Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

A method for implanting electrodes into the subthalamic nucleus (STN) of rats is described. Better localization of the STN was achieved by using a microrecording system. Furthermore, a stimulation set-up is presented that is characterized by long-lasting connections between the head of the animal and the stimulator.

Abstract

التحفيز العميق للدماغ (DBS) هو العلاج المستخدمة على نطاق واسع وفعال لاضطرابات عصبية عدة، مثل المرض، خلل التوتر مجهول السبب باركنسون أو الزلزال. ويستند DBS على تقديم المحفزات الكهربائية إلى هياكل تشريحية عميقة محددة في الجهاز العصبي المركزي. ومع ذلك، فإن الآليات الكامنة وراء تأثير DBS لا تزال غامضة. وقد أدى هذا إلى اهتمام في التحقيق في تأثير DBS في النماذج الحيوانية، وخاصة في الفئران. كما DBS هو العلاج على المدى الطويل، ينبغي أن تركز البحوث على التغيرات الجزيئية الوراثية من الدوائر العصبية التي تحدث بعد عدة أسابيع من DBS. على المدى الطويل DBS في الفئران يشكل تحديا لأن الفئران تتحرك حولها في قفص، والذي يسبب مشاكل في حفظ في مكان السلك الرائدة من رأس الحيوان إلى مشجعا. وعلاوة على ذلك، والهياكل هدفا للالتحفيز في الدماغ الفئران صغيرة ولا يمكن بسهولة وضعها وبالتالي الأقطاب في الموقف المطلوب. وهكذا، فإن انشاء لstimula طويلة الأمدوقد وضعت نشوئها من الفئران باستخدام أقطاب البلاتين / الايريديوم مع مقاومة من حوالي 1 MΩ لهذه الدراسة. إلكترود مع هذه المواصفات يسمح ليس فقط التحفيز الملائم ولكن أيضا تسجيل هياكل الدماغ العميق لتحديد المنطقة المستهدفة لDBS. في لدينا مجموعة المتابعة، وجزءا لا يتجزأ من إلكترود مع المكونات لسلك في الاسمنت الأسنان مع أربعة مسامير ترسيخ المضمون على الجمجمة. الأسلاك من قابس إلى مشجعا كان يحميها الربيع الفولاذ المقاوم للصدأ. وتواصل قطب إلى الدائرة لمنع السلك من أن تصبح متشابكة. عموما، هذا التحفيز انشاء يوفر درجة عالية من حرية الحركة للجرذ وتمكن المكونات الرأس، فضلا عن اتصال سلكية بين المكونات ومشجعا، إلى الابقاء على قوة طويلة الأمد.

Introduction

التحفيز العميق للدماغ (DBS) هو علاج يقوم على إيصال النبضات الكهربائية عبر أقطاب كهربائية مزروعة في هياكل الدماغ محددة، مثل الكرة الشاحبة الداخلي 1، نواة تحت المهاد (STN) 2-4 أو المهاد المتوسط ​​بطني 5. في العقدين الأخيرين، تم إنشاء هذا العلاج كأداة علاجية قوية لمرض باركنسون 1-4، خلل التوتر 6 والهزة 7، ويستخدم أيضا لتعديل الألم المزمن 7، الاضطرابات النفسية (أي الوسواس القهري 8، الاكتئاب الشديد 9) أو الصرع المستعصي 10،11. وعلاوة على ذلك، قد DBS، في المستقبل، يصبح الخيار لعلاج ارتفاع ضغط الدم الشرياني الحرارية 12 أو انخفاض ضغط الدم الانتصابي 13.

الآليات الفسيولوجية التي يقوم عليها آثارمن DBS تبقى سوء فهم. وقد وفرت دراسات في القوارض تخدير نظرة ثاقبة الردود العصبية لتحفيز عالية التردد التي تحاكي تطبيقها سريريا DBS 14. ومع ذلك، فإن هذه الدراسات لا تفتقر فقط التثبت السلوكي للتأثير DBS ولكن يؤدي أيضا إلى تفاوت كبير اعتمادا على المعلمات التحفيز تطبيق 14.

للتحقيق أكثر من الإيجاز الآثار السلوكية والآليات الكامنة وراء DBS في القوارض واعية، وهناك حاجة إلى التحفيز انشاء يلبي متطلبات محددة. يستخدم DBS الغالب كعلاج طويل الأمد (على سبيل المثال، مرض باركنسون، والألم المزمن). وبالتالي، ينبغي أن تصمم تحفيز انشاء في القوارض بحيث تتكون الوحدة من إلكترود مع المكونات، فضلا عن الأسلاك من قابس إلى مشجعا الخارجية؛ وهذه الوحدة يجب أن تكون خفيفة الوزن ولكن غير قابلة للكسر عند ثابتة على الجمجمة. وعلاوة على ذلك، وحرية التنقل لا غنى عنها بالنسبة للفئران خلال stimulaنشوئها على مدى فترة طويلة. الهياكل الهدف من DBS صغيرة. على سبيل المثال، STN في الفئران يبلغ طولها 1،2 ملم وحجم 0.8 ملم 3،15. لذلك، يجب أن تكون مصممة بحيث أقطاب نواة لا lesioned خلال الإدراج واستهداف الاحتياجات على وجه الدقة. كما استخدمت معظم الدراسات التي أجريت في DBS القوارض بارزة مقرها الإدراج المجسم من القطب إلى هيكل الهدف، يمكن أن نسبة الخطأ تكون مرتفعة نسبيا، حتى عند استخدام الإحداثيات وفقا لPaxinos واتسون 16. هذه النتائج في عدد أكبر من الحيوانات اللازمة للتوصل إلى نتيجة ذات مغزى من الناحية الإحصائية.

في هذه الدراسة تم إدخال تقنية زرع قطب كهربائي، الذي يستهدف STN بدقة عالية باستخدام نظام microrecording، بينما ارتفع القطب. وبالإضافة إلى ذلك، يتم تقديم نظام التحفيز التي لا تسمح فقط على درجة عالية من التنقل للحيوان حفز لكن يضمن أيضا stimulati المستمرعلى طريق تثبيت آمن من السلك التحفيز (التي محمي بواسطة ربيع الفولاذ المقاوم للصدأ) على رأس الفئران.

Protocol

وتمت الموافقة على التجارب على الحيوانات من قبل جامعة فورتسبورغ وسلطات الدولة القانونية (فرانكونيا السفلى، عدد الموافقة: 54-2531.01-102 / 13)، وأجرى وفقا لتوصيات للبحوث في الدراسات التجريبية السكتة الدماغية (17) والبحوث الحيوانية الحالي: إبلاغ في المبادئ التوجيهية التجارب فيفو (http://www.nc3rs.org.uk/arrive-guidelines).

1. التخدير

  1. تحقق من نظام مخدر لضمان كميات كافية من إمدادات الغاز (الأكسجين) والأيزوفلورين لمدة الإجراء. ربط الرؤوس مع شريط القاطعة من أداة التجسيمي ووضع شريط القاطعة على -3.3 مم.
  2. بدوره على إمدادات الغاز (2 لتر / دقيقة). وضع الفئران في مربع وختم العلوي. بدوره على المرذاذ الأيزوفلورين إلى 3.5٪.
  3. عندما الفئران هو راقد، تبديل النظام بحيث يتدفق الغاز مخدر إلى الرؤوس التي يتم إصلاحها إلى شريط القاطعة.
  4. إزالة رار من غرفة مربع وحلق المنطقة الواقعة بين الأذنين والعينين؛ باستخدام برعم القطن غارقة مع Jodosept PVP، مسحة منطقة حلق لإزالة أي الشعر فضفاضة.
  5. وضع الفئران في الرؤوس (الشكل 1)، ومواصلة التخدير مع isoflurane 2.5٪ في O 2 (1 لتر / دقيقة). فحص مستوى التخدير عن طريق معسر المنطقة بين الأصابع. إذا تم تخدير الفئران على نحو كاف، وألغت ردود الفعل الدفاعية (أي انسحاب القدم).
  6. مراقبة التنفس وردا على التحفيز خلال الإجراءات وضبط المرذاذ حسب الحاجة.
  7. تطبيق مرهم التعليم والتدريب المهني في العيون لمنع جفاف بينما تحت التخدير. مراقبة والحفاظ على درجة حرارة الجسم عند 37 ± 0.5 ° C عن طريق نظام التدفئة التي تسيطر عليها ملاحظات.

2. جراحة

  1. الحفاظ على الجراحي الميداني معقمة أثناء الجراحة بأكملها. مرة واحدة أيدي surgeon's تكون عقيمة ومجال التشغيل هي عقيمة، نقل يتنبه الوحيدLLY وتذكر عدم كسر العقم. ويشمل ذلك أيضا وجود حقل معقمة (أي، ستائر للماء معقم) التي قد المنصوص عليها صك واحد.
  2. ضخ 0.2 مل ميبيفاكايين تحت الجلد في وسط منطقة حلق. ميبيفاكايين هو مخدر موضعي يحتوي على مدة العمل لمدة تصل إلى 3 ساعات. انها سوف تزيد من تخدير المنطقة الجراحية.
  3. باستخدام مشرط، وجعل شق خط الوسط بدأت بين الأذنين وتمتد نحو 2 سم. تأكد من أن السمحاق (غشاء لامعة تحت الجلد) هو قطعي أيضا. فضح الجمجمة مع أربعة المشابك (الشكل 2).
  4. باستخدام برعم القطن، وإزالة بلطف السمحاق حتى تتعرض الغرز الاكليلية والسهمي. بعد ذلك، أوقف نزف الدم الدم مع القطن والصوف.
  5. تحديد إحداثيات bregma باستخدام إبرة مثبتة في حامل التحقيق، ومن ثم بمناسبة رأس الإبرة مع الأسود فلوماستر القلم. باستخدام الأمامي / الخلفي (AP)، خط الوسط / جانبي(ML) وظهري بطني مسامير (DV) محرك الأقراص، ضع رأس الإبرة مباشرة على bregma.
  6. اتخاذ AP وML قراءات مقياس رنيه: طرح 3.6 ملم من القراءة AP و 2.5 ملم من القراءة ML لقطب كهربائي زرع في STN الصحيح، أو إضافة 2.5 ملم لزرع قطب كهربائي في STN الأيسر. سيتم وضع علامة هذا الموقف من قبل الصبغة من ركلة جزاء فلوماستر بعد تخفيض رأس الإبرة على سطح الجمجمة.
  7. المشبك حفر الأسنان على حامل مسبار كبير من الصك التجسيمي. نقل حفر الأسنان إلى منطقة محسوبة - أي نقطة ملحوظة على الجمجمة. النظر من خلال المجهر، حفر حفرة (قطرها حوالي 1 مم) من خلال الجمجمة حتى الجافية مرئيا (الجمجمة حوالي 1 مم). سحب الجافية باستخدام ملقط تشريح الصغرى أو إبرة معقمة. الجافية صعبة بما فيه الكفاية لتدمير غيض من القطب.
  8. حفر حفرة مع حفر الأسنان في كل صدفة الأمامية، وكثافة العملياتerparietal العكس صدفة لثقب القطب. افصل حامل المسبار من الصك التجسيمي. لا حفر على خياطة الجمجمة حيث تتبع السفن الوريدية الغرز تحت الجمجمة.
  9. المسمار المسمار العظام في كل من الثقوب الخمسة. تجنب خيوط المسامير في عميق جدا. للمسامير الفولاذ المقاوم للصدأ (M1.6)، 2-3 يتحول من المسمار ستعقد على نحو كاف المسمار دون الضغط على الدماغ. فإن عدد اللفات يعتمد على أرض الملعب من المسمار. المشبك حامل التحقيق مع القطب في micromanipulator (الشكل 3).
  10. باستخدام AP، ML و DV مسامير محرك، نقل صاحب التحقيق مع القطب حتى غيض لمس تقريبا bregma. لاحظ AP، ML و DV قراءات مقياس رنيه في bregma. عندما تتم القراءات، ورفع القطب بضعة ملليمترات لمنع القطب من كشط الجمجمة أثناء الحركة. لتحديد إحداثيات الموضع الذي لديه الكهربائي لإدراجها فيإلى حفرة، إضافة 3.6 ملم بالقراءة AP وإضافة (أو طرح) 2.5 ملم بالقراءة ML.
  11. باستخدام AP ومحرك ML مسامير، ونقل القطب إلى موقف محسوب. عند هذه النقطة، يجب أن تقع على طرف القطب مباشرة عبر ثقب القطب حفر. ثم، من خلال النظر من خلال المجهر، وانخفاض القطب إلى مستوى الجافية (الشكل 4). يخدم هذا المستوى كما على مستوى الصفر في الاتجاه DV. بعد ذلك، إدراج بلطف غيض من القطب إلى الدماغ من خلال النظر من خلال المجهر.
  12. ربط دبوس الكهربائي لموصل لنظام التسجيل. وضع قفص فاراداي (أو استبدالها بورق الألمنيوم) على الفئران في الصك التجسيمي (الشكل 5). الأرض الصك التجسيمي مع الثقل الموازن من الغرفة التي يجري العمل فيها.
  13. بدء تشغيل نظام التسجيل. إذا كانت متوفرة، أيضا استخدام مكبر الصوت للحصول على إشارة صوتية التصريفات / المراهم وحدات واحدة خلال advancinز القطب.
  14. إدراج ببطء الكهربائي في الدماغ عن طريق تسجيل النشاط الكهربائي خلال دفع الكهربائي. على عمق يتراوح بين 7.5 و 8.1 ملم من الجافية، والنشاط الكهربائي محدد من STN عادة ما يكون اكتشافها (الشكل 6). يتميز النشاط نموذجية من الخلايا العصبية في STN من قبل نمط إطلاق النار وعدم انتظام ومعدل اطلاق النار عالية (يعني تردد: 40.9 ± 12.9 هرتز) 18.
  15. أثناء التسجيل، والحد من التخدير قدر الإمكان (على سبيل المثال، إلى 0،8-1،0٪)؛ تظهر الحيوانات المنخفضة للتخدير نشاط الدماغ الكهربائي أكثر وضوحا.
  16. مسحة بعيدا أي دم أو السائل الدماغي الشوكي الذي النازحين على سطح الجمجمة عندما خفض القطب.
  17. خلط كمية صغيرة من الاسمنت الأسنان وتطبيقه في جميع أنحاء القطب ونحو أربعة من خمسة مسامير باستخدام ملعقة صغيرة (الشكل 7). وسيتم استخدام المسمار الخامس لإصلاح السلك الأرضي من المكونات.
  18. قطع دبوس القطب من صاحب الكهربائي وموصل من نظام تسجيل عندما يتم إصلاح الاسمنت الأسنان.
  19. فك المسمار الذي لم يحدده الاسمنت الأسنان. وضع المكونات على دبوس الكهربائي. إصلاح السلك الأرضي من المكونات مع المسمار الخامس (الشكل 8).
  20. خلط الاسمنت الأسنان وتطبيقه في جميع أنحاء المكونات. كما يثخن الاسمنت وقولبته حول المكونات لتشكيل الغطاء. تجنب حواف حادة من الاسمنت الأسنان التي قد تضر الحيوان وإخراجها أثناء تصلب (9A الشكل وB).
  21. ينضر حواف الجرح وإغلاقها مع خياطة في الجبهة وخلف الغطاء. تطهير حواف الجرح.
  22. قم بتوصيل قابس الرأس إلى السلك الذي هو ثابت على قطب. إزالة الفئران من الصك التجسيمي.
  23. تطبيق ترامادول (12.5 ملغ / كغ، البريتونى) في نهاية التدخل ومن ثم مرة واحدة يوميا لمدة 2-3 أيام. وضع الفئران في قفص نظيفة مع والحرل الدعم، وتحديد قطب في هذا القفص (الشكل 10) وتفتيشها بدقة لمدة 1 ساعة.
  24. لا تترك حيوان غير المراقب حتى استعاد وعيه أنه كاف للحفاظ على الاستلقاء القصية. لا يعودون الحيوان الذي خضع لعملية جراحية للشركة من الحيوانات الأخرى حتى تعافى تماما.

3. تحفيز

  1. تحديد المقاومة في الحيوان قبل التحفيز باستخدام متر مقاومة.
  2. توصيل قابس قطب مع الأسلاك والمقابس في الطرف الآخر من السلك مع الانتاج الحالي والناتج عن السلك الأرضي من التحفيز والتشجيع. ربط مشجعا مع جهاز كمبيوتر لبرمجة مشجعا.
  3. اختيار المعلمات من التحفيز في البرنامج؛ على سبيل المثال، والمعايير المستخدمة في مرض باركنسون هي طول النبض: 60 μsec. التردد: 130 هرتز. تحفيز الفئران مع السعة الحالية زيادة حتى يتم التعرف على خلل الحركة. تقليل عشره كثافة الكهربائية بنسبة 10-20٪ أقل من كثافة التي أثارت خلل أو حتى إشارات عصبية تختفي والحيوان هو مريح. واستخدمت نبضات مستطيلة الطور في هذه الدراسة.
  4. بعد الانتهاء من التجربة، الموت ببطء الحيوانات مع isoflurane: ضبط معدل تدفق isofurane أو تركيز إلى 5٪ أو أكثر. تواصل التعرض الأيزوفلورين حتى 1 دقيقة بعد توقف التنفس.

النتائج

زرع قطب كهربائي في STN من الفئران باستخدام نظام التسجيل - كما عرضت هنا - هو إجراء فعال ودقيق لDBS أن يستغرق حوالي 1 ساعة لكل حيوان. هذا النموذج هو إجراء بسيط إلى حد ما: من 10 الفئران تعرض لعملية جراحية، ونجا كل تدخل. أربع وعشرين ساعة بعد التدخل، تم رصد وتحقيق أي حيوان أكثر من 1...

Discussion

تقدم هذه الدراسة مجموعة خطوة بخطوة تعليمات لزرع قطب كهربائي المزمن القطب في STN من الفئران. على الرغم من الأقطاب الكهربائية التنغستن مع مقاومة منخفضة غالبا ما تستخدم لDBS 18،19، القطب القطب مصنوعة من البلاتين / الايريديوم (حزب العمال / عير) كان يعمل التي كان لها م?...

Disclosures

The authors declare that they have no competing financial interests.

Acknowledgements

We wish to thank Mr Wabbel for preparing the wires and Mr Tietsch for constructing the plugs and cages according to our plans. This work was supported by the Deutsche Forschungsgemeinschaft (Sonderforschungsbereich 688). Felix Fluri holds a fellowship of the Interdisziplinäre Zentrum für Klinische Forschung (IZKF), University Clinics Würzburg, Germany.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Pt/Ir electrodeFHC Inc.UECustom-made: Specification: UEPSEGSECN1M
PlugsGT Labortechnik (Arnstein/Germany)Custom-made
Pin headerDISTRELEC143-95-324single-row, 90° 1x3 datamate, Type M80-8420342
SocketDISTRELEC143-95-621single-row,straight 2 mm pole no.1x3 datamate, Type M80-8400342
Stainless steel springPlastics ONESS0102Part-#: .120 X .156 Spring ID (mm): 3.0  Spring OD (mm): 4.0
Dental cement/PaladurHeraeus Kulzer64707938Liquid, 500 ml
Dental cement/PaladurHeraeus Kulzer64707954Powder, rose, 500g
Head screwHummer & ReissV2ADIN84 M1.6x3
Jodosept PVPVetoquinol435678/E04
Mepivacain 1%AstraZenecaPZN03338515
EpinephrineSanofi-AventisPZN00176118
TramadolhydrochlorideRotexmedica38449.00.00

References

  1. Kumar, R., Lang, A. E., et al. Deep brain stimulation of the globus pallidus pars interna in advanced Parkinson’s disease. Neurology. 55 (12 Suppl 6), S34-S39 (2000).
  2. Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Weiss, P. H., Freund, H. -. J., Sturm, V. Safety and efficacy of pallidal or subthalamic nucleus stimulation in advanced PD. Neurology. 56 (4), 548-551 (2001).
  3. Volkmann, J., Allert, N., Voges, J., Sturm, V., Schnitzler, A., Freund, H. -. J. Long-term results of bilateral pallidal stimulation in Parkinson’s disease. Annals of Neurology. 55 (6), 871-875 (2004).
  4. Odekerken, V. J., van Laar, T., et al. Subthalamic nucleus versus globus pallidus bilateral deep brain stimulation for advanced Parkinson’s disease (NSTAPS study): a randomised controlled trial. The Lancet Neurology. 12 (1), 37-44 (2013).
  5. Benabid, A. L., Pollak, P., et al. Long-term suppression of tremor by chronic stimulation of the ventral intermediate thalamic nucleus. The Lancet. 337 (8738), 403-406 (1991).
  6. Volkmann, J., Wolters, A., et al. Pallidal deep brain stimulation in patients with primary generalised or segmental dystonia: 5-year follow-up of a randomised trial. The Lancet Neurology. 11 (12), 1029-1038 (2012).
  7. Nguyen, J. -. P., Nizard, J., Keravel, Y., Lefaucheur, J. -. P. Invasive brain stimulation for the treatment of neuropathic pain. Nature Reviews Neurology. 7 (12), 699-709 (2011).
  8. Kohl, S., Schönherr, D. M., et al. Deep brain stimulation for treatment-refractory obsessive compulsive disorder: a systematic review. BMC psychiatry. 14, 214 (2014).
  9. Schlaepfer, T. E., Bewernick, B. H., Kayser, S., Mädler, B., Coenen, V. A. Rapid Effects of Deep Brain Stimulation for Treatment-Resistant Major Depression. Biological Psychiatry. 73 (12), 1204-1212 (2013).
  10. Fisher, R., Salanova, V., et al. Electrical stimulation of the anterior nucleus of thalamus for treatment of refractory epilepsy. Epilepsia. 51 (5), 899-908 (2010).
  11. DeGiorgio, C., Heck, C., et al. Vagus nerve stimulation for epilepsy: Randomized comparison of three stimulation paradigms. Neurology. 65 (2), 317-319 (2005).
  12. Callaghan, E. L., McBryde, F. D., et al. Deep Brain Stimulation for the Treatment of Resistant Hypertension. Current Hypertension Reports. 16 (11), 1-10 (2014).
  13. Green, A. L. M. R. C. S., Wang, S., Owen, S. L. F., Paterson, D. J. D. P., Stein, J. F. D., Aziz, T. Z. D. M. Controlling the Heart Via the Brain: A Potential New Therapy for Orthostatic Hypotension. [Miscellaneous Article]. Neurosurgery June 2006. 58 (6), 1176-1183 (2006).
  14. Chang, J. -. Y., Shi, L. -. H., Luo, F., Zhang, W. -. M., Woodward, D. J. Studies of the neural mechanisms of deep brain stimulation in rodent models of Parkinson’s disease. Neuroscience, & Biobehavioral Reviews. 32 (3), 352-366 (2008).
  15. Hardman, C. D., Henderson, J. M., Finkelstein, D. I., Horne, M. K., Paxinos, G., Halliday, G. M. Comparison of the basal ganglia in rats, marmosets, macaques, baboons, and humans: Volume and neuronal number for the output, internal relay, and striatal modulating nuclei. The Journal of Comparative Neurology. 445 (3), 238-255 (2002).
  16. Paxinos, G., Watson, C. H. . The rat brain in stereotaxic coordinates. , (2007).
  17. Dirnagl, U. Bench to bedside: the quest for quality in experimental stroke research. Journal of Cerebral Blood Flow, & Metabolism. 26 (12), 1465-1478 (2006).
  18. Maesawa, S., Kaneoke, Y., et al. Long-term stimulation of the subthalamic nucleus in hemiparkinsonian rats: neuroprotection of dopaminergic neurons. Journal of Neurosurgery. 100 (4), 679-687 (2004).
  19. Spieles-Engemann, A. L., Behbehani, M. M., et al. Stimulation of the rat subthalamic nucleus is neuroprotective following significant nigral dopamine neuron loss. Neurobiology of disease. 39 (1), 105-115 (2010).
  20. Agnew, W. F., Yuen, T. G. H., McCreery, D. B., Bullara, L. A. Histopathologic evaluation of prolonged intracortical electrical stimulation. Experimental Neurology. 92 (1), 162-185 (1986).
  21. Harnack, D., Winter, C., Meissner, W., Reum, T., Kupsch, A., Morgenstern, R. The effects of electrode material, charge density and stimulation duration on the safety of high-frequency stimulation of the subthalamic nucleus in rats. Journal of Neuroscience Methods. 138 (1-2), 207-216 (2004).
  22. Groothuis, J., Ramsey, N. F., Ramakers, G. M. J., van der Plasse, G. Physiological Challenges for Intracortical Electrodes. Brain Stimulation. 7 (1), 1-6 (2014).
  23. Li, Q., Ke, Y., et al. Therapeutic Deep Brain Stimulation in Parkinsonian Rats Directly Influences Motor Cortex. Neuron. 76 (5), 1030-1041 (2012).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

104

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved