JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

A macrofoam based sampling methodology was developed and evaluated for the detection and quantification of norovirus on environmental hard surfaces.

Abstract

noroviruses الإنسان هي السبب الرئيسي لانتشار الوباء والتهاب المعدة والأمعاء متفرقة في جميع أنحاء العالم. لأنه إما تنتشر معظم حالات العدوى مباشرة عبر الطريق من شخص إلى شخص أو بشكل غير مباشر من خلال الأسطح البيئية أو المواد الغذائية، الملابس والأشياء الملوثة والأسطح غير حية هي وسائل هامة لانتشار الفيروس خلال تفشي نوروفيروس.

قمنا بتطوير وتقييم بروتوكول باستخدام مسحات macrofoam للكشف والكتابة من noroviruses الإنسان من الأسطح الصلبة. مقارنة مع مسحات ذات الرؤوس الألياف أو مناديل التحجر، ومسحات macrofoam تسمح الانتعاش فيروس (المدى 1،2 حتي 33،6٪) من الأسطح مقعد المرحاض لمدة تصل إلى 700 سم 2. ويتضمن البروتوكول الخطوات اللازمة لاستخراج الفيروس من مسحات ومزيد من تركيز الحمض النووي الريبي الفيروسي باستخدام الأعمدة تدور. في المجموع، 127 (58.5٪) من 217 عينات المسحة التي تم جمعها من الأسطح في السفن السياحية ومرافق الرعاية طويلة الأجل حيث نوروفيروس التهاب المعدة والأمعاء كانذكرت ثبتت اصابتهم GII نوروفيروس بواسطة RT-QPCR. هذه 29 (22.8٪) يمكن مرمزة بنجاح. وفي الختام، والكشف عن نوروفيروس على الأسطح البيئية باستخدام بروتوكول ضعنا يمكن أن تساعد في تحديد مستوى التلوث البيئي خلال تفشي وكذلك الكشف عن الفيروس عندما العينات السريرية غير متاحة؛ كما أنها قد تسهل رصد فعالية استراتيجيات العلاج.

Introduction

noroviruses الإنسان هي السبب الرئيسي لانتشار الوباء والتهاب المعدة والأمعاء الحاد متفرقة في جميع أنحاء العالم 1، 2، 3. فيروس معد للغاية ويحدث انتقال العدوى عن طريق الشخص المباشر للشخص التفاعل أو بشكل غير مباشر من خلال اتصال مع الغذاء الملوث أو الماء أو الأسطح البيئية. Noroviruses يمكن تسليط لفترات طويلة وطويلة بقاء الفيروس على الأسطح البيئية وقد تم توثيق 1، 2، 3. خلال ذروة سفك، يتم الإفراج عن المليارات من جزيئات الفيروس في كل غرام من البراز، ويحتوي على القيء أيضا وجود عدد كاف من الجسيمات الفيروسية أن تسبب عدوى 4، 5، 6، 7، 8،EF "> 9 و 10. وبالإضافة إلى ذلك، يمكن أن يحدث نقل الفيروس بين الأسطح غير حية وجلد الإنسان بسهولة 2، 11، 12. وبالتالي، رصد التلوث البيئي قد تساعد في التحقيقات اندلاع وفي تقييم فعالية تنظيف و إجراءات التطهير.

وقد وصفت عدة بروتوكولات أخذ العينات البيئية للكشف عن فيروس الروتا، عاثية العصية القولونية MS2، الفيروسة الكأسية القطط (FCV)، والجراثيم P22 13، 14، 15، 16. ومع ذلك، فإن الظروف التحقق من صحة وصفها في هذه الدراسات، بما في ذلك جفاف سريع (<1 ساعة) ومساحات صغيرة (25 × 100 سم 2)، قد لا تمثل إعدادات المجال على نحو كاف. بالإضافة إلى ذلك، من المتوقع مستويات تلوث منخفضة من بيئىتتطلب الأسطح nmental البروتوكولات التي هي قادرة على الكشف عن عدد قليل جدا من جزيئات الفيروس.

قمنا بتطوير طريقة أخذ العينات السطحية القائمة على macrofoam للكشف والكتابة من نوروفيروس. تم التحقق من صحة هذه الطريقة خلال عدة تفشي نوروفيروس. ويتضمن البروتوكول 1) كيفية جمع عينات مسحة من الأسطح البيئية (2) كيفية الحفاظ على أفضل سلامة العينات أثناء جمع والشحن إلى المختبر، و3) الاختبارات المعملية والكتابة من نوروفيروس.

Protocol

1. مسحة أخذ العينات في الميدان

  1. ارتداء زوج من القفازات النظيفة.
  2. قياس حجم المنطقة أخذ العينات دون لمس السطح باستخدام شريط قياس أو الحاكم. محاولة لتقدير المساحة بأكبر قدر ممكن، وملء استمارة التقرير (الجدول التكميلي 1).
  3. تحقق عدة مسحة لالتسربات المحتملة وأكياس نقل العينات التسمية ومجموعات مسحة.
  4. نقل مسحة في جميع أنحاء المنطقة أخذ العينات على النحو التالي: ضربة واحدة في الاتجاه الأفقي، بضربة واحدة في الاتجاه الرأسي، وبضربة واحدة في اتجاه قطري. لا مسحة مساحة أكبر من 700 سم 2.
  5. وضع كل مسحة في أنبوب وإحكام الغطاء بإحكام.

2. التخزين والنقل من مسحات إلى المختبر

  1. حافظ على مسحات عند 4 درجة مئوية لمدة تصل إلى 48 ساعة. إذا كان المطلوب التخزين لفترات أطول، وتخزين مسحات في -20 درجة مئوية (أو -70 درجة مئوية).
  2. إبقاء الأنابيب في 0-4 درجة مئوية (أي. استخدام حزم الباردة) في وعاء معزول أثناء النقل إلى المختبر وتشحن في غضون 24-48 ساعة من جمعها.

3. تركيز الفيروسات، الفيروسي RNA استخراج وتنقية

ملاحظة: جميع الخطوات الطرد المركزي تستخدم أجهزة الطرد المركزي الجدول أعلى في 5000 x ج لمدة 5 دقائق في درجة حرارة الغرفة، ما لم ينص على خلاف ذلك. كن حذرا عند التعامل مع العازلة العالمي استخلاص الحمض النووي (UNEX). ارتداء نظارات واقية أو درع الوجه.

  1. تسمية واحدة 15 مل أنبوب واحد العمود RNA ميدي لكل عينة. تشمل مراقبة استخراج السلبية في كل تجربة.
  2. لإعداد حل تحلل لمدة 10 مسحات، خلط 25 مل من العازلة UNEX مع 25 مل من PBST (PBS الرقم الهيدروجيني 7.2 تحتوي على 0.02٪ توين-80).
  3. إضافة 50 ميكرولتر من تعليق عاثية العصية القولونية MS2 (10 6 PFU / ميكرولتر) إلى 50 مل من محلول تحلل.
  4. وضع مسحة في أنبوب 15 مل وإضافة 5 مل من محلول تحلل. خلط واحتضان لمدة 10 دقيقة في درجة حرارة الغرفة.
  5. إضافة 5 مل الإيثانول بنسبة 100٪ لكل أنبوب ودوامة لمدة 10 ثانية.
  6. إزالة بعناية مسحة من أنبوب 15 مل (أنه يحتوي على عازلة UNEX) الضغط برفق على جانب من أنبوب لإزالة السائل الزائد ثم تجاهل مسحة. وينبغي أن تكون الكميات المتبقية بين 9-10 مل.

4. ميدي العمود الفيروسية نوكليك حمض استخراج

  1. نقل بعناية 4.5 مل UNEX / الايثانول خليط من الخطوة 3.6 على عمود ميدي، الطرد المركزي والتخلص من الترشيح.
  2. تحميل 4.5 مل أخرى من نفس الخليط على العمود نفسه، الطرد المركزي، وتجاهل الترشيح.
  3. لغسل الأولى، إضافة 3.5 مل من الايثانول 70٪ على ميدي العمود، الطرد المركزي والتخلص من الترشيح.
  4. لغسل الثاني، إضافة 3.5 مل أخرى من 70٪ من الإيثانول على العمود ميدي. الطرد المركزي والتخلص من الترشيح.
  5. لالجاف تدور، الطرد المركزي الأعمدة ميدي لإزالة كل آثار الإيثانول (والتي يمكن أن تؤثر سلبا على الانتعاش RNA الفيروسي الخاص بك).
  6. ضع عمود ميدي في 15 مل أنبوب الطرد المركزي الجديدة. إضافة 250 شطف العازلة ميكرولتر على العمود ميدي. الانتظار لمدة 1 دقيقة قبل الطرد المركزي للحصول على أعلى الانتعاش RNA الفيروسي.
  7. تخزين الحمض النووي المستخرج في -70 درجة مئوية أو الشروع فورا في الخطوة 5.

5. تركيز الأحماض النووية الفيروسية عن طريق الحمض النووي الريبي النظيفة والمكثف أطقم

  1. إضافة 500 ميكرولتر من الحمض النووي الريبي العازلة ملزمة إلى 250 ميكرولتر من الحمض النووي الريبي مزال في الخطوة 4.7 أعلاه ودوامة لمدة 10 ثانية.
  2. إضافة 750 ميكرولتر الإيثانول بنسبة 100٪ ودوامة لمدة 10 ثانية.
  3. تسمية عمود الدوران لكل عينة. تحميل العينة 750 ميكرولتر على عمود الدوران.
  4. أجهزة الطرد المركزي الأعمدة تدور في 12000 x ج لمدة 1 دقيقة. تجاهل التدفق من خلال.
  5. تحميل 750 ميكرولتر المتبقية على عمود الدوران والطرد المركزي في 12000 x ج لمدة 1 دقيقة.
  6. لمرحلة ما قبل الغسيل، وإضافة 400 ميكرولتر العازلة RNA الإعدادية لكل عمود الدوران والطرد المركزي في 12000 x ج لمدة 1 دقيقة. تجاهل التدفق من خلال.
  7. لغسل الأولى، إضافة 800 ميكرولتر RNA الاحتياطي اغسل إلى كل عمود الدوران والطرد المركزي في 12000 x ج لمدة 1 دقيقة. تجاهل التدفق من خلال.
  8. لغسل الثاني، إضافة 400 ميكرولتر RNA الاحتياطي اغسل تدور العمود والطرد المركزي في 12000 x ج لمدة 1 دقيقة. تجاهل التدفق من خلال.
  9. لالجاف تدور، الطرد المركزي عمود الدوران لإزالة كل آثار غسل العازلة في 12000 x ج لمدة 2 دقيقة.
  10. نقل بعناية عمود الدوران إلى أنبوب 1.5 مل microcentrifuge نظيفة.
  11. إضافة 25 ميكرولتر شطف العازلة على عمود الدوران واحتضان لمدة 1 دقيقة في درجة حرارة الغرفة. سيؤدي هذا إلى زيادة الانتعاش من الحمض النووي الريبي الفيروسي من العمود.
  12. جمع الحمض النووي الريبي بواسطة الطرد المركزي عمود الدوران في 10000 x ج لمدة 1 دقيقة.
  13. إما الانتقال مباشرة إلى RT-QPCR (الخطوة 6) أو تخزين الحمض النووي الريبي في -70 درجة مئوية.

6. Mutiplex RT-QPCR الكشف عن Genogroup الأول، والثاني Noroviruses، وعاثية العصية القولونية MS 2 (الجدول التكميلي 2)

  1. أسطح عمل نظيفة، pipettوفاق، وأجهزة الطرد المركزي مع ريبونوكلياز الحل لإزالة التلوث للحد من تلوث محتمل.
  2. ذوبان الجليد الكواشف RT-QPCR على الجليد. RNA ذوبان على الجليد (في منطقة / غرفة منفصلة).
  3. تحديد عدد من ردود الفعل وإضافة 10٪ على الأقل أكثر منها (على سبيل المثال إذا كانت هناك حاجة 10 ردود الفعل، وجعل مزيج الرئيسي ل11).
  4. مكونات مزيج الرئيسي الفردية دوامة، باستثناء 25X RT-QPCR الانزيم، لمدة 5 ق. بعناية مزيج انزيم عبها الأنبوب مع إصبع.
  5. لفترة وجيزة مكونات مزيج الرئيسي الطرد المركزي لمدة 5 ثوان.
  6. تحضير مزيج الرئيسي لالحقيقي كشف RT-PCR من GI نوروفيروس وGII وفقا للتعليمات عدة وإضافة الاشعال النوكليوتيد-نوروفيروس محددة وتحقيقات في 1.5 مل أنبوب microcentrifuge (الجدول التكميلي 3).
  7. خلط مزيج الرئيسي من قبل pipetting 5-10 مرات صعودا وهبوطا (لا ينصح vortexing ل). قسامة 22 ميكرولتر من مزيج الرئيسي في كل بئر في الوقت الحقيقي PCR لوحة 96-جيدا.
  8. دوامة عينة الحمض النووي الريبيلمدة 5 ثوان، وجمع من قبل وجيزة (5 ق) الطرد المركزي.
  9. إضافة 3 ميكرولتر من عينة الحمض النووي الريبي والجهاز الهضمي وGII الضوابط الإيجابية لوحة RT-QPCR (اتبع قالب من الجدول 2). إضافة 3 ميكرولتر من نوكلياز-freewater في الآبار عدم قالب التحكم (NTC).
  10. ختم لوحة في الوقت الحقيقي مع الفيلم لاصقة البصرية.
  11. بعناية أجهزة الطرد المركزي لوحة في الوقت الحقيقي في 1300 x ج لمدة 1 دقيقة لإزالة أي فقاعات الهواء أو قطرات سائلة التي قد تكون موجودة في الآبار.
  12. انشاء الوقت الحقيقي PCR الصك وانشاء الظروف الحراري thermocycling التالية: 1) خطوة RT لمدة 10 دقيقة. في 45 ° C (2) تفعيل طق البلمرة، 10 دقيقة. في 95 درجة مئوية و (3) 45 دورات من 15 ثانية في 95 درجة مئوية، و60 ثانية في 60 درجة مئوية.

7. الكمي من نوروفيروس في عينات المسحة

  1. تحقق نتائج الضوابط الإيجابية والسلبية للتحقق من صحة النتائج RT-QPCR (الجدول التكميلي 3).
  2. تحديد ما إذا كان كل منحنى قياسي يفيالقيم المقبولة الواردة في الجدول التكميلي 2 وحساب الانحراف المعياري العام للمنحنى قياسي باستخدام المعادلة 1.
    (المعادلة 1)٪ كفاءة = 100 × 10 (متوسط ط م القيم-الإعتراض) / المنحدر.
  3. إذا لم PCR برنامج cycler الحرارية حساب المنحدر لكل المنحنى القياسي، تحديد المنحدر و R 2 القيم عن طريق الانحدار باستخدام برنامج إحصائيات (مثل إكسل، SPSS، أو SAS). وبالإضافة إلى ذلك، وحساب الكفاءة٪ لمنحنيات القياسية التالية المعادلة أنا
  4. تسجيل عدد نسخ الحمض النووي الريبي وتحسب على أساس برنامج cycler الحرارية لجميع عينات الاختبار استنادا إلى المنحنيات القياسية التي تفي بالمعايير المحددة في الجدول التكميلي 4. إعادة تشغيل أي عينات مع المنحنيات القياسية قبعة ر لا تلبي معايير أو ضوابط إيجابية كاذبة. تحقق القيم ط م من عاثية العصية القولونية MS2، الذي اضاف باعتبارها الرقابة الداخلية لمراقبة PCR تثبيط.
  5. تحديد العدد الإجمالي من الحمض النووي الريبي نسخ صعينة إيه من ضرب عدد نسخ الحمض النووي الريبي المحسوبة في الخطوة 7.2 من نسبة حجم (25-50 ميكرولتر) من إجمالي شاطف RNA إلى أن من الحمض النووي الريبي (3-5 ميكرولتر) المستخدمة للتفاعل RT-QPCR. بدلا من ذلك، حساب كثافة الحمض النووي الريبي عن طريق قسمة إجمالي عدد نسخ الحمض النووي الريبي في منطقة سطح الجسم (سم 2) تحليلها.

8. التنميط الجيني لفي الوقت الحقيقي العينات RT-PCR إيجابي من قبل هيمي متداخلة التقليدية PCR التضخيم

  1. تحضير الجولة الأولى من مزيج الرئيسي لكل مجموعة التمهيدي للفحص RT-PCR (الجداول التكميلية 2 و 5).
  2. إضافة 5 ميكرولتر من نوروفيروس RNA إيجابية ل20 ميكرولتر من مزيج الرئيسي.
  3. تشغيل RT-PCR وفقا للشروط التالية: (1) RT خطوة لمدة 30 دقيقة في درجة حرارة 42 درجة مئوية (2) تفعيل طق البلمرة، و 15 دقيقة في 95 درجة مئوية، و (3) 40 دورات من 30 ثانية في 95 درجة مئوية ، 30 ثانية عند 50 درجة مئوية، و 60 ثانية في 72 درجة مئوية. بعد 40 دورة، واحتضان لمدة 10 دقيقة إضافية عند 72 درجة مئوية.
  4. تحضير الجولة الثانية من مزيج الأم لكل مجموعة التمهيدي للفحص RT-PCR (الجداول التكميلية 2 و 5).
  5. إضافة مزيج الرئيسي 23 ميكرولتر وإضافة 2 ميكرولتر من الدور الاول المنتجات RT-PCR (من الجولة الأولى) إلى كل أنبوب (مثالي المنتج الجولة الأولى يجب تخفيفه 10/01 في ريبونوكلياز خالية من المياه).
  6. كرر الخطوة 8.3.
  7. إعداد agarose هلام 2٪ في EDTA 100 مل 1X تريس، خلات (40 ملي تريس، 20 ملم حمض الخليك، و1 ملم EDTA، في درجة الحموضة 8.3). بعد حل الاغاروز عن طريق تسخين الخليط في فرن الميكروويف، وإضافة 10 ميكرولتر من وصمة عار الحمض النووي لكل 100 مل من هلام مستعدة بعد تبريد الخليط إلى 60-70 درجة مئوية، صب جل وإدراج أمشاط. السماح للهلام يستقر لمدة 30 دقيقة على الأقل.
  8. مزيج 15 ميكرولتر من كل منتج RT-PCR مع 3 ميكرولتر من صبغ تحميل 6X. تحميل 15 ميكرولتر من كل عينة وelectrophorese هلام الاغاروز في 100 فولت لمدة 1 ساعة.
  9. شظايا المكوس الهدف RT-PCR ذات حجم مناسب (330 نقطة أساس لمعهد جوته و 341 نقطة أساس لGII) من هلامد تنقية الحمض النووي الريبي باستخدام مجموعة استخراج الهلام التجارية. ويمكن الآن للمنتج PCR المنقى أن تستخدم لسانجر التسلسل.

النتائج

ويعرض الشكل 1 مخطط للبروتوكول أخذ العينات مسحة. يتكون هذا البروتوكول من أربع خطوات رئيسية. 1) جمع العينات، 2) تخزين العينات والنقل، 3) الفيروسية تنقية الحمض النووي الريبي وتركيز و4) RT-QPCR فحص والتنميط الجيني.

Discussion

Noroviruses لها الجرعة المعدية الإنسان 50٪ بين 18 و 10 3 جزيئات الفيروس 20. ولذلك، حتى التلوث على مستوى منخفض من الأسطح قد تشكل خطرا على الصحة العامة. تم تقييم عدة جوانب بروتوكول أخذ العينات مسحة بما في ذلك: 1) المواد مسحة مختلفة، 2) مسحات حالة التخزين أثناء الن?...

Disclosures

Authors have no conflicting interest. The findings and conclusions in this report are those of the authors and do not necessarily represent the official position of the Centers for Disease Control and Prevention.

Acknowledgements

The authors have no acknowledgements.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Generic name for kits
Macrofoam swabPremoistened EnviroMax Swab kit Puritan2588060PFUW
RNA Lysis buffer CDC UNEX bufferMicrobiologicsCat No MR0501
RNA extraction spin columnMidi columnOmega BiotekCat No R6664-02
RNA purification spin columnZymol RNA Clean and Concentrator kit Zymo ResearchCat No R1016
Real time RT-PCR kitAgPath kit One-Step RT-PCR KitLife TechnologiesCat No 4387391
Conventional RT-PCR kitQiagen one step RT-PCR kitQiagen kitCat No 210212
Gel extraction kitQiagen QIAquick gel extraction kitQiagen kitCat No 28704 or 28706
Coliphage MS2ATCCCat No 15597-B1
RNA run-off transcripts
Realtime PCR platformApplied BiosystemsModel ABI 7500
Optical 96-well reaction plateThermo ScientificCat No 4316813
MicroAmp Clear Adhesive Film Thermo ScientificCat No 4306311

References

  1. Isakbaeva, E. T., et al. Norovirus transmission on cruise ship. Emerg. Infect. Dis. 11, 154-158 (2005).
  2. Lopman, B. A., Gastañaduy, P., Park, G. W., Hall, A. J., Parashar, U. D., Vinjé, P. Environmental transmission of norovirus gastroenteritis. Curr. Opin. Virol. 2 (1), 1-7 (2011).
  3. Malek, M., et al. Outbreak of norovirus infection among river rafters associated with packaged delicatessen meat, Grand Canyon, 2005. Clin Infect Dis. 48 (1), 31-37 (2009).
  4. Atmar, R. L., et al. Norwalk virus shedding after experimental human infection. Emerg. Infect. Dis. 14 (10), 1553-1557 (2008).
  5. Glass, R. I., Parashar, U. D., Estes, M. K. Norovirus gastroenteritis. N. Engl. J. Med. 361 (18), 1776-1785 (2009).
  6. Park, G. W., et al. Evaluation of a New Environmental Sampling Protocol for Detection of Human Norovirus on Inanimate Surfaces. Appl. Environ. Microbiol. 81 (17), 5987-5992 (2015).
  7. Barker, J., Jones, M. V. The potential spread of infection caused by aerosol contamination of surfaces after flushing a domestic toilet. J. Appl. Microbiol. 99, 339-347 (2005).
  8. Tung-Thompson, G., Libera, D. A., Koch, K. L., de Los Reyes, F. L., Jaykus, L. A. Aerosolization of a Human Norovirus Surrogate, Bacteriophage MS2, during Simulated Vomiting. PloS one. 10, 0134277 (2015).
  9. Atmar, R. L., et al. Determination of the 50% human infectious dose for Norwalk virus. J. Infect. Dis. 209 (7), 1016-1022 (2014).
  10. Petrignani, M., van Beek, J., Borsboom, G., Richardus, J. H., Koopmans, M. Norovirus introduction routes into nursing homes and risk factors for spread: a systematic review and meta-analysis of observational studies. J. Hosp. Infect. 89 (3), 163-178 (2015).
  11. . Centers for Disease Control Prevention. Norovirus outbreak in an elementary school--District of Columbia, February 2007. MMWR. Morb. Mortal. Wkly. Rep. 56 (51-52), 1340-1343 (2008).
  12. Cheesbrough, J. S., Barkess-Jones, L., Brown, D. W. Possible prolonged environmental survival of small round structured viruses. J. Hosp. Infect. 35, 325-326 (1997).
  13. Julian, T. R., Tamayo, F. J., Leckie, J. O., Boehm, A. B. Comparison of surface sampling methods for virus recovery from fomites. Appl. Environ. Microbiol. 77, 6918-6925 (2011).
  14. Taku, A., et al. Concentration and detection of caliciviruses from food contact surfaces. J. Food. Prot. 65, 999-1004 (2002).
  15. Scherer, K., Ellerbroek, L., Schulenburg, J., Johne, R., Klein, G. Application of a swab sampling method for the detection of norovirus and rotavirus on artifically contaminated food and environmental surfaces. Food. Environ. Virol. 1 (42), 42-49 (2009).
  16. Herzog, A. B., et al. Evaluation of sample recovery efficiency for bacteriophage P22 on fomites. Appl. Environ. Microbiol. 78, 7915-7922 (2012).
  17. Vega, E., et al. CaliciNet: A Novel Surveillance Network for Norovirus Gastroenteritis Outbreaks in the United States. Emerging Infectious Diseases. 17 (8), 1389-1395 (2011).
  18. Rolfe, K. J., et al. An internally controlled, one-step, real-time RT-PCR assay for norovirus detection and genogrouping. J Clin Virol. 39 (4), 318-321 (2007).
  19. Kittigul, L., et al. Norovirus GII-4 2006b variant circulating in patients with acute Thailand during a 2006-2007 study. J. Med. Virol. 82 (5), 854-860 (2010).
  20. Teunis, P. F., et al. Norwalk virus: how infectious is it. J. Med. Virol. 80 (8), 1468-1476 (2008).
  21. Wollants, E., et al. Evaluation of a norovirus sampling method using sodium dodecyl sulfate/EDTA-pretreated chromatography paper strips. J. Virol. Methods. 122, 45-48 (2004).
  22. Weir, M. H., Shibata, T., Masago, Y., Cologgi, D., Rose, J. B. The Effect of Surface Sampling and Recovery of Viruses and Non-Spore Forming Bacteria on a QMRA Model for Fomites. Environ. Sci. Technol. 50 (11), 5945-5952 (2016).
  23. . Microbiology of food and animal feed-Horizontal method for determination of hepatitis A virus and norovirus in food using real-time RT-PCR. International Organization for Standardization (ISO). , (2013).
  24. Huslage, K., Rutala, W. A., Sickbert-Bennett, E., Weber, D. J. A quantitative approach to defining "high-touch" surfaces in hospitals. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 31 (8), 850-853 (2010).
  25. Wu, H. M., et al. A norovirus outbreak at a long-term-care facility: the role of environmental surface contamination. Infect. Control. Hosp. Epidemiol. 26 (10), 802-810 (2005).
  26. Ikner, L. A., Gerba, C. P., Bright, K. R. Concentration and recovery of viruses from water: a comprehensive review. Food Environ. Virol. 4 (2), 41-67 (2012).
  27. Gallimore, C. I., et al. Environmental monitoring for gastroenteric viruses in a pediatric primary immunodeficiency unit. J. Clin. Microbiol. 44 (2), 395-399 (2006).
  28. Ganime, A. C., et al. Dissemination of human adenoviruses and rotavirus species A on fomites of hospital pediatric units. Am J Infect Control. , (2016).
  29. Verani, M., Bigazzi, R., Carducci, A. Viral contamination of aerosol and surfaces through toilet use in health care and other settings. Am J Infect Control. 42 (7), 758-762 (2014).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

120 macrofoam PCR RT QPCR

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved