in whitefly midguts, primary salivary glands, and ovaries by immunofluorescence. The method is based on the use of specific antibodies against a virus coat protein, dye-labeled secondary antibodies, and a confocal microscope. The protocol can also be used to colocalize begomoviral and whitefly proteins. We further describe a protocol for the quantification of TYLCV in whitefly midguts, primary salivary glands, hemolymph, and ovaries by quantitative PCR (qPCR). Using primers specifically designed for TYLCV, the protocols for quantification allow the comparison of the amount of TYLCV in different tissues of the whitefly. The described protocol is potentially useful for the quantification of begomoviruses in the body of a whitefly and a virus-infected plant. These protocols can be used to analyze the circulation pathway of begomoviruses in the whitefly or as a complement to other methods to study whitefly-begomovirus interactions.

We describe an immunofluorescence and quantitative PCR method for the localization and quantification of begomoviruses in insect tissues. The immunofluorescence protocol can be used to colocalize viral and vector proteins. The quantitative PCR protocol can be extended to quantify viruses in whole whitefly bodies and virus-infected plants.

Whitefly Dokularında Begomovirüslerin İmmünfloresan ve Kantitatif PCR ile Lokalizasyonu ve Nicel Olarak Ölçülmesi

Begomoviruses (genus Begomovirus, family Geminiviridae) are transmitted by whiteflies of the Bemisia tabaci complex in a persistent, circulative manner. ...

Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

Bacterial symbionts form an intimate relationship with their hosts and confer advantages to the hosts in most cases. Genomic information is critical to study the functions and evolution of bacterial symbionts in their host. As most symbionts cannot be cultured in vitro, methods to isolate an adequate quantity of bacteria for genome sequencing are very important. In the whitefly Bemisia tabaci, a number of endosymbionts have been identified and are predicted to be of importance in the development and reproduction of the pests through multiple approaches. However, the mechanism underpinning the associations remains largely unknown. The obstacle partially comes from the fact that the endosymbionts in whitefly, mostly restrained in bacteriocytes, are hard to separate from the host cells. Here we report a step-by-step protocol for the identification, extraction and purification of endosymbionts from the whitefly B. tabaci mainly by dissection and filtration. Endosymbiont samples prepared by this method, although still a mixture of different endosymbiont species, are suitable for subsequent genome sequencing and analysis of the possible roles of endosymbionts in B. tabaci. This method may also be used to isolate endosymbionts from other insects.

Methods for the Extraction of Endosymbionts from the Whitefly Bemisia tabaci

Here, we present a protocol to isolate endosymbionts from the whitefly Bemisia tabaci through dissection and filtration. After amplification, the DNA samples are suitable for subsequent sequencing and study of the mutualism between endosymbionts and whitefly.

Beyaz sinekten Endosimbonların Çıkarılması İçin Yöntemler<em&gt; Bemisia tabaci</em

Bacterial symbionts form an intimate relationship with their hosts and confer advantages to the hosts in most cases. Genomic information is critical to ...

Topical Application Bioassay to Quantify Insecticide Toxicity for Mosquitoes and Fruit Flies

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. Insecticide resistance surveillance of mosquito populations is typically done through Centers for Disease Control and Prevention (CDC) bottle bioassays or World Health Organization (WHO) tube tests. However, these methods can result in a high degree of variability in mortality data due to variable insecticide contact with&#160;the insect, the relatively small numbers of organisms tested, extensive variation in mass between populations, and constantly changing environmental conditions, leading to variable outcomes. This paper presents the topical application bioassay, adapted as a high-throughput phenotypic bioassay for both mosquitoes and fruit flies, to test large numbers of insects along&#160;a range of insecticide concentrations.
This assay 1) ensures consistent treatment and insecticide contact with every organism, 2) produces highly specific dose-response curves that account for differences in average mass between strains and sexes (which is particularly important for field-collected organisms), and 3) allows for the calculation of statistically rigorous median lethal doses (LD50), which are necessary for resistance ratio comparisons-an alternative surveillance approach from diagnostic dose mortality, which is also used for larvicide resistance surveillance. This assay will be a complementary tool for accurately phenotyping mosquito populations and, as illustrated using fruit flies, is easily adaptable for use with other insects. We argue that this assay will help fill the gap between genotypic and phenotypic insecticide resistance in multiple insect species.

We describe the methodology and importance of the topical application bioassay to measure insecticide susceptibility in mosquitoes and fruit flies. The presented assay is high-throughput, utilizes insect mass-thus allowing for calculating a mass-relativized lethal dose instead of concentration-and likely has lower variability than other similar methods.

Sivrisinekler ve Meyve Sinekleri için İnsektisit Toksisitesini Ölçmek için Topikal Uygulama Biyotahlili

The continued use of insecticides for public health and agriculture has led to widespread insecticide resistance and hampering of control methods. ...

Helicoverpa armigera Üzerindeki Fitokimyasal Etkilerin Besleme Testi ile Değerlendirilmesi

Developing a Feeding Assay System for Evaluating the Insecticidal Effect of Phytochemicals on Helicoverpa armigera

Helicoverpa armigera, a lepidopteran insect, is a polyphagous pest with a worldwide distribution. This herbivorous insect is a threat to plants and agricultural productivity. In response, plants produce several phytochemicals that negatively impact the insect's growth and survival. This protocol demonstrates an obligate feeding assay method to evaluate the effect of a phytochemical (quercetin) on insect growth, development, and survival. Under controlled conditions, the neonates were maintained until the second instar on a pre-defined artificial diet. These second-instar larvae were allowed to feed on a control and quercetin-containing artificial diet for 10 days. The insects' body weight, developmental stage, frass weight, and mortality were recorded on alternate days. The change in body weight, the difference in feeding pattern, and developmental phenotypes were evaluated throughout the assay time. The described obligatory feeding assay simulates a natural mode of ingestion and can be scaled up to a large number of insects. It permits one to analyze phytochemicals' effect on the growth dynamics, developmental transition, and overall fitness of H. armigera. Furthermore, this setup can also be utilized to evaluate alterations in nutritional parameters and digestive physiology processes. This article provides a detailed methodology for feeding assay systems, which may have applications in toxicological studies, insecticidal molecule screening, and understanding chemical effects in plant-insect interactions.

Yazar Spotlight: Böcek Haşere Yönetimi için Besleme Deneylerinin Geliştirilmesi ve Zorlukları 

This protocol describes the obligate feeding assay to evaluate the potentially toxic effect of a phytochemical on the lepidopteran insect larvae. This is a highly scalable insect bioassay, easy to optimize the sublethal and lethal dose, deterrent activity, and physiological effect. This could be used for screening eco-friendly insecticides.

Fitokimyasalların Helicoverpa armigera Üzerindeki İnsektisidal Etkisinin Değerlendirilmesi için Beslenme Deney Sistemi Geliştirilmesi

Helicoverpa armigera, a lepidopteran insect, is a polyphagous pest with a worldwide distribution. This herbivorous insect is a threat to plants and ...

Metodoloji geliştirme yaşam tabloları alanını kullanarak Whitefly, Bemisia tabaci, pamuk gibi bir Model sistemi içinde sesil böcekler için için

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Yatak Bug karşı Böcek etkinliğini değerlendirmek için bir yöntem,