Barbara Carletti ve Anna Marie Kenney, paha biçilmez öneriler için teşekkür ederim. DK07328: HYL Eğitim Bursu &quot;Biyokimya ve Moleküler Biyoloji Hormonlar&quot; tarafından desteklenmektedir. NIH hibe 5R01 NS16951 (CAM) tarafından desteklenir.

Bölüm 1: (video gösterilmemiştir) (diseksiyon 1-2 gün önce) ayarlama <ol><li> Kültür ÇÖZÜMLER VE MEDYA HAZIRLAMA: <ul><li> 4X CMF-PBS-EDTA (kalsiyum ve magnezyum Percoll dilüsyonları için serbest fosfat tamponlu tuzlu-EDTA): litre başına 32 g NaCl, 1,2 g KCl, 8 g glukoz, 2 g NaH 2 PO 4, 1 g KH 2 PO eklemek 4, 8 ml% 2 NaHCO 3 hisse senedi, deiyonize / distile su 10 ml 1M EDTA (pH 8.0). 1 litre ve pH 7.4 &#39;e ses seviyesini ayarlayın. Sterilize Filtresi. </li><li> HBSS-GLİKOZ: kalsiyum ve magnezyum ücretsiz Hank Dengesi Tuz Çözeltisi (HBSS) ve steril filtre ekle glikoz (6 gram / litre). 500 ml, 4 ° C ile bir ay kadar saklanabilir. </li><li> Kültür MEDYA: serum orta (SFM) ve% 10 FBS orta. 48 ml Neurobasal A-Orta 500 ul 100X GlutaMAX I, 500 ul 100X Penisilin-Streptomisin (son 100 Birimleri penisilin ve 100 mg streptomisin), 6.25 ul 2 M KCl (250 nihai mcM) ekleyin. Split 2 alikotları 9 ml ve 40 ml. % 10 FBS ortamı hazırlamak için, 9 ml kısım ısı ile inaktive edilmiş FBS 1ml ekleyin. SFM hazırlamak için, 800, 40 ml kısım serum B-27 takviyesi ul ekleyin. Sterilize Filtre ve 2 hafta en fazla 4 ° C&#39;de saklamak. En iyi sonuç için her bir deney için taze medya. </li></ul></li><li> Percoll dilüsyonları HAZIRLAMA: <ul><li> Percoll bir sıvı olarak verilir ve kullanmadan önce asitlendirilmiş olmalıdır. PH 7.4 ulaşana kadar stok hazırlamak için 1-2 saatlik bir süre içinde Percoll bir çözüm için çok az 1N HCl biraz ekleyin. Çok hızlı HCl ekleme agrega Percoll neden olacaktır. 1N HCl yaklaşık 6.5ml Percoll her litre için ihtiyaç vardır. Sterilize Filtre ve 4 saklamak ° C </li><li> % 35 ve% 60 (hacim: hacim) Percoll seyreltme Percoll degrade adım olacaktır. Percoll stokunun 35 ya da 60 ml içeren 100 ml Percoll dilüsyonları hazırlayın, 4X CMF-PBS-EDTA ve damıtılmış 25 ml / H2O son hacim deiyonize. % 60 çözüm mavi toluidin birkaç damla ekleyin; arayüzü ve hücrelerin görselleştirmek yardımcı olacaktır. Sterilize Filtre ve 4 saklamak ° C </li><li> Yetersiz tamponlama işlem sırasında artan hücre ölümüne sebep olarak 4X CMF-PBS-EDTA, 3 aydan daha eski olmamalıdır. </li></ul></li><li> Lamelleri HAZIRLIĞI: Cam lamelleri (Carolina Biyolojik Supply Company en iyi), hafif ajitasyon oda sıcaklığında bir gece boyunca% 10 HCI ile yıkanır deonized / distile su ile iyice durulanması ve% 70 etanol içinde saklanan. Kullanmadan önce, tek lamelleri alev etanol buharlaşır kadar açık bir alev (Bunsen beki) üzerinde kısaca forseps ile tutarak sterilize. 12 mm cam lamelleri, 6-kuyu kültür plakaları 4-kuyu kültür plakaları ve 25 mm lamelleri yerleştirilebilir. </li><li> SUBSTRAT İLE KAPLAMA Kültür GEMİLER: mikroskop altında kolayca görünüm için cam slaytlar üzerine monte edilebilir beri immünofloresan boyama ya da ilaç tedavileri cam lamelleri için daha uygun. Çok sayıda hücre, protein veya RNA örnekleri toplamak için gerekli zaman, hücreler plastik kültür diseksiyonu önce dishes.The gece kültür olabilir, kültür için cam lamelleri ya da plastik tabaklar poli-D-lisin (500 mg / ml ile kaplı olmalıdır; ul / 6 kuyucuğu için 800 veya 350 ul / iyi 4-iyi plakaları için). 5 mg / ml stok solüsyonu poli-D-lizin -20 ° C, daha sonra, steril deonized / distile su ve kullanmadan önce steril süzülmüş hakkı seyreltilmiş saklanır. Kültür damarları 37 inkübe ° C gecede (veya en az 2 saat önce kaplama için) ve kaplama öncesi, steril deonized / distile su hakkı ile iki kez yıkanır. </li><li> PREPLATING YEMEKLER HAZIRLIĞI: Bu yemekler düşük substrat konsantrasyonu daha kolay yapışır glial kirleticiler, kaldırmak için izole serebellar hücre kültürü önce ön kaplama için kullanılan olacak. Poli-D-lisin (bu kültür için kullanılan konsantrasyonu 1 / 5 100 mg / ml) çanak başına 4 ml Coat iki adet 60-mm plastik kültür yemekleri. 37 ° ° C&#39;de gece boyunca (ya da en az 2 saat önce diseksiyon için). Sağ diseksiyon önce, poli-D-lizin çözüm kaldırmak için iki kez steril su ile bulaşıkları yıkamak ve kaputun kurumasını bekleyin. </li><li> Diseksiyon araçları sterilize otoklav veya diseksiyon gün, 20 dakika boyunca% 70 etanol araçları bırakın. Gerekli araçlar: Permaset makas, microdissecting makas, dört Dumont # 5 diseksiyon forseps. </li></ol> Bölüm 2: Diseksiyon için hazırlık (diseksiyon gün) - (video kanıtlanmış) Belirtilmediği sürece, aşağıdaki tüm prosedürler, doku kültürü kaputu yapılmaktadır. <ol><li> % 70 etanol ile diseksiyon alanının aşağı silin. 37 ° C su banyosu ya da% 5 CO 2 37 ° C inkübatör medya ısıtın. </li><li> Yeni bir Papain Ayrılma Sistemi Seti (Worthington) başlatırken, albümin ovomucoid inhibitörü çözüm hazırlayın. 32 mlEBSS (Earle Dengeli Tuz Çözeltisi; kiti), albümin ovomucoid inhibitörü karışımı ve diğer bileşenler hazırlarken çözünmesi için izin. Ilk kullanım için sulandırın, sonra 2-8 geriye kalan çözüm saklamak ° C ve her kiti tarafından izin verilen beş izolasyonların tamamlanana kadar kullanabilirsiniz. </li><li> Ayrılma Kit (Her flakon postnatal günde 5 fareler cerebella 4-15 disosiasyon için yeterli) bir papain flakon EBSS 5 ml ekleyin. Papain flakon yerleştirin% 5 CO 2 37 ° C inkübatör veya 37 ° C papain tamamen çözülmüş ve çözüm net görünür kadar 5 ila 10 dakika boyunca su banyosu. Diseksiyon sırasında, oda sıcaklığında çözüm koruyun. </li><li> Ayrılma Kiti bir DNaz flakon EBSS 500 ul ekleyin. DNaz kesme denatürasyon duyarlı olduğundan flakon dokunarak yavaşça karıştırın. Papain (son konsantrasyon 20 adet / ml papain ve% 0.005 DNaz) içeren Flakon 250 ul bu çözüm ekleyin. 5.1 veya 6.1 adımda kullanmak için kalan DNaz flakon kaydedin. </li></ol> Bölüm 3: Diseksiyon ve zarları Kaldırma <ol><li> C57BL/6J fareler granül hücre kültürü için en uygun yaş, postnatal günde 4-6, EGL peaks1, 10, granül hücre atalarıdır sayısı. Yavrular bir seferde birini inceleyin ve serebellar diseksiyon daha aşina hale yavru başına en fazla 6 dakika diseksiyonu süresini azaltmak için çalışacağız. Hız özü. Percoll degrade adım atlanır ise, sekiz doğum sonrası gün-5 fare yavrular, 6-iyi bir kültür plakasına (ya da altı adet 25 mm lamelleri) veya altı 4 kuyu kültür levhalar (ya da yirmi dört 12 için yeterli hücre verim alınabilir aa lamelleri). Yaklaşık verimi yavru ve kaplama yoğunlukları başına 4 5x106 hücre 1 arasında ve 5X105 cells/cm2 uzanabilir. % 15-20 hücreleri Percoll step4 sırasında kaybolan olduğundan, daha çok hayvanların aynı istenen hücre yoğunluğu elde etmek için ihtiyaç vardır. </li><li> Pipet 15 ml steril bir Falcon 15 ml konik plastik tüp içine 60 mm plastik doku kültürü çanak ve 10 ml içine HBSS glikoz. Buz koyun. </li><li> Kaput dışında,% 70 etanol ile yavru başkanı silin. Yavru başını kesmek için Permaset makas kullanın. (Video Decapitation gösterildiği gibi değildir.) </li><li> Açıkça kafatasının arkasına bakın, böylece kaput, Dumont forseps ile kafa tutun. Foramen magnum microdissecting makas ekleme ve gözleri doğru düz kesim beyin erişin. Uzakta cilt soyma, forseps kullanma ve kafatası beyin açığa çıkarmak için yukarı kaldırın. Dumont forseps kullanarak, beyincik ve çevresindeki orta beyin çimdik ve çanak HBSS-glukoz ile transfer. (Serebellum serebellum hala çevreleyen doku bağlıysa işlemek ve meninksler kaldırmak için daha kolay olur). </li><li> Diseksiyon mikroskobu altında, beyinciğin kapalı meninksler kabuğu hafifçe ve aynı zamanda plaka beyincik aşağı demirlemek diğer forseps kullanarak güzel bir Dumont # 5 forseps ile loblar arasında. Beyincik yüzeyinde kan damarlarının göreceksiniz. Bu kan damarları meninksler tanımlamak için iyi bir yoldur. Meninksler beyincik keçeleşmiş beyaz bir görünüm alır kadar çıkarın. Geri kalanı orta beyin, beyincik ayırın. Ventral tarafa çevirin ve ventral beyincik ve bitişik orta beyin arasındaki kırmızımsı bir şerit gibi görünüyor koroid pleksus kaldırmak. Kısa sürede disseke olarak buz üzerinde 15 ml konik tüp HBSS-glukoz soğuk her beyincik yerleştirin. 3 beyinlerini parçalayıp sonra taze HBSS-glukoz diseksiyon çözüm değiştirin. </li></ol> Bölüm 4: Hücre süspansiyon <ol><li> Bir kez tüm diseksiyonları bittiğinde, tüpten HBSS-glukoz kaldırmak ve adım 2.4 &#39;te yapılan papain çözümü ile değiştirin. Küçük parçalar halinde doku kesme kiti tavsiye rağmen, biz bu yaşta cerebella kesmek veya kıyma için gerekli olmadığını bulabilirsiniz. Doku + papain solüsyonu (15 ml konik tüp) yerleştirin 37 ° C su banyosu veya% 5 CO 2 37, 15 ila 20 dakika ° C inkübatör . 4-8 cerebella, 37 az 15 dakika ° C yeterlidir; cerebella daha büyük bir sayı için 20 ila 30 dakika daha iyidir. Tüp yavaşça her 3 ila 4 dakika ajitasyon. </li><li> FBS ile kaplanmış, steril bir P1000 aerosol pipet ucu ile karışım Karışım. Herhangi bir hava kabarcığı oluşumunu engellemek için bu adımı yavaşça yapın. Yangın parlatılmış cam pipetler kullanılır, ama biz serum kaplı steril P1000 aerosol ipuçları gibi iyi çalışır. FBS ile pipet kat için pipet FBS yukarı ve aşağı sadece kullanmadan önce iki kez. Pipet kadar yaklaşık 10 ve aşağı hareketler doku ayırmak yeterli. Çözüm bulutlu olacak. Süspansiyon, herhangi bir undissociated doku büyük parça tüpün dibine yerleşmek böylece 30-60 saniye boyunca oturmak için izin verin. </li><li> Askıya hücreleri (b undissociated doku parçaları dikkatli kaldırmak için Kaldırserum kaplı pipet ile taze 15 ml konik tüp içine ottom). 5 dakika boyunca oda sıcaklığında yaklaşık 200xg santrifüjleyin. Yeniden süspansiyon ortamı hazırlayın. Bunu yapmak için, 2.7 ml EBSS 300 ul steril bir tüp içinde sulandırılmış albümin ovomucoid inhibitörü çözüm ile karıştırın. Adım 2.4 &#39;ten 150 ul DNaz çözüm ekleyin. </li><li> Santrifüj sonra, süpernatant atmak ve hemen seyreltilmiş DNaz / serum kaplı P1000 aerosol pipet ile 4,3 adım olarak hazırlanan albumin inhibitörü çözüm hücre pelletini tekrar süspansiyon haline getirin. </li><li> Aşağıdaki gibi süreksiz bir yoğunluk gradiyenti hazırlayın. 5 ml, 15 ml konik tüp albümin ovomucoid inhibitörü çözüm ekleyin. Üst tabaka dikkatlice hücre süspansiyonu. 6 dakika oda sıcaklığında yaklaşık 70xg santrifüjleyin. Tüpün dibinde kontrol grubuyla hücreleri pelet, membran parçaları arayüzü kalır. </li><li> Granül hücreleri zenginleştirilmiş kültürleri elde etmek isterseniz, Percoll degrade ayrılık adım (serebellar granül hücrelerinin saf kültürler verir) bypass ve Bölüm 6&#39;ya geçin. Daha fazla Percoll degrade ayrılması ile glia ve büyük internöronlar granül hücreleri izole etmek isterseniz, Bölüm 5 geçin. Percoll degrade adım hücre verimi azaltacaktır. Bizim ellerde, veriminde azalma yaklaşık% 20-35. Ancak, yaklaşık% 90 95-99% granül nöronlar ve progenitör hücrelerin zenginleştirilmesi bir artış vardır. </li></ol> Bölüm 5: Percoll Gradient Ayırma <ol><li> Süpernatantı atın ve hemen adım 2.4 &#39;ten 50 ul DNaz HBSS-glukoz 2 ml pelet tekrar süspansiyon haline getirin. Yerçekimi ile bir naylon örgü (gözenek büyüklüğü 70 mikron) rağmen hücre süspansiyonu Filtresi. Bu adım, büyük olmayan nöronal hücrelerin kaldırmak ve daha iyi bir tek hücre süspansiyonu sağlar. </li><li> Iki adet yangın parlatılmış cam Pasteur pipetler hazırlayın. Bunu yapmak için, hafifçe alev kenarına düzeltilir ve pipet deliği kadar bir cam pipet ucu orijinal boyutunun% 40-50. Açılış çok küçük yapmamaya özen gösterin. </li><li> Percoll degrade hazırlayın. Yeri 10 ml, 50 ml steril konik tüp% 35 Percoll çözüm. % 60 Percoll (10 ml) bağlı steril bir spinal iğne ile 10 ml steril bir şırınga içine yüklenir. % 35 çözüm altında spinal iğne ile tüpün alt kısmında% 60 çözüm ekleyerek yavaşça tabaka% 60 Percoll çözüm. Keskin bir arayüz iki katman arasında tutmaya özen gösterin. Arayüzü bozmadan nazikçe tüpün kenarı boyunca ekleyerek, yangın cilalanmış bir pipet kullanarak degrade üst hücreleri ekleyin. </li><li> 1800xg santrifüj ve santrifüj tüp dikkatlice yerleştirin. İstediğiniz hızlı ulaşmak için yaklaşık 2 dakika sürer, böylece hız bir adım yukarı her 20 saniyede (yaklaşık 18, 70, 200, 440, 850, 1100, 1800xg hız artışlarla aşağıdaki gibidir) Rampa. 1800xg ulaşıldığında 10 dakika için Sayacı başlat. Bittiğinde, yavaş yavaş bir adım, her 20 saniyede bir hız azalır. </li><li> Degrade üst arayüzü (büyük glia, Purkinje hücreleri ve internöronlar içeren) çıkarın ve atın. </li><li> Dikkatlice bir yangın cilalı pipet ve 50 ml konik tüp transfer hücrelerin% 35 ve% 60 Percoll arasında arayüz çıkarın. HBSS-glukoz ve tersini birkaç kez karıştırın 3 cilt halinde süspanse edin. 1100xg az 5 dakika santrifüjleyin. </li><li> Süpernatantı ve DNaz ul 50 ile% 10 FBS orta 4 ml ekleyin. Nazikçe, tek bir hücre süspansiyonu oluşturmak için yangın cilalanmış bir pipet kullanarak pelletini tekrar. 6.2 adıma geçin. </li></ol> Bölüm 6: Ön kaplama ve Kaplama <ol><li> Süpernatantı atın ve hemen adım 2.4 &#39;ten 50 ul DNaz ile 4 ml% 10 FBS orta pelet tekrar süspansiyon haline getirin. Yerçekimi ile bir naylon örgü (gözenek büyüklüğü 70 mikron) rağmen hücre süspansiyonu Filtresi. Bu adım, büyük olmayan nöronal hücrelerin kaldırmak ve daha iyi bir tek hücre süspansiyonu sağlar. </li><li> Plaka toplanan hücrelerin% 5 CO 2 37 ° C inkübatör poli-D-lizin kaplı ön kaplama çanak 20 dakika. Taze bir çanak tekrarlayın. Astroglia ve ağır hücreleri yerleşmek ve yemeklere uygun ve küçük granül nöronlarda ve nöron progenitör hücrelerin kayan bırakın. Inkübasyondan sonra, gevşek yapıştırılır granül nöronlarda ve nöron progenitör hücrelerin kolayca yerinden çıkar ve plaka hafif dokunarak ile gevşetti. </li><li> 5 dakika için, 200xg 15 ml konik bir tüp ve santrifüj granül nöronlarda ve nöron progenitör hücreleri toplayın. 1 ml serum orta pelletini tekrar ve 10 ul hemasitometre kullanarak bir kısım saymak. </li><li> Istenilen hücre yoğunluğu ulaşmak için serum serbest orta ekleyin. Orta yoğunluklu levha hücreleri sayıları Kaba kurallar: 6-iyi tabak, 3,5 ila 4 milyon hücre; 4-kuyucuğu, 650.000 hücreleri için. 6-kuyu kültür plakaları, plaka 1.5 ml / iyi ve 4 için iyi plates, plaka 0.5 ml / iyi. Hücreler% 5 CO 2 37 ° C inkübatör tutulur. Sonradan yapılan değişiklikleri her iki ila üç gün ile 24 saat sonra tamamen orta değiştirin. </li></ol>

<ol>
	<li>Altman, J., Bayer, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Development of the cerebellar system: in relation to its evolution, structure, and functions. , (1997).</li><li>Hatten, M. E., Heintz, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Annual Review of Neuroscience. 18, 385-285 (1995).</li><li>Hatten, M. E., Gao, W. -. Q., Morrison, M. E., Banker, G., Goslin, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> in Culturing Nerve Cells. , 419-419 (1998).</li><li>Hatten, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Journal of Cell Biology. 100 (2), 384-384 (1985).</li><li>Carletti, B., Rossi, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neuroscientist. 14 (1), 91-91 (2008).</li><li>Knoepfler, P. S., Kenney, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Cell Cycle. 5 (1), 47-47 (2006).</li><li>Manzini, M. C., Joseph, D. J., MacDermott, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Molecular and Cellular Neuroscience. 35 (2), 328-328 (2007).</li><li>Manzini, M. C., Ward, M. S., Zhang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Journal of Neuroscience. 26 (22), 6040-6040 (2006).</li><li>Baptista, C. A., Hatten, M. E., Blazeski, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neuron. 12 (2), 243-243 (1994).</li><li>Palay, S. L., Chan-Palay, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Cerebellar Cortex: Cytology and Organization. , (1974).</li><li>Messer, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Brain Research. 130 (1), 1-1 (1977).</li><li>Ruiz I Altaba, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Development. 126, 3205-3205 (1999).</li><li>Wallace, V. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Current Biology. 9 (8), 445-445 (1999).</li><li>Wechsler-Reya, R. J., Scott, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neuron. 22 (1), 103-103 (1999).</li><li>Solecki, D. J., Liu, X. L., Tomoda, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Neuron. 31 (4), 557-557 (2001).</li><li>Powell, S. K., Williams, C. C., Nomizu, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Journal of Neuroscience Research. 54 (2), 233-233 (1998).</li><li>Lander, A. D., Fujii, D. K., Reichardt, L. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 82 (7), 2183-2183 (1985).</li><li>Kenney, A. M., Rowitch, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Molecular and Cellular Biology. 20 (23), 9055-9055 (2000).</li><li>Kenney, A. M., Cole, M. D., Rowitch, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Development. 130 (1), 15-15 (2003).</li><li>Pons, S., Trejo, J. L., Martinez-Morales, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Development. 128, 1481-1481 (2001).</li></ol>

Bu protokol, geçmiş 3,7,11 tarif edilmiştir prosedürlerin değişiklikler dayanmaktadır . Aşağıda anlatıldığı gibi Unutulmaması gereken birkaç önemli nokta vardır. Granül nöronlar ve progenitör hücrelerin kaplama 2 saat içinde yapışır. Sağlıklı hücreler, faz kontrast mikroskop 4 altında yuvarlak bir morfoloji var . Kaplama sonraki 24 saat içinde, sağlıklı hücreler lamelleri veya plastik kuyu etrafında eşit yayılacak ve süreçler oluşturacaktır. Ilk orta değişim süresi,...

<!DOCTYPE html PUBLIC "-//W3C//DTD XHTML 1.0 Transitional//EN" "http://www.w3.org/TR/xhtml1/DTD/xhtml1-transitional.dtd">
<html xmlns="http://www.w3.org/1999/xhtml" xml:lang="en" lang="en">	
		
		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Cell strainer with 70&mu;m mesh pore</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Biosciences</td>
<td>352350</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Spinal Needle</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD</td>
<td>405182</td>
<td>20G x 3-1/2 inches</td>
</tr>
<tr>
<td>Poly-D-Lysine mol wt>300,000</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>P1024</td>
<td>Each new batch of Poly-D-Lysine must be tested. 
</td>
</tr>
<tr>
<td>Percoll</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>P-1644</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Penicillin-Streptomycin (100X)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>P4333</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>HBSS</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>14175-103</td>
<td>Must be calcium and magnesium free.</td>
</tr>
<tr>
<td>Neurobasal A-Medium</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>10888-022</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Glutamax I supplement</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>35050-061</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>B-27 Serum Free Supplement (50x)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>17504-044</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>12-mm circle coverslips </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Carolina Biological Supply</td>
<td>63-3029</td>
<td>These are made in Germany by Deckgluder.</td>
</tr>
<tr>
<td>25-mm circle coverslips</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Carolina Biological Supply</td>
<td>63-3037</td>
<td>These are made in Germany by Deckgluder.</td>
</tr>
<tr>
<td>Papain Dissociation System </td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Worthington Biochemical Corporation</td>
<td>LK 003150</td>
<td>Kit is good for five isolations.</td>
</tr>
<tr>
<td>Permaset scissors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Roboz</td>
<td>RS6782</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Dumont #5 (Dumostar)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Roboz</td>
<td>RS4978</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>4-well culture dish</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Nunc</td>
<td>176740</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>6-well culture dish</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Nunc</td>
<td>140685</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

isolation and culture of post-natal mouse cerebellar granule neuron progenitor cells and neurons 

Serebellar kortekste nöronal özellikleri ve gelişimi 1,2 okuyor için eşsiz fırsatlar sunan bir iyi tanımlanmış bir yapıdır . Serebellar nöronal türleri (granül hücreleri, Purkinje hücreleri ve inhibitör), granül nöronlar tarafından bugüne kadar en çok sayıda ve en bol memeli beyindeki nöronların türüdür. Kemirgenler, serebellar granül nöronlar serebellar korteks, dış granül tabakası (EGL) en dış tabakası progenitör hücrelerden doğum sonrası ilk iki hafta boyunca oluşturulur. Burada sunulan protokol zenginleştirmek için kültür teknikleri ve granül nöronlar ve post-natal fare beyincik progenitör hücrelerin açıklamaktadır. Biz granül nöronlar 5,6 progenitör hücrelerin prolifere farklılaşma çalışma için kullanılabilir artan saflık 3,4 kültürleri elde etmek için prosedürler anlatacağız. Bir kez progenitör hücrelerin kültürleri de sinaptogenez, glutamat reseptör fonksiyonu 7, diğer saflaştırılmış serebellar hücreleri 8,9 veya hücre ölümünü 7 ile etkileşim gibi olayların deneysel manipülasyon ve karakterizasyonu granül nöronların homojen bir nüfus sağlamak, ayrım.

Watch this Scientific Journal Video about Isolation and Culture of Post-Natal Mouse Cerebellar Granule Neuron Progenitor Cells and Neurons at JoVE.com

Isolation and Culture of Post-Natal Mouse Cerebellar Granule Neuron Progenitor Cells and Neurons

Burada izole etmek için bir yöntem ve postnatal fare kültür serebellar granül nöron progenitör hücreleri ve serebellar granül nöronlar sunuyoruz.

Post-Natal Mouse Serebellar Granül Nöron Progenitör Hücreler ve Nöronlar İzolasyon ve Kültür

The cerebellar cortex is a well described structure that provides unique opportunities for studying neuronal properties and development1,2. Of the ...

isolation-culture-post-natal-mouse-cerebellar-granule-neuron

Research

JoVE Journal

Biology

Isolation and Culture of Post-Natal Mouse Cerebellar Granule Neuron Progenitor Cells and Neurons 

28.4K Görüntüleme.  Columbia University. Burada izole etmek için bir yöntem ve postnatal fare kültür serebellar granül nöron progenitör hücreleri ve serebellar granül nöronlar sunuyoruz.

Video: Isolation and Culture of Post-Natal Mouse Cerebellar Granule Neuron Progenitor Cells and Neurons

Isolation and Large Scale Expansion of Adult Human Endothelial Colony Forming Progenitor Cells

This paper introduces a novel recovery strategy for endothelial colony forming progenitor cells (ECFCs) from heparinized but otherwise unmanipulated adult human peripheral blood within a mean of 12 days. After large scale expansion &gt;1x108 ECFCs can be obtained for further tests. Advantageously by using pHPL the contact of human cells with bovine serum antigens can be excluded. By flow cytometry and immunohistochemistry the isolated cells can be characterized as ECFC and their in vitro functionality to form vascular like structures can be tested in a matrigel assay. Further these cells can be subcutaneously injected in a mouse model to form functional, perfused vessels in vivo. After long term expansion and cryopreservation proliferation, function and genomic stability appear to be preserved. 3,4
This animal-protein free isolation and expansion method is easily applicable to generate a large quantity of ECFCs.

Endothelial colony forming progenitor cells (ECFCs) are a promising tool to study vascular homeostasis and repair.1,2 This paper introduces a novel animal-serum free method for isolation and expansion of ECFC from heparinised adult human peripheral blood with pooled human platelet lysate (pHPL) diminishing the risk of anti-bovine immunisation.

İzolasyon ve Büyük Ölçekli Genişleme Yetişkin İnsan Endotel Koloni Oluşturan Progenitör Hücreler

This paper introduces a novel recovery strategy for endothelial colony forming progenitor cells (ECFCs) from heparinized but otherwise unmanipulated adult ...

Biyoloji

Isolation and Culture of Avian Embryonic Valvular Progenitor Cells

Proper formation and function of embryonic heart valves is critical for developmental progression. The early embryonic heart is a U-shaped tube of endocardium surrounded by myocardium. The myocardium secretes cardiac jelly, a hyaluronan-rich gelatinous matrix, into the atrioventricular (AV) junction and outflow tract (OFT) lumen. At stage HH14 valvulogenesis begins when a subset of endocardial cells receive signals from the myocardium, undergo endocardial to mesenchymal transformation (EMT), and invade the cardiac jelly. At stage HH25 the valvular cushions are fully mesenchymalized, and it is this mesenchyme that eventually forms the valvular and septal apparatus of the heart. Understanding the mechanisms that initiate and modulate the process of EMT and cell differentiation are important because of their connection to serious congenital heart defects. In this study we present methods to isolate pre-EMT endocardial and post-EMT mesenchymal cells, which are the two different cell phenotypes of the prevalvular cushion. Pre-EMT endocardial cells can be cultured with or without the myocardium. Post-EMT AV cushion mesenchymal cells can be cultured inside mechanically constrained or stress-free collagen gels. These 3D in vitro models mimic key valvular morphogenic events and are useful for deconstructing the mechanisms of early and late stage valvulogenesis.

This article will provide a method for isolating and culturing quail or chicken HH14- valve endocardial cells and HH25 valve cushion mesenchymal cells.

Kuş Embriyonik Kapak Progenitör Hücreler izolasyonu ve Kültür

Proper formation and function of embryonic heart valves is critical for developmental progression. The early embryonic heart is a U-shaped tube of ...

Isolation and Culture of Cells from the Nephrogenic Zone of the Embryonic Mouse Kidney

Embryonic development of the kidney has been extensively studied both as a model for epithelial-mesenchymal interaction in organogenesis and to gain understanding of the origins of congenital kidney disease. More recently, the possibility of steering na&iuml;ve embryonic stem cells toward nephrogenic fates has been explored in the emerging field of regenerative medicine. Genetic studies in the mouse have identified several pathways required for kidney development, and a global catalog of gene transcription in the organ has recently been generated <a href="http://www.gudmap.org/">http://www.gudmap.org/</a>, providing numerous candidate regulators of essential developmental functions. Organogenesis of the rodent kidney can be studied in organ culture, and many reports have used this approach to analyze outcomes of either applying candidate proteins or knocking down the expression of candidate genes using siRNA or morpholinos. However, the applicability of organ culture to the study of signaling that regulates stem/progenitor cell differentiation versus renewal in the developing kidney is limited as cultured organs contain a compact extracellular matrix limiting diffusion of macromolecules and virus particles. To study the cell signaling events that influence the stem/progenitor cell niche in the kidney we have developed a primary cell system that establishes the nephrogenic zone or progenitor cell niche of the developing kidney ex vivo in isolation from the epithelial inducer of differentiation. Using limited enzymatic digestion, nephrogenic zone cells can be selectively liberated from developing kidneys at E17.5. Following filtration, these cells can be cultured as an irregular monolayer using optimized conditions. Marker gene analysis demonstrates that these cultures contain a distribution of cell types characteristic of the nephrogenic zone in vivo, and that they maintain appropriate marker gene expression during the culture period. These cells are highly accessible to small molecule and recombinant protein treatment, and importantly also to viral transduction, which greatly facilitates the study of candidate stem/progenitor cell regulator effects. Basic cell biological parameters such as proliferation and cell death as well as changes in expression of molecular markers characteristic of nephron stem/progenitor cells in vivo can be successfully used as experimental outcomes. Ongoing work in our laboratory using this novel primary cell technique aims to uncover basic mechanisms governing the regulation of self-renewal versus differentiation in nephron stem/progenitor cells.

In this report we describe a method for the isolation and culture of the progenitor cell niche from the embryonic mouse kidney that can be used to study signaling pathways regulating stem/progenitor cells of the developing kidney. These cultured cells are highly accessible to small molecule and recombinant protein treatment, and importantly also to viral transduction, which allows efficient manipulation of candidate pathways.

Embriyonik Fare Böbrek Nefrojenik Zone Hücreleri İzolasyon ve Kültür

Embryonic development of the kidney has been extensively studied both as a model for epithelial-mesenchymal interaction in organogenesis and  to gain ...

Isolation and Primary Culture of Rat Hepatic Cells

Primary hepatocyte culture is a valuable tool that has been extensively used in basic research of liver function, disease, pathophysiology, pharmacology and other related subjects. The method based on two-step collagenase perfusion for isolation of intact hepatocytes was first introduced by Berry and Friend in 1969 1 and, since then, has undergone many modifications. The most commonly used technique was described by Seglenin 1976 2. Essentially, hepatocytes are dissociated from anesthetized adult rats by a non-recirculating collagenase perfusion through the portal vein. The isolated cells are then filtered through a 100 &mu;m pore size mesh nylon filter, and cultured onto plates. After 4-hour culture, the medium is replaced with serum-containing or serum-free medium, e.g. HepatoZYME-SFM, for additional time to culture. These procedures require surgical and sterile culture steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol, which allow consistently in the generation of viable hepatocytes in large numbers.

Primary hepatocytes provide a valuable tool to evaluate biochemical, molecular, and metabolic functions in a physiologically relevant experimental system. We describe a reliable protocol for rat in situ liver perfusion, which consistently generates viable hepatocytes up to 1.0 &times; 108 cells per preparation with cell viability between 88 ~ 96%.

Sıçan Karaciğer Hücreleri İzolasyon ve İlköğretim Kültür

Primary hepatocyte culture is a valuable tool that has been extensively used in basic research of liver function, disease, pathophysiology, pharmacology ...

Serial Enrichment of Spermatogonial Stem and Progenitor Cells (SSCs) in Culture for Derivation of Long-term Adult Mouse SSC Lines

Spermatogonial stem and progenitor cells (SSCs) of the testis represent a classic example of adult mammalian stem cells and preserve fertility for nearly the lifetime of the animal. While the precise mechanisms that govern self-renewal and differentiation in vivo are challenging to study, various systems have been developed previously to propagate murine SSCs in vitro using a combination of specialized culture media and feeder cells1-3.
Most in vitro forays into the biology of SSCs have derived cell lines from neonates, possibly due to the difficulty in obtaining adult cell lines4. However, the testis continues to mature up until ~5 weeks of age in most mouse strains. In the early post-natal period, dramatic changes occur in the architecture of the testis and in the biology of both somatic and spermatogenic cells, including alterations in expression levels of numerous stem cell-related genes. Therefore, neonatally-derived SSC lines may not fully recapitulate the biology of adult SSCs that persist after the adult testis has reached a steady state.
Several factors have hindered the production of adult SSC lines historically. First, the proportion of functional stem cells may decrease during adulthood, either due to intrinsic or extrinsic factors5,6. Furthermore, as with other adult stem cells, it has been difficult to enrich SSCs sufficiently from total adult testicular cells without using a combination of immunoselection or other sorting strategies7. Commonly employed strategies include the use of cryptorchid mice as a source of donor cells due to a higher ratio of stem cells to other cell types8. Based on the hypothesis that removal of somatic cells from the initial culture disrupts interactions with the stem cell niche that are essential for SSC survival, we previously developed methods to derive adult lines that do not require immunoselection or cryptorchid donors but rather employ serial enrichment of SSCs in culture, referred to hereafter as SESC2,3.
The method described below entails a simple procedure for deriving adult SSC lines by dissociating adult donor seminiferous tubules, followed by plating of cells on feeders comprised of a testicular stromal cell line (JK1)3. Through serial passaging, strongly adherent, contaminating non-germ cells are depleted from the culture with concomitant enrichment of SSCs. Cultures produced in this manner contain a mixture of spermatogonia at different stages of differentiation, which contain SSCs, based on long-term self renewal capability. The crux of the SESC method is that it enables SSCs to make the difficult transition from self-renewal in vivo to long-term self-renewal in vitro in a radically different microenvironment, produces long-term SSC lines, free of contaminating somatic cells, and thereby enables subsequent experimental manipulation of SSCs.

Serial Enrichment of Spermatogonial Stem and Progenitor Cells SSCs in Culture for Derivation of Long-term Adult Mouse SSC Lines

A simple method to derive and maintain spermatogonial stem and progenitor cell lines from adult mice is presented here. The method utilizes feeder cells originating from the somatic cell compartment of the adult mouse testis. This technique is applicable to common mouse strains, including transgenic, knock-out, and knock-in mice.

Uzun vadeli Yetişkin Fare SSC Hatları türetilmesi için Kültür Spermatogonial Kök ve progenitör hücrelerin Seri Zenginleştirme (DGM)

Spermatogonial stem and progenitor cells (SSCs) of the testis represent a classic example of adult mammalian stem cells and preserve fertility for nearly ...

Isolation and Culture of Neonatal Mouse Cardiomyocytes

Cultured neonatal cardiomyocytes have long been used to study myofibrillogenesis and myofibrillar functions. Cultured cardiomyocytes allow for easy investigation and manipulation of biochemical pathways, and their effect on the biomechanical properties of spontaneously beating cardiomyocytes.	
The following 2-day protocol describes the isolation and culture of neonatal mouse cardiomyocytes. We show how to easily dissect hearts from neonates, dissociate the cardiac tissue and enrich cardiomyocytes from the cardiac cell-population. We discuss the usage of different enzyme mixes for cell-dissociation, and their effects on cell-viability. The isolated cardiomyocytes can be subsequently used for a variety of morphological, electrophysiological, biochemical, cell-biological or biomechanical assays. We optimized the protocol for robustness and reproducibility, by using only commercially available solutions and enzyme mixes that show little lot-to-lot variability. We also address common problems associated with the isolation and culture of cardiomyocytes, and offer a variety of options for the optimization of isolation and culture conditions.

Primary mouse cardiomyocyte cultures are one of the pivotal tools for the investigation of myofibrillar organization and function. The following protocol describes the isolation and culture of primary cardiomyocytes from neonatal mouse hearts. The resulting cardiomyocyte cultures may be subsequently used for a variety of biomechanical, biochemical and cell-biological assays.

İzolasyon ve Kültür Yenidoğan Fare kardiyomiyositlerin

Cultured neonatal cardiomyocytes have long been used to study  myofibrillogenesis and myofibrillar functions. Cultured cardiomyocytes allow  for easy ...

Isolation, Culture, and Functional Characterization of Adult Mouse Cardiomyoctyes

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of heart disease. In particular, the ability to study ion homeostasis, ion channel function, cellular excitability and excitation-contraction coupling and their alterations in diseased conditions and by disease-causing mutations have led to significant insights into cardiac diseases. Furthermore, the lack of an adequate immortalized cell line to mimic adult CMs, and the limitations of neonatal CMs (which lack many of the structural and functional biomechanics characteristic of adult CMs) in culture have hampered our understanding of the complex interplay between signaling pathways, ion channels and contractile properties in the adult heart strengthening the importance of studying adult isolated cardiomyocytes. Here, we present methods for the isolation, culture, manipulation of gene expression by adenoviral-expressed proteins, and subsequent functional analysis of cardiomyocytes from the adult mouse. The use of these techniques will help to develop mechanistic insight into signaling pathways that regulate cellular excitability, Ca2+ dynamics and contractility and provide a much more physiologically relevant characterization of cardiovascular disease.

Here we describe the isolation of adult mouse cardiomyoctyes using a Langendorff perfusion system. The resulting cells are Ca2+-tolerant, electrically quiescent and can be cultured and transfected with adeno- or lentiviruses to manipulate gene expression. Their functionality can also be analyzed using the MMSYS system and patch clamp techniques.

İzolasyon, Kültür ve Yetişkin Fare Cardiomyoctyes Fonksiyonel Karakterizasyonu

The use of primary cardiomyocytes (CMs) in culture has provided a powerful complement to murine models of heart disease in advancing our understanding of ...

Isolation and Culture of Mouse Primary Pancreatic Acinar Cells

This protocol permits rapid isolation (in less than 1 hr) of murine pancreatic acini, making it possible to maintain them in culture for more than one week. More than 20 x 106 acinar cells can be obtained from a single murine pancreas. This protocol offers the possibility to independently process as many as 10 pancreases in parallel. Because it preserves acinar architecture, this model is well suited for studying the physiology of the exocrine pancreas in vitro in contrast to cell lines established from pancreatic tumors, which display many genetic alterations resulting in partial or total loss of their acinar differentiation.

In this publication, we describe a rapid and convenient procedure for isolating and culturing primary pancreatic acinar cells from the murine pancreas. This method constitutes a valuable approach to study the physiology of fresh primary normal/untransformed exocrine pancreatic cells.

Fare Primer Pankreas Asiner Hücreleri İzolasyon ve Kültür

This protocol permits rapid isolation (in less than 1 hr) of murine pancreatic acini, making it possible to maintain them in culture for more than one ...

Isolation, Culture, and Transplantation of Muscle Satellite Cells

Muscle satellite cells are a stem cell population required for postnatal skeletal muscle development and regeneration, accounting for 2-5% of sublaminal nuclei in muscle fibers. In adult muscle, satellite cells are normally mitotically quiescent. Following injury, however, satellite cells initiate cellular proliferation to produce myoblasts, their progenies, to mediate the regeneration of muscle. Transplantation of satellite cell-derived myoblasts has been widely studied as a possible therapy for several regenerative diseases including muscular dystrophy, heart failure, and urological dysfunction. Myoblast transplantation into dystrophic skeletal muscle, infarcted heart, and dysfunctioning urinary ducts has shown that engrafted myoblasts can differentiate into muscle fibers in the host tissues and display partial functional improvement in these diseases. Therefore, the development of efficient purification methods of quiescent satellite cells from skeletal muscle, as well as the establishment of satellite cell-derived myoblast cultures and transplantation methods for myoblasts, are essential for understanding the molecular mechanisms behind satellite cell self-renewal, activation, and differentiation. Additionally, the development of cell-based therapies for muscular dystrophy and other regenerative diseases are also dependent upon these factors.

However, current prospective purification methods of quiescent satellite cells require the use of expensive fluorescence-activated cell sorting (FACS) machines. Here, we present a new method for the rapid, economical, and reliable purification of quiescent satellite cells from adult mouse skeletal muscle by enzymatic dissociation followed by magnetic-activated cell sorting (MACS). Following isolation of pure quiescent satellite cells, these cells can be cultured to obtain large numbers of myoblasts after several passages. These freshly isolated quiescent satellite cells or ex vivo expanded myoblasts can be transplanted into cardiotoxin (CTX)-induced regenerating mouse skeletal muscle to examine the contribution of donor-derived cells to regenerating muscle fibers, as well as to satellite cell compartments for the examination of self-renewal activities.

The isolation and culture of a pure population of quiescent satellite cells, a muscle stem cell population, is essential to the understanding of muscle stem cell biology and regeneration, as well as stem cell transplantation for therapies in muscular dystrophy and other degenerative diseases.&#160;

Kas Uydu Hücreleri İzolasyon, Kültür ve Transplantasyon

Muscle satellite cells are a stem cell population required for postnatal skeletal muscle development and regeneration, accounting for 2-5% of sublaminal ...

Isolation and Culture of Dental Epithelial Stem Cells from the Adult Mouse Incisor

Understanding the cellular and molecular mechanisms that underlie tooth regeneration and renewal has become a topic of great interest1-4, and the mouse incisor provides a model for these processes. This remarkable organ grows continuously throughout the animal&#39;s life and generates all the necessary cell types from active pools of adult stem cells housed in the labial (toward the lip) and lingual (toward the tongue) cervical loop (CL) regions. Only the dental stem cells from the labial CL give rise to ameloblasts that generate enamel, the outer covering of teeth, on the labial surface. This asymmetric enamel formation allows abrasion at the incisor tip, and progenitors and stem cells in the proximal incisor ensure that the dental tissues are constantly replenished. The ability to isolate and grow these progenitor or stem cells in vitro allows their expansion and opens doors to numerous experiments not achievable in vivo, such as high throughput testing of potential stem cell regulatory factors. Here, we describe and demonstrate a reliable and consistent method to culture cells from the labial CL of the mouse incisor.

The continuously growing mouse incisor provides a model for studying renewal of dental tissues from dental epithelial stem cells (DESCs). A robust system for consistently and reliably obtaining these cells from the incisor and expanding them in vitro is reported here.

Yetişkin Fare insizör Diş Epitel Kök Hücreleri İzolasyon ve Kültür

Understanding the cellular and molecular mechanisms that underlie tooth regeneration and renewal has become a topic of great interest1-4, and the mouse ...