Michael VanNieuwenhze (Indiana Üniversitesi) Resim 2 ve şekil 4kullanılan FDAAs hediye için teşekkür ediyoruz. Bu el yazması hazırlanması sırasında üye kahverengi laboratuarının geribildirim için teşekkür. A. tumefaciens hücre büyümesi ve bölünme kahverengi laboratuarında Araştırma Ulusal Bilim Vakfı (IOS1557806) tarafından desteklenmektedir.

1. A. tumefaciens suşlarının büyüme
<ol><li>
A. tumefaciens suşları kültür
	<ol>
<li>Bir koloni istediğiniz baskı ile ATGN büyüme ortamının (tarifi için malzemeler listeye bakın) 1 mL aşılamak için steril bir tahta sopa ya da damlalıklı ipucu kullanın. Not: A. tumefaciens tükenmesi suşları için ATGN 1 mM IPTG temel protein biyosentezi korumak için bir uyarıcı içermelidir.</li>
		<li>A. tumefaciens suşları gecede ATGN 225 rpm'de sallayarak ile 28 ° C'de içinde büyümek.</li>
		<li>Hücreleri 600 optik yoğunluğunu ölçmek bir Spektrofotometre kullanarak nm (OD600). Hücre kültürü bir OD600 seyreltik ~0.2 = ve OD600 kadar büyümeye devam = ~0.6 ulaşıldığında. Tükenmesi suşları için OD600 kadar uyarıcı ile büyümeye devam = ~0.6 ulaşıldığında.</li>
		<li>A. tumefaciens wildtype ve mutant suşları OD600 kullanın = ~0.6 hedef özel boyama ve/veya hızlandırılmış mikroskobu (bkz: Bölüm 2 ve 3.1). Tükenmesi suşları için uyarıcı (bakınız Bölüm 1.2.) yıkamak</li>
	</ol>
</li>
	<li>
A. tumefaciens protein tükenmesi suşları karakterizasyonu için uyarıcı kaldırılması
	<ol>
<li>Üstel kültürünün 1 mL cips (OD600 ~0.4-0.6 =) tarafından Santrifüjü 7000 x g 5 dakika içinde oda sıcaklığında masaüstü santrifüj için de.</li>
		<li>Yıkamak için süpernatant kaldırın ve uyarıcı olmadan taze medya Pelet resuspend ve hücreleri (1.2.1) açıklandığı gibi cips. Hücreleri toplam taze medya 3 kez yıkayın.</li>
		<li>Son Pelet taze medyada resuspend ve konsantre bir OD600 hücrelere hemen hedef özel boyalar (Bölüm 2 ve şekil 4B-D) veya hızlandırılmış mikroskobu (Bölüm 3.2 ve şekil 4A) ile boyama için ~0.8 = . Alternatif olarak, hücreleri istediğiniz süreyi için medya olmadan önce boyama ve hücreleri Imaging uyarıcı hücrelerde büyüyen tarafından önceden tüketmek.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. hedef özel boyama A. tumefaciens hücre
<ol><li>
Floresan d-amino asit hücre duvarı etiketleme Not: FDAAs kolayca A. tumefaciens peptidoglikan dahil edilmiştir toksik olmayan floresan d amino asitleri vardır. Bu basit etiketleme yordamı büyüme canlı hücreleri6' desenlendirme sondalar. Dört FDAAs sentezi için kullanılabilir38iletişim kurallarıdır.<ol>
<li>Üstel kültürünün 500 µL cips (OD600 ~0.4-0.6 =) tarafından Santrifüjü 7000 x g 5 dakika içinde Masaüstü santrifüj için de. Hücre Pelet taze medya 100 µL içinde resuspend.</li>
		<li>5 FDAA için yıkanmış ve hücrelerin konsantre ve karanlıkta 2 min için kuluçkaya mm 5 µL ekleyin. Not: Sınırlamak FDAA ışığa maruz kalma. Kuluçka süresi zorlanma büyüme hızının bağlı olarak değişir. Genellikle, kuluçka kez katlama zaman%65-10 olmalıdır.</li>
		<li>Hücreleri tarafından Santrifüjü cips ve hücre topakları fosfat tamponlu tuz (PBS) ile üç kez yıkayın.</li>
		<li>Pelet ~ 50 µL PBS içinde resuspend. Not: PBS resuspension için kullanılan birim Pelet boyutuna göre değişebilir.</li>
		<li>0,8-1 uygulamak µL hücre bir özel defteri ve hemen epifluorescence mikroskobu (bkz: bölümler 3.1 ve 3.2) kullanarak görüntü için.<ol>
<li>Alternatif olarak, daha fazla etiket birleşme buz gibi % 70 etanol ile hücreleri düzelterek durdurmak. Hücre Pelet 1 mL buz gibi % 70 etanol resuspend ve 15 dakika boyunca buz üzerinde kuluçkaya.</li>
			<li>Santrifüjü tarafından hücreleri toplamak ve daha sonra görüntüleme için PBS küçük bir hacim içinde resuspend. Hücre süspansiyonlar 4 ° C ve görüntü 48 saat içinde saklayın.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
	<li>
DNA DAPI veya turuncu leke ile boyama Not: DNA gözlemlemek için yapısı, hücre DAPI ya da portakal (ölü hücre leke) ile etiketlenir. Her ne kadar klasik bir "ölü hücre leke" açıklanan, turuncu permeant, photostable ve canlı hücre DNA10Imaging etkinleştirme bakteri hücrelerinin büyümesini etkilemez. A. tumefaciens, turuncu etiketleme işleri canlı hücreler içinde iyi ve hızlandırılmış mikroskobu (şekil 3) için uygundur. Buna ek olarak, ultraviyole (UV) ışık pozlama görüntüleme DAPI lekeli hücreler için gerekli Fototoksik (şekil 3) ve böylece DAPI boyama için anlık görüntüleme veya sabit hücreleri boyama canlı hücreleri boyama için en uygun olan.<ol>
<li>DAPI hücreleri boyama<ol>
<li>Üstel kültürünün 1 mL cips (OD600 ~0.4-0.6 =) tarafından Santrifüjü 7000 x g 5 dakika içinde Masaüstü santrifüj için de.</li>
			<li>İsteğe bağlı olarak, hücre boyama önce düzeltmek için hücre Pelet 1 mL % 70 buz gibi etanol resuspend. 10-15 dk. içinde 2.2.1.1 hücreler Santrifüjü tarafından açıklanan toplamak için buz üzerinde kuluçkaya.</li>
			<li>Hücre Pelet 1 mL 1 µL DAPI hisse senedi çözüm (1 mg/mL; bkz: Malzemeler tablo) içeren PBS resuspend. Pipetting tarafından karışımı yavaşça ve 5 dakika içinde belgili tanımlık karanlık kuluçkaya.</li>
			<li>Hücreleri tarafından Santrifüjü 7000 x g 5 min için de cips ve 1 mL aşırı DAPI kaldırmak için PBS resuspend. Hücreleri iki kez daha yıkama ve Pelet 50 µL PBS veya medya resuspend.</li>
			<li>0,8-1 uygulamak µL hücre bir özel defteri ve hemen epifluorescence mikroskobu kullanarak görüntü için. 3.1 ve 3.2 bölümlerine bakın. Not: Bu protokol kromozom dynamics (şekil 3) gözlemlemek hızlandırılmış mikroskopi için en uygun değildir. Turuncu boyama (bakınız Bölüm 2.2.2) alternatif olarak kullanmayı düşünün.</li>
		</ol>
</li>
		<li>Turuncu canlı hücreleri boyama</li>
		<li>Üstel kültürünün 1 mL cips (OD600 ~0.4-0.6 =) tarafından Santrifüjü 7000 x g 5 dakika içinde Masaüstü santrifüj için de. Hücre Pelet 1 mL 1 µL turuncu hisse senedi çözüm içeren PBS resuspend (malzeme listeye bakın). Pipetting tarafından karışımı yavaşça ve karanlıkta 5 min için kuluçkaya.</li>
		<li>Hücreleri tarafından Santrifüjü cips ve 1 mL aşırı turuncu kaldırmak için PBS resuspend. Hücreleri iki kez daha yıkama ve Pelet 50 µL PBS resuspend.</li>
		<li>0,8-1 uygulamak µL hücre bir özel defteri ve hemen epifluorescence mikroskobu kullanarak görüntü için. 3.1 ve 3.2 bölümlerine bakın. Not: Bu protokol de canlı hücreleri ile çalışır ve hızlandırılmış mikroskobu kromozom dynamics (şekil 3) gözlemlemek uygundur. Hemen görüntüye uygun değilse, hücreler buz gibi % 70 etanol (bakınız Bölüm 2.2.1.2) sabit olabilir.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Membran etiketleme Not: Lipofilik styryl floresan boya 4-64 yaygın bakteriyel hücre membran gözlemlemek için kullanılmıştır. Birçok bakteri, aksine 4-64 A. tumefaciens hücreleri etiketli düzgün etiket değil, ama oldukça sık sergi "nal" desen14,15. Dikkat çekici, büyüme Kutbu yaklaşık leke yoksun ise eski pole yoğun bir şekilde etiketlenmiştir. Böylece, 4-64 hücre büyüme desen ve A. tumefaciensmembran yapısı görselleştirme sağlar.<ol>
<li>8 µg/mL üssel faz hücre kültürü 1 ml nihai bir konsantrasyon FM 4-64 ekleyin ve 5 dakika içinde belgili tanımlık karanlık oda sıcaklığında kuluçkaya.</li>
		<li>5 dakika içinde Masaüstü santrifüj için 7000 x g de Santrifüjü tarafından etiketli hücreleri cips ve hücre Pelet PBS 1 mL resuspend. Hücreleri aşırı boya kaldırmak için üç kez toplam yıkayın.</li>
		<li>PBS ve hemen görüntü için bir özel defteri yerinde küçük bir cilt hücrelerinde resuspend. (3.1 ve 3.2 bölümlerine bakın) Dikkat: Hücreleri hemen karakteristik etiketleme desen gözlemlemek için yansıması gerekir.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. A. tumefaciens hücreleri görüntüleme
<ol><li>
Özel yüzey hazırlama Not: Resim 1 resim silsilesi (Masası'nda) ve şematik (Masası B) hızlandırılmış mikroskopi için hazırlanan bir tipik özel ped içerir. Özel yastıkları genellikle gerektiği gibi hazırlanır.<ol>
<li>3.1.1. bir coverslip bir 22 x 22 mm laboratuvar kare film (malzeme listesini görmek) kenarlarda neşterden çalıştırarak bir rehber ve kesim olarak kullanın.</li>
		<li>~ 2-5 bırakarak laboratuvar film Merkez dışında bir kare şeklinde bir kesik mm kenarlık için özel yastık bir conta olarak hizmet için. Merkezi kesme atmak.</li>
		<li>Bir amonyak ve alkol içermeyen temizleyici ile (bkz: malzeme listesi) temiz bir cam slayt (75 mm x 25 mm) üzerine film conta yeri ve film biraz cam ( şekil1a en iyi görüntü) üzerine erimiş kadar ısı. Laboratuvar film eritmek için 70 ° C ısı blok kümesine kenarına kullanın veya hafifçe bir ateşte eritin.</li>
		<li>Özel çözüm ~0.075 g özel karıştırarak hazırlayın (malzeme listesini görmek) küçük bir şişeye medyada 5 ml. Isı ile periyodik özel eriyene kadar karıştırın ve çözüm için dönen bir mikrodalga çözümde açıktır. Özel çözüm 55-70 ° C de tutabilir ve 48 saat içinde birden çok özel yastıkları inşaat için kullanabilirsiniz.</li>
		<li>1.2-%1.5 özel conta ortasına içeren medya pipet. Not: Medya hacmi genellikle 50-60 µL olmakla birlikte conta boyutuna göre değişir. Soğuk bir slayt için medya çok hızlı bir şekilde kuvvetlendirmek özel neden olabilir eklemek, böylece slayt sıcak bir yüzey üzerinde tutulmalıdır. Bir ısı blok kenarına ayarlayın 70 ° C çalışır iyi. Su özel veya fosfat tamponlu tuz (PBS) gibi arabelleğe alınan özel çözümler içeren özel uygulamalar sürekli hücre büyümesini gerekli değildir için medya yerine kullanılabilir. Tükenmesi suşları görüntüleme için uyarıcı olabilir sunmak da yok medyada. Uyarıcı yokluğu-ecek açığa vurmak tükenmesi fenotip ise uyarıcı varlığı bir denetim olarak kullanılabilir.</li>
		<li>Bir coverslip özel olarak dağıtabilmenizi conta yerleştirin.</li>
		<li>Slayt bu buruşuk yüzeyinde özel defteri ve yüzeye uygulanan hücre süspansiyon havuzu da yol açar gibi ~ 2 dk. kaçının özel yastık •kızılötesi için kuvvetlendirmek için serin, düz bir yüzey üzerine yerleştirin.</li>
		<li>Dikkatle coverslip özel yastık kapalı kaydırın. Dikkat: Bu adımı acele etmeyelim. Özel yastık kolayca gözyaşı ve düzensiz özel yastık görüntüleme zorlaştırabilir.</li>
		<li>Ped yüzeyi kuru görünene kadar hava için özel defteri oda sıcaklığında 1-2 min için Kuru izin. Bir neşter kullanarak, özel hava boşluğuna (orta görüntü, şekil 1A); oluşturmak için a küçük soymak kaldırmak hava boşluğu genellikle ~ 2 x 7-10 mm ve A. tumefaciens hücreleri hava boşluğu (şekil 1 c) en iyi büyümeye eğilimindedir. Not: Sabit hücre veya büyüme nerede izlenmiyor koşullar altında görüntüleme için hava boşluğuna gerekli değildir.</li>
		<li>Nokta 0,8-1 µL özel defteri ve yeni bir coverslip ile kapak sayfasında bulunan bir hücreler. Yavaşça coverslip hücreleri özel ped yüzeyi boyunca dağıtmak için özel yastık tepesinden yerleştirin.</li>
		<li>Erimiş VALAP kullanarak coverslip kenarlarını kapatın (bkz: Malzemeler tablo için tarifi; Şekil 1A, alt resim). Tüm kenarları ve köşeleri coverslip mühür hücreleri görüntüleme sırasında sürüklenen götürecek özel ped kurutma neden olabilir. Not: Mühürleme coverslip sadece uzun vadeli zaman hata görüntüleme için gereklidir.</li>
	</ol>
</li>
</ol><img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/56497/56497fig1.jpg"> Şekil 1: özel yastık hazırlık. (A)görüntü özel yastık hazırlık protokolü sırasını. Resim 1 laboratuvar film conta ile bir slayttır. Resim 2, özel defteri ve hava boşluğu görüntülenir. Son olarak, Resim 3 tam özel yastık altında bir coverglass hücreleri ile gösterir ve VALAP ile mühürlenmiş. (B) A şematik bir özel ped hızlandırılmış mikroskopi için sağlanır. Anahtar şekil-in belgili tanımlık özel yastık şematik etiketlenir. (C) hava boşluğu A. tumefaciens büyüme özel yastıkları üzerinde terfi. Görüntüleri bir özel yastık üzerinde 20 saat boyunca yetiştirilen wildtype A. tumefaciens hücre gösterilir. Görüntüleri mevzilerine hava cebinden giderek uzak alındı. Görüntünün en yakın kenara uzaklığı hava boşluğu için yukarıdaki her görüntü gösterilir. Ölçek çubuğu 10 µm. = <a href="//cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/56497/56497fig1large.jpg" target="_blank">Bu rakam daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için buraya tıklayınız.</a>
<ol start="2"><li>
Görüntüleme Not: Fark girişim kontrast, faz kontrast ve epifluorescence görüntüleme yapılır donanım tabanlı autofocusing, otomatik bir sahne, standart filtrelere, bir LED ışık kaynağı, 60 X yağı daldırma ile donatılmış bir ters mikroskobu ile Hedefler (1.4 NA) faz kontrast veya fark girişim kontrast (DIC) ve 1K elektron teksir makinesi şarj-birleştiğinde-cihaz (EMCCD) kamera. Mikroskop bir sıcaklık kontrollü odada yer almalıdır. Alternatif olarak, bir sahne daha sıcak veya odası tutarlı sıcaklık görüntüleme sırasında korumak için kullanılabilir.<ol>
<li>Epifluorescence mikroskobu Not: floresan görüntüleme için canlı hücre, resim satın alma sayısını sınırlamak ve pozlama süresi photobleaching ve fototoksisite en aza indirmek için en iyi duruma getirmek için gerekli. Her boya görüntüleme için bu yeterli Floresans algılama sağlar ancak photobleaching veya fototoksisite yol değil bir en uygun çekim hızı bulmak için tavsiye edilir. Şekil 2-4' te, pozlama süreleri 200 MS tüm Floresans resimler için kullanılmıştır. Şekil 3' te gösterilen hızlandırılmış dizileri için her 10 min 3 h için görüntüleri elde.<ol>
<li>Daldırma yağ istenen hedefte yerleştirin ve ters Slayt Slayt tutucusuna sahne alanı üzerine yerleştirin. Odaklama topuzlar hücreleri odak haline getirmek için kullanın.</li>
			<li>Aşama (ya da DIC) Albümdeki ve istenen floresan filtre edinme. Not: Maksimal uyarma ve emisyon dalga boylarında Şekil 2, şekil 3ve şekil 4 kullanılan lekeler için aşağıdaki gibidir: HADA (405/460), NADA (450/555), TADA (555/570), 4-64 (515/640), DAPI (360/460), Orange (547/570).</li>
		</ol>
</li>
		<li>Hızlandırılmış mikroskobu Not: bilgisayar kontrollü hızlandırılmış mikroskobu sırasında aşağıdaki özellikleri şunlardır: x, y ve z konum, panjurlar ve floresan filtreler. Bir donanım tabanlı otomatik odaklama sistemi odak zaman hata görüntüleme sırasında korumak için en iyi yöntemdir. Alternatif olarak, bir yazılım tabanlı otomatik odaklama döngü kullanılabilir.<ol>
<li>Daldırma yağ istenen hedefte yerleştirin ve ters Slayt Slayt tutucusuna sahne alanı üzerine yerleştirin. Odaklama topuzlar hücreleri odak haline getirmek için kullanın.</li>
			<li>İsteğe bağlı olarak: Elde birden fazla (x, y) pozisyonlar. Rastgele 10 alan hücre yakın özel yastıkları hava boşluğu seçin.</li>
			<li>Sistem saat sıra satın görüntü için faz veya DIC istenilen zaman aralığında. Not: şekil 4' te gösterilen hızlandırılmış sırası için 30 ms maruz her 10 min 14 h ile DIC görüntüleri elde. Floresans görüntüleme sırasında hızlandırılmış mikroskobu kullanırken, photobleaching ve fototoksisite en aza indirmek için satın alma aralığı ve pozlama zamanını ayarlayın.</li>
		</ol>
</li>
	</ol>
</li>
</ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Bu protokol A. tumefaciens tükenmesi wildtype ve mutant suşları incelenmesi için işlemler bir dizi içerir. Bu protokol bölümünde listelenen tüm yordamları büyüme medya, sıcaklık ve büyüme oranları için hesabınıza ek değişiklikler ile diğer bakteri suşları için kolayca adapte edilebilir dikkati çekiyor.
Hedef özel boyalar bakteri hücreleri hücre döngüsü olayları detaylı karakterizasyonu sağlamak için değerli bir araç kullanmaktır. Burada, peptid...

Bakteriyel hücre döngüsü boyunca ilerleme membran ve hücre duvarı sentezi, DNA ikileşmesi ve segregasyon ve hücre bölünmesi gibi birçok işlemi koordinasyon gerektirir. Tamamen bakteriyel hücre biyolojisi karmaşıklığını anlamak için bu temel olayları incelemek gereklidir; Başlıca bileşenleri bu yollar, mutagenized zaman hücre canlılığı tehlikeye beri Ancak, bu önemsiz bir görevdir. Hedef özel boyalar ile birleştiğinde Epifluorescence mikroskopi wildtype ve mutant bakteri suşları temel bu işlemlerde soruşturma için güçlü bir yaklaşımdır.
Peptidoglikan özel boyalar floresan antibiyotik (Vankomisin-FL, bocillin-FL) ve floresan d amino asitler (örneğin, 7-Hidroksikumarin-3-karboksilik asit-3-amino-d-alanin, HADA; 4-chloro-7-nitrobenzofurazan-3-amino-d-alanin içerir , NADA; tetramethylrhodamine-3-amino-d-alanin; TADA). Gram-pozitif bakterilerde peptidoglikan biyosentezi sitelerin soruşturma için floresan antibiyotik analogları sublethal konsantrasyonları kullanımı peptidoglikan ekleme desenleri1,2ortaya çıkarmak için etkili bir strateji olmuştur, 3,4. Floresan Vankomisin etiketleme ekleme desenleri sabit Ayagin Gram-negatif bakteri5peptidoglikan anlayışlar kazanmak için kullanılmıştır, dış membran genellikle floresan kullanımını engelleyen bir geçirgenliği bariyer sağlar antibiyotik olarak bir sonda peptidoglikan canlı hücreleri içinde biyosentezi için. Buna ek olarak, floresan-d-amino asit veya biorthogonal fonksiyonel gruplar ile d-amino asitler ve kısa darbeleri kovalent bölgelerinde yaşayan bakteri hücreleri6,7geniş bir alanda son peptidoglikan ekleme etiketleyin. Sentetik d amino asitler ile gözlenen desenleri peptidoglikan ekleme punctate ve septal içerir (Escherichia coli ve Bacillus subtilis), kutup ve septal (Agrobacterium tumefaciens ve Listeria Monositogenez), septal tek (Staphylococcus aureus) ve apikal (Streptomyces venezuelae)6,7. Bu gözlemler bakteri hücre duvarı dipnotlar farklı desenler sergi ve sentetik d amino asitler olarak büyüme desenlendirme incelenmesi için sonda kullanımı birçok bakteri içinde değerli bir stratejidir gösterir.
Bakteriyel kromozomlar etiket boya dahil deoksiribonükleik asit (DNA) belirli küçük groove cilt (4,6-diamidino-2-phenylindole; DAPI) ve yüksek afinite siyanür boyalar (yeşil ve turuncu malzeme listesini görmek;). Canlı hücrelerin DAPI boyama bakteriyel canlılığı9belirtmek için kullanılır, ancak sabit hücrelerin DAPI boyama numaralandırma çevre örnekleri8, bakterilerin yardımcı olur. Buna ek olarak, Sigara-hücrelerin9numaralandırmak için membran impermeant "ölü" hücre lekeleri gibi turuncu ve yeşil sık açıklandığı gibi siyanür boyuyor. Bu reaktifler hücre büyümesi sırasında bakteriyel çevrili morfolojisi soruşturma için kullanıldığında, dikkat çekici, DAPI, turuncu ve yeşil tüm membran permeant ve canlı hücreleri10etiketleme kabil olmak gösterilmiştir. E. coli hücreleri canlı, DAPI DNA'sı boyama sitoplazma auto-floresan nedeniyle yaygın görünür ve ultraviyole (UV) ışık için hücre DAPI lekeli tekrarlanan Etkilenmeler perturbs çevrili yapısı10. Bu boya membran permeant olup uzun süreli Floresans bağlama üzerine canlı hücrelerdeki DNA hücre büyümesi, DNA ikileşmesi veya Kromozom ayrımı10 etkilemeden sağlar boyama E. coli ya da B. subtilis ile portakal ortaya çıkarır . Bu gözlemler siyanür DNA boyalar nucleoids Morfoloji çoğu bakterinin hücre büyüme sırasında izlemek için kullanılabilir öneririz.
Phospholipid-Specific stryl boya N-(3-triethylammoniumpropyl)-4-(6-(4-(diethylamino) fenil gibi) hexatrienyl) pyridinium dibromide (4-64; bkz: malzeme listesi) Katyonik bileşiklerdir ve tercihen olumsuz ücret ilişkilendirmek fosfolipitler gibi cardiolipin ve phosphatidylglycerol11. 4-64 farklı bakteri membran etiketlemek için kullanıldığında farklı desenler gözlenir. Escherichia coli, 4-64 yan duvar boyunca bantlarında Polonyalılar zenginleştirilmiş ve bölünme siteler geç pre-divisional12hücreleri. Bacillus subtilisiçinde 4-64 etiketleme lipid spiraller13görselleştirme sağlar. Agrobacterium tumefaciens, 4-64 dış membran etiketleri ve karakteristik "nal" desen büyüme Kutbu14,15etiketleme yoksun olduğu görülmektedir. Bu gözlemler Bu bakterilerin varlığı nedeniyle heterojen lipid dağıtımları için hücresel asimetri katkıda lipid etki alanlarının sergi gösteriyor. Diffüz etiketleme varlığını gibi 4-64 etiketleme şekillerindeki değişiklikleri, blebs veya veziküller, invaginations veya membran büzülme dağıtım veya lipidler biyosentezi etkisi mutantlar karakterize bilgilendirici olabilir.
Hücre boyama ötesinde, proteinlerin temel süreçlerine katılan işlevi belirlenmesi gereklidir. Gerekli genler silmek ve fenotipik sonuçları çalışma mümkün değildir çünkü temel proteinler karakterizasyonu teknik olarak zordur. Böylece, protein tüketen alternatif yaklaşımlar ortaya çıkmıştır. Örneğin, temel bir gen bir indüklenebilir organizatörü tercihan--dan onun yerel organizatörü kontrolü altında konabilir. İndüklenebilir rehberleri gibi küçük moleküllere duyarlı vardır; 16, izopropil β-d-1-thiogalactopyranoside (IPTG)17,18,19,20,21, arabinoz22, vanillate17,23çinko, ve ksiloz23, böylece hedef gen transkripsiyonu sona erer ve uyarıcı kaldırıldığında faiz protein tükenmiştir. Küçük molekül RNA etkileşimleri hedef genlerin transkripsiyon CRISPR girişim25,26 engellemek için kullanılan sentetik riboswitches24 ilgi temel protein tüketen Alternatif yaklaşımları içerir hedef genlerin ve tarafından ClpXP proteaz bozulmayı peptid Etiketler hedef proteinler için kullandığı indüklenebilir protein yıkımı27,28 blok transkripsiyon için. Hücrelerin canlılık kaybetmeden tükenmesi suşları karakterizasyonu için sadece kısa bir süre sağlarsanız, bu nedenle, hücrelerin mikroskobik görüntüleme protein tüketimi sırasında zamanla karakterizasyonu için güçlü bir yaklaşım. Nitekim, mikroskobu canlı bakteri hücre hücre şekil bakım, salgı ve Bölünebilme29mekanizmaları da dahil olmak üzere temel biyolojik süreçlerin anlayışlar kazanmak araştırmacılar sağladı.
A. tumefaciens bir bakteriyel bitki patojeni30 ve doğal genetik mühendisi31,32olduğunu. Böylece, mekanizmalar patojen için ilgili ana bilgisayar-patojen etkileşimleri33,34,35, salgı36ve ana bilgisayar dönüşüm30,31, gibi 37 kapsamlı bir şekilde araştırıldı. A. tumefaciens aracılı hastalığı önlemek ya da bitki dönüşüm geliştirmek stratejiler tasarlamak için A. tumefaciens hayatta kalmak için gerekli işlemleri daha iyi anlaşılması gerekir. Hedef özel boya kullanımı ve son gelişmeler A. tumefaciens18 için bir protein tükenmesi stratejinin temel süreçleri araştırmak için bir yol sağlar.
Burada, A. tumefaciens wildtype, mutant ve protein tükenmesi suşları mikroskobik analizi için detaylı protokoller sağlanır. İlk iki protokol, hücreleri hazırlamak ve onları hedef özel boyalar ile etiket açıklanmıştır. Üçüncü protokol için özel yastıkları (şekil 1) hazırlama ve bakteri hücreleri (Şekil 2, şekil 3, şekil 4) görüntüleme hakkında adım adım yönergeler sağlar. Bu protokoller de farklı ortam koşulları, büyüme oranları, oksijen gereksinimleri ve hücre yapıları için hesabınıza ek uyarlamalar ile diğer bakteriler için uygun olabilir.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Bacterial Strains</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agrobacterium tumefaciens C58</td>
			<td>ATCC</td>
			<td>33970</td>
			<td>Watson B, Currier TC, Gordon MP, Chilton MD, Nester EW. 1975. Plasmid required for virulence of Agrobacterium tumefaciens. J Bacteriol 123:255-264.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agrobacterium tumefaciens C58&#916;tetRA::mini-Tn7T-GM-Ptac-ctrA &#916;ctrA</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Figueroa-Cuilan W, Daniel JJ, Howell M, Sulaiman A, Brown PJB. 2016. Mini-Tn7 insertion in an artificial attTn7 site enables depeltion of the essentail master regulator CtrA in the phytopathogen Agrobacterium tumefaciens. Appl Environ Microbiol. 82:5015-5025.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Media Components</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ATGN Minimal Medium</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>To 1 L of sterilized water add 50 ml 20X Buffer, 50 ml 20X Salts, 12.5 ml 40% glucose. For plates, add 15 g Bacto Agar to 1 L of water and autoclave. Cool to 55 &#176;C and add 50 ml 20X Buffer, 50 ml 20X Salts, 12.5 ml 40% glucose.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20X AT Buffer</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Add 214 g/L KH2PO4 to water and adjust pH to 7.0 with sodium hydroxide. Autoclave.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaOH</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP359</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KH2PO4</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>P288</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20X AT Salts</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Add 40 g/L (NH4)2SO4, 3.2 g/L MgSO4&#8226;7H2O, 0.2 g/L CaCl2&#8226;2H2O, and 0.024 g/L MnSO4&#8226;H2O to water. Autoclave.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(NH4)2SO4</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>A701</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MgSO4&#8226;7H2O</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP213</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CaCl2&#8226;2H2O</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP510</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MnSO4&#8226;H2O</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>M114</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glucose</td>
			<td>Fisher Chemical</td>
			<td>D16</td>
			<td>Prepare 40% stock in water. Filter sterilize.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bacto Agar</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP1423</td>
			<td>Add 15 g to 1 L of water when preparing plates.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Optional Media Additives</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Kanamycin</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>K-120</td>
			<td>Prepare as a 100 mg/ml stock solution in water and filter sterilize. Use at final concentration of 200 &#181;g/ml.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IPTG</td>
			<td>GoldBio</td>
			<td>I2481C5</td>
			<td>Prepare as a 1 M stock solution in water and filter sterilize. Use at final concentration of 1 mM as needed for induction.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscopy Materials</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Slides</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-550D</td>
			<td>25 X 75 X 1.0 mm. Clean with Sparkle glass cleaner.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Cover Glass</td>
			<td>Fisherbrand</td>
			<td>12-541-B</td>
			<td>22 X 22 mm. No. 1.5. Clean with Sparkle glass cleaner.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sparkle Glass Cleaner</td>
			<td>Home Depot</td>
			<td>203261385</td>
			<td>Ammonia and alcohol free.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra Pure Agarose</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>16500-100</td>
			<td>Add to water, PBS, or media to a final concentration of 1 - 1.5%. Melt in microwave and place on 70 C</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP399500</td>
			<td>10X solution to be diluted to 1X with sterile water.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafilm</td>
			<td>Bemis</td>
			<td>PM-999</td>
			<td>Laboratory film used as gasket in agarose pad preparation.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VALAP</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Add equal weights of lanolin, parafin wax, and petroleum jelly to a conical tube. Heat tube in 70 &#176;C dry, bead or water bath to melt and mix. Apply VALAP while still molten.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lanolin Butter</td>
			<td>SAAQIN</td>
			<td>SQ-LAB-R1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petroleum Jelly</td>
			<td>Target Corp.</td>
			<td>06-17644</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin Wax</td>
			<td>Crafty Candles</td>
			<td>263012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Target-specific dyes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMSO</td>
			<td>Fisher BioReagents</td>
			<td>BP231-1</td>
			<td>Use to dilute stock solutions of dyes as needed.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FDAAs (NADA, HADA,TADA)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>FDAAs can be synthesized or acquired through agreement with Mike VanNieuwenhze (Indiana University). Prepare 100 mM stock solution in DMSO. Use at a final concentration of 5 mM.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAPI</td>
			<td>ThermoFisher Scientific</td>
			<td>62247</td>
			<td>Prepare 1 mg/ml stock solution in DMSO. Use at final concentration of 1 &#181;g/ml.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SYTOX Orange Nucleic Acid Stain</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>S11368</td>
			<td>Stock concentration is 5 mM in DMSO. Use at final concentration of 5 &#181;M.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FM4-64</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>T3166</td>
			<td>Prepare 8 mg/ml stock solution in DMSO. Use at final concentration of 8 &#181;g/ml.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dry bath</td>
			<td>Sheldon Manufacturing, Inc.</td>
			<td>52120-200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Metallic thermal beads</td>
			<td>Lab Armor</td>
			<td>42370-002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Epifluorescence microscope equipped with an EMCDD camera</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Nikon Eclipse TiE equipped with a QImaging Rolera em-c2 1K electron-multiplying charge-coupled-device (EMCCD) camera is used in this work.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

live cell fluorescence microscopy to observe essential processes during microbial cell growth

Temel hücresel süreçleri DNA ikileşmesi ve segregasyon, protein sentezi, hücre duvarı sentezi ve hücre bölünmesi gibi bakteriyel hayatta kalmak için gerekli proteinlerin işlevi güveniyor. Bu işlemler probları daha iyi anlamak gibi bir dizi hedef özel boyalar kullanılabilir. Lipofilik boyalar ile boyama membran yapısı gözlenmesi, lipid microdomains görselleştirme ve membran blebs olarak algılanmasını sağlar. Floresan-d-amino asitler (FDAAs) peptidoglikan biyosentezi sitelerin soruşturma için kullanımı hücre duvarı Dipnotlar veya hücre büyüme desenlendirme potansiyel kusurları işaret ediyor olabilir. Son olarak, nükleik asit lekeleri DNA çoğaltma veya Kromozom segregasyon olası hataları işaret ediyor olabilir. Siyanür DNA hücre yaşayan etiket lekeleri ve hızlandırılmış mikroskobu çevrili Morfoloji gerçek zamanlı gözlemleri sırasında hücre büyümesini etkinleştirme için uygundur. Hücre etiketleme için protokol protein tükenmesi mutantlar membran yapısı, hücre duvarı Biyogenez ya da kromozom segregasyon tanımlamak için uygulanabilir. Ayrıca, hızlandırılmış mikroskobu gibi gerekli bir protein kaldırılır ve ek protein işlevi kazandırabileceğini morfolojik değişiklikleri izlemek için kullanılabilir. Örneğin, hücre büyüme proteinler tükenmesi hücre daha kısa veya yuvarlak haline neden olabilir, ancak temel hücre bölünmesi proteinler tükenmesi filamentation veya dallanma, sonuçları. Burada, hücre büyümesi, hedef özel etiketleme ve hızlandırılmış mikroskobu protokollerde bakteriyel bitki patojeni Agrobacterium tumefacienssağlanır. Birlikte, hedef özel boyalar ve hızlandırılmış mikroskobu temel süreçleri karakterizasyonu etkinleştirmek A. tumefaciens. Son olarak, sağlanan iletişim kuralları diğer bakterilerde temel işlemleri soruşturma için kolayca değiştirilebilir.

Hedef özgü wildtype etiketleme A. tumefaciens hücreleri Bu hücre morfolojisi göstermek için yıkama adımları veya (hangi floresan boyalar sulandırmak için kullanılır) % 1 DMSO ile tedavi etkilenmez, hücreleri doğrudan kültür (şekil 2A, sol paneli), hücreler tarafından yıkadıktan sonra yansıma 1.2 (şekil 2A, sol panelde) veya % 1 DMSO 10 min iç...

Watch this Scientific Journal Video about Live Cell Fluorescence Microscopy to Observe Essential Processes During Microbial Cell Growth at JoVE.com

Live Cell Fluorescence Microscopy to Observe Essential Processes During Microbial Cell Growth

Bakterilerde temel süreçleri işlevini anlamak zordur. Floresans mikroskobu hedef özel boyalar ile mikrobiyal hücre büyüme ve hücre döngüsü ilerleme içine anahtar anlayışlar sağlayabilir. Burada, Agrobacterium tumefaciens yöntemleri canlı hücre görüntüleme için gerekli işlemleri karakterizasyonu için vurgulamak için bir model bakteri kullanılmaktadır.

Temel işlemler sırasında mikrobiyal hücre büyümesini gözlemlemek için hücre Floresans mikroskobu canlı

Core cellular processes such as DNA replication and segregation, protein synthesis, cell wall biosynthesis, and cell division rely on the function of ...

live-cell-fluorescence-microscopy-to-observe-essential-processes

Research

JoVE Journal

Biology

15.6K Görüntüleme.  University of Missouri. Bakterilerde temel süreçleri işlevini anlamak zordur. Floresans mikroskobu hedef özel boyalar ile mikrobiyal hücre büyüme ve hücre döngüsü ilerleme içine anahtar anlayışlar sağlayabilir. Burada, Agrobacterium tumefaciens yöntemleri canlı hücre görüntüleme için gerekli işlemleri karakterizasyonu için vurgulamak için bir model bakteri kullanılmaktadır.

Video: Live Cell Fluorescence Microscopy to Observe Essential Processes During Microbial Cell Growth

Live Cell Imaging of F-actin Dynamics via Fluorescent Speckle Microscopy (FSM)

In this protocol we describe the use of Fluorescent Speckle Microscopy (FSM) to capture high-resolution images of actin dynamics in PtK1 cells. A unique advantage of FSM is its ability to capture the movement and turnover kinetics (assembly/disassembly) of the F-actin network within living cells. This technique is particularly useful in deriving quantitative measurements of F-actin dynamics when paired with computer vision software (qFSM).  We describe  the selection, microinjection and visualization of fluorescent actin probes in living cells. Importantly, similar procedures are applicable to visualizing other macomolecular assemblies. FSM has been demonstrated for microtubules, intermediate filaments, and adhesion complexes.  

Live Cell Imaging of F-actin Dynamics via Fluorescent Speckle Microscopy FSM

Selection, microinjection, and imaging of fluorescently-labeled F-actin via fluorescent speckle microscopy (FSM).

Floresan üzerinden F-aktin Dynamics Canlı Hücre Görüntüleme speckle Mikroskopi (FSM)

In this protocol we describe the use of Fluorescent Speckle Microscopy (FSM) to capture high-resolution images of actin dynamics in PtK1 cells. A unique ...

Biyoloji

Time-lapse Imaging of Mitosis After siRNA Transfection

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and cellular content. Hallmark events of mitosis, such as chromosome movement, can be readily tracked on an individual cell basis using time-lapse fluorescence microscopy of mammalian cell lines expressing specific GFP-tagged proteins. In combination with RNAi-based depletion, this can be a powerful method for pinpointing the stage(s) of mitosis where defects occur after levels of a particular protein have been lowered. In this protocol, we present a basic method for assessing the effect of depleting a potential mitotic regulatory protein on the timing of mitosis. Cells are transfected with siRNA, placed in a stage-top incubation chamber, and imaged using an automated fluorescence microscope. We describe how to use software to set up a time-lapse experiment, how to process the image sequences to make either still-image montages or movies, and how to quantify and analyze the timing of mitotic stages using a cell-line expressing mCherry-tagged histone H2B. Finally, we discuss important considerations for designing a time-lapse experiment. This strategy is complementary to other approaches and offers the advantages of 1) sensitivity to changes in kinetics that might not be observed when looking at cells as a population and 2) analysis of mitosis without the need to synchronize the cell cycle using drug treatments. The visual information from such imaging experiments not only allows the sub-stages of mitosis to be assessed, but can also provide unexpected insight that would not be apparent from cell cycle analysis by FACS.

Here we describe a basic protocol to image and quantify the mitotic timing of live mammalian tissue culture cells after siRNA transfection.

Zaman atlamalı Görüntüleme siRNA Transfeksiyon sonra Mitoz

Changes in cellular organization and chromosome dynamics that occur during mitosis are tightly coordinated to ensure accurate inheritance of genomic and ...

Cell Electrofusion Visualized with Fluorescence Microscopy

Cell electrofusion is a safe, non-viral and non-chemical method that can be used for preparing hybrid cells for human therapy. Electrofusion involves application of short high-voltage electric pulses to cells that are in close contact. Application of short, high-voltage electric pulses causes destabilization of cell plasma membranes. Destabilized membranes are more permeable for different molecules and also prone to fusion with any neighboring destabilized membranes. Electrofusion is thus a convenient method to achieve a non-specific fusion of very different cells in vitro. In order to obtain fusion, cell membranes, destabilized by electric field, must be in a close contact to allow merging of their lipid bilayers and consequently their cytoplasm. In this video, we demonstrate efficient electrofusion of cells in vitro by means of modified adherence method. In this method, cells are allowed to attach only slightly to the surface of the well, so that medium can be exchanged and cells still preserve their spherical shape. Fusion visualization is assessed by pre-labeling of the cytoplasm of cells with different fluorescent cell tracker dyes; half of the cells are labeled with orange CMRA and the other half with green CMFDA. Fusion yield is determined as the number of dually fluorescent cells divided with the number of all cells multiplied by two.

In this video we demonstrate efficient electrofusion of cells in vitro by means of modified adherence method using electroporation and the subsequent detection of fused cells visualization with fluorescence microscopy.

Hücre Elektrofüzyon Floresan Mikroskop ile görüntülendi

Cell electrofusion is a safe, non-viral and non-chemical method that can be used for preparing hybrid cells for human therapy. Electrofusion involves ...

Fluorescence-based Measurement of Store-operated Calcium Entry in Live Cells: from Cultured Cancer Cell to Skeletal Muscle Fiber

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to replenish depleted endoplasmic reticulum (ER) or sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ stores1,2. Since Ca2+ is a ubiquitous second messenger, it is not surprising to see that SOCE plays important roles in a variety of cellular processes, including proliferation, apoptosis, gene transcription and motility. Due to its wide occurrence in nearly all cell types, including epithelial cells and skeletal muscles, this pathway has received great interest3,4. However, the heterogeneity of SOCE characteristics in different cell types and the physiological function are still not clear5-7.
The functional channel properties of SOCE can be revealed by patch-clamp studies, whereas a large body of knowledge about this pathway has been gained by fluorescence-based intracellular Ca2+ measurements because of its convenience and feasibility for high-throughput screening. The objective of this report is to summarize a few fluorescence-based methods to measure the activation of SOCE in monolayer cells, suspended cells and muscle fibers5,8-10. The most commonly used of these fluorescence methods is to directly monitor the dynamics of intracellular Ca2+ using the ratio of F340nm and F380nm (510 nm for emission wavelength) of the ratiometric Ca2+ indicator Fura-2. To isolate the activity of unidirectional SOCE from intracellular Ca2+ release and Ca2+ extrusion, a Mn2+ quenching assay is frequently used. Mn2+ is known to be able to permeate into cells via SOCE while it is impervious to the surface membrane extrusion processes or to ER uptake by Ca2+ pumps due to its very high affinity with Fura-2. As a result, the quenching of Fura-2 fluorescence induced by the entry of extracellular Mn2+ into the cells represents a measurement of activity of SOCE9. Ratiometric measurement and the Mn+2 quenching assays can be performed on a cuvette-based spectrofluorometer in a cell population mode or in a microscope-based system to visualize single cells. The advantage of single cell measurements is that individual cells subjected to gene manipulations can be selected using GFP or RFP reporters, allowing studies in genetically modified or mutated cells. The spatiotemporal characteristics of SOCE in structurally specialized skeletal muscle can be achieved in skinned muscle fibers by simultaneously monitoring the fluorescence of two low affinity Ca2+ indicators targeted to specific compartments of the muscle fiber, such as Fluo-5N in the SR and Rhod-5N in the transverse tubules9,11,12.

The extent of store-operated Ca2+ entry (SOCE) can be monitored using fluorescent Ca2+ indicators. Mn2+ quenching of such indicators assays SOCE in cultured cells and skeletal muscle fibers. A technique allowing spatial and temporal resolution of SOCE by confocal imaging of mechanically skinned muscle fibers is also described.

Canlı hücreler Mağaza çalışan Kalsiyum Giriş Floresans tabanlı Ölçümü: Kültür Kanseri Hücre gelen İskelet Kası Fiber

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to ...

Quantitative Live Cell Fluorescence-microscopy Analysis of Fission Yeast

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using fluorochromes like Green Fluorescent Protein (GFP) directly attached to the protein of interest has become increasingly popular 1. Using GFP and similar fluorochromes the subcellular localisations and movements of proteins can be detected in a fluorescent microscope. Moreover, also the subnuclear localisation of a certain region of a chromosome can be studied using this technique. GFP is fused to the Lac Repressor protein (LacR) and ectopically expressed in the cell where tandem repeats of the lacO sequence has been inserted into the region of interest on the chromosome2. The LacR-GFP will bind to the lacO repeats and that area of the genome will be visible as a green dot in the fluorescence microscope. Yeast is especially suited for this type of manipulation since homologous recombination is very efficient and thereby enables targeted integration of the lacO repeats and engineered fusion proteins with GFP 3. Here we describe a quantitative method for live cell analysis of fission yeast. Additional protocols for live cell analysis of fission yeast can be found, for example on how to make a movie of the meiotic chromosomal behaviour 4. In this particular experiment we focus on subnuclear organisation and how it is affected during gene induction. We have labelled a gene cluster, named Chr1, by the introduction of lacO binding sites in the vicinity of the genes. The gene cluster is enriched for genes that are induced early during nitrogen starvation of fission yeast 5. In the strain the nuclear membrane (NM) is labelled by the attachment of mCherry to the NM protein Cut11 giving rise to a red fluorescent signal. The Spindle Pole body (SPB) compound Sid4 is fused to Red Fluorescent Protein (Sid4-mRFP) 6. In vegetatively growing yeast cells the centromeres are always attached to the SPB that is embedded in the NM 7. The SPB is identified as a large round structure in the NM. By imaging before and 20 minutes after depletion of the nitrogen source we can determine the distance between the gene cluster (GFP) and the NM/SPB. The mean or median distances before and after nitrogen depletion are compared and we can thus quantify whether or not there is a shift in subcellular localisation of the gene cluster after nitrogen depletion.

The fission yeast, Schizosaccharomyces pombe, is a good model system to study basic cellular processes. Here we describe a method to perform quantitative live cell analysis of fission yeast. In this particular experiment we focus on organisation of the genome within the cell nucleus, but the method can also be used to study cytosolic factors.

Fisyon Maya Kantitatif Canlı Hücre Floresan mikroskopi Analizi

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using ...

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

The proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal development in all metazoan organisms. Apoptotic cell clearance is a highly dynamic process intimately associated with cell death; unengulfed apoptotic cells are barely seen in vivo under normal conditions. In order to understand the different steps of apoptotic cell clearance and to compare 'professional' phagocytes - macrophages and dendritic cells to 'non-professional' - tissue-resident neighboring cells, in vivo live imaging of the process is extremely valuable. Here we describe a protocol for studying apoptotic cell clearance in live Drosophila embryos. To follow the dynamics of different steps in phagocytosis we use specific markers for apoptotic cells and phagocytes. In addition, we can monitor two phagocyte systems in parallel: 'professional' macrophages and 'semi-professional' glia in the developing central nervous system (CNS). The method described here employs the Drosophila embryo as an excellent model for real time studies of apoptotic cell clearance.

Live Imaging of Apoptotic Cell Clearance during Drosophila Embryogenesis

Here we describe an effective method for studying dynamics of apoptotic cell clearance in vivo. This method employs live Drosophila embryos as a powerful model for monitoring phagocytosis of apoptotic cells using specific labeling of apoptotic cells and phagocytes.

Apoptotik hücresi Temizliği görüntülenmesi sırasında Canlı<em&gt; Drosophila</em&gt; Embriyo

The  proper elimination of unwanted or aberrant cells through apoptosis and  subsequent phagocytosis (apoptotic cell clearance) is crucial for normal  ...

Visualizing Stromule Frequency with Fluorescence Microscopy

Stromules, or "stroma-filled tubules", are narrow, tubular extensions from the surface of the chloroplast that are universally observed in plant cells but whose functions remain mysterious. Alongside growing attention on the role of chloroplasts in coordinating plant responses to stress, interest in stromules and their relationship to chloroplast signaling dynamics has increased in recent years, aided by advances in fluorescence microscopy and protein fluorophores that allow for rapid, accurate visualization of stromule dynamics. Here, we provide detailed protocols to assay stromule frequency in the epidermal chloroplasts of Nicotiana benthamiana, an excellent model system for investigating chloroplast stromule biology. We also provide methods for visualizing chloroplast stromules in vitro by extracting chloroplasts from leaves. Finally, we outline sampling strategies and statistical approaches to analyze differences in stromule frequencies in response to stimuli, such as environmental stress, chemical treatments, or gene silencing. Researchers can use these protocols as a starting point to develop new methods for innovative experiments to explore how and why chloroplasts make stromules.

Protocols to investigate the dynamics of chloroplast stromules, the stroma-filled tubules that extend from the surface of chloroplasts, are described.

Floresan Mikroskopi ile Stromule Frekansı görselleştirme

Stromules, or "stroma-filled tubules", are narrow, tubular extensions from the surface of the chloroplast that are universally observed in plant cells but ...

Examination of Mitotic and Meiotic Fission Yeast Nuclear Dynamics by Fluorescence Live-cell Microscopy

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does not interfere with cell physiology, and requires minimal experimental handling. The low levels of technical interference enable researchers to study cells across multiple cycles of mitosis and to observe meiosis from beginning to end. Using fluorescent tags such as Green Fluorescent Protein (GFP) and Red Fluorescent Protein (RFP), researchers can analyze different factors whose functions are important for processes like transcription, DNA replication, cohesion, and segregation. Coupled with data analysis using Fiji (a free, optimized ImageJ version), live-cell imaging offers various ways of assessing protein movement, localization, stability, and timing, as well as nuclear dynamics and chromosome segregation. However, as is the case with other microscopy methods, live-cell imaging is limited by the intrinsic properties of light, which put a limit to the resolution power at high magnifications, and is also sensitive to photobleaching or phototoxicity at high wavelength frequencies. However, with some care, investigators can bypass these physical limitations by carefully choosing the right conditions, strains, and fluorescent markers to allow for the appropriate visualization of mitotic and meiotic events.

Here, we present live-cell imaging which is a non-toxic microscopy method that allows researchers to study protein behavior and nuclear dynamics in living fission yeast cells during mitosis and meiosis.

Floresans canlı hücre mikroskobu ile mitotik ve meiotic Fission Maya nükleer dinamiklerinin incelenmesi

Live-cell imaging is a microscopy technique used to examine cell and protein dynamics in living cells. This imaging method is not toxic, generally does ...

Live-Cell Imaging of the Life Cycle of Bacterial Predator Bdellovibrio bacteriovorus using Time-Lapse Fluorescence Microscopy

Bdellovibrio bacteriovorus is a small gram-negative, obligate predatory bacterium that kills other gram-negative bacteria, including harmful pathogens. Therefore, it is considered a living antibiotic. To apply B. bacteriovorus as a living antibiotic, it is first necessary to understand the major stages of its complex life cycle, particularly its proliferation inside prey. So far, it has been challenging to monitor successive stages of the predatory life cycle in real-time. Presented here is a comprehensive protocol for real-time imaging of the complete life cycle of B. bacteriovorus, especially during its growth inside the host. For this purpose, a system consisting of an agarose pad is used in combination with cell-imaging dishes, in which the predatory cells can move freely beneath the agarose pad while immobilized prey cells are able to form bdelloplasts. The application of a strain producing a fluorescently tagged &#946;-subunit of DNA polymerase III further allows chromosome replication to be monitored during the reproduction phase of the B. bacteriovorus life cycle.

Live-Cell Imaging of the Life Cycle of Bacterial Predator Bdellovibrio bacteriovorus using Time-Lapse Fluorescence Microscopy

Presented here is a protocol that describes monitoring of the complete life cycle of predatory bacterium Bdellovibrio bacteriovorus using time-lapse fluorescence microscopy in combination with an agarose pad and cell-imaging dishes.

Zaman Atlamalı Floresan Mikroskopi kullanarak Bakteriyel Predator Bdellovibrio bakteriovorus Yaşam Döngüsünün Canlı Hücre Görüntüleme

Bdellovibrio bacteriovorus is a small gram-negative, obligate predatory bacterium that kills other gram-negative bacteria, including harmful pathogens. ...

Quantitative Analysis of Aspergillus nidulans Growth Rate using Live Microscopy and Open-Source Software

It is well established that colony growth of filamentous fungi, mostly dependent on changes in hyphae/mycelia apical growth rate, is macroscopically estimated on solidified media by comparing colony size. However, to quantitatively measure the growth rate of genetically different fungal strains or strains under different environmental/growth conditions (pH, temperature, carbon and nitrogen sources, antibiotics, etc.) is challenging. Thus, the pursuit of complementary approaches to quantify growth kinetics becomes mandatory in order to better understand fungal cell growth. Furthermore, it is well-known that filamentous fungi, including Aspergillus spp., have distinct modes of growth and differentiation under sub-aerial conditions on solid media or submerged cultures. Here, we detail a quantitative microscopic method for analyzing growth kinetics of&#160;the model fungus Aspergillus nidulans, using live imaging in both submerged cultures and solid media. We capture images, analyze, and quantify growth rates of different fungal strains in a reproducible and reliable manner using an open source, free software for bio-images (e.g., Fiji), in a way that does not require any prior image analysis expertise from the user.

Quantitative Analysis of Aspergillus nidulans Growth Rate using Live Microscopy and Open-Source Software

We present a label-free live imaging protocol using transmitted light microscopy techniques to capture images, analyze and quantify growth kinetics of the filamentous fungus A. nidulans in both submerged cultures and solid media. This protocol can be used in conjunction with fluorescence microscopy.

Canlı Mikroskopi ve Açık Kaynaklı Yazılım Kullanılarak Aspergillus nidulans Büyüme Hızının Nicel Analizi

It is well established that colony growth of filamentous fungi, mostly dependent on changes in hyphae/mycelia apical growth rate, is macroscopically ...