Name: whole-mount clearing and staining of arabidopsis flower organs and siliques
Uploaded: 2018-04-12T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques at JoVE.com

Bu eser Zürih Üniversitesi tarafından bir IEF Marie Curie Grant desteklenmiştir (Hayır verin. A.H. TransEpigen-254797), Avrupa Araştırma Konseyi gelişmiş verilmesi (Hayır verin. MEDEA-250358 U.G. için) ve bir araştırma ve teknoloji geliştirme projesi (grant MecanX U.G. için) SystemsX.ch, İsviçreli girişimi sistemleri Biyoloji.

1. çiçek ve Silique fiksasyon
<ol><li>Hasat çiçekler ve bitkiler siliques ilk çiçek açılışında senkronize. Not: Burada kullanılan deneysel koşullar altında yaklaşık 21 gün sonra Murashige ve Skoog (MS) plakalar üzerinden ekimi için toprak çiçekli bitkiler başlatın. Tohumları 4 ° C'de 3-4 gündür tabakalı ve germinated/MS plakaları 22 ° C/16 h ışık ve 18 ° C/8 h karanlık 8-10 gün önce besin açısından zengin toprak (şekil 1) aynı koşullarda muhafaza tencere fide dikim, yetiştirilen. Özel araştırma amaçta çoğaltır sayısını bağlıdır, ancak en az 5 çiçek (bitkilerden 5 bireysel) her tedavi için önerilir. Çiçekler deneysel birimi ise 10 çiçek REPLICATE başına en az önerilir.</li>
	<li>Çiçek veya küçük makas (örneğin, tırnak makası) kullanarak çiçek (şekil 1E-H) kesme ve onları hemen bir microcentrifuge tüp (için tek önümüzdeki/çiçek fiksasyon) veya (için toplu tespitlerin) konik tüp yerleştirin taze içeren yapılan Carnoy'nın, metanol/Asetik asit veya FPA50 Fiksajlar (uygulamaya bağlı olarak, aşağıya bakınız) buz üzerinde. Not: Örnekleri tamamen sabitleştirici ve sular altında.</li>
	<li>Mendil sabitleştirici 4 ° C'de bir gecede 4 h içinde bırak Not: Vakum infiltrasyon doku sabitleştirici penetrasyon kadar hızlandırmak için kullanılabilir, ancak bu doku yapısını koruyarak için zararlı olabilir. Yazarlar vakum infiltrasyon uygulamak değil.</li>
	<li>Sabitleştirici kaldırmak, örnekleri karşılamak için yeterli % 70 etanol eklemek ve onları 4 ° c en az 24 saat için dönmek; örnekleri Bu çözümde sonsuza kadar kalabilirsin. Etanol kaldırdıktan sonra hemen bir sonraki adıma geçin; diseksiyon veya SDS takas.</li>
</ol>2. Stereomicroscope altında diseksiyon
<ol><li>Yerine % 70 etanol küçük bir petri destek yerleştirilmiş bir saat maker's cam taze yapılmış.</li>
	<li>
Yer önümüzdeki/çiçek/silique bu taze sabitleştirici yaptı ve bir iğne ile forseps ve bir şırınga kullanarak stereomicroscope altında incelemek.
	<ol>
<li>Bir saat maker's cam veya çiçeklenme diseksiyon ve olgun çiçek (sepals, yaprakları ve bu aşamada disseke ercik can çiçek organlarını parçalıyor (önerilen) etanol ile tamamen kapalı olmak örnekleri sağlar benzer aygıtı ) örnekleri kurumasını önlemek için.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Siliques ve slayt üzerindeki küçük çiçek tomurcukları aşağıda açıklandığı gibi incelemek.
	<ol>
<li>Saat maker's cam önceden işlenmiş örnekleri ile bir kenara bırakıp normal bir slayt için son diseksiyon kullanın.</li>
		<li>Örnek ilgi slayta geçin ve taze % 70 etanol 10 µL ekleyin. Hızla son diseksiyon üzerinde çalışmak ve etanol, 10 µL örnek olmadan aşırı sıvı nemli tutmak gerekirse ekleyin.</li>
		<li>Polen taneleri stamens--dan serbest bırakmak için bkz: adım 5.1. Carpels ve ovules dissekan için Şekil 2' de açıklanan yordamı izleyin. Bu işlem gelişimi karpel yeşil siliques gelişimi aşaması dahil olmak üzere, tüm aşamaları için geçerlidir. Not: Eğer örnekleri hareket yeterli etanol etkilenmişimdir etanol eklemeyin; çok küçük örnekleri dissekan içinde en az bir miktar sıvı daha kolay olur. Her zaman sadece faiz (sepals, yaprakları, stamens, carpels, ovules, tohum veya polen taneleri) organlarının slayt üzerinde tutun. Bu yordam slayt arasındaki coverslip, muayene, bir daha yüksek homojenliği ve böylece verimliliği mikroskobik muayene (daha yüksek sayıda hedef örnekler için sonuçlanan altında organ kalınlığı karşılık gelen bir üniforma kalınlığı sağlayacak aynı odak düzlemi içinde).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Küçük bir Bloting kağıt parçası emer ve mümkün olduğunca çok etanol kaldırmak için kullanın. Hızlı bir şekilde örnek kurur önce sonraki adıma (Bölüm 3, 4 veya 6) geçin.</li>
</ol>3. kloral hidrat tabanlı takas ve kombine takas boyama
Not: En iyi sonuç için takas kloral hidrat tabanlı malzeme sabit FPA50 ile elde edilir.
<ol><li>Çözüm açıklığın yer 20 µL (kloral hidrat/gliserol, değiştirilmiş Hoyer'ın orta, Herr'ın 4½ veya Bay'nın IKI-4½ çözümleri) numune taşıyan slayt üzerinde. Şırınga bir çift hypodermal iğne ile kullanarak aralarındaki boşluğu azaltmak ve o saygısız gerektiği gibi örnekler getirin nerede faiz organı yüzleri aşağıya doğru. Kalan herhangi bir hava kabarcığı iğne kullanarak kaldırın.</li>
	<li>Bir coverslip yana doğru alt ve yavaşça, yavaşça basarak yerleştirin ve takas çözüm arasındaki boşluğu doldurur kadar bekleyin. En az kliring çözüm, gerekirse coverslip altında tüm boşluğu doldurmak için ekleyin.</li>
	<li>Slayt yer bir slayt tutucu ve duman başlık altında bırakın. Mikroskobik gözlemler sonra en az 4 h ve aşağıdaki 4 – 5 gün boyunca devam edin.</li>
</ol>4. kombine boyama Alexander ve nedir Herr'ın 4½ takas
Not: Özgün Alexander Protokolü boyama önce polen taneleri slayt üzerinde bırakmadan üzerinde dayanır. Bir verimli ve daha bilgilendirici, modifiye boyama ve yordam temizlemek olduğunu olgun ama dehiscent sigara nedir içinde olgun polen taneleri boyama Alexander.
<ol><li>Dehiscent jwiles ile açmak üzere olduğunuz taze hasat çiçek tomurcukları seçin. Not: Alexander boyama olgun polen taneleri için tasarlanmıştır ve verimli bir şekilde olgunlaşmamış polen taneleri leke değil çünkü genç çiçek tomurcukları yapmayız. En az 5 çiçek başına hasat farklı bitki ve çiçek tedavi önerilir.</li>
	<li>96-şey plaka bir çiçek tomurcuğu daldırın için yeterli Alexander'ın solüsyonu ile hazırlayın. Sepals ve yaprakları kaldırarak jwiles ortaya çıkarmak ve onları Alexander'ın çözümde bırakın. Örnek 1-3 h duman başlık altında tutun.</li>
	<li>Alexander'ın çözüm Herr'ın 4½ çözüm ile değiştirin ve geri bir gecede kuluçka için duman başlık altında çok iyi tabak yerleştirin.</li>
	<li>Forseps kullanarak, yeni bir slayt üzerine temizlenmiş çiçek tomurcukları yavaşça hareket. Alexander'ın çözüm bazı etkilenmişimdir oluşabilir beri Bloting kağıt kadar takas çözüm mümkün olduğunca kaldırmak için kullanın.</li>
	<li>Stamens incelemek ve tüm diğer dokulara kaldırın. 3-Herr'ın 4½ çözüm kullanımı bölümündeki adımları izleyin.</li>
</ol>5. kaldırma Exine polen taneleri
Not: Carnoy'nın sabitleştirici DAPI boyama için kullanmanızı öneririz.
<ol><li>1 ve 2 bölümlerinde açıklandığı fiksasyon ve diseksiyon yordamları izleyin. Artık, bir slaytta yer alan en az miktarda % 70 etanol içinde birçok stamens birine olması gerekir.</li>
	<li>Aşırı etanol kaldırmak için Bloting kağıt kullanıp 5 – 10 µL DAPI çözüm ekleyebilirsiniz. Birkaç tane şırınga iğneleri ile kullanarak, polen taneleri içinde çözüm (örneğin, ercik ve diğer polen taneleri serbest bırakmak için hareketsiz için bir şırınga kullanılması) az bu miktarda serbest bırakın. Çözüm kurur, DAPI başka bir 5 µL ekleyin.</li>
	<li>Sadece polen taneleri slayt ve coverslip arasında kaldı böyle ercik tüm enkaz kaldırma önemli bir adım olduğunu.</li>
	<li>Bir coverslip yana düşürerek numune taşıyan slayt üzerinde yerleştirin ve DAPI çözüm boşluğu doldurmak için gereken en az miktarda ekleyebilirsiniz. Coverslip üzerinde bir işaret parmağı yerleştirin ve çok ezici olmadan çok yapmak hızlı, sağlam ve kısa hareket kayar. Not: gerekli kuvvet ve sürgülü hareket genliği ölçmek için bu adımı birkaç kez, sonuçlar her zaman mikroskop altında kontrol icra edilebilir.</li>
	<li>Gerekirse DAPI çözüm ekleyin ve 15 dakika 4 ° C'de karanlık nemli bir kutu içinde Slayt 1 h. örnekleri geniş alanlı floresan veya 24 h içinde confocal mikroskobu altında izlemeye devam etmek için deneyin bu yordamı daha fazla olup olmadığını kontrol etmek için takas SDS ile birleştirmek için yer geliştirmek ments elde edilebilir.</li>
</ol>6. Sodyum Lauryl Sülfat (SDS) Temizleme
Not: Bağlı olarak çözümlenmesi için çiçek organ ve çok yumuşak ve küçük örnekleri incelemek için araştırmacı becerileri, SDS tedavi (için deneyimli araştırmacılar) ya da daha önce yapılabilir veya diseksiyon adım sonra (daha az deneyimli için araştırmacılar) metanol Asetik asit malzeme sabit.
<ol><li>Bir saat maker's cam, içbükey bir slayt veya bir microcentrifuge tüp disseke veya sigara disseke örneklerinde % 1 SDS ve oda sıcaklığında gecede 0.2 N NaOH çözüm kuluçkaya için kullanın.</li>
	<li>Çünkü örnek çok yumuşak ve şeffaf bir görünüme sahip bakım ile başa. Birkaç kez su ile durulayın. Not: Kalıntıları SDS çözüm için yağış ekleyerek boyama çözüm, örneğin, anilin mavi neden olabilir.</li>
	<li>Sigara disseke örnekleri için Bölüm 2, % 70 etanol yerine su kullanarak açıklanan diseksiyon yordamı izleyin. İstenen doku anatomi sonra herhangi bir kalıntıları ve enkaz ve aşırı su bir Bloting kağıt kaldırmak sonra 20-40 µL boyama çözüm ekleyin ve 6.5 adımla devam edin.</li>
	<li>Disseke örnekleri, dikkatle örnek çamaşır çözümden taşıyın ve temiz bir slayt yerleştirin ve 20-40 µL boyama çözüm ekleyin.</li>
	<li>Yavaşça bir coverslip yana düşürerek slayt üzerinde yerleştirin. Hazırlık squash değil için dikkat ediniz. Doku çok yumuşak ise, öyle ki coverslip örnek ezmek değil herhangi onun köşe (örneğin, teyp veya kırık bir coverslip), coverslip ve slayt arasında ayırıcı olarak ince yer bir odası gibi coverslip ve slayt mesafesi.</li>
	<li>Tüm slaytlar yer nemli bir kutu içinde alüminyum folyo ile kapatın ve en az 1 h. widefield floresan veya 24 saat içinde confocal mikroskobu kullanarak numune izlemeye devam etmek için 4 ° C'de yerleştirin.</li>
</ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Birçok çiçek tomurcukları Arabidopsistüm çiçek gelişim aşamalarında, kapsayan, tek bir önümüzdeki içinde varlığını bir tedavi ya da bir gelişimsel özelliği bir etkisi karakterize yönelik çalışmalar için eşsiz bir fırsat sunuyor aynı anda farklı gelişimin çiçek arasında. Farklı bireysel bitkiler arasında iyi bir referans noktası ana önümüzdeki ilk çiçek açıyor. Bitkiler çiçekli eşitlenir şekilde tedavi edilir (örneğin, 3-4 gün stratifikasyon 4 ° C'de en...

Çiçekler arasında en önemli organları kapalı tohumlular tanımlıyoruz. Çiçekli bitkiler ortaya çıktı bazı 90-130 milyon yıl önce1ve çeşitlendirilmiş hızlı rapid görünüşleri Charles Darwin2tarafından bir "iğrenç gizem" nitelendirildi. Bitki araştırmacılar çıkarlarını çiçek geliştirme çeşitlidir. Bir bütün veya belirli anatomik, yapısal ve işlevsel özellikleri çiçekler3,4,5,6 evrimi çiçek evrimsel kökeni anlamayla ilgili biraz araştırma odaklı . Çiçek formu ve yapısı, hem de onlara, güvenerek cinsel ve eşeysiz üremenin biçimi yüksek değişim son derece karmaşık bir yapı çiçek olun. Çiçek organlarını, genetik ve moleküler İncelemeler7ile kombine edilebilir ışık ve elektron microscopical teknikleri kullanarak anatomi ve yapısal özelliklerini tanımlamak için çeşitli çabalar yol açmıştır. Ayrıca, kaynak, meyve ve tohum, çiçek büyük önem insan ve hayvan beslenmesi için vardır. Bu nedenle, çiçek ve meyve geliştirme karakterizasyonu uygulamalı araştırma, gıda güvenliği için bir artan insan nüfusu ve ekolojik koruma stratejileri değişen çevre8 altında da dahil olmak üzere birçok etkileri vardır , 9 , 10.
Arabidopsis geliştirmede çiçek çiçek indüksiyon ve önümüzdeki (çiçek grubu) meristem için bitkisel meristem dönüşüm başlar. Çiçek primordia yanal önümüzdeki meristem11Açıl başlatılır. Çiçek organ primordia giderek çiçek ortasına dışarıdan konsantrik gözlemleyebileceğiniz form ve sonunda sepals, yaprakları, stamens ve carpels7geliştirmek. Çiçek Bu organların farklı besin, koruyucu ve fonksiyonel (örneğin, tozlayıcı cazibe) yerine farklı bitki türü, erkek ve dişi gametophytes, sırasıyla12 gelişimi sürdürülmesi cinsel organları ile rolleri , 13. gametophytes, buna karşılık, her bir çift erkek (sperm) ayırt etmek ve kadın gametler (yumurta ve merkezi hücre), üzerine birleştirmek çift döllenme nesil, zigot ve birincil endosperm oluşturmak için bir terminal doku destekleyen embriyo14,15geliştirilmesi. Meyve ve tohum geliştirme desteği büyüme, olgunlaşma ve embriyo ve sonunda, onun dağılma korunması. Kapsamlı bir araştırma modeli tür Arabidopsis7,16,17, özellikle farklı bitki türleri çiçek ve embriyo geliştirilmesinde karakterize etmek için yapıldı.
Çiçek gelişiminin erken Mikroskopik analizler zaman alıcı örnek işleme ve gözlem teknikleri, parafin veya reçine katıştırma ve kesit, gibi ışık ya da elektron mikroskobu ile birlikte dayalı idi. Bu geleneksel mikroskobik teknikler kez mutantlar, RNA Yerelleştirme in situ hibridizasyon tarafından veya IMMUNO-algılama proteinlerin microscopical analizleri gibi moleküler genetik araştırmalar ile birlikte kullanılmaya başlanmıştır. State-of--art 3 boyutlu bilgisayar destekli görüntü analizleri ve minimal işlenmiş bütün Dağı numuneler üzerinde kullanılabilir moleküler yöntemler sürekli arıtma geniş alanlı ve confocal floresan mikroskopi son ilerleme için bir ihtiyaç yol açmıştır verimli ve en az bir örnek işleme teknikleri kantitatif analizleri için tercihen mükellef bulunmaktadır. Son yıllarda, önemli bütün Dağı hayvan numune Temizleme teknikleri geliştirme konusunda ilerlemeler kaydedilmiştir. Onlar render örnek şeffaf Sulu üre veya şeker tabanlı reaktifler (örneğin, ölçek, SeeDB, kübik) kullanarak18,19,20, veya seçici (SDS deterjan kullanarak) lipidler sonra kaldırarak örnekleri istikrarlı hydrogels katıştırma; lipidler kaldırılması olabilir pasif Difüzyon tarafından elde (örneğin, değiştirilmiş NETLİK protokolü21, PAKTI-PARS-jantlar22) veya aktif Elektroforez (orijinal NETLİK protokolü23 ve hareket-PRESTO24). Bu hızlı ilerleme tarafından teşvik, türetilmiş bazı teknikler de bitkiler kullanmak için ortaya çıkıyor.
Bu yöntemleri kağıt model Arabidopsisüzerinde duruldu, biz için prosedür çiçek tomurcukları, çiçek ve genç siliques uygun diseksiyon ve tüm montaj örnekleri çeşitli boyama için takas ve gözlem yordamları kullanarak tarif Klasik veya son SDS-esaslı temizleme yöntemi. Nişasta, callose ve Kromatin boyama örnekleri verilmiştir. Her ne kadar bu yordamları daha fazla geliştirmeleri ve diğer türler ile kullanıldığında uyarlamalar ihtiyacınız, onlar için daha fazla araştırma birçok araştırma projelerinin başlangıç noktası olan bu basit ama kritik yöntemlere sahne umuyoruz.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Reagents and Materials&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Scharlau</td><td>ET00102500</td><td></td></tr><tr><td>Acetic Acid</td><td>Applichem</td><td>A3686,2500</td><td>100% Molecular biology grade</td></tr><tr><td>Glacial Acetic Acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>320099</td><td>Molecular Biology Grade</td></tr><tr><td>Methanol</td><td>Scharlau</td><td>ME03062500</td><td></td></tr><tr><td>Formaldehyde Solution</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F1635</td><td></td></tr><tr><td>Propionic acid</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>81910-250 ml</td><td></td></tr><tr><td>Chloral hydrate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>15307</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>Roth</td><td>3783.1</td><td></td></tr><tr><td>Gum arabic</td><td>Fluka</td><td>51198</td><td></td></tr><tr><td>Lactic acid</td><td>Fluka</td><td>69773</td><td></td></tr><tr><td>Phenol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>77607-250ML</td><td>We used liquid phenol (use the density to find the required volume for your solution)</td></tr><tr><td>Clove oil</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>C8392-100ML</td><td></td></tr><tr><td>Xylene</td><td>Roth</td><td>4436.1</td><td></td></tr><tr><td>Iodine</td><td>Fluka</td><td>57665</td><td></td></tr><tr><td>Potassium iodide</td><td>Merck</td><td>5043</td><td></td></tr><tr><td>Malachite Green</td><td>Fluka</td><td>63160</td><td></td></tr><tr><td>Fuchsin acid</td><td>Fluka</td><td>84600</td><td></td></tr><tr><td>Orange G</td><td>Sigma</td><td>7252</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Dodecyl Sulfate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L3771</td><td>Molecular Biology Grade</td></tr><tr><td>Sodium hydroxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>71690</td><td></td></tr><tr><td>Sodium di-Hydrogen Phosphate</td><td>Applichem</td><td>A1047,1000</td><td></td></tr><tr><td>Sodium phosphate dibasic</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S9763-1KG</td><td></td></tr><tr><td>Potassium phosphate</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>04347</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Applichem</td><td>A2937,1000</td><td></td></tr><tr><td>Calcofluor</td><td>Sigma</td><td>F6259</td><td>Fluorescent brightener 28</td></tr><tr><td>Auramine</td><td>Chroma</td><td>10120</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Sigma</td><td>D9542</td><td>toxic</td></tr><tr><td>Triton-X-100</td><td>Sigma</td><td>T8787</td><td></td></tr><tr><td>Aniline blue</td><td>Merck</td><td>1275</td><td></td></tr><tr><td>MS medium</td><td>Carolina</td><td>19-57030</td><td></td></tr><tr><td>Nutrient-rich substrate</td><td>Einheitserde</td><td>ED73</td><td></td></tr><tr><td>Watch maker&#039;s glass</td><td></td><td></td><td>No specific brand</td></tr><tr><td>15 ml falcon centrifuge tubes</td><td>VWR</td><td>62406-200</td><td></td></tr><tr><td>Dumond Forceps</td><td>Actimed</td><td>0208-5SPSF-PS</td><td></td></tr><tr><td>Forceps</td><td>DUMONT BIOLOGY</td><td>0108-5</td><td></td></tr><tr><td>Syringe</td><td>BD</td><td>BD Plastipak 300013</td><td>1 ml</td></tr><tr><td>Preparation needle</td><td>BD</td><td>BD Microlance 304000</td><td></td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>Thermo Scientific</td><td>10143562CE</td><td>cut edges</td></tr><tr><td>Coverslips</td><td>Thermo Scientific</td><td>DV40008</td><td></td></tr><tr><td>Humid box</td><td></td><td></td><td>A plastic box with damp paper towel and slide supports inside</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Solutions&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Fixatives&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Carnoy&#039;s (Farmer&#039;s) fixative</td><td></td><td></td><td>Absolute ethanol : glacial acetic acid, 3:1 (ml:ml)</td></tr><tr><td>Methanol/acetic acid fixative</td><td></td><td></td><td>50 % (v/v) methanol, 10 % (v/v) glacial acetic acid in deionized water</td></tr><tr><td>FPA50 fixative</td><td></td><td></td><td>Formalin, propionic acid, 50% ethanol; 5:5:90 (ml:ml:ml)</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Clearing solutions&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chloral hydrate/glycerol</td><td></td><td></td><td>Chloral hydrate : glycerol : water, 8:1:2 (g:ml:ml). Can be used for all flower developmental stages and for silique development with DIC microscopy. The best fixative is the formaline based FPA50</td></tr><tr><td>Modified Hoyer</td><td></td><td></td><td>Gum arabic 7.5 g, chloral hydrate 100 g, glycerol 5 ml , water 30 ml. Can be used for all flower developmental stages and for silique development with DIC microscopy. The best fixative is the formaline based FPA50</td></tr><tr><td>Herr&#039;s 4&amp;frac12; clearing fluid</td><td></td><td></td><td>Lactic acid, chloral hydrate, phenol crystals, clove oil, xylene; 2:2:2:2:1, by weight. Can be used for all flower developmental stages (especially for stamen development) and for silique development with DIC microscopy. The best fixative is the formaline based FPA50</td></tr><tr><td>SDS/NaOH solution</td><td></td><td></td><td>Mix-dilute the the SDS and the NaOH stock solution to 1% SDS / 0.2 N NaOH (10x dilution). For all stages of flower and silique developmental stages. The best fixative is the methano/acetic acid fixative; the other two fixatives can also be used. Can be combined with calcofluor, auramine, DAPI, and aniline blue staining solution.</td></tr><tr><td>SDS stock solution</td><td></td><td></td><td>10 % (w/v) sodium dodecyl sulphate. Dissolve 10 g sodium dodecyl sulphate in 80 ml deionized water and make up to 100 ml with deionized water.</td></tr><tr><td>NaOH stock solution</td><td></td><td></td><td>2 N NaOH solution: dissolve 4 g of NaOH in 40 ml of deionized water and make up to 100 ml with deionized water</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Combined clearing and staining solutions&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Herr&#039;s IKI-4&amp;frac12;</td><td></td><td></td><td>To a standard 4&amp;frac12; (9 g in total) add: 100 mg iodine, 500 mg potassium iodide. This clearing solution can be used for all flower developmental stages and for silique development, either for increasing contrast or for characterizing starch dynamics. Use FPA50 for structural analysis and Carnoy&#039;s fixative for quantitative starch analysis.</td></tr><tr><td>Alexander staining</td><td></td><td></td><td>Ethanol 95% 10ml, malachite green (1% in 95% EtOH) 1 ml, fuchsin acid (1% in ddH2O) 5ml, orange G (1% in ddH2O) 0.5ml, phenol 5g, chloral hydrate 5g, glacial acetic acid 2ml, glycerol 25ml . This clearing/staining alone or in combination with Herr&#039;s 4&amp;frac12; solution can be used to evaluate pollen abortion in flowers with mature and tricellular pollen grains. It&#039;s used on freshly harved non-fixed material.</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Staining solutions&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Calcofluor solution</td><td></td><td></td><td>Calcofluor 0.007% in water (g:ml). Originally used as an optical brightner. Can be used for staining cellulose, carboxylated polysaccharides and callose in cell walls. Frequently used to stain the intine of the pollen grain. All three fixatives can be used with this solution.</td></tr><tr><td>Auramine solution</td><td></td><td></td><td>Auramine 0.01% in water (g:ml). This lipophilic fluorscent dye can be used for staining cuticles, cutin, and exine among others. All three fixatives can be used with this solution</td></tr><tr><td>Calcofluor-Auramine mixture</td><td></td><td></td><td>Auramine solution : Calcofluor solution, 3:1. Can be used for a combined staining by both solutions. Other proportions can be assayed maintaining a smaller proportion of calcofluor with respect to auramine.</td></tr><tr><td>DAPI solution</td><td></td><td></td><td>DAPI 0.4 ug/ml, 0.1 M sodium phosphate buffer (pH 7), 0.1% Triton-X-100, 1 mM EDTA. This solution can be used for staining chromosome spreads during male and female meiosis, and cell nuclei of any tissue. Frequently used for studying pollen grain development. Carnoy&#039;s and methanol/ acetic acid are the best fixatives for this solution. Formaldehyde-based fixatives such as FPA50 may interfere with the staining. Excitation in the UV and maximum emission around 461 nm.</td></tr><tr><td>Sodium phosphate buffer (0.1 M)</td><td></td><td></td><td>Proton receptor: 0.2 M Na2HPO4, proton donor: 0.2 M NaH2PO4, ratio proton donor / proton receptor: 1.364 ( for a pH 7)</td></tr><tr><td>Aniline blue solution</td><td></td><td></td><td>0.1% (w/v) aniline blue, 108 mM K3PO4 (pH 11), 2% glycerol. This solution can be used for staining callose and cellulose of many stages of development (e.g callose deposition in male and female terads, callose plugs in pollen tubes). Excitation in the UV and maximum emission around 455. It can also be excited at 514 nm with emission in the red for cell content staining.</td></tr></tbody></table>

whole-mount clearing and staining of arabidopsis flower organs and siliques

Moleküler genetik araştırmalar onun müthiş araçlar nedeniyle Arabidopsis thaliana bitki Biyoloji ve başta bitki üreme biyolojisi en önemli modeli türlerinden biridir. Ancak, bitki morfolojik, anatomik ve ultrastructural analizler geleneksel olarak zaman alıcı gömme ve yordamlar parlak alan, tarama ve elektron mikroskopi kesit olarak içerir. Confocal floresan mikroskopisi, state-of--art 3-b bilgisayar destekli Mikroskopik analizler ve minimal işlenmiş bütün Dağı numuneler üzerinde kullanılmak üzere moleküler teknikleri sürekli arıtma son ilerleme için artan bir talep yol açmıştır verimli ve en az bir örnek işleme teknikleri geliştirmek. Bu iletişim kuralı ' biz düzgün Arabidopsis çiçek ve siliques, temizleme teknikleri, temel anatomi tekniklerini tanımlamak ve bazı boyama işlemleri için bütün yapılar gözlemleri montaj.

Arabidopsis bir corymb (şekil 1) biseksüel tanzimi ile çiçek taşıyan Brassicacea ailesine ait. Her çiçek dört sepals, dört yaprakları, altı stamens (dört uzun lafın kısası iki) ve dört konsantrik gözlemleyebileceğiniz25,26yılında düzenlenmiş iki doğuştan erimiş carpels (şekil 1F-H) oluşan bir syncarpous gynoecium var. ...

Watch this Scientific Journal Video about Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques at JoVE.com

Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques

Bütün Dağı takas ve Arabidopsis çiçek organ ve Siliques boyama

Bu iletişim kuralı, biz teknikleri için uygun diseksiyon Arabidopsis çiçek ve siliques, bazı temel Temizleme teknikleri tarif ve yordamlar yapılar gözlemleri bütün-mount için boyama seçili.

Due to its formidable tools for molecular genetic studies, Arabidopsis thaliana is one of the most prominent model species in plant biology and, ...

whole-mount-clearing-staining-arabidopsis-flower-organs

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques

16.7K Görüntüleme.  University of Zurich. Bu iletişim kuralı, biz teknikleri için uygun diseksiyon Arabidopsis çiçek ve siliques, bazı temel Temizleme teknikleri tarif ve yordamlar yapılar gözlemleri bütün-mount için boyama seçili.

Video: Whole-mount Clearing and Staining of Arabidopsis Flower Organs and Siliques

Live Confocal Imaging of Developing Arabidopsis Flowers

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. Recent advances in confocal microscopy, combined with the development of numerous fluorophores, have overcome these issues and opened the possibility to study the expression of several genes simultaneously, with a good cellular resolution, in live samples. Live confocal imaging provides plant biologists with a powerful tool to study development, and has been extensively used to study root growth and the formation of lateral organs on the flanks of the shoot apical meristem. However, it has not been widely applied to the study of flower development, in part due to challenges that are specific to imaging flowers, such as the sepals that grow over the flower meristem, and filter out the fluorescence from underlying tissues. Here, we present a detailed protocol to perform live confocal imaging on live, developing Arabidopsis flower buds, using either an upright or an inverted microscope.

Live confocal imaging provides biologists with a powerful tool to study development. Here, we present a detailed protocol for the live confocal imaging of developing Arabidopsis flowers.

Arabidopsis Çiçek Gelişmekte Konfokal Görüntüleme Canlı

The study of plant growth and development has long relied on experimental techniques using dead, fixed tissues and lacking proper cellular resolution. ...

Gelişim Biyolojisi

Inducible, Cell Type-Specific Expression in Arabidopsis thaliana Through LhGR-Mediated Trans-Activation

Inducible, tissue-specific expression is an important and powerful tool to study the spatio-temporal dynamics of genetic perturbation. Combining the flexible and efficient GreenGate cloning system with the proven and benchmarked LhGR system (here termed GR-LhG4) for the inducible expression, we have generated a set of transgenic Arabidopsis lines that can drive the expression of an effector cassette in a range of specific cell types in the three main plant meristems. To this end, we chose the previously developed GR-LhG4 system based on a chimeric transcription factor and a cognate pOp-type promoter ensuring tight control over a wide range of expression levels. In addition, to visualize the expression domain where the synthetic transcription factor is active, an ER-localized mTurquoise2 fluorescent reporter under control of the pOp4 or pOp6 promoter is encoded in driver lines. Here, we describe the steps necessary to generate a driver or effector line and demonstrate how cell type specific expression can be induced and followed in the shoot apical meristem, the root apical meristem and the cambium of Arabidopsis. By using several or all driver lines, the context specific effect of expressing one or multiple factors (effectors) under control of the synthetic pOp promoter can be assessed rapidly, for example in F1 plants of a cross between one effector and multiple driver lines. This approach is exemplified by the ectopic expression of VND7, a NAC transcription factor capable of inducing ectopic secondary cell wall deposition in a cell autonomous manner.

Inducible, Cell Type-Specific Expression in Arabidopsis thaliana Through LhGR-Mediated Trans-Activation

Here, we describe the generation and application of a set of transgenic Arabidopsis thaliana lines enabling inducible, tissue-specific expression in the three main meristems, the shoot apical meristem, the root apical meristem, and the cambium.

İndüklenebilir, hücre türüne özgü ifade Arabidopsis thaliana aracılığıyla LhGR-aracılı Trans-harekete geçirmek

Inducible, tissue-specific expression is an important and powerful tool to study the spatio-temporal dynamics of genetic perturbation. Combining the ...

Genetik

Shootward Movement of CFDA Tracer Loaded in the Bottom Sink Tissues of Arabidopsis

The symplastic tracer 5(6)-carboxyfluorescein diacetate (CFDA) has been widely applied in living plants to demonstrate the intercellular connection, phloem transport and vascular patterning. This protocol shows bottom-to-top carboxyfluorescein (CF) movement in the Arabidopsis by using the root-cutting and the hypocotyl-pinching procedure respectively. These two different procedures result in different efficiencies of CF movement: about 91% appearance of CF in the shoots with the hypocotyl-pinching procedure, whereas only about 70% appearance of CF with the root-cutting procedure. The simple change of loading sites, resulting in significant changes in the mobile efficiency of this symplastic dye, suggests CF movement might be subject to the symplastic regulation, most probably by the root-hypocotyl junction.

Shootward Movement of CFDA Tracer Loaded in the Bottom Sink Tissues of Arabidopsis

The goal of this protocol is to show how to load the CFDA into different sites of the bottom parts of Arabidopsis. We then present the resulting distribution pattern of CF in the shoots.

Arabidopsis 'In alt lavabo dokularında yüklü CFDA Tracer Shootward hareketi

The symplastic tracer 5(6)-carboxyfluorescein diacetate (CFDA) has been widely applied in living plants to demonstrate the intercellular connection, ...

Çevre

Floral-dip Transformation of Arabidopsis thaliana to Examine pTSO2::&beta;-glucuronidase Reporter Gene Expression

The ability to introduce foreign genes into an organism is the foundation for modern biology and biotechnology. In the model flowering plant Arabidopsis thaliana, the floral-dip transformation method1-2 has replaced all previous methods because of its simplicity, efficiency, and low cost. Specifically, shoots of young flowering Arabidopsis plants are dipped in a solution of Agrobacterium tumefaciens carrying specific plasmid constructs. After dipping, the plants are returned to normal growth and yield seeds, a small percentage of which are transformed with the foreign gene and can be selected for on medium containing antibiotics. This floral-dip method significantly facilitated Arabidopsis research and contributed greatly to our understanding of plant gene function. In this study, we use the floral-dip method to transform a reporter gene, &beta;-glucuronidase (GUS), under the control of TSO2 promoter. TSO2, coding for the Ribonucleotide Reductase (RNR) small subunit3, is a cell cycle regulated gene essential for dNDP biosynthesis in the S-phase of the cell cycle. Examination of GUS expression in transgenic Arabidopsis seedlings shows that TSO2 is expressed in actively dividing tissues. The reported experimental method and materials can be easily adapted not only for research but also for education at high school and college levels.

Floral-dip Transformation of Arabidopsis thaliana to Examine pTSO2::&#946;-glucuronidase Reporter Gene Expression

This article illustrates the floral-dip method of Agrobacterium tumefaciens -mediated transformation of Arabidopsis thaliana. By introducing a cell-cycle regulated promoter-reporter, pTSO2::&beta;-glucuronidase (GUS), into Arabidopsis, we illustrates how one detects GUS reporter expression in transgenic seedlings.

Floral-daldırma Dönüşüm Arabidopsis thaliana Inceleyin PTSO2: β-glucuronidase Reporter Gen İfadesi

The ability to introduce foreign genes into an organism is the foundation for modern biology and biotechnology. In the model flowering plant Arabidopsis ...

Biyoloji

An Efficient Clearing Protocol for the Study of Seed Development in Tomato (Solanum lycopersicum L.)

Tomato (Solanum lycopersicum L.) is one of the major cash crops worldwide. The tomato seed is an important model for studying genetics and developmental biology during plant reproduction. Visualization of finer embryonic structure within a tomato seed is often hampered by seed coat mucilage, multi-cell-layered integument, and a thick-walled endosperm, which needs to be resolved by laborious embedding-sectioning. A simpler alternative is to employ tissue clearing techniques that turn the seed almost transparent using chemical agents. Although conventional clearing procedures allow deep insight into smaller seeds with a thinner seed coat, clearing tomato seeds continues to be technically challenging, especially in the late developmental stages.
Presented here is a rapid and labor-saving clearing protocol to observe tomato seed development from 3 to 23 days after flowering when embryonic morphology is nearly complete. This method combines chloral hydrate-based clearing solution widely used in Arabidopsis with other modifications, including the omission of Formalin-Aceto-Alcohol (FAA) fixation, the addition of sodium hypochlorite treatment of seeds, removal of the softened seed coat mucilage, and washing and vacuum treatment. This method can be applied for efficient clearing of tomato seeds at different developmental stages and is useful in full monitoring of the developmental process of mutant seeds with good spatial resolution. This clearing protocol may also be applied to deep imaging of other commercially important species in the Solanaceae.

An Efficient Clearing Protocol for the Study of Seed Development in Tomato Solanum lycopersicum L.

The tomato seed is an important model for studying genetics and developmental biology during plant reproduction. This protocol is useful for clearing tomato seeds at different developmental stages to observe the finer embryonic structure.

Domateste Tohum Geliştirme Çalışması için Verimli Bir Takas Protokolü (Solanum lycopersicum L.)

Tomato (Solanum lycopersicum L.) is one of the major cash crops worldwide. The tomato seed is an important model for studying genetics and developmental ...

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively in the study of secondary cell wall formation. Secondary cell wall deposition occurs after the primary cell wall is laid down, a process carried out exclusively by specialized cells such as those forming vessel and fiber tissues. Most secondary cell walls are composed of cellulose (40&#8211;50%), hemicellulose (25&#8211;30%), and lignin (20&#8211;30%). Several mutations affecting secondary cell wall biosynthesis have been isolated, and the corresponding mutants may or may not exhibit obvious biochemical composition changes or visual phenotypes since these mutations could be masked by compensatory responses. Staining procedures have historically been used to show differences on a cellular basis. These methods are exclusively visual means of analysis; nevertheless their role in rapid and critical analysis is of great importance. Congo red and calcofluor white are stains used to detect polysaccharides, whereas M&#228;ule and phloroglucinol are commonly used to determine differences in lignin, and toluidine blue O is used to differentially stain polysaccharides and lignin. The seemingly simple techniques of sectioning, staining, and imaging can be a challenge for beginners. Starting with sample preparation using the A. thaliana model, this study details the protocols of a variety of staining methodologies that can be easily implemented for observation of cell and tissue organization in secondary cell walls of plants.

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Plant cell wall composition varies between tissue types and can include lignin, cellulose, hemicelluloses, and pectin. Various staining techniques have been developed to visualize differences at the cell-type level. This paper is a compilation of commonly used cell wall staining techniques.

Histokimyasal boyama<em&gt; Arabidopsis thaliana</em&gt; Ortaöğretim Hücre Duvar Elemanları

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively ...

An Efficient Method for Quantitative, Single-cell Analysis of Chromatin Modification and Nuclear Architecture in Whole-mount Ovules in Arabidopsis

In flowering plants, the somatic-to-reproductive cell fate transition is marked by the specification of spore mother cells (SMCs) in floral organs of the adult plant. The female SMC (megaspore mother cell, MMC) differentiates in the ovule primordium and undergoes meiosis. The selected haploid megaspore then undergoes mitosis to form the multicellular female gametophyte, which will give rise to the gametes, the egg cell and central cell, together with accessory cells. The limited accessibility of the MMC, meiocyte and female gametophyte inside the ovule is technically challenging for cytological and cytogenetic analyses at single cell level. Particularly, direct or indirect immunodetection of cellular or nuclear epitopes is impaired by poor penetration of the reagents inside the plant cell and single-cell imaging is demised by the lack of optical clarity in whole-mount tissues.
Thus, we developed an efficient method to analyze the nuclear organization and chromatin modification at high resolution of single cell in whole-mount embedded Arabidopsis ovules. It is based on dissection and embedding of fixed ovules in a thin layer of acrylamide gel on a microscopic slide. The embedded ovules are subjected to chemical and enzymatic treatments aiming at improving tissue clarity and permeability to the immunostaining reagents. Those treatments preserve cellular and chromatin organization, DNA and protein epitopes. The samples can be used for different downstream cytological analyses, including chromatin immunostaining, fluorescence in situ hybridization (FISH), and DNA staining for heterochromatin analysis. Confocal laser scanning microscopy (CLSM) imaging, with high resolution, followed by 3D reconstruction allows for quantitative measurements at single-cell resolution.

An Efficient Method for Quantitative, Single-cell Analysis of Chromatin Modification and Nuclear Architecture in Whole-mount Ovules in Arabidopsis

We provide here an efficient and reliable protocol for immunostaining, Fluorescence in&#160;situ Hybridization, DNA staining followed by quantitative, high-resolution imaging in whole-mount Arabidopsis thaliana ovules. This method was successfully used to analyze chromatin modifications and nuclear architecture.

Tüm montaj ovüllerindeki in Kromatin Modifikasyonu ve Nükleer Mimarlık Kantitatif, Tek hücreli Analizi için Etkin Bir Yöntem<em&gt; Arabidopsis</em

In flowering plants, the somatic-to-reproductive cell fate transition is marked by the specification of spore mother cells (SMCs) in floral organs of the ...

High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

Plant cells are surrounded by a cell wall, the composition of which determines their final size and shape. The cell wall is composed of a complex matrix containing polysaccharides that include cellulose microfibrils that form both crystalline structures and cellulose chains of amorphous organization. The orientation of the cellulose fibers and their concentrations dictate the mechanical properties of the cell. Several methods are used to determine the levels of crystalline cellulose, each bringing both advantages and limitations. Some can distinguish the proportion of crystalline regions within the total cellulose. However, they are limited to whole-organ analyses that are deficient in spatiotemporal information. Others relying on live imaging, are limited by the use of imprecise dyes. Here, we report a sensitive polarized light-based system for specific quantification of relative light retardance, representing crystalline cellulose accumulation in cross sections of Arabidopsis thaliana roots. In this method, the cellular resolution and anatomical data are maintained, enabling direct comparisons between the different tissues composing the growing root. This approach opens a new analytical dimension, shedding light on the link between cell wall composition, cellular behavior and whole-organ growth.

High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

Crystalline cellulose is an important constituent of the plant cell wall. However, its quantification at a cellular resolution is technically challenging. Here, we report the use of polarized light technology and root cross sections to obtain information of cell wall composition at a spatiotemporal resolution.

Kristalin Selüloz Birikimin Yüksek Çözünürlüklü Niceleme<em&gt; Arabidopsis</em&gt; Kökler Doku spesifik Hücre Duvarı Değişiklikler Monitör

Plant cells are surrounded by a cell wall, the composition of which determines their final size and shape. The cell wall is composed of a complex matrix ...

Optical Clearing of Plant Tissues for Fluorescence Imaging

It is challenging to directly observe the internal structure of multi-layered and opaque plant specimens, without dissection, under a microscope. In addition, autofluorescence attributed to chlorophyll hampers the observation of fluorescent proteins in plants. For a long time, various clearing reagents have been used to make plants transparent. However, conventional clearing reagents diminish fluorescent signals; therefore, it has not been possible to observe the cellular and intracellular structures with fluorescent proteins. Reagents were developed that can clear plant tissues by removing chlorophyll while maintaining fluorescent protein stability. A detailed protocol is provided here for the optical clearing of plant tissues using clearing reagents, ClearSee (CS) or ClearSeeAlpha (CSA). The preparation of cleared plant tissues involves three steps: fixation, washing, and clearing. Fixation is a crucial step in maintaining the cellular structures and intracellular stability of fluorescent proteins. The incubation time for clearing depends on the tissue type and species. In Arabidopsis thaliana, the time required for clearing with CS was 4 days for leaves and roots, 7 days for seedlings, and 1 month for pistils. CS also required a relatively short time of 4 days to make the gametophytic leaves of Physcomitrium patens transparent. In contrast, pistils in tobacco and torenia produced brown pigment due to oxidation during CS treatment. CSA reduced the brown pigment by preventing oxidation and could make tobacco and torenia pistils transparent, although it took a relatively long time (1 or 2 months). CS and CSA were also compatible with staining using chemical dyes, such as DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole) and Hoechst 33342 for DNA and Calcofluor White, SR2200, and Direct Red 23 for the cell wall. This method can be useful for whole-plant imaging to reveal intact morphology, developmental processes, plant-microbe interactions, and nematode infections.

Here, a method is described for making plant tissues transparent while maintaining the stability of fluorescent proteins. This technique facilitates deep imaging of cleared plant tissues without physical sectioning.

Floresan Görüntüleme için Bitki Dokularının Optik Temizlenmesi

It is challenging to directly observe the internal structure of multi-layered and opaque plant specimens, without dissection, under a microscope. In ...

Combining Clearing and Fluorescence Microscopy for Visualising Changes in Gene Expression and Physiological Responses to Plasmodiophora brassicae

Infection of Brassica crops by the soilborne protist Plasmodiophora brassicae leads to gall formation on the underground organs. The formation of galls requires cellular reprogramming and changes in the metabolism of the infected plant. This is necessary to establish a pathogen-oriented physiological sink toward which the host nutrients are redirected. For a complete understanding of this particular plant-pathogen interaction and the mechanisms by which host growth and development are subverted and repatterned, it is essential to track and observe the internal changes accompanying gall formation with cellular resolution. Methods combining fluorescent stains and fluorescent proteins are often employed to study anatomical and physiological responses in plants. Unfortunately, the large size of galls and their low transparency act as major hurdles in performing whole-mount observations under the microscope. Moreover, low transparency limits the employment of fluorescence microscopy to study clubroot disease progression and gall formation. This article presents an optimized method for fixing and clearing galls to facilitate epifluorescence and confocal microscopy for inspecting P. brassicae-infected galls. A tissue-clearing protocol for rapid optical clearing was used followed by vibratome sectioning to detect anatomical changes and localize gene expression with promoter fusions and reporter lines tagged with fluorescent proteins. This method will prove useful for studying cellular and physiological responses in other pathogen-triggered structures in plants, such as nematode-induced syncytia and root knots, as well as leaf galls and deformations caused by insects.

Combining Clearing and Fluorescence Microscopy for Visualising Changes in Gene Expression and Physiological Responses to Plasmodiophora brassicae

The present protocol describes an optimized method for the histological observation of galls induced by Plasmodiophora brassicae. Vibratome sections of hypocotyls are cleared before fluorescence imaging to study the involvement of transcription factors and phytohormones during disease progression. This protocol overcomes resin embedding limitations, enabling in planta visualization of fluorescent proteins.

Gen İfadesindeki Değişiklikleri ve Plasmodiophora brassicae'ye Fizyolojik Yanıtları Görselleştirmek için Temizleme ve Floresan Mikroskopisinin Birleştirilmesi

Infection of Brassica crops by the soilborne protist Plasmodiophora brassicae leads to gall formation on the underground organs. The formation of galls ...

Bütün Dağı takas ve Arabidopsis çiçek organ ve Siliques boyama

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler