Name: producing gene deletions in escherichia coli by p1 transduction with excisable antibiotic resistance cassettes
Uploaded: 2018-09-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 13 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Producing Gene Deletions in Escherichia coli by P1 Transduction with Excisable Antibiotic Resistance Cassettes at JoVE.com

Keio koleksiyonu suşları Ulusal BioResource (Zen, Japonya) projeden elde: E. coli. Dirk Linke (Biosciences bölümü, Oslo Üniversitesi) onun sürekli destek için teşekkür ederiz. Bu eser Norveç genç araştırmacı hibe 249793 (Jack C. Leo) araştırma kurumu tarafından finanse edildi.

1. suşları ve Plazmidlerin
<ol><li>
Bakteri suşları
	<ol>
<li>E. coli suşları BW251135, JW4179 (BW25113 tamA::kan)7, BL21(DE3)20ve BL21ΔABCF21kullanın. Malzemeler tablo daha fazla bilgi için bkz:.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Bacteriophages
	<ol>
<li>Feyc P1vir genel iletim için kullanın. Kloroform birkaç damla ile sıvı bir hisse senedi olarak faj saklamak (bkz. Adım 2.2). Daha fazla bilgi için bkz: Tablo reçetesi.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Plazmid
	<ol>
<li>Bu protokol için aşağıdaki plazmid kullanın: pCP2022, pIBA2 YadA23ve pEibD1024. Denetim plazmid pASK-IBA2 ve pET22b ( Tablo malzemelerigörmek) kullanın.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Büyüme koşulları
	<ol>
<li>Dinç (180-200 devir/dakika) 37 ° C veya 30 ° C durumunda BL21ΔABCF ve pCP20 içeren suşları sallayarak bir lysogeny suyu (LB) orta25 bakteri yaymak.</li>
		<li>43 ° C'de kür plazmid gerçekleştirmek</li>
		<li>Sağlam bir orta için LB %1 agar (w/v) ile ek.</li>
		<li>En iyi agar için LB %0,7 agar ve 10 mM CaCl2 ve otoklav orta ile ek. SOC orta Elektroporasyon26sonra kurtarma için kullanın.</li>
		<li>Aşağıdaki konsantrasyonları için antibiyotik kullanmak: 100 μg/mL Amp ve 25 μg/mL kan için</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. bir fajının Lysate hazırlanması
<ol><li>
Enfeksiyon büyük donör yük
	<ol>
<li>10 mM CaCl2 ve isteğe bağlı olarak Kan ile desteklenmiş LB orta 5 ml donör zorlanma JW4197 büyümek (25 µg/mL) için bir optik yoğunluk 600 nm ~ 1.0 (OD600). Bir spektrofotometre kullanarak OD600 değerini ölçmek.</li>
		<li>Varolan bir P1 fajının stok seyreltme dizi LB ortamda yapmak: dilutions 10-7için 10-3 arasında önerilir.</li>
		<li>Mix 200 μL bakteriyel süspansiyon ve verilen fajının seyreltme 15 mL santrifüj tüpü veya eşdeğeri 100 μL. Çok sayıda tüpler fajının dilutions hazırlayın. Tüpler 37 ° C'de 20 dk için sallayarak olmadan kuluçkaya.</li>
		<li>Tüpler için 10 mM CaCl2 ile takıma erimiş üst agar (~ 50 ° C) ~ 3 mL ekleyin, içeriği iyice kısa bir süre tüpler vortexing tarafından mix ve karışımları hatta katmanlar yapmak prewarmed LB plakalar üzerine dökün.</li>
		<li>Plakayı gecede 37 ° C'de kuluçkaya</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Lysate hazırlık
	<ol>
<li>Ertesi gün bir tabak yarı konfluent büyüme fajının plaklar ile seçin. Yarı konfluent bir plaka üzerinde yaklaşık yarım yüzey alanı plaka açıktır (Şekil 3).</li>
		<li>Bir aşı döngü veya benzer bir aracı kullanarak böyle bir tabak üst agar katmandan scrape ve üst agar bir santrifüj tüpü yerleştirin. 1-2 mL lb ve kloroform ve girdap şiddetle ~ 1 dk. Ekle kloroform için tüp bir damla duman mahallede ekleyin.</li>
		<li>Tüp agar ve bakteri hücreleri cips için 4000 g x veya daha hızlı, 15 dk santrifüj kapasitesi.</li>
		<li>Süpernatant Pelet üzerinden herhangi bir enkaz üzerinde taşıyan kaçınarak bir taze microcentrifuge tüp taşıyın. Kloroform 2 damla ekleyin ve lysate 4-10 ° C'de depolayın Kloroform duman mahallede ekleyin. Faj-değil var dondurmak lysate gibi bu bulaşıcı parçacık sayısı önemli bir azalma sonuçlanır.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Lysate titresi belirleme
	<ol>
<li>BW25113 37 ° C'de 10 mM CaCl2 ile kültür bir OD600 ~ 1.0 ulaşır kadar takıma LB içinde büyümek.</li>
		<li>Feyc LB (Örneğin, 10-6–10-9) lysate bir seyreltme dizi hazırlamak. Not: damlalıklı örnek üst lysate dilutions için kloroform aktarılmasını önlemek için dikkatli olun.</li>
		<li>Mix 200 μL bakteriyel süspansiyon ve verilen fajının seyreltme 15 mL santrifüj tüpü veya eşdeğeri 100 μL. Çok sayıda tüpler fajının dilutions hazırlayın. Tüpler 37 ° C'de 20 dk için sallayarak olmadan kuluçkaya.</li>
		<li>Tüpler için 10 mM CaCl2 ile takıma erimiş üst agar (~ 50 ° C) ~ 3 mL ekleyin, içeriği iyice kısa bir süre tüpler vortexing tarafından mix ve hatta katmanlar yapmak prewarmed LB plakalar üzerine karışımı dökün.</li>
		<li>Plakayı gecede 37 ° C'de kuluçkaya</li>
		<li>Ertesi gün plaklar (bakteriyel mat açık bölgelerde) her plaka için sayma ve titresi lysate aşağıdaki formülü kullanarak hesaplar: <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/58267/58267eq1.jpg"> Örnek: dilutions 10-7, 10-8ve 10-9ile levha üzerinde orada 231, 27 ve 2 plaklar, sırasıyla. Her seyreltme 100 μL enfeksiyonu için kullanılan gibi ve titresi plak şekillendirme olarak ifade edilir çünkü birimleri (pfu) / mL, kaplama faktör 10. Bu sayılar formüle girilir: <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/58267/58267eq2.jpg"> Böylece, titresi yaklaşık 2 x 1010 bulaşıcı fajının parçacıklar/ml'dir.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. P1 iletim
<ol><li>
Alıcı hücreler hazırlanıyor
	<ol>
<li>Alıcı zorlanma BL21ΔABCF 600 optik bir yoğunluk için takıma LB büyümek nm ~ 1.0 (OD600). Bir spektrofotometre OD600 değeri ölçmek için kullanın.</li>
		<li>Enfeksiyon (MOI) değeri 0,5 çokluğu sağlanması için gerekli lysate fajının hacmi hesaplamak. MOI hesaplamak için bakterileri OD600 kültür göre sayısını tahmin ediyoruz. Bir OD600 değerinin 1.0 ~ 109 cfu/mL karşılık geldiği varsayılmaktadır. Gerekli birim üzerinde lysate titresi bilinen dayalı hesaplamak. Örnek: (-den sonra adım 2.3.6 örnekte hesaplanan titresi bağlı olarak) <img alt="Equation 3" src="/files/ftp_upload/58267/58267eq3.jpg">
</li>
		<li>10 mM için alıcı zorlanma kültürüne CaCl2 ekleyip karıştırın. Kültür iletim için 1 mL al.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
İletim gerçekleştirme
	<ol>
<li>Feyc lysate uygun hacmi 1 mL (10 mm CaCl2 dahil) alıcı kültür 3.1.2. adımda hesaplanan ekleyin ve karışımı yavaşça. Not: örnek lysate karıştırmak için kloroform aktarılmasını önlemek için üst pipette için dikkatli olun.</li>
		<li>Statik olarak 37 ° C'de 20 dk için karışımı kuluçkaya</li>
		<li>Enfeksiyon için 100 mM sodyum sitrat, pH 5.5, ekleyerek durdurmak.</li>
		<li>Bakteri (5000 x g için 2 dk) santrifüj kapasitesi ve süpernatant kaldırın ve sonra onları taze LB ile 100 mM sodyum sitrat, pH 5.5 takıma 1 ml resuspend.</li>
		<li>İki kez daha fazla adım 3.2.4 ücretsiz phages ve kalsiyum kaldırılmasını sağlamak için olduğu gibi hücreleri yıkayın.</li>
		<li>1 mL taze lb 100 mM sodyum sitrat, pH 5.5 ile desteklenmiş bakterilerde resuspend. Bakteri (> 100 rpm) sallayarak ile 1 h için 30 ° C'de kuluçkaya.</li>
		<li>Santrifüjü (5000 x g için 2 dk) tarafından bakteri toplamak ve onları LB ~ 100 μL 100 mM sodyum sitrat, pH 5.5 ile resuspend.</li>
		<li>25 µg/mL ve 10 mM sodyum sitrat, pH 5.5, Kan ile desteklenmiş bir LB plaka üzerinde bakteri yaymak ve 30 ° C'de bakteri kolonileri (~ 24 h) görününceye büyür.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Transductants seçme
	<ol>
<li>Koloniler seçimi plaka üzerinde büyüdü sonra onları restreak LB + Kan için tek kolonileri ve tek kolonileri görünür kadar 30 ° C'de büyür.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Kan kaset bilincin
<ol><li>
Rekombinasyon plazmid ile dönüştürme
	<ol>
<li>Kan dayanıklı BL21ΔABCF gerilme electrocompetent olun.<ol>
<li>Taze LB (5 mL) Kan ile desteklenmiş bir koloni gelen zorlanma büyümek (25 µg/mL) OD600 ~0.5 – 0,7 olana 30 ° C'de.</li>
			<li>Şu andan itibaren 4 ° C'de veya buz üzerinde aşağıdaki adımları uygulayın. Bakteri (5000 x g 10 dk) santrifüj kapasitesi ve süpernatant kaldırın.</li>
			<li>İki kez önceki Santrifüjü adımı tekrar ederek hücre Pelet buz gibi soğuk distile su ile yıkama ve son olarak, hücre Pelet buz gibi % 10 gliserol 100 µL içinde resuspend.</li>
		</ol>
</li>
		<li>1 mm Elektroporasyon cuvettes buz üzerinde sakin.</li>
		<li>Plazmid DNA (pCP20) 1 pg hücre süspansiyon eklemek, süspansiyon karışımı yavaşça ve soğutmalı Elektroporasyon küvet aktarın.</li>
		<li>Electroporator 1.8 ayarla kV ve electroporate hücreleri.</li>
		<li>1 mL SOC orta ekleyerek ve onları 30 ° C'de 1 h için büyüyen dönüştürülmüş hücreleri kurtarmak</li>
		<li>100 µL LB hücrelerin plaka + Amp tabaklar ve 30 ° C'de hücreler gecede büyümek.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Rekombinasyon indüksiyon
	<ol>
<li>Çekme tek kolonileri LB + Amp plaka ve taze LB tüm antibiyotiklere atlama aşılamak.</li>
		<li>Hücreleri, Sigara keyfi sıcaklığında (43 ° C) gece FLP recombinase ifade ikna etmek için büyür.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Rekombinasyonlar seçme
	<ol>
<li>Seri dilutions yapmak ve non-selektif plakaları 105-106 seyreltme 50 µL plaka ve gecede 30 ° C'de büyür</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. gen silme doğrulanması
<ol><li>
Plazmid kaybı ve başarılı rekombinasyon doğrulama
	<ol>
<li>Çizgi tek kolonileri adım 4.3.1 LB + Kan, LB + Amp hazırlanan tabak ve LB plakaları olmadan antibiyotik, bu sırada. Çizgiler içinde yardım etmek için bir koloni kılavuzunu kullanın (bkz. ek dosya 1). Koloniler (~ 24 h) görününceye tabak 30 ° C'de büyümek.</li>
		<li>Non-selektif plaka üzerinde yetiştirilen, ancak daha fazla doğrulama için seçmeli medya büyümeye başarısız oldu 10-20 klonlar almak.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Koloni PCR tarafından ek doğrulama
	<ol>
<li>Bir koloni PCR sıra kodlama tamA kanat astar ile gerçekleştirmek ( Tablo malzemelerigörmek).</li>
		<li>Bir ana PCR karışımı hazırlayın. Gerekli mix ( Tablo 1' deki örneğe bakın) test edilecek kolonileri sayısını bağlıdır. Buzda reaktifleri mix, polimeraz son ekleyin.</li>
		<li>PCR ana karışımı iyice karıştırın, sonra 20 µL PCR şerit tüpler içine dağıtmak. Her koloni steril pipet ucu kullanarak taranması için küçük bir miktar almak ve bir tüp için ekleyin. Orijinal alıcı türe ürününü karşılaştırma listesine eklemeyi unutmayın. İsteğe bağlı, ayrıca donör zorlanma içerebilir.</li>
		<li>PCR reaksiyon çalıştırmak (bkz. Tablo 2 program için kullanılır).</li>
		<li>% 1'özel jel hazırlayın.<ol>
<li>50 mL jel için özel 0.5 g ölçmek ve TAE arabellek (40 mM Tris, 20 mM asetik asit ve 1 mM EDTA, pH 8.0) 50 mL ekleyin. Tüm özel eriyene kadar karışımı fırın mikrodalga bir de ısı.</li>
			<li>Bir kez özel çözünmüş, çözüm için yaklaşık 50 ° C serin ve boya boyama DNA'ın 5 μL eklemek. Çözüm karıştırın ve bir döküm odası jel tepsisine içine dökün. Böylece tüm örnekleri yanı sıra moleküler boyutu işaretçileri için yeterli wells iyi tarak bir veya daha fazla satırı ekleyin. Jel 30 dk için ayarlamak izin verir.</li>
		</ol>
</li>
		<li>6 x DNA yükleme boya 4 µL PCR çalışma tamamlandıktan sonra her örnek için ekleyin. Jel Elektroforez odasında yerleştirin ve kuyular kaplıdır kadar TAE arabellek ekleyin.</li>
		<li>10-15 µL jel bir kuyuda her PCR reaksiyon uygulayın. Ayrıca moleküler boyutu işaretleyicinin 5 µL ekleyin. Daha sonra 30 dk için jel 75 V çalıştırın.</li>
		<li>Çalışma tamamlandıktan sonra bir mavi ışık Imager kullanarak jel görüntü.</li>
	</ol>
</li>
</ol>6. diğer teknikleri
<ol><li>
Protein ifade Not: Test proteinler (YadA ve EibD) ifadesi oldu23,24başka bir yerde ayrıntılı olarak açıklanmıştır. Bu ana adımları kısa bir özetidir.<ol>
<li>BL21ΔABCF ΔtamA wITH gerekli plazmid (pIBA2-YadA ve pEibD10 ve karşılık gelen denetim plazmid) dönüştürmek ve transformants LB + Amp için seçin.</li>
		<li>Protein ifade için bir gecede kültür dönüştürülmüş bakteri 1 mL ile 100 mL LB orta + Amp aşılamak ve bunlar 30 ° C'de orta log fazı, ne zaman kadar büyümek, her iki anhydrotetracycline (100 ng/mL) adlı protein üretim teşvik veya İzopropil thiogalactoside (0.5 mM) de.</li>
		<li>İndüksiyon 30 ° C'de 2 h kültürlerin bulanıklık ölçmek ve 50 mL OD600 karşılık gelen hücre sayısı toplamak sonra = 1.0 kültürler 4.000 x gde 15 dakika centrifuging. Pelet yıkayın 1 x 10 mM HEPES ile pH 7,4 ve sonra da-20 ° C veya işlem adım 6.2 olduğu gibi daha fazla bu depolamak.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Dış membran çıkarma Not: Leo vd tarafından ayrıntılı olarak açıklandığı gibi dış membran ayıklama gerçekleştirilir 27. ana adımları aşağıda özetlenmiştir.<ol>
<li>Resuspend hücre pelet 1 ml 10 mm HEPES, pH 7.4, takıma 10 mM MgCl2 ve MnCl2, lizozim (0.1 mg/mL) ve bir tutam DNaz ile ben.</li>
		<li>(Bir boncuk çırpıcı kullanarakÖrneğin,) hücreleri parçalayıcı.</li>
		<li>Kısa bir süre (15,600 x gde 2 dk) hücreleri hücre artıkları kaldırmak ve süpernatant temiz bir tüp taşımak için santrifüj kapasitesi.</li>
		<li>Hücreler için 16.000 x g, 30 dk sonra santrifüj kapasitesi, %1 N-lauroyl sarcosine 10 mm HEPES, pH 7.4 400 μL Pelet resuspend.</li>
		<li>Hangi sonra oda sıcaklığında 30 dakika ajitasyon hücrelerle kuluçkaya, onları yukarıdaki gibi 30 dk santrifüj kapasitesi.</li>
		<li>Yıkama saydam 1 x 10 mm HEPES, pH 7.4, 200 μL ile cips ve daha sonra 10 mM HEPES 30 μL içinde resuspend ve 4 SDS-sayfa örnek arabellek x 10 μL ekleyin.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Etkinlik deneyleri Not: SDS-sayfa ve etkinlik deneyleri tarif28YadA ve EibD için gerçekleştirin. Ana adımları aşağıda özetlenmiştir.</li>
	<li>
SDS-SAYFA
	<ol>
<li>Örnekleri 50 ° c 5 min için jel polyacrylamide proteinleri denaturing önlemek için, yüklemeden önce ısı.</li>
		<li>SDS-sayfa boşanmadan sonra polivinilidin difluoride (PVDF) membran proteinleri aktarın.</li>
		<li>Aktarımdan sonra membran PBS de %2 yağsız süt tozu ile engelleyin.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
YadA-kollajen kadar western blot
	<ol>
<li>Belgili tanımlık kütük parçası sonra ben seyreltilmiş sığır kollajen türü engelleme arabellekte bir konsantrasyon 10 μg/mL için eklemek ve membran 1 h için kuluçkaya.</li>
		<li>Membran 2 yıkama x PBS + %0,05 Tween20 ile (PBS-T).</li>
		<li>Membran için birincil antikor (monoklonal Anti-kollajen COL-1), seyreltilmiş 1:2,000 engelleme arabellekte ekleyin.</li>
		<li>1s için membran kuluçka sonra adım 6.3.2.2 belirtildiği gibi 2 x yıkayın ve ikincil antikor [keçi Anti-fare IgG-horseradish peroksidaz (HRP) eşlenik], seyreltilmiş 1:10,000 engelleme arabellekte ekleyin.</li>
		<li>Membran 1 h için kuluçkaya sonra yıka 2 x ile PBS-T. Membran üretici yönergelerine göre gelişmiş bir chemiluminescent substrat ekleyin ve grubun bir CCD kamera ile tespit.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
EibD-IgG bağlama tahlil
	<ol>
<li>Engelleme sonra ikincil antikor (keçi Anti-tavşan HRP), seyreltilmiş engelleme arabelleği 1:2,000 ekleyin.</li>
		<li>Membran 1 h için kuluçkaya sonra yıka 2 x PBS ile. Chemiluminescent adım 6.3.2.5 belirtildiği gibi saptaması.</li>
	</ol>
</li>
</ol>

<ol>
	<li>Blount, Z. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+unexhausted+potential+of+E.+coli.">The unexhausted potential of E. coli.</a> eLife. 4, e05826 (2015).</li><li>Hamilton, C. M., Aldea, M., Washburn, B. K., Babitzke, P., Kushner, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+method+for+generating+deletions+and+gene+replacements+in+Escherichia+coli.">New method for generating deletions and gene replacements in Escherichia coli.</a> Journal of Bacteriology. 171 (9), 4617-4622 (1989).</li><li>Link, A. J., Phillips, D., Church, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+generating+precise+deletions+and+insertions+in+the+genome+of+wild-type+Escherichia+coli:+application+to+open+reading+frame+characterization.">Methods for generating precise deletions and insertions in the genome of wild-type Escherichia coli: application to open reading frame characterization.</a> Journal of Bacteriology. 179 (20), 6228-6237 (1997).</li><li>Sawitzke, J. A., Thomason, L. C., Costantino, N., Bubunenko, M., Datta, S., Court, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recombineering:+in+vivo+genetic+engineering+in+E.+coli,+S.+enterica,+and+beyond.">Recombineering: in vivo genetic engineering in E. coli, S. enterica, and beyond.</a> Methods in Enzymology. 421, 171-199 (2007).</li><li>Datsenko, K. A., Wanner, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=One-step+inactivation+of+chromosomal+genes+in+Escherichia+coli+K-12+using+PCR+products.">One-step inactivation of chromosomal genes in Escherichia coli K-12 using PCR products.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (12), 6640-6645 (2000).</li><li>Muyrers, J. P., Zhang, Y., Stewart, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Techniques:+Recombinogenic+engineering--new+options+for+cloning+and+manipulating+DNA.">Techniques: Recombinogenic engineering--new options for cloning and manipulating DNA.</a> Trends in Biochemical Sciences. 26 (5), 325-331 (2001).</li><li>Baba, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+Escherichia+coli+K-12+in-frame,+single-gene+knockout+mutants:+the+Keio+collection.">Construction of Escherichia coli K-12 in-frame, single-gene knockout mutants: the Keio collection.</a> Molecular Systems Biology. 2, (2006).</li><li>Yamamoto, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Update+on+the+Keio+collection+of+Escherichia+coli+single-gene+deletion+mutants.">Update on the Keio collection of Escherichia coli single-gene deletion mutants.</a> Molecular Systems Biology. 5, 335 (2009).</li><li>Baba, T., Huan, H. -. C., Datsenko, K., Wanner, B. L., Mori, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+applications+of+systematic+in-frame,+single-gene+knockout+mutant+collection+of+Escherichia+coli+K-12.">The applications of systematic in-frame, single-gene knockout mutant collection of Escherichia coli K-12.</a> Methods in Molecular Biology. 416, 183-194 (2008).</li><li>Chattopadhyay, M. K., Tabor, C. W., Tabor, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Polyamines+are+not+required+for+aerobic+growth+of+Escherichia+coli:+preparation+of+a+strain+with+deletions+in+all+of+the+genes+for+polyamine+biosynthesis.">Polyamines are not required for aerobic growth of Escherichia coli: preparation of a strain with deletions in all of the genes for polyamine biosynthesis.</a> Journal of Bacteriology. 191 (17), 5549-5552 (2009).</li><li>Xie, X., Wong, W. W., Tang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improving+simvastatin+bioconversion+in+Escherichia+coli+by+deletion+of+bioH.">Improving simvastatin bioconversion in Escherichia coli by deletion of bioH.</a> Metabolic Engineering. 9 (4), 379-386 (2007).</li><li>Maeda, T., Sanchez-Torres, V., Wood, T. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Escherichia+coli+hydrogenase+3+is+a+reversible+enzyme+possessing+hydrogen+uptake+and+synthesis+activities.">Escherichia coli hydrogenase 3 is a reversible enzyme possessing hydrogen uptake and synthesis activities.</a> Applied Microbiology and Biotechnology. 76 (5), 1035-1042 (2007).</li><li>Meehan, B. M., Landeta, C., Boyd, D., Beckwith, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+disulfide+bond+formation+pathway+is+essential+for+anaerobic+growth+of+Escherichia+coli.">The disulfide bond formation pathway is essential for anaerobic growth of Escherichia coli.</a> Journal of Bacteriology. 199 (16), (2017).</li><li>Niba, E. T. E., Naka, Y., Nagase, M., Mori, H., Kitakawa, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+genome-wide+approach+to+identify+the+genes+involved+in+biofilm+formation+in+E.+coli.">A genome-wide approach to identify the genes involved in biofilm formation in E. coli.</a> DNA Research. 14 (6), 237-246 (2008).</li><li>Heinz, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conserved+features+in+the+structure,+mechanism,+and+biogenesis+of+the+inverse+autotransporter+protein+family.">Conserved features in the structure, mechanism, and biogenesis of the inverse autotransporter protein family.</a> Genome Biology and Evolution. 8 (6), 1690-1705 (2016).</li><li>Selkrig, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Discovery+of+an+archetypal+protein+transport+system+in+bacterial+outer+membranes.">Discovery of an archetypal protein transport system in bacterial outer membranes.</a> Nature Structural &amp; Molecular Biology. 19 (5), 506-510 (2012).</li><li>Stubenrauch, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effective+assembly+of+fimbriae+in+Escherichia+coli+depends+on+the+translocation+assembly+module+nanomachine.">Effective assembly of fimbriae in Escherichia coli depends on the translocation assembly module nanomachine.</a> Nature Microbiology. 1 (7), 16064 (2016).</li><li>Leo, J. C., Goldman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+immunoglobulin-binding+Eib+proteins+from+Escherichia+coli+are+receptors+for+IgG+Fc.">The immunoglobulin-binding Eib proteins from Escherichia coli are receptors for IgG Fc.</a> Molecular Immunology. 46 (8-9), 1860-1866 (2009).</li><li>M&#252;hlenkamp, M., Oberhettinger, P., Leo, J. C., Linke, D., Sch&#252;tz, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Yersinia+adhesin+A+(YadA)+-+Beauty+&amp;+beast.">Yersinia adhesin A (YadA) - Beauty &amp; beast.</a> International Journal of Medical Microbiology. 305 (2), 252-258 (2015).</li><li>Studier, F. W., Moffatt, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+bacteriophage+T7+RNA+polymerase+to+direct+selective+high-level+expression+of+cloned+genes.">Use of bacteriophage T7 RNA polymerase to direct selective high-level expression of cloned genes.</a> Journal of Molecular Biology. 189 (1), 113-130 (1986).</li><li>Meuskens, I., Michalik, M., Chauhan, N., Linke, D., Leo, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+strain+collection+for+improved+expression+of+outer+membrane+proteins.">A new strain collection for improved expression of outer membrane proteins.</a> Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 7, 464 (2017).</li><li>Cherepanov, P. P., Wackernagel, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gene+disruption+in+Escherichia+coli:+TcR+and+KmR+cassettes+with+the+option+of+Flp-catalyzed+excision+of+the+antibiotic-resistance+determinant.">Gene disruption in Escherichia coli: TcR and KmR cassettes with the option of Flp-catalyzed excision of the antibiotic-resistance determinant.</a> Gene. 158 (1), 9-14 (1995).</li><li>Grosskinsky, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+conserved+glycine+residue+of+trimeric+autotransporter+domains+plays+a+key+role+in+Yersinia+adhesin+A+autotransport.">A conserved glycine residue of trimeric autotransporter domains plays a key role in Yersinia adhesin A autotransport.</a> Journal of Bacteriology. 189 (24), 9011-9019 (2007).</li><li>Leo, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+E.+coli+IgG-binding+protein+D+suggests+a+general+model+for+bending+and+binding+in+trimeric+autotransporter+adhesins.">The structure of E. coli IgG-binding protein D suggests a general model for bending and binding in trimeric autotransporter adhesins.</a> Structure. 19 (7), 1021-1030 (1993).</li><li>Bertani, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+on+lysogenesis.+I.+The+mode+of+phage+liberation+by+lysogenic+Escherichia+coli.">Studies on lysogenesis. I. The mode of phage liberation by lysogenic Escherichia coli.</a> Journal of Bacteriology. 62 (3), 293-300 (1951).</li><li>Hanahan, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Studies+on+transformation+of+Escherichia+coli+with+plasmids.">Studies on transformation of Escherichia coli with plasmids.</a> Journal of Molecular Biology. 166 (4), 557-580 (1983).</li><li>Leo, J. C., Oberhettinger, P., Linke, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+the+outer+membrane+insertion+and+folding+of+multimeric+transmembrane+&#946;-barrel+proteins.">Assessing the outer membrane insertion and folding of multimeric transmembrane &#946;-barrel proteins.</a> Methods in Molecular Biology. , 157-167 (2015).</li><li>Mikula, K. M., Leo, J. C., &#321;yskowski, A., Kedracka-Krok, S., Pirog, A., Goldman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+translocation+domain+in+trimeric+autotransporter+adhesins+is+necessary+and+sufficient+for+trimerization+and+autotransportation.">The translocation domain in trimeric autotransporter adhesins is necessary and sufficient for trimerization and autotransportation.</a> Journal of Bacteriology. 194 (4), 827-838 (2012).</li><li>Thomason, L. C., Costantino, N., Court, D. L., Ausubel, F. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=E.+coli+genome+manipulation+by+P1+transduction.">E. coli genome manipulation by P1 transduction.</a> Current Protocols in Molecular Biology. , (2007).</li><li>Franklin, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mutation+in+gal+U+gene+of+E.+coli+blocks+phage+P1+infection.">Mutation in gal U gene of E. coli blocks phage P1 infection.</a> Virology. 38 (1), 189-191 (1969).</li><li>Jeong, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genome+sequences+of+Escherichia+coli+B+strains+REL606+and+BL21(DE3).">Genome sequences of Escherichia coli B strains REL606 and BL21(DE3).</a> Journal of Molecular Biology. 394 (4), 644-652 (2009).</li><li>Greene, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+Sequence+Alignment+during+Homologous+Recombination.">DNA Sequence Alignment during Homologous Recombination.</a> Journal of Biological Chemistry. 291 (22), 11572-11580 (2016).</li><li>Watt, V. M., Ingles, C. J., Urdea, M. S., Rutter, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Homology+requirements+for+recombination+in+Escherichia+coli.">Homology requirements for recombination in Escherichia coli.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 82 (14), 4768-4772 (1985).</li><li>Ho, T. D., Waldor, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enterohemorrhagic+Escherichia+coli+O157:H7+gal+mutants+are+sensitive+to+bacteriophage+P1+and+defective+in+intestinal+colonization.">Enterohemorrhagic Escherichia coli O157:H7 gal mutants are sensitive to bacteriophage P1 and defective in intestinal colonization.</a> Infection and Immunity. 75 (4), 1661-1666 (2006).</li><li>Ikeda, H., Tomizawa, J. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transducing+fragments+in+generalized+transduction+by+phage+P1.+I.+Molecular+origin+of+the+fragments.">Transducing fragments in generalized transduction by phage P1. I. Molecular origin of the fragments.</a> Journal of Molecular Biology. 14 (1), 85-109 (1965).</li><li>Murooka, Y., Harada, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expansion+of+the+host+range+of+coliphage+P1+and+gene+transfer+from+enteric+bacteria+to+other+Gam-negative+bacteria.">Expansion of the host range of coliphage P1 and gene transfer from enteric bacteria to other Gam-negative bacteria.</a> Applied and Environmental Microbiology. 38 (4), 754-757 (1979).</li><li>Goldberg, R. B., Bender, R. A., Streicher, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+selection+for+P1-sensitive+mutants+of+enteric+bacteria.">Direct selection for P1-sensitive mutants of enteric bacteria.</a> Journal of Bacteriology. 118 (3), 810-814 (1974).</li><li>O'Connor, K. A., Zusman, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coliphage+P1-mediated+transduction+of+cloned+DNA+from+Escherichia+coli+to+Myxococcus+xanthus:+use+for+complementation+and+recombinational+analyses.">Coliphage P1-mediated transduction of cloned DNA from Escherichia coli to Myxococcus xanthus: use for complementation and recombinational analyses.</a> Journal of Bacteriology. 155 (1), 317-329 (1983).</li></ol>

Yazarlar ifşa gerek yok.

P1 iletim gen silme E. coliüretmek için hızlı, sağlam ve güvenilir bir yöntemdir. Bu burada bir BL21 elde edilen alıcıya Keio donör zorlanma tamA silme mutant transducing tarafından gösterilmiştir. İletim işlemi büyük aşamasında bulunmaktadır lysate transducing üretim, iletim, Kan direnç kaset eksizyon ve knock-out PCR tarafından doğrulanması. Toplamda, süreci yaklaşık 1 hafta alır ve doğrulama için son PCR dışında kullanılmak üzere hiçbir moleküler biyoloji yöntem...

İşlev bir çalışmaya ortak bir ilk yaklaşım knock-out mutagenesis gerçekleştirmek ve elde edilen fenotip dikkat etmektir. Bu da geriye doğru genetik olarak adlandırılır. E. coli bakteri moleküler biyoloji beygir son 70 yıl ya da çok, kendi kültür ve onun amenability genetik manipülasyon1kolaylığı nedeniyle olmuştur. E. coliişaret exchange mutagenesis2,3 ve son zamanlarda, λ kırmızı veya Rac ET sistemleri4,5 kullanarak recombineering da dahil olmak üzere, gen silme üretmek için çeşitli yöntemler geliştirilmiştir , 6.
Yaygın olarak kullanılan bir sistemde, bireysel genlerin kodlama dizileri daha sonra kromozom5,7' den eksize bir antibiyotik direnci kaset değiştirilir. Kodlama dizileri, hangi flippase (FLP) tanıma hedef (FRT) siteleri iki tarafında çevrili örneğin bir sefaloridin (Kan) direnç kaset, değiştirilir. FRT siteleri recombinase siteye özgü rekombinasyon Kan kaset silinmesi için önde gelen FRT siteler arasında aracılık eder FLP tarafından tanınır. Bu şekilde, belirli bir genin kodlama dizisi tam bir silme, yalnızca yaklaşık 100 baz çifti (bp) (resim 1) en az yara dizisi bırakarak elde edilebilir.
Sadece bir on yıl kadar önce sözde Keio koleksiyonu geliştirilmiştir. Bu nerede hemen hemen tüm gerekli olmayan genler ayrı ayrı λ kırmızı rekombinasyon7,8tarafından silindi Standart laboratuvar E. coli K12 zorlanma, temel bakteriyel bir kütüphanedir. Klonlar bu koleksiyon içindeki bir excisable Kan direnç kaset ile yerine bir kodlama dizisi var. Keio koleksiyon birçok uygulamaları9için yararlı bir araç olduğu ispatlanmıştır. Böyle bir uygulama diğer E. coli suşları silme mutantlar yapımıdır. Kan kaset üzerinden verilen silme klon genellikle bacteriophages, P110,11,12,13,14gibi transducing tarafından seferber. Böyle bir yük hazırlanan bir fajının hisse senedi daha sonra alıcı faiz, e.coli suşu bulaştırmak için nerede bir düşük ama güvenilir frekansta Kan kaset içeren bölge alıcı Genom tarafından Homolog rekombinasyon dahil edilebilir kullanılabilir (Şekil 2). Transductants Kan içeren ortamda büyümesi için seçilebilir. Antibiyotik direnci kaset kaldırılmasını isterseniz, bunu, FLP recombinase trans transductant zorlanma sağlanabilir. Ampisilin (Amp) direnç işaret taşıyan FLP içeren plazmid kür sonra Kan ve Amp duyarlı klonlar için ekranlı ve vahşi-türü kodlama dizisi ve Kan kaset doğru eksizyon PCR colony tarafından doğrulandı.
Burada, her bir knock-out yukarıda özetlenen strateji dayalı E. coli zorlanma üreten adımları açıklayan ayrıntılı bir protokol sunulmuştur. Örnek olarak, tamA gen silinmesiyle gösterilmiştir. tamA bir parçası olan taşıma ve montaj modülü (TAM), bazı autotransporter proteinler ve pili15,16,17Biyogenez yer bir dış membran β-varil protein kodlar. Bu knock-out zorlanma sonra iki trimeric autotransporter adhesins (TAAs), Yersinia adhesin YadA ve E. coli immünglobulin (Ig) tamA silinmesi Biyogenez üzerinde etkisini incelemek için kullanılan-TAA EibD bağlama 18,19.

<table><tbody><tr><td>&lt;strong&gt;Strains&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;E. coli&lt;/em&gt; BW25113</td><td>NIG</td><td>ME6092</td><td>Wild-type strain of Keio collection</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;E. coli&lt;/em&gt; BL21(DE3)</td><td>Merck</td><td>69450-3</td><td>Expression strain</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;E. coli&lt;/em&gt; BL21DABCF</td><td>Addgene</td><td>102270</td><td>Derived from BL21(DE3)</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;E. coli&lt;/em&gt; JW4179</td><td>NIG</td><td>JW4179-KC</td><td>&lt;em&gt;tamA&lt;/em&gt; deletion mutant</td></tr><tr><td>P1 &lt;em&gt;vir&lt;/em&gt;</td><td>NIG</td><td>HR16</td><td>Generally transducing bacteriophage</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Plasmids&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>pCP20</td><td>CGSC</td><td>14177</td><td>conditionally replicating plasmid with FLP</td></tr><tr><td>pASK-IBA2</td><td>IBA GmbH</td><td>2-1301-000</td><td>expression vector</td></tr><tr><td>pEibD10</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>for production of EibD; plasmid available on request</td></tr><tr><td>pET22b+</td><td>Merck</td><td>69744-3</td><td>expression vector</td></tr><tr><td>pIBA2-YadA</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>for production of YadA; plasmid available on request</td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Chemicals&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Acetic acid</td><td>ThermoFisher</td><td>33209</td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>BD Bacto</td><td>214010</td><td></td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Lonza</td><td>50004</td><td></td></tr><tr><td>Ampicillin</td><td>Applichem</td><td>A0839</td><td></td></tr><tr><td>Anhydrotetracycline</td><td>Abcam</td><td>ab145350</td><td></td></tr><tr><td>anti-collagen type I antibody COL-1</td><td>Sigma</td><td>C2456</td><td></td></tr><tr><td>Bovine collagen type I</td><td>Sigma</td><td>C9791</td><td></td></tr><tr><td>Calcium chloride</td><td>Merck</td><td>102382</td><td></td></tr><tr><td>Chloroform</td><td>Merck</td><td>102445</td><td></td></tr><tr><td>Di-sodium hydrogen phosphate</td><td>VWR</td><td>28029</td><td></td></tr><tr><td>DNA dye</td><td>Thermo</td><td>S33102</td><td></td></tr><tr><td>DNA molecular size marker</td><td>New England BioLabs</td><td>N3232S</td><td></td></tr><tr><td>DNase I</td><td>Sigma</td><td>DN25</td><td></td></tr><tr><td>dNTP mix</td><td>New England Biolabs</td><td>N0447</td><td></td></tr><tr><td>ECL HRP substrate</td><td>Advansta</td><td>K-12045</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Applichem</td><td>A2937</td><td></td></tr><tr><td>Glycerol</td><td>VWR</td><td>24388</td><td></td></tr><tr><td>goat anti-mouse IgG-HRP</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-2005</td><td></td></tr><tr><td>goat anti-rabbit IgG-HRP</td><td>Agrisera</td><td>AS10668</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>VWR</td><td>30487</td><td></td></tr><tr><td>Isopropyl thiogalactoside</td><td>VWR</td><td>43714</td><td></td></tr><tr><td>Kanamycin</td><td>Applichem</td><td>A1493</td><td></td></tr><tr><td>Lysozyme</td><td>Applichem</td><td>A4972</td><td></td></tr><tr><td>Magnesium chloride</td><td>VWR</td><td>25108</td><td></td></tr><tr><td>Manganese chloride</td><td>Sigma</td><td>221279</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;N&lt;/em&gt;-lauroyl sarcosine</td><td>Sigma</td><td>L9150</td><td></td></tr><tr><td>Skim milk powder</td><td>Sigma</td><td>70166</td><td></td></tr><tr><td>Sodium chloride</td><td>VWR</td><td>27808</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;tamA&lt;/em&gt; forward primer</td><td>Invitrogen</td><td>N/A</td><td>Sequence 5&#039;-GAAAAAAGG&lt;br /&gt;ATATTCAGGAGAAAATGTG-3&#039;</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;tamA&lt;/em&gt; reverse primer</td><td>Invitrogen</td><td>N/A</td><td>Sequence 5&#039;-TCATAATT&lt;br /&gt;CTGGCCCCAGACC-3&#039;</td></tr><tr><td>Taq DNA polymerase</td><td>New England Biolabs</td><td>M0267</td><td></td></tr><tr><td>Tri-sodium citrate</td><td>Merck</td><td>106448</td><td></td></tr><tr><td>Tryptone</td><td>VWR</td><td>84610</td><td></td></tr><tr><td>Tween20</td><td>Sigma</td><td>P1379</td><td></td></tr><tr><td>Yeast extract</td><td>Merck</td><td>103753</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Agarose gel electrophoresis chamber</td><td>Hoefer</td><td>SUB13</td><td></td></tr><tr><td>Bead beater</td><td>Thermo</td><td>FP120A-115</td><td></td></tr><tr><td>CCD camera</td><td>Kodak</td><td>4000R</td><td></td></tr><tr><td>Electroporation cuvettes</td><td>Bio-Rad</td><td>165-2089</td><td></td></tr><tr><td>Electroporation unit</td><td>Bio-Rad</td><td>1652100</td><td></td></tr><tr><td>Gel imager</td><td>Nippon Genetics</td><td>GP-03LED</td><td></td></tr><tr><td>Incubating shaker</td><td>Infors HT</td><td>Minitron</td><td></td></tr><tr><td>Incubator</td><td>VWR</td><td>390-0482</td><td></td></tr><tr><td>Microcentrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5415D</td><td></td></tr><tr><td>Microwave oven</td><td>Samsung</td><td>CM1099A</td><td></td></tr><tr><td>PCR machine</td><td>Biometra</td><td>Tpersonal</td><td></td></tr><tr><td>PCR strips</td><td>Axygen</td><td>PCR-0208-CP-C</td><td></td></tr><tr><td>pH meter</td><td>Hanna Instruments</td><td>HI2211-01</td><td></td></tr><tr><td>PVDF membrane</td><td>ThermoFisher</td><td>88518</td><td></td></tr><tr><td>SDS-PAG electrophoresis chamber</td><td>ThermoFisher</td><td>A25977</td><td></td></tr><tr><td>Tabletop centrifuge</td><td>Beckman Coulter</td><td>B06322</td><td></td></tr><tr><td>Vortex mixer</td><td>Scientific Industries</td><td>SI-0236</td><td></td></tr><tr><td>Water bath</td><td>GFL</td><td>D3006</td><td></td></tr><tr><td>Wet transfer unit</td><td>Hoefer</td><td>TE22</td><td></td></tr></tbody></table>

producing gene deletions in escherichia coli by p1 transduction with excisable antibiotic resistance cassettes

Bakterilerde bilinmeyen bir gen işlevini incelemek için bir ilk yaklaşım bir knock-out bu gen oluşturmaktır. Burada, bakteriyofaj P1 ile jeneralize iletim kullanarak gen silme mutasyonlar bir Escherichia coli zorlanma diğerine aktarmak için sağlam ve hızlı bir iletişim kuralı açıklar. Bu yöntem mutasyon (antibiyotik kaset eklemeleri kullanarak gen kesintileri göre seçilebilirÖrneğin, ) olmasını gerektirir. Bu tür antibiyotik kaset bir donör yük seferber ve hızlı bir şekilde ilgi alıcı bir gerilim girmiştir ve kolayca bir gen silme mutant oluşturmak. Antibiyotik kaset kaset eksizyon izin flippase tanıma siteleri dahil etmek için temiz bir knock-out ile genom bir ~ 100 baz çifti uzun yara sırasına üretmek için siteye özgü bir recombinase tarafından dizayn edilebilir. Protokol autotransporter Biyogenez ilgili bir derleme faktör kodlama tamA gene dışarı knocking göstermek ve bu knock-out Biyogenez üzerinde etkisi ve iki trimeric autotransporter adhesins fonksiyonu test. Gen silme P1 iletim sınırlamaları olsa, kolaylık ve hız onun uygulama gene silme işlemini diğer yöntemleri için cazip bir alternatif olun.

Bir tamA Knock-out BL21ΔABCF, nesil:
Yukarıda özetlenen strateji BL21(DE3), dış membran protein üretimi için en iyi duruma getirilmiş ve BL21ΔABCF21denilen protein üretimi için kullanılan bir Standart laboratuvar yük türetilmiş bir tür üretmek için daha önce kullanılmış. Bu zorlanma dört genler bol dış membran proteinlerinin için kodlama yoksun ve sonuç olarak, daha hetero...

Watch this Scientific Journal Video about Producing Gene Deletions in Escherichia coli by P1 Transduction with Excisable Antibiotic Resistance Cassettes at JoVE.com

Producing Gene Deletions in Escherichia coli by P1 Transduction with Excisable Antibiotic Resistance Cassettes

Escherichia coli Excisable antibiyotik direnci kasetleri ile P1 iletim tarafından üreten gen silme

Burada bir protokol antibiyotik direnç-kaset silme yapıları silme mutantlar diğer E. coli suşları yapmak için bir temel olarak önceden var olan kullanım için mevcut. Böyle silme mutasyonlar seferber ve büyük bir alıcı yük P1 bakteriyofaj iletim kullanarak odağı karşılık gelen eklenmiş.

A first approach to study the function of an unknown gene in bacteria is to create a knock-out of this gene. Here, we describe a robust and fast protocol ...

producing-gene-deletions-escherichia-coli-p1-transduction-with

Research

JoVE Journal

Genetics

Producing Gene Deletions in Escherichia coli by P1 Transduction with Excisable Antibiotic Resistance Cassettes

17.0K Görüntüleme.  University of Oslo. Burada bir protokol antibiyotik direnç-kaset silme yapıları silme mutantlar diğer E. coli suşları yapmak için bir temel olarak önceden var olan kullanım için mevcut. Böyle silme mutasyonlar seferber ve büyük bir alıcı yük P1 bakteriyofaj iletim kullanarak odağı karşılık gelen eklenmiş.

Video: Producing Gene Deletions in Escherichia coli by P1 Transduction with Excisable Antibiotic Resistance Cassettes

Site-specific Bacterial Chromosome Engineering: &#934;C31 Integrase Mediated Cassette Exchange (IMCE)

The bacterial chromosome may be used to stably maintain foreign DNA in the mega-base range1. Integration into the chromosome circumvents issues such as plasmid replication, plasmid stability, plasmid incompatibility, and plasmid copy number variance. This method uses the site-specific integrase from the Streptomyces phage (&Phi;) C312,3. The &Phi;C31 integrase catalyzes a direct recombination between two specific DNA sites: attB and attP (34 and 39 bp, respectively)4. This recombination is stable and does not revert5. A "landing pad" (LP) sequence consisting of a spectinomycin- resistance gene, aadA (SpR), and the E. coli &szlig;-glucuronidase gene (uidA) flanked by attP sites has been integrated into the chromosomes of Sinorhizobium meliloti, Ochrobactrum anthropi, and Agrobacterium tumefaciens in an intergenic region, the ampC locus, and the tetA locus, respectively. S. meliloti is used in this protocol. Mobilizable donor vectors containing attB sites flanking a stuffer red fluorescent protein (rfp) gene and an antibiotic resistance gene have also been constructed. In this example the gentamicin resistant plasmid pJH110 is used. The rfp gene6 may be replaced with a desired construct using SphI and PstI. Alternatively a synthetic construct flanked by attB sites may be sub-cloned into a mobilizable vector such as pK19mob7. The expression of the &Phi;C31 integrase gene (cloned from pHS628) is driven by the lac promoter, on a mobilizable broad host range plasmid pRK78139.
A tetraparental mating protocol is used to transfer the donor cassette into the LP strain thereby replacing the markers in the LP sequence with the donor cassette. These cells are trans-integrants. Trans-integrants are formed with a typical efficiency of 0.5%. Trans-integrants are typically found within the first 500-1,000 colonies screened by antibiotic sensitivity or blue-white screening using 5-bromo-4-chloro-3-indolyl-beta-D-glucuronic acid (X-gluc). This protocol contains the mating and selection procedures for creating and isolating trans-integrants.

A quick and efficient method to integrate foreign DNA of interest into pre-made acceptor strains, termed landing pad strains, is described. The method allows site-specific integration of a DNA cassette into the engineered landing pad locus of a given strain, through conjugation and expression of the &#934;C31 integrase.

Siteye özgü Bakteriyel Kromozom Mühendislik: ΦC31 integraz Aracılı Kaset Borsası (IMCE)

The bacterial chromosome may be used to stably maintain foreign DNA in the mega-base range1. Integration into the chromosome circumvents issues such as ...

Biyomühendislik

Testing the Role of Multicopy Plasmids in the Evolution of Antibiotic Resistance

Multicopy plasmids are extremely abundant in prokaryotes but their role in bacterial evolution remains poorly understood. We recently showed that the increase in gene copy number per cell provided by multicopy plasmids could accelerate the evolution of plasmid-encoded genes. In this work, we present an experimental system to test the ability of multicopy plasmids to promote gene evolution. Using simple molecular biology methods, we constructed a model system where an antibiotic resistance gene can be inserted into Escherichia coli MG1655, either in the chromosome or on a multicopy plasmid. We use an experimental evolution approach to propagate the different strains under increasing concentrations of antibiotics and we measure survival of bacterial populations over time. The choice of the antibiotic molecule and the resistance gene is so that the gene can only confer resistance through the acquisition of mutations. This &#34;evolutionary rescue&#34; approach provides a simple method to test the potential of multicopy plasmids to promote the acquisition of antibiotic resistance. In the next step of the experimental system, the molecular bases of antibiotic resistance are characterized. To identify mutations responsible for the acquisition of antibiotic resistance we use deep DNA sequencing of samples obtained from whole populations and clones. Finally, to confirm the role of the mutations in the gene under study, we reconstruct them in the parental background and test the resistance phenotype of the resulting strains.

Here we present an experimental method to test the role of multicopy plasmids in the evolution of antibiotic resistance.

Multicopy plazmid rolü antibiyotik direnci gelişimi test

Multicopy plasmids are extremely abundant in prokaryotes but their role in bacterial evolution remains poorly understood. We recently showed that the ...

Genetik

Quantification of Plasmid-Mediated Antibiotic Resistance in an Experimental Evolution Approach

Plasmids play a major role in microbial ecology and evolution as vehicles of lateral gene transfer and reservoirs of accessory gene functions in microbial populations. This is especially the case under rapidly changing environments such as fluctuating antibiotics exposure. We recently showed that plasmids maintain antibiotic resistance genes in Escherichia coli without positive selection for the plasmid presence. Here we describe an experimental system that allows following both the plasmid genotype and phenotype in long-term evolution experiments. We use molecular techniques to design a model plasmid that is subsequently introduced to an experimental evolution batch system approach in an E. coli host. We follow the plasmid frequency over time by applying replica plating of the E. coli populations while quantifying the antibiotic resistance persistence. In addition, we monitor the conformation of plasmids in host cells by analyzing the extent of plasmid multimer formation by plasmid nicking and agarose gel electrophoresis. Such an approach allows us to visualize not only the genome size of evolving plasmids but also their topological conformation-a factor highly important for plasmid inheritance. Our system combines molecular strategies with traditional microbiology approaches and provides a set-up to follow plasmids in bacterial populations over a long time. The presented approach can be applied to study a wide range of mobile genetic elements in the future.

Our experimental approach provides a strategy to follow plasmid abundance and antibiotic resistance over time in bacterial populations.

Deneysel Evrim Yaklaşımında Plazmid Aracılı Antibiyotik Direncinin Ölçülmesi

Plasmids play a major role in microbial ecology and evolution as vehicles of lateral gene transfer and reservoirs of accessory gene functions in microbial ...

Creation of a Dense Transposon Insertion Library Using Bacterial Conjugation in Enterobacterial Strains Such As Escherichia Coli or Shigella flexneri

Transposon mutagenesis is a method that allows gene disruption via the random genomic insertion of a piece of DNA called a transposon. The protocol below outlines a method for high efficiency transfer between bacterial strains of a plasmid harboring a transposon containing a kanamycin resistance marker. The plasmid-borne transposase is encoded by a variant tnp gene that inserts the transposon into the genome of the recipient strain with very low insertional bias. This method thus allows the creation of large mutant libraries in which transposons have been inserted into unique genomic positions in a recipient strain of either Escherichia coli or Shigella flexneri bacteria. By using bacterial conjugation, as opposed to other methods such as electroporation or chemical transformation, large libraries with hundreds of thousands of unique clones can be created. This yields high-density insertion libraries, with insertions occurring as frequently as every 4-6 base pairs in non-essential genes. This method is superior to other methods as it allows for an inexpensive, easy to use, and high efficiency method for the creation of a dense transposon insertion library. The transposon library can be used in downstream applications such as transposon sequencing (Tn-Seq), to infer genetic interaction networks, or more simply, in mutational (forward genetic) screens.

Creation of a Dense Transposon Insertion Library Using Bacterial Conjugation in Enterobacterial Strains Such As Escherichia Coli or Shigella flexneri

Presented here is a simple method for creating a high-density transposon insertion library in Escherichia coli or Shigella flexneri using bacterial conjugation. This protocol allows the creation of a collection of hundreds of thousands of unique mutants in bacteria by the random genomic insertion of a transposon.

Bir yoğun Transposon ekleme kütüphane kullanarak bakteriyel konjugasyon Escherichia Coli Enterobacterial suşları gibi veya Shigella flexneri oluşturulması

Transposon mutagenesis is a method that allows gene disruption via the random genomic insertion of a piece of DNA called a transposon. The protocol below ...

İmmünoloji ve Enfeksiyon

Mapping Bacterial Functional Networks and Pathways in Escherichia Coli using Synthetic Genetic Arrays

Phenotypes are determined by a complex series of physical (e.g. protein-protein) and functional (e.g. gene-gene or genetic) interactions (GI)1. While physical interactions can indicate which bacterial proteins are associated as complexes, they do not necessarily reveal pathway-level functional relationships1. GI screens, in which the growth of double mutants bearing two deleted or inactivated genes is measured and compared to the corresponding single mutants, can illuminate epistatic dependencies between loci and hence provide a means to query and discover novel functional relationships2. Large-scale GI maps have been reported for eukaryotic organisms like yeast3-7, but GI information remains sparse for prokaryotes8, which hinders the functional annotation of bacterial genomes. To this end, we and others have developed high-throughput quantitative bacterial GI screening methods9, 10.
Here, we present the key steps required to perform quantitative E. coli Synthetic Genetic Array (eSGA) screening procedure on a genome-scale9, using natural bacterial conjugation and homologous recombination to systemically generate and measure the fitness of large numbers of double mutants in a colony array format. Briefly, a robot is used to transfer, through conjugation, chloramphenicol (Cm) - marked mutant alleles from engineered Hfr (High frequency of recombination) 'donor strains' into an ordered array of kanamycin (Kan) - marked F- recipient strains. Typically, we use loss-of-function single mutants bearing non-essential gene deletions (e.g. the 'Keio' collection11) and essential gene hypomorphic mutations (i.e. alleles conferring reduced protein expression, stability, or activity9, 12, 13) to query the functional associations of non-essential and essential genes, respectively. After conjugation and ensuing genetic exchange mediated by homologous recombination, the resulting double mutants are selected on solid medium containing both antibiotics. After outgrowth, the plates are digitally imaged and colony sizes are quantitatively scored using an in-house automated image processing system14. GIs are revealed when the growth rate of a double mutant is either significantly better or worse than expected9. Aggravating (or negative) GIs often result between loss-of-function mutations in pairs of genes from compensatory pathways that impinge on the same essential process2. Here, the loss of a single gene is buffered, such that either single mutant is viable. However, the loss of both pathways is deleterious and results in synthetic lethality or sickness (i.e. slow growth). Conversely, alleviating (or positive) interactions can occur between genes in the same pathway or protein complex2 as the deletion of either gene alone is often sufficient to perturb the normal function of the pathway or complex such that additional perturbations do not reduce activity, and hence growth, further. Overall, systematically identifying and analyzing GI networks can provide unbiased, global maps of the functional relationships between large numbers of genes, from which pathway-level information missed by other approaches can be inferred9.

Mapping Bacterial Functional Networks and Pathways in Escherichia Coli using Synthetic Genetic Arrays

Systematic, large-scale synthetic genetic (gene-gene or epistasis) interaction screens can be used to explore genetic redundancy and pathway cross-talk. Here, we describe a high-throughput quantitative synthetic genetic array screening technology, termed eSGA that we developed for elucidating epistatic relationships and exploring genetic interaction networks in Escherichia coli.

Bakteriyel Fonksiyonel Ağlar ve tanımında Haritalama<em&gt; Escherichia Coli</em&gt; Sentetik Genetik Diziler kullanarak

Phenotypes  are determined by a complex series of physical (e.g. protein-protein) and  functional (e.g. gene-gene or genetic) interactions (GI)1. While ...

Biyoloji

Genome-wide Gene Deletions in Streptococcus sanguinis by High Throughput PCR

Transposon mutagenesis and single-gene deletion are two methods applied in genome-wide gene knockout in bacteria 1,2. Although transposon mutagenesis is less time consuming, less costly, and does not require completed genome information, there are two weaknesses in this method: (1) the possibility of a disparate mutants in the mixed mutant library that counter-selects mutants with decreased competition; and (2) the possibility of partial gene inactivation whereby genes do not entirely lose their function following the insertion of a transposon. Single-gene deletion analysis may compensate for the drawbacks associated with transposon mutagenesis. To improve the efficiency of genome-wide single gene deletion, we attempt to establish a high-throughput technique for genome-wide single gene deletion using Streptococcus sanguinis as a model organism. Each gene deletion construct in S. sanguinis genome is designed to comprise 1-kb upstream of the targeted gene, the aphA-3 gene, encoding kanamycin resistance protein, and 1-kb downstream of the targeted gene. Three sets of primers F1/R1, F2/R2, and F3/R3, respectively, are designed and synthesized in a 96-well plate format for PCR-amplifications of those three components of each deletion construct. Primers R1 and F3 contain 25-bp sequences that are complementary to regions of the aphA-3 gene at their 5' end. A large scale PCR amplification of the aphA-3 gene is performed once for creating all single-gene deletion constructs. The promoter of aphA-3 gene is initially excluded to minimize the potential polar effect of kanamycin cassette. To create the gene deletion constructs, high-throughput PCR amplification and purification are performed in a 96-well plate format. A linear recombinant PCR amplicon for each gene deletion will be made up through four PCR reactions using high-fidelity DNA polymerase. The initial exponential growth phase of S. sanguinis cultured in Todd Hewitt broth supplemented with 2.5% inactivated horse serum is used to increase competence for the transformation of PCR-recombinant constructs. Under this condition, up to 20% of S. sanguinis cells can be transformed using ~50 ng of DNA. Based on this approach, 2,048 mutants with single-gene deletion were ultimately obtained from the 2,270 genes in S. sanguinis excluding four gene ORFs contained entirely within other ORFs in S. sanguinis SK36 and 218 potential essential genes. The technique on creating gene deletion constructs is high throughput and could be easy to use in genome-wide single gene deletions for any transformable bacteria.

Genome-wide Gene Deletions in Streptococcus sanguinis by High Throughput PCR

An efficient genome-wide single gene mutation method has been established using Streptococcus sanguinis as a model organism. This method has achieved via high throughput recombinant PCRs and transformations.

Genom çapında Gen Delesyonlar içinde<em&gt; Streptococcus sanguinis</em&gt; Yüksek Verimli PCR ile

Transposon  mutagenesis and single-gene deletion are two methods applied in genome-wide  gene knockout in bacteria 1,2. Although transposon mutagenesis is ...

Generation of In-Frame Gene Deletion Mutants in Pseudomonas aeruginosa and Testing for Virulence Attenuation in a Simple Mouse Model of Infection

Microorganisms are genetically versatile and diverse and have become a major source of many commercial products and biopharmaceuticals. Though some of these products are naturally produced by the organisms, other products require genetic engineering of the organism to increase the yields of production. Avirulent strains of Escherichia coli have traditionally been the preferred bacterial species for producing biopharmaceuticals; however, some products are difficult for E. coli to produce. Thus, avirulent strains of other bacterial species could provide useful alternatives for production of some commercial products. Pseudomonas aeruginosa is a common and well-studied Gram-negative bacterium that could provide a suitable alternative to E. coli. However, P. aeruginosa is an opportunistic human pathogen. Here, we detail a procedure that can be used to generate nonpathogenic strains of P. aeruginosa through sequential genomic deletions using the pEX100T-NotI plasmid. The main advantage of this method is to produce a marker-free strain. This method may be used to generate highly attenuated P. aeruginosa strains for the production of commercial products, or to design strains for other specific uses. We also describe a simple and reproducible mouse model of bacterial systemic infection via intraperitoneal injection of validated test strains to test the attenuation of the genetically engineered strain in comparison to the FDA-approved BL21 strain of E. coli.

Generation of In-Frame Gene Deletion Mutants in Pseudomonas aeruginosa and Testing for Virulence Attenuation in a Simple Mouse Model of Infection

Here, we describe a simple and reproducible protocol of mouse model of infection to evaluate the attenuation of the genetically modified strains of Pseudomonas aeruginosa in comparison to the United States Food and Drug Administration (FDA)-approved Escherichia coli for commercial applications.

Pseudomonas aeruginosa In-Frame Gen Silme Mutantlar Üretimi ve Enfeksiyon Basit Bir Fare Modelinde Virülans Zayıflama sıiçin Test

Microorganisms are genetically versatile and diverse and have become a major source of many commercial products and biopharmaceuticals. Though some of ...

Markerless Gene Deletion by Floxed Cassette Allelic Exchange Mutagenesis in Chlamydia trachomatis

Chlamydia trachomatis is an obligate intracellular pathogen that has been historically difficult to genetically manipulate. Definitive progress in elucidating the mechanisms that C. trachomatis use to create and maintain a privileged intracellular niche has been limited due to a lack of genetic tools. Fortunately, there have recently been several new advances in genetic manipulation techniques. Among these is the development of fluorescence-reported allelic exchange mutagenesis (FRAEM). This method allows targeted gene deletion coupled with insertion of a selection cassette encoding antibiotic resistance and green fluorescent protein (GFP). Reliance on this strategy can be complicated when targeting genes within polycistronic operons due to the potential of polar effects on downstream genes. Floxed cassette allelic exchange mutagenesis (FLAEM), the protocol for which is described here, was developed to alleviate cassette-induced polar effects. FLAEM utilizes Cre-loxP genome editing to remove the selection cassette after targeted deletion by allelic exchange. The resulting strains contain markerless gene deletions of one or more coding sequences. This technique facilitates direct assessment of gene function and expands the repertoire of tools for genetic manipulation in C. trachomatis.

Markerless Gene Deletion by Floxed Cassette Allelic Exchange Mutagenesis in Chlamydia trachomatis

Described here is a method for targeted, markerless gene deletion in Chlamydia trachomatis using floxed cassette allelic exchange mutagenesis, FLAEM.

Klamidya trachomatis Floxed Kaset Allelic Exchange Mutagene tarafından Markerless Gen Deletion

Chlamydia trachomatis is an obligate intracellular pathogen that has been historically difficult to genetically manipulate. Definitive progress in ...

Generation of Enterobacter sp. YSU Auxotrophs Using Transposon Mutagenesis

Prototrophic bacteria grow on M-9 minimal salts medium supplemented with glucose (M-9 medium), which is used as a carbon and energy source. Auxotrophs can be generated using a transposome. The commercially available, Tn5-derived transposome used in this protocol consists of a linear segment of DNA containing an R6K&#947; replication origin, a gene for kanamycin resistance and two mosaic sequence ends, which serve as transposase binding sites. The transposome, provided as a DNA/transposase protein complex, is introduced by electroporation into the prototrophic strain, Enterobacter sp. YSU, and randomly incorporates itself into this host&#8217;s genome. Transformants are replica plated onto Luria-Bertani agar plates containing kanamycin, (LB-kan) and onto M-9 medium agar plates containing kanamycin (M-9-kan). The transformants that grow on LB-kan plates but not on M-9-kan plates are considered to be auxotrophs. Purified genomic DNA from an auxotroph is partially digested, ligated and transformed into a pir+ Escherichia coli (E. coli) strain. The R6K&#947; replication origin allows the plasmid to replicate in pir+ E. coli strains, and the kanamycin resistance marker allows for plasmid selection. Each transformant possesses a new plasmid containing the transposon flanked by the interrupted chromosomal region. Sanger sequencing and the Basic Local Alignment Search Tool (BLAST) suggest a putative identity of the interrupted gene. There are three advantages to using this transposome mutagenesis strategy. First, it does not rely on the expression of a transposase gene by the host. Second, the transposome is introduced into the target host by electroporation, rather than by conjugation or by transduction and therefore is more efficient. Third, the R6K&#947; replication origin makes it easy to identify the mutated gene which is partially recovered in a recombinant plasmid. This technique can be used to investigate the genes involved in other characteristics of Enterobacter sp. YSU or of a wider variety of bacterial strains.

Generation of Enterobacter sp. YSU Auxotrophs Using Transposon Mutagenesis

Enterobacter sp. YSU grows in glucose minimal salts medium. Auxotrophs are generated by transforming it with a transposome which randomly inserts itself into the host genome. Mutants are found by replica plating from complex medium to minimal medium. Interrupted genes are identified by gene rescue and sequencing.

Üretilmesi<em&gt; Enterobacter</em&gt; Sp. YSU oksotroflan transpozon mutajenezi kullanarak,

Prototrophic bacteria grow on M-9 minimal salts medium supplemented with glucose (M-9 medium), which is used as a carbon and energy source. Auxotrophs can ...

Phage-mediated Delivery of Targeted sRNA Constructs to Knock Down Gene Expression in E. coli

RNA-mediated knockdowns are widely used to control gene expression. This versatile family of techniques makes use of short RNA (sRNA) that can be synthesized with any sequence and designed to complement any gene targeted for silencing. Because sRNA constructs can be introduced to many cell types directly or using a variety of vectors, gene expression can be repressed in living cells without laborious genetic modification. The most common RNA knockdown technology, RNA interference (RNAi), makes use of the endogenous RNA-induced silencing complex (RISC) to mediate sequence recognition and cleavage of the target mRNA. Applications of this technique are therefore limited to RISC-expressing organisms, primarily eukaryotes. Recently, a new generation of RNA biotechnologists have developed alternative mechanisms for controlling gene expression through RNA, and so made possible RNA-mediated gene knockdowns in bacteria. Here we describe a method for silencing gene expression in E. coli that functionally resembles RNAi. In this system a synthetic phagemid is designed to express sRNA, which may designed to target any sequence. The expression construct is delivered to a population of E. coli cells with non-lytic M13 phage, after which it is able to stably replicate as a plasmid. Antisense recognition and silencing of the target mRNA is mediated by the Hfq protein, endogenous to E. coli. This protocol includes methods for designing the antisense sRNA, constructing the phagemid vector, packaging the phagemid into M13 bacteriophage, preparing a live cell population for infection, and performing the infection itself. The fluorescent protein mKate2 and the antibiotic resistance gene chloramphenicol acetyltransferase (CAT) are targeted to generate representative data and to quantify knockdown effectiveness.

Phage-mediated Delivery of Targeted sRNA Constructs to Knock Down Gene Expression in E. coli

We describe a method to knock down gene expression in a growing population of E. coli cells using sequence-targeted sRNA expression cassettes delivered by an M13 phagemid vector.

Escherichia coli Excisable antibiyotik direnci kasetleri ile P1 iletim tarafından üreten gen silme

Özet

Daha Fazla Video Keşfet

Bu videodaki bölümler

Siteye özgü Bakteriyel Kromozom Mühendislik: ΦC31 integraz Aracılı Kaset Borsası (IMCE)

Multicopy plazmid rolü antibiyotik direnci gelişimi test

Deneysel Evrim Yaklaşımında Plazmid Aracılı Antibiyotik Direncinin Ölçülmesi

Bir yoğun Transposon ekleme kütüphane kullanarak bakteriyel konjugasyon Escherichia Coli Enterobacterial suşları gibi veya Shigella flexneri oluşturulması

Bakteriyel Fonksiyonel Ağlar ve tanımında Haritalama

Genom çapında Gen Delesyonlar içinde

Pseudomonas aeruginosa In-Frame Gen Silme Mutantlar Üretimi ve Enfeksiyon Basit Bir Fare Modelinde Virülans Zayıflama sıiçin Test

Klamidya trachomatis Floxed Kaset Allelic Exchange Mutagene tarafından Markerless Gen Deletion

Üretilmesi

Hedeflenen Srna faj aracılı teslim Gen İfade Knock Down için oluşturur