Name: luciferase complementation imaging assay in nicotiana benthamiana leaves for transiently determining protein-protein interaction dynamics
Uploaded: 2017-11-20T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 55 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Luciferase Complementation Imaging Assay in Nicotiana benthamiana Leaves for Transiently Determining Protein-protein Interaction Dynamics at JoVE.com

Bu eser Jiangsu eyaleti doğal Bilim Vakfı (BK20140919), Ulusal Doğa Bilimleri Vakfı Çin (31470375), öncelik akademik Program Geliştirme, Jiangsu yükseköğretim kurumları ve Qing Lan proje tarafından desteklenmiştir.

1. bitki (8 hafta) hazırlanması
<ol><li>%5 NaClO ve % 0.1 Triton X-100 (V/V) çözüm ve bırak tohumlar sterilize etmek 5 min için 1 mL içeren bir 1.5 mL microcentrifuge tüp içinde 50 Nicotiana benthamiana tohum koymak.</li>
	<li>5 kez tohum steril su ile durulayın ve tohum steril su 200 µL içinde askıya alma.</li>
	<li>Dikkatli bir şekilde yer bireysel tohum ince ipuçları ve çimlenme eşitlemek 3 gün boyunca 4 ° C'de mağaza orta plakaları ile MS-agar orta (1 l (KOH), 1 x Murashige & Skoog tuzları, 10 g Sükroz, pH %5,8 1 agar) yüzeyinin. Not: mikrop kirlenmesini önlemek için temiz bir bankta bu adımı gerçekleştirin. Tüp sterilizasyon sırasında sallamak gerekli değildir.</li>
	<li>Koşullarda normal büyüme (22 ° C, 80-90 µmolm-2s-1 beyaz ışık şiddeti) 10 gün için orta plakaları yerleştirin ve ardından toprağa germinated fidan aktarın. Not: fide kökleri toprağa taktığınızdan emin olun ve kökleri zarar vermeyen. Tepsiyi nem korumak için bir şeffaf plastik kapak ile gecede kapsayacak.</li>
	<li>16 h/8 h açık/koyu döngüsü ve % 70 nem kontrollü büyüme odasındabir bitkiler büyümek. 7-hafta-yaşlı i. benthamiana bitkiler Agrobacteriumtumefaciens infiltrasyon (şekil 1A) için hazır. Not: bitkilerin su ve bitkiler sağlıklı tutmak için gerektiği gibi zararlıları kontrol edin.</li>
</ol>2. geçici ifade İ. Benthamiana yaprakları (7-10 gün)
<ol><li>Plazmid teslim 150 ng (pEGAD-HA-LUC denetim plazmid, boş vektör ve inşa plazmid LCI için tahlil, bu durumda biz pCAMBIA1300-Nluc ve pCAMBIA1300-Cluc plazmid yapımı için kullanılan) A. tumefaciens yetkili hücreye GV3101 ile zorlanma bir Standart elektroporasyon yöntemi.</li>
	<li>Kültür A. tumefaciens Luria-Bertani (LB) agar orta (1 l 10 g NaCl, 5 g maya ekstresi, 10 g tryptone, %1,5 agar) içeren 50 µg/mL sefaloridin ve Rifampisin 28 ° c 4 gün için 50 µg/mL. Not: Vektör ve kullanılan A. tumefaciens zorlanma antibiyotik seçimi bağlıdır.</li>
	<li>Bir aşılamak her plaka A. tumefaciens koloni 3 mL LB sıvı orta sefaloridin 50 µg/mL ve 50 µg/mL Rifampisin içeren tek ve 28 ° c hücre kültürü yaymak 24 h için 220 rpm'de sallamak.</li>
	<li>Bakteriyel kültürünün 75 µL 15 mL taze LB sıvı sefaloridin 50 µg/mL ve 50 µg/mL Rifampisin, 200 katına sulandrarak içeren orta içine aktarın. OD600 0.5-1.0 arasında olana bakteri için 8 h hakkında 30 ° C'de 220 rpm'de kültür.</li>
	<li>15 mL santrifüj tüpleri A. tumefaciens sıvı kültüründe aktarmak ve 4.000 x g ve 4 ° C'de 15 dakika atma süpernatant süreyle santrifüj kapasitesi ve pelet pelet yıkamak için dönüştürme çözüm 15 mL askıya alma.</li>
	<li>4000 x g ve 4 ° C'de 15 dakika tüp spin ve süpernatant atın. Bir kez daha çamaşır adımı yineleyin.</li>
	<li>Pelet 5 mL dönüştürme çözüm resuspend ve 2 h için oda sıcaklığında tutmak. OD600 son konsantrasyonu 0.5 veya karışımı iki örnek ile eşit birim test eşleştirilmiş protein etkileşimleri için olana A. tumefaciens Pelet hücreleri dönüştürme çözüm ile yoğunluğunu ayarlayın.</li>
	<li>Askıya infiltrat hücreleri içine 7 4th th 1 mL needleless şırınga (şekil 1B-C) bırakır. İnfiltrasyon sonra bitkiler hemen ile siyah bir plastik kapak kapak ve karanlık 12 h için belgili tanımlık tepsi yer. Bundan sonra 2-4 gün önce LUC faaliyetleri tespit için her zamanki bitkiler büyümek. Not: sağlıklı yaprakları benzer boyutu seçin. Bir yaprak dört farklı dilimlerinde infiltrasyonu yolunda.</li>
</ol>3. Luciferase etkinlik (bir gün) tespit
Not: Luciferase etkinliğini izlemek için iki yol vardır. Bir görüntüleme üzerinde temel alır ve diğer kantitatif luciferase etkinliğini ölçmek etmektir.
<ol><li>
Görüntüleme yöntemi
	<ol>
<li>İnfiltre bir yaprak bağlantısını kesin ve tüm broşür MS-agar orta koymak.</li>
		<li>Biyoluminesans çalışma arabellek yaprak adaxial yüzeyine 50 mL sprey şişe sprey. Malzemeler klorofil otomatik Floresans gidermek 5 min için anlatmamanı.</li>
		<li>Esir alma imge (Şekil 2) için aparatı (-30 ° C-soğutmalı) görüntüleme bir düşük ışık soğutmalı CCD kullanın. Işık under çekim hızı 50 ms ve ışıldama algılama zaman 1 dak. Not: makine kılavuzuna göre parametrelerini ayarlamak. Düşük sıcaklıklar görüntü kalitesini artırmak için sinyal-gürültü oranı artıracaktır.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Alternatif olarak, bir ticari luminometer ile doğrudan ışıldama ölçmek.<ol>
<li>Dikkatle i. benthamiana yaprakların infiltrasyon alanından (yaklaşık 0.25 cm2) yaprak parçaları kesip ve yaprak disk 100 µL 96-şey beyaz plaka (şekil 3) deiyonize su içine bırakın.</li>
		<li>Biyoluminesans çalışma arabelleği 10 µL eklenir ve 5 min için bırakılır. Sonra protein etkileşim dynamics çalışmaya spesifik tedaviler gerçekleştirin. Not: bir luminometer protein-protein etkileşimleri belirli tedavi altında Kinetik temsil luciferase aktivite dynamics elde etmek için farklı zaman noktalarda ile ışıldama algılamak. Bu yöntem çok sayıda protein çiftleri aynı anda test etmek için avantajları vardır. Bu bir ticari luminometer olmadan luciferase protein miktar tarafından western blot incelemek, bu nedenle LUC aktivite quantitively bakın. Işık mutlaka gerekli değildir, sadece plaka luminometer içinde tutmak ve farklı zaman noktalarda ışıldama ölçmek. Aksi takdirde, plaka algılama boşluk sırasında bir büyüme odasına taşımak. İstatistiksel olarak anlamlı sonuçlar elde etmek için en az üç biyolojik çoğaltır kullanın. LUC faaliyetleri farklı infiltrasyon bölgelerdeki değişir de, onların değişen desenler normalleştirme sonra tutarlı vardır.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Thines, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=JAZ+repressor+proteins+are+targets+of+the+SCF(COI1)+complex+during+jasmonate+signalling.">JAZ repressor proteins are targets of the SCF(COI1) complex during jasmonate signalling.</a> Nature. 448, 661-665 (2007).</li><li>Chini, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+JAZ+family+of+repressors+is+the+missing+link+in+jasmonate+signalling.">The JAZ family of repressors is the missing link in jasmonate signalling.</a> Nature. 448, 666-671 (2007).</li><li>Jones, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Border+control--a+membrane-linked+interactome+of+Arabidopsis.">Border control--a membrane-linked interactome of Arabidopsis.</a> Science. 344, 711-716 (2014).</li><li>Arabidopsis Interactome Mapping Consortium. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evidence+for+network+evolution+in+an+Arabidopsis+interactome+map.">Evidence for network evolution in an Arabidopsis interactome map.</a> Science. 333, 601-607 (2011).</li><li>Yazaki, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+transcription+factor+interactome+networks+using+HaloTag+protein+arrays.">Mapping transcription factor interactome networks using HaloTag protein arrays.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 113, 4238-4247 (2016).</li><li>Kenworthy, A. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+protein-protein+interactions+using+fluorescence+resonance+energy+transfer+microscopy.">Imaging protein-protein interactions using fluorescence resonance energy transfer microscopy.</a> Methods. 24, 289-296 (2001).</li><li>Walter, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visualization+of+protein+interactions+in+living+plant+cells+using+bimolecular+fluorescence+complementation.">Visualization of protein interactions in living plant cells using bimolecular fluorescence complementation.</a> Plant J. 40, 428-438 (2004).</li><li>Chen, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Firefly+luciferase+complementation+imaging+assay+for+protein-protein+interactions+in+plants.">Firefly luciferase complementation imaging assay for protein-protein interactions in plants.</a> Plant Physiol. 146, 368-376 (2008).</li><li>Layton, C. J., Hellinga, H. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitation+of+protein-protein+interactions+by+thermal+stability+shift+analysis.">Quantitation of protein-protein interactions by thermal stability shift analysis.</a> Protein Sci. 20, 1439-1450 (2011).</li><li>Schuck, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reliable+determination+of+binding+affinity+and+kinetics+using+surface+plasmon+resonance+biosensors.">Reliable determination of binding affinity and kinetics using surface plasmon resonance biosensors.</a> Curr Opin Biotechnol. 8, 498-502 (1997).</li><li>Huang, X., Ouyang, X., Deng, X. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+repression+of+photomorphogenesis:+role+switching+of+COP/DET/FUS+in+light+signaling.">Beyond repression of photomorphogenesis: role switching of COP/DET/FUS in light signaling.</a> Current opinion in plant biology. 21, 96-103 (2014).</li><li>Liu, B., Zuo, Z., Liu, H., Liu, X., Lin, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arabidopsis+cryptochrome+1+interacts+with+SPA1+to+suppress+COP1+activity+in+response+to+blue+light.">Arabidopsis cryptochrome 1 interacts with SPA1 to suppress COP1 activity in response to blue light.</a> Genes Dev. 25, 1029-1034 (2011).</li><li>Lian, H. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blue-light-dependent+interaction+of+cryptochrome+1+with+SPA1+defines+a+dynamic+signaling+mechanism.">Blue-light-dependent interaction of cryptochrome 1 with SPA1 defines a dynamic signaling mechanism.</a> Genes Dev. 25, 1023-1028 (2011).</li><li>Zuo, Z., Liu, H., Liu, B., Liu, X., Lin, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Blue+light-dependent+interaction+of+CRY2+with+SPA1+regulates+COP1+activity+and+floral+initiation+in+Arabidopsis.">Blue light-dependent interaction of CRY2 with SPA1 regulates COP1 activity and floral initiation in Arabidopsis.</a> Curr Biol. 21, 841-847 (2011).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

Burada açıklanan basit ve in vivo protein-protein etkileşimleri çalışmak için tekrarlanabilir ve protein etkileşim dynamics eksojen tedavi altında tespit için özellikle uygun protokolüdür. Bu tahlil anahtar i. benthamiana infiltrasyon adımdır. İnfiltrasyon başarılı olmasını sağlamak için bitkiler çok sağlıklı olması gerekir. Bir başka önemli faktör luciferase aktivite infiltrasyon sonra kontrol etmek ne zaman olacağı. Doğru cevap bu soru için vardır. Araştırmacılar...

Büyüme çevresi ile koordine etmek için bitkiler hissediyorum, transduce ve sinyal yardımlar için yanıt vermek için zarif sinyal yolları gelişmiştir. Bir bayrak yarışı kaçakçıları gibi bitki sinyal iletimi gerekli oyuncu proteinlerdir. Bu yaygın olarak protein-protein etkileşim (PPI) hücresel iletişim için önemli bir rol oynar kabul edilmiştir. Protein fosforilasyon, asetilasyon ve yıkımı tüm hedef protein ve onun değiştirme enzimler arasında fiziksel etkileşim bağlıdır. Örneğin, Jasmonate ZIM-etki alanı protein (JAZ) aile proteinler transkripsiyon faktörü MYC2 ile etkileşim ve onun transkripsiyon etkinlik1,2bastırmak. ÜFE önemi göz önüne alındığında, büyük ölçekli protein interactomes tesislerinde olmuştur son zamanlarda3,4,5araştırdı. Bu interactome sonuçlar daha da çeşitli hücresel fonksiyonları koordinatları karmaşık düzenleyici ağ ortaya koyuyor.
ÜFE izlemek için kurulan bir yaklaşım vardır. Maya iki hibrid (Y2H) tahlil PPI algılama için en çok kullanılan yöntemdir. Y2H yapmak kolay ve protein etkileşimlerini incelemek hızlı bir test için uygundur. Y2H bilinmeyen etkileşim ortakları belirli protein-in-faiz için eleme için de yaygın olarak kullanılır. Y2H tamamen Maya gerçekleştirilir çünkü ancak, bu gerçek senaryo bitki hücreleri ve yüksek yanlış pozitif oranları getiriyor yansıtmak değil. Başka bir strateji açılan tahlil olduğunu. Genel olarak, iki protein ifade edilen Escherichia coli hücrelerden saf ve karışık ve protein etkileşimleri algılamak için immobilize. Bu yöntem zaman alıcı olmasa da, bu vivo içinde etkileşim sonuçları da elde edemiyor. Vivo etkileşim, co-immunoprecipitation (co-IP) yüksek kalite antikor immunoprecipitate protein ilgi gerektirir ve dolaylı PPIs olasılığı dışlayamazsınız en popüler tahlil amaçlıdır. Ayrıca, co-IP karmaşık deneysel prosedürler nedeniyle sonuçlar genellikle bireysel uzmanlığı ile farklı.
Muhabir dayalı sulandırma deneyleri büyük ölçüde vivo içinde PPI tespiti ilerlemek. Bu yöntemler Floresans rezonans enerji transferi (FRET)6, bimolecular floresan uluslara (BiFC)7ve (LCI) tahlil8Imaging ateş böceği luciferase uluslara içerir. Bu üç yaklaşım olmasına rağmen daha iyi co-IP doğrudan vivo içinde yansıtmak için PPI, perde ve BiFC floresan sinyallerini algılamak için özel mikroskoplar gerekir ve kolayca etkileşim yoğunluğunu ölçmek olamaz. Buna ek olarak, LCI, substrat biyoluminesans ile tepki sonra parlayan ateş böceği luciferase yararlanır. Daha da önemlisi, ÜFE yoğunluk luciferase aktivite değerinden belirlenebilir. Böylece, LCI sadece iki protein etkileşim veya değil, ancak aynı zamanda tedavi üzerine etkileşim dinamikleri hakkında bilgiler sağlar olup olmadığını gösterir. Etkileşim (yüzey plasmon rezonans veya termo-istikrar vardiyalara göre) dynamics9,10, izlemek için kurulan bir yöntem olmakla bu yaklaşımlar hassas aletler veya belirli etiketleme gerektirir. Buna ek olarak, LCI gerçekleştirmek ve bulmak kolaydır.
LCI prensip luciferase (N-Luc veya C-Luc, sırasıyla adlı) amino-terminal ve karboksil-terminal yarısı bu protein A ve B ve proteinlerin aynı anda bitki hücrelerinde ifade bu iki füzyon ile erimiş. Protein A protein B ile etkileşim, luciferase iki yarısı bir etkin luciferase enzim olmak yeniden. Luciferase faaliyet luminometer veya CCD kamera ile tespit edilebilir. LCI için kararlı transformants elde etmek gerekli değildir; geçici ifade bir yüksek kaliteli etkileşim sonuç almak için yeterlidir.
HALKA tipi E3 Ubikuitin ligaz bünye photomorphogenic 1 (COP1) transkripsiyon faktörleri sayısız ile etkileşim ve onların bozulması-26S proteasome11teşvik etmektedir. Bu COP1 hedefli transkripsiyon faktörlerin bazıları olumlu düzenleyiciler, photomorphogenesis için. Karanlıkta, COP1 phytochrome A-105 1 (SPA1), COP1 E3 etkinlik8artırır bastırıcı ile etkileşime girer. Sonra algı ışık photoreceptors COP1 etkinliği inhibe ve COP1 yüzeylerde12,13,14stabilize etmek üzere COP1-SPA1 etkileşimi iptal etmek. Bu örnek eğitimi PPI ve ÜFE dynamics belirleme biyolojik önemi gösterir.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Transformation solution&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>10 mM Morpholineethanesulfonic acid</td><td>VETEC</td><td>V900336&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>27.8 mM Glucose</td><td>VETEC</td><td>V900392</td><td></td></tr><tr><td>10 mM&lt;span class=&quot;font7&quot;&gt; MgCl&lt;/span&gt;&lt;span class=&quot;font9&quot;&gt;&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;&lt;/span&gt;&lt;span class=&quot;font10&quot;&gt;&amp;times;&lt;/span&gt;&lt;span class=&quot;font7&quot;&gt;6H&lt;/span&gt;&lt;span class=&quot;font9&quot;&gt;&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;&lt;/span&gt;&lt;span class=&quot;font7&quot;&gt;O&lt;/span&gt;</td><td>VETEC</td><td>V900020&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>150 &amp;mu;M Acetosyringone</td><td>ALDRICH</td><td>D134406&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>pH 5.7</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Luciferin working buffer&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>5 mM Luciferin potassium salt</td><td>GOLD BIOTECHNOLOGY</td><td>LUCK-100</td><td></td></tr><tr><td>0.025% Triton X-100</td><td>VETEC</td><td>V900502&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>H&lt;span class=&quot;font9&quot;&gt;&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;&lt;/span&gt;&lt;span class=&quot;font7&quot;&gt;O to 10 ml&lt;/span&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

luciferase complementation imaging assay in nicotiana benthamiana leaves for transiently determining protein-protein interaction dynamics

Protein-protein etkileşimleri sinyal iletimi en hücresel süreçler içinde geçişi için temel mekanizmaları vardır; Bu nedenle, kimliği roman protein-protein etkileşim çiftleri ve protein etkileşim dynamics izleme nasıl bitkiler çevresel faktörler ve/veya gelişimsel sinyalleri yanıt ifşa için özel ilgi vardır. Yaklaşımlar bir bolluk içinde vitro veya vivo içindeprotein-protein etkileşimlerini incelemek için geliştirilmiştir. Bunlar arasında Imaging (LCI) yeni kurulan luciferase uluslara tahlil vivo içinde protein-protein etkileşimleri gösteren için en basit ve en hızlı yöntemdir. Bu tahlil, protein A veya protein B luciferase, amino-terminal veya karboksil-terminal yarısı ile sırasıyla eritilmiş olan. Protein A protein B ile etkileşim kurduğunda, luciferase iki yarısı fonksiyonel ve aktif luciferase enzim oluşturmak için yeniden. Luciferase faaliyet luminometer veya CCD kamera ile kaydedilebilir. Diğer yaklaşımlar ile karşılaştırıldığında, LCI tahlil hem nitelik hem de nicelik protein-protein etkileşimleri gösterir. Agrobacterium infiltrasyon Nicotiana benthamiana yaprakları geçici protein ifade için yaygın olarak kullanılan bir sistemdir. LCI ve geçici ifade kombinasyonu ile COP1 ve SPA1 arasındaki fiziksel etkileşimi jasmonate tedaviden sonra yavaş yavaş düşürülmüştür bu yaklaşımlar göster.

Üç büyük adım protein-protein etkileşimleri vivobitki büyüme, tütün infiltrasyon ve luciferase tahlil de dahil olmak üzere, eğitim için bu luciferase uluslara protokolündeki saydı. Bu iletişim kuralı en önemli adımda sıvı A. tumefaciens i. benthamiana yaprakları (şekil 1) sızmak.
İşte jasmonate COP1-SPA1 etkileşimleri azaltarak onaylayan bu tekni...

Watch this Scientific Journal Video about Luciferase Complementation Imaging Assay in Nicotiana benthamiana Leaves for Transiently Determining Protein-protein Interaction Dynamics at JoVE.com

Luciferase Complementation Imaging Assay in Nicotiana benthamiana Leaves for Transiently Determining Protein-protein Interaction Dynamics

Luciferase tamamlayıcı Imaging tahlil Nicotiana benthamiana yaprakları Protein-protein etkileşim Dynamics geçici belirlenmesi için

Bu el yazması luciferase etkinlik ölçümü temel protein-protein etkileşimleri belirlenmesi için kolay ve hızlı deneysel bir işlem açıklanır.

Protein-protein interactions are fundamental mechanisms for relaying signal transduction in most cellular processes; therefore, identification of novel ...

luciferase-complementation-imaging-assay-nicotiana-benthamiana-leaves

Research

JoVE Journal

Biology

Luciferase Complementation Imaging Assay in Nicotiana benthamiana Leaves for Transiently Determining Protein-protein Interaction Dynamics

13.9K Görüntüleme.  Nanjing Normal University. Bu el yazması luciferase etkinlik ölçümü temel protein-protein etkileşimleri belirlenmesi için kolay ve hızlı deneysel bir işlem açıklanır.

Video: Luciferase Complementation Imaging Assay in Nicotiana benthamiana Leaves for Transiently Determining Protein-protein Interaction Dynamics

Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) Assay for Protein-Protein Interaction in Onion Cells Using the Helios Gene Gun

Investigation of gene function in diverse organisms relies on knowledge of how the gene products interact with each other in their normal cellular environment. The Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) Assay1 allows researchers to visualize protein-protein interactions in living cells and has become an essential research tool. This assay is based on the facilitated association of two fragments of a fluorescent protein (GFP) that are each fused to a potential interacting protein partner. The interaction of the two protein partners would facilitate the association of the N-terminal and C-terminal fragment of GFP, leading to fluorescence. For plant researchers, onion epidermal cells are an ideal experimental system for conducting the BiFC assay because of the ease in obtaining and preparing onion tissues and the direct visualization of fluorescence with minimal background fluorescence. The Helios Gene Gun (BioRad) is commonly used for bombarding plasmid DNA into onion cells. We demonstrate the use of Helios Gene Gun to introduce plasmid constructs for two interacting Arabidopsis thaliana transcription factors, SEUSS (SEU) and LEUNIG HOMOLOG (LUH)2 and the visualization of their interactions mediated by BiFC in onion epidermal cells.

Bimolecular Fluorescence Complementation BiFC Assay for Protein-Protein Interaction in Onion Cells Using the Helios Gene Gun

This article illustrates how to properly use the BioRad Helios Gene Gun to introduce plasmid DNA into onion epidermal cells and how to test for protein-protein interactions in onion cells based on the principle of Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC)

Helios Gen Tabancası kullanarak Soğan Hücrelerde Protein-Protein Etkileşimi Bimoleküler Floresan tamamlama (BiFC) Testi

Investigation of gene function in diverse organisms relies on knowledge of how the gene products interact with each other in their normal cellular ...

Biyoloji

Detection of Protein Interactions in Plant using a Gateway Compatible Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) System

We have developed a BiFC technique to test the interaction between two proteins in vivo. This is accomplished by splitting a yellow fluorescent protein (YFP) into two non-overlapping fragments. Each fragment is cloned in-frame to a gene of interest. These constructs can then be co-transformed into Nicotiana benthamiana via Agrobacterium mediated transformation, allowing the transit expression of fusion proteins. The reconstitution of YFP signal only occurs when the inquest proteins interact 1-7. To test and validate the protein-protein interactions, BiFC can be used together with yeast two hybrid (Y2H) assay. This may detect indirect interactions which can be overlooked in the Y2H. Gateway technology is a universal platform that enables researchers to shuttle the gene of interest (GOI) into as many expression and functional analysis systems as possible8,9. Both the orientation and reading frame can be maintained without using restriction enzymes or ligation to make expression-ready clones. As a result, one can eliminate all the re-sequencing steps to ensure consistent results throughout the experiments. We have created a series of Gateway compatible BiFC and Y2H vectors which provide researchers with easy-to-use tools to perform both BiFC and Y2H assays10. Here, we demonstrate the ease of using our BiFC system to test protein-protein interactions in N. benthamiana plants.

Detection of Protein Interactions in Plant using a Gateway Compatible Bimolecular Fluorescence Complementation BiFC System

We have developed a technique to test protein-protein interactions in plant. A yellow fluorescent protein (YFP) is split into two non-overlapping fragments. Each fragment is cloned in-frame to a gene of interest via Gateway system, enabling expression of fusion proteins. Reconstitution of YFP signal only occurs when the inquest proteins interact.

Ağ Geçidi Uyumlu Bimoleküler Floresan tamamlama (BiFC) kullanarak Bitki Protein Etkileşimleri Tespiti

We have developed a BiFC technique to test the interaction between two proteins in vivo. This is accomplished by splitting a yellow fluorescent protein ...

TurboID-Based Proximity Labeling for In Planta Identification of Protein-Protein Interaction Networks

Proximity labeling (PL) techniques using engineered ascorbate peroxidase (APEX) or Escherichia coli biotin ligase BirA (known as BioID) have been successfully used for identification of protein-protein interactions (PPIs) in mammalian cells. However, requirements of toxic hydrogen peroxide (H2O2) in APEX-based PL, longer incubation time with biotin (16&#8211;24 h), and higher incubation temperature (37 &#176;C) in BioID-based PL severely limit their applications in plants. The recently described TurboID-based PL addresses many limitations of BioID and APEX. TurboID allows rapid proximity labeling of proteins in just 10&#8201;min under room temperature (RT) conditions. Although the utility of TurboID has been demonstrated in animal models, we recently showed that TurboID-based PL performs better in plants compared to BioID for labeling of proteins that are proximal to a protein of interest. Provided here is a step-by-step protocol for the identification of protein interaction partners using the N-terminal Toll/interleukin-1 receptor (TIR) domain of the nucleotide-binding leucine-rich repeat (NLR) protein family as a model. The method describes vector construction, agroinfiltration of protein expression constructs, biotin treatment, protein extraction and desalting, quantification, and enrichment of the biotinylated proteins by affinity purification. The protocol described here can be easily adapted to study other proteins of interest in Nicotiana and other plant species.

Described here is a proximity labeling method for identification of interaction partners of the TIR domain of the NLR immune receptor in Nicotiana benthamiana leaf tissue. Also provided is a detailed protocol for the identification of interactions between other proteins of interest using this technique in Nicotiana and other plant species.

Protein-Protein Etkileşim Ağlarının Planta Özdeşleştirilmesinde TurboID Tabanlı Yakınlık Etiketlemesi

Proximity labeling (PL) techniques using engineered ascorbate peroxidase (APEX) or Escherichia coli biotin ligase BirA (known as BioID) have been ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Optimization and Utilization of Agrobacterium-mediated Transient Protein Production in Nicotiana

Agrobacterium-mediated transient protein production in plants is a promising approach to produce vaccine antigens and therapeutic proteins within a short period of time. However, this technology is only just beginning to be applied to large-scale production as many technological obstacles to scale up are now being overcome. Here, we demonstrate a simple and reproducible method for industrial-scale transient protein production based on vacuum infiltration of Nicotiana plants with Agrobacteria carrying launch vectors. Optimization of Agrobacterium cultivation in AB medium allows direct dilution of the bacterial culture in Milli-Q water, simplifying the infiltration process. Among three tested species of Nicotiana, N. excelsiana (N. benthamiana &#215; N. excelsior) was selected as the most promising host due to the ease of infiltration, high level of reporter protein production, and about two-fold higher biomass production under controlled environmental conditions. Induction of Agrobacterium harboring pBID4-GFP (Tobacco mosaic virus-based) using chemicals such as acetosyringone and monosaccharide had no effect on the protein production level. Infiltrating plant under 50 to 100 mbar for 30 or 60 sec resulted in about 95% infiltration of plant leaf tissues. Infiltration with Agrobacterium laboratory strain GV3101 showed the highest protein production compared to Agrobacteria laboratory strains LBA4404 and C58C1 and wild-type Agrobacteria strains at6, at10, at77 and A4. Co-expression of a viral RNA silencing suppressor, p23 or p19, in N. benthamiana resulted in earlier accumulation and increased production (15-25%) of target protein (influenza virus hemagglutinin).

Optimization and Utilization of Agrobacterium-mediated Transient Protein Production in Nicotiana

Transient protein production in Nicotiana plants based on vacuum infiltration with Agrobacteria carrying launch vectors (Tobacco mosaic virus-based) is a rapid and economic approach to produce vaccine antigens and therapeutic proteins. We simplified the procedure and improved target accumulation by optimizing conditions of bacteria cultivation, selecting host species, and co-introducing RNA silencing suppressors.

Optimizasyon ve Kullanımı<em&gt; Agrobacterium</emIn&gt; aracılı Geçici Protein Üretimi<em&gt; Nicotiana</em

Agrobacterium-mediated transient protein production in plants is a promising approach to produce vaccine antigens and therapeutic proteins within a short ...

Protein-protein Interactions Visualized by Bimolecular Fluorescence Complementation in Tobacco Protoplasts and Leaves

Many proteins interact transiently with other proteins or are integrated into multi-protein complexes to perform their biological function. Bimolecular fluorescence complementation (BiFC) is an in vivo method to monitor such interactions in plant cells. In the presented protocol the investigated candidate proteins are fused to complementary halves of fluorescent proteins and the respective constructs are introduced into plant cells via agrobacterium-mediated transformation. Subsequently, the proteins are transiently expressed in tobacco leaves and the restored fluorescent signals can be detected with a confocal laser scanning microscope in the intact cells. This allows not only visualization of the interaction itself, but also the subcellular localization of the protein complexes can be determined. For this purpose, marker genes containing a fluorescent tag can be coexpressed along with the BiFC constructs, thus visualizing cellular structures such as the endoplasmic reticulum, mitochondria, the Golgi apparatus or the plasma membrane. The fluorescent signal can be monitored either directly in epidermal leaf cells or in single protoplasts, which can be easily isolated from the transformed tobacco leaves. BiFC is ideally suited to study protein-protein interactions in their natural surroundings within the living cell. However, it has to be considered that the expression has to be driven by strong promoters and that the interaction partners are modified due to fusion of the relatively large fluorescence tags, which might interfere with the interaction mechanism. Nevertheless, BiFC is an excellent complementary approach to other commonly applied methods investigating protein-protein interactions, such as coimmunoprecipitation, in vitro pull-down assays or yeast-two-hybrid experiments.

Formation of protein complexes in vivo can be visualized by bimolecular fluorescence complementation. Interaction partners are fused to complementary parts of fluorescent tags and transiently expressed in tobacco leaves, resulting in a reconstituted fluorescent signal upon close proximity of the two proteins.

Tütün protoplastlarında ve Yapraklar Bimoleküler Floresan tamamlama tarafından Visualized protein-protein etkileşimleri

Many proteins interact transiently with other proteins or are integrated into multi-protein complexes to perform their biological function. Bimolecular ...

Imaging Spatial Reorganization of a MAPK Signaling Pathway Using the Tobacco Transient Expression System

Visualization of dynamic signaling events in live cells has been a challenge. We expanded an established transient expression system, the biomolecular fluorescent complementation (BiFC) assay in tobacco epidermal cells, from testing protein-protein interaction to monitoring spatial distribution of signal transduction in plant cells. In this protocol, we used the BiFC assay to show that the interaction and the signaling between the Arabidopsis MAPKKK YODA and MAPK6 occur at the plasma membrane. When the scaffold protein BASL was co-expressed, the YODA-MAPK interaction redistributed and spatially co-polarized with CFP-BASL. This modified tobacco expression system allows for quick examination of signaling localization and dynamic changes (less than 4 days) and can accommodate multiple of fluorescent protein colors (at least three). We also presented detailed methods to quantify protein distribution (asymmetric spatial localization, or &#34;polarization&#34;) in tobacco cells. This advanced tobacco expression system has a potential to be used widely for quick testing of dynamic signaling events in live plant cells.

At the subcellular level, signaling events are dynamically modulated by developmental and environmental cues. Here we describe a protocol that employs the tobacco transient expression system to monitor dynamic protein-protein interaction and to disclose spatial organization of signal transduction in plant cells.

Tütün Geçici İfade Sisteminin Kullanılması bir MAPK sinyal yolu Mekansal Reorganizasyon Görüntüleme

Visualization of dynamic signaling events in live cells has been a challenge. We expanded an established transient expression system, the biomolecular ...

Determination of Tripartite Interaction between Two Monomers of a MADS-box Transcription Factor and a Calcium Sensor Protein by BiFC-FRET-FLIM Assay

Protein-protein interactions are an integral part of all biological processes in the cells as they play a crucial role in regulating, maintaining, and amending cellular functions. These interactions are involved in a wide range of phenomena such as signal transduction, pathogen response, cell-cell interactions, metabolic and developmental processes. In the case of transcription factors, these interactions may lead to oligomerization of subunits, sequestering in specific subcellular contexts such as the nucleus, cytoplasm, etc., which, in turn, might have a more profound effect on the expression of the downstream genes. Here, we demonstrate a methodology to visualize in vivo tripartite interaction using Bimolecular Fluorescence Complementation (BiFC) based F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET) involving Fluorescence Lifetime Imaging (FLIM). Two of the proteins selected for this demonstration interact as BiFC partners, and their reconstituted fluorescence activity is used to assay FRET-FLIM with the third partner. Four to five-week-old growth-chamber-grown Nicotiana benthamiana plants have been used as the model plant system for this demonstration.

Here we present, a method to visualize ternary complex formation between three protein partners using fluorescent-tagged proteins by BiFC based FRET-FLIM assay. This method is valuable for studying protein-protein interaction complexes in vivo.

BiFC-FRET-FLIM Tahlilinde MADS Kutusu Transkripsiyon Faktörünün İki Monomeri ile Kalsiyum Sensör Proteini Arasındaki Üçlü Etkileşimin Belirlenmesi

Protein-protein interactions are an integral part of all biological processes in the cells as they play a crucial role in regulating, maintaining, and ...

AirID-Based Proximity Labeling for Protein-Protein Interaction in Plants

In mammalian cells and plants, proximity labeling (PL) approaches using modified ascorbate peroxidase (APEX) or the Escherichia coli biotin ligase BirA (known as BioID) have proven successful in identifying protein-protein interactions (PPIs). APEX, BioID, and TurboID, a revised version of BioID have some restrictions in addition to being valuable technologies. The recently developed AirID, a novel version of BioID for proximity identification in protein-protein interactions, overcame these restrictions. Previously, AirID has been used in animal models, while the current study demonstrates the use of AirID in plants, and the results confirmed that AirID performs better in plant systems as compared to other PL enzymes such as BioID and TurboID for protein labeling that are proximal to the target proteins. Here is a step-by-step protocol for identifying protein interaction partners using AT4G18020 (APRR2) protein as a model. The methods describe the construction of vector, the transformation of construct through agroinfiltration, biotin transformation, extraction of proteins, and enrichment of biotin-labeled proteins through affinity purification technique. The results conclude that AirID is a novel and ideal enzyme for analyzing PPIs in plants. The method can be applied to study other proteins in plants.

Here, we present a step-by-step protocol for performing the proximity labeling (PL) experiment in cucumber (Cucumis sativus L.) using AT4G18020 (APRR2)-AirID protein as a model. The method describes the construction of a vector, the transformation of a construct through agroinfiltration, biotin infiltration, protein extraction, and purification of biotin-labeled proteins through affinity purification technique.

Bitkilerde protein-protein etkileşimi için AirID tabanlı yakınlık etiketlemesi

In mammalian cells and plants, proximity labeling (PL) approaches using modified ascorbate peroxidase (APEX) or the Escherichia coli biotin ligase BirA ...

Investigating Interactions Between Histone Modifying Enzymes and Transcription Factors in vivo by Fluorescence Resonance Energy Transfer

Epigenetic regulation of gene expression is commonly affected by histone modifying enzymes (HMEs) that generate heterochromatic or euchromatic histone marks for transcriptional repression or activation, respectively. HMEs are recruited to their target chromatin by transcription factors (TFs). Thus, detecting and characterizing direct interactions between HMEs and TFs are critical for understanding their function and specificity better. These studies would be more biologically relevant if performed in vivo within living tissues. Here, a protocol is described for visualizing interactions in plant leaves between a plant histone deubiquitinase and a plant transcription factor using fluorescence resonance energy transfer (FRET), which allows the detection of complexes between protein molecules that are within &#60;10 nm from each other. Two variations of the FRET technique are presented: SE-FRET (sensitized emission) and AB-FRET (acceptor bleaching), in which the energy is transferred non-radiatively from the donor to the acceptor or emitted radiatively by the donor upon photobleaching of the acceptor. Both SE-FRET and AB-FRET approaches can be adapted easily to discover other interactions between other proteins in planta.

Investigating Interactions Between Histone Modifying Enzymes and Transcription Factors in vivo by Fluorescence Resonance Energy Transfer

Fluorescence resonance energy transfer (FRET) is an imaging technique for detecting protein interactions in living cells. Here, a FRET protocol is presented to study the association of histone-modifying enzymes with transcription factors that recruit them to the target promoters for epigenetic regulation of gene expression in plant tissues.

Histon Modifiye Edici Enzimler ve Transkripsiyon Faktörleri Arasındaki Etkileşimlerin in vivo Floresan Rezonans Enerji Transferi ile İncelenmesi

Epigenetic regulation of gene expression is commonly affected by histone modifying enzymes (HMEs) that generate heterochromatic or euchromatic histone ...

<meta charset="utf8"></head><body>Plazmodesmata Fonksiyonunu Keşfetmek: Hedeflenen Proteinlerin Konfokal Mikroskobu

Confocal Microscopy Analysis of Protein Sorting to Plasmodesmata in Nicotiana benthamiana

Plasmodesmata are membranous nanopores that connect the cytoplasm of adjacent plant cells and enable the cell-to-cell trafficking of nutrients, macromolecules, as well as invading viruses. Plasmodesmata play fundamental roles in the regulation of intercellular communication, contributing to plant development, environmental responses, and interactions with viral pathogens. Discovering plasmodesmal localization of plant or viral proteins could provide useful functional information about the protein and is important for understanding the mechanisms of plant-virus interactions. To facilitate these studies, we describe a protocol for confocal microscopy-based analysis of different plasmodesmal targeting proteins to select the best plasmodesmal marker for studying the virus-plasmodesmata interactions or plasmodesmal transport. Specifically, the analyses of these events are illustrated using the cell-to-cell movement protein (MP) of the Turnip vein-clearing virus (TVCV), the Arabidopsis Plasmodesmata-Localized Protein 5 (PDLP5) and Plasmodesmata Callose-Binding Protein 1 (PDCB1). The protein plasmodesmal localization data are analyzed in parallel with the global visualization of plasmodesmata using aniline blue staining of the sampled tissues. These approaches can be easily adapted to analyze the plasmodesmal localization of any cellular or pathogen proteins in planta.

<meta charset="utf8"></head><body>Yazar Spotlight: Bitkilerde Plazmodesmata Protein Lokalizasyonunun Mikroskobik Analizi

This protocol describes the selection of optimal plasmodesmal markers for confocal microscopy-based analyses of protein targeting to plasmodesmata during virus-plasmodesmata interactions or plasmodesmal transport.

Luciferase tamamlayıcı Imaging tahlil Nicotiana benthamiana yaprakları Protein-protein etkileşim Dynamics geçici belirlenmesi için

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler