JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

هنا نقدم مجموعة من نضح دوبلر الليزر التصوير (لدبي) والليزر دوبلر نضح الرصد (لدبم) لقياس العمود الفقري الحبل تدفق الدم المحلية وتشبع الأكسجين (هكذا2)، فضلا عن إجراء موحد لإدخال الحبل الشوكي الصدمة في الفئران.

Abstract

ليزر دوبلر flowmetry (LDF) هو أسلوب موسع لقياس التدفق (BF) الدم، مما يجعل من الأفضل لقياس microcirculatory التعديلات على الحبل الشوكي. في هذه المقالة، كان هدفنا استخدام تصوير "دوبلر الليزر" والرصد لتحليل التغير من فرنك بلجيكي بعد إصابة الحبل الشوكي. كانت موظفة الماسح الضوئي الصورة دوبلر الليزر والتحقيق/جهاز العرض للحصول على كل قراءات. توفير البيانات الخاصة لدبي توزيع محلي لفرنك بلجيكي، الذي قدم عرضاً لنضح حول موقع الإصابة وإتاحتها للتحليل المقارن لفرنك بلجيكي بين مواقع مختلفة. بشكل مكثف لقياس مجال السبر على مدى فترة من الزمن، وكان استخدام مجس مجتمعة لقياس تشبع الحبل الشوكي، يظهر نضح الحبل الشوكي عموما وإمدادات الأكسجين فرنك بلجيكي والأكسجين في نفس الوقت. وقد LDF نفسها عدد قليل من القيود، مثل التدفق النسبي، حساسية للحركة، والصفر البيولوجي الإشارات. بيد أن التكنولوجيا قد طبقت في الدراسة السريرية والتجريبية نظراً لإعداد بسيطة والقياس السريع لفرنك بلجيكي.

Introduction

أنسجة النخاع الشوكي فاسكولاريزيد جداً وحساسة للغاية لنقص الناجمة عن إصابات النخاع الشوكي (الخيال العلمي). وأظهرت دراساتنا السابقة أن تدفق الدم من الحبل الشوكي قد تناقص بصورة كبيرة بعد ارتجاج الإصابة1،2، التي قد تكون ذات صلة بالعجز في وظيفة الحركة. وقد أظهرت الدراسات الأخيرة أن سلامة الأوعية الدموية عقب الخيال ارتباطاً جيدا مع تحسين وظيفة الحركة الحسية3. وأفيد أن تحسن الأوعية الدموية قد إنقاذ المسألة الأبيض، غير مباشر مما يؤدي إلى تحسين وظيفة4. ولذلك، يبدو الحفاظ على التروية بعد إصابة الحبل الشوكي أهمية كبرى للحفاظ على السلامة والأداء الوظيفي.

التي درست آثار المعالجات المختلفة على التروية بعد علوم المحققين العديدة باستخدام مجموعة متنوعة من التقنيات في نماذج تجريبية لعلوم5،،من67. ليزر دوبلر، كتقنية راسخة، وبلا شك وسيلة مفيدة لقياس التروية في عدة الدراسات الحيوانية والبشرية8،،،من910،11. الأسلوب الذي يستند إلى قياس التحول دوبلر12 الناجمة عن نقل خلايا الدم الحمراء للضوء منيرا. منذ إضفاء الطابع التجاري على هذه التقنية في أوائل الثمانينات، أحرز تقدم كبير في تكنولوجيا الليزر والألياف البصرية ومعالجة الإشارات لقياس التروية بالليزر دوبلر الصكوك13، التي جعلت LDF تقنية موثوقة.

في الدراسة الحالية، وطبقت كل أساليب قياس دوبلر الليزر لتقييم تدفق الدم (BF) في الحبال الشوكي من الفئران كونكوسيفي. نظراً لطبيعة موسع إعداد بسيطة والتكنولوجيا، لدينا بروتوكول يوفر طريقة حساسة وسريعة وموثوق بها لقياسات فرنك بلجيكي للحبل الشوكي. الأهم من ذلك، هذا الأسلوب يسمح دراسة طولية من الخيال وظيفة كونكوسيفي فرنك بلجيكي دون التضحية بالحيوان عند كل نقطة في الوقت.

بسبب القدرة على تقييم فرنك بلجيكي للأنسجة والتغيرات السريعة التروية خلال التحفيز، فمن الممكن تطبيق هذا البروتوكول تقييم الدماغي فرنك بلجيكي14،15 ، فضلا عن قياس أنسجة أخرى مثل الكبد16، 17و18،الجلد19واﻷمعاء20. في نموذج الفئران من انسداد الشريان الدماغي الأوسط عابرة، استخدمت قراءات دوبلر الليزر لضمان خفض معدل فرنك بلجيكي للمستويات المتوقعة في غبش الدماغية14السليم. في الفئران التي خضعت أطرافهم الحرجة الاسكيمية (CLI) التعريفي، تم تطبيق المسح دوبلر الليزر لمراقبة أطرافهم هند فرنك بلجيكي قبل وبعد الإجراء CLI وخلال فترات مختلفة بعد العلاج21. بالإضافة إلى ذلك، التوافر البيولوجي وتخليص الأيضية لبعض الأدوية يتوقف على كبدي فرنك بلجيكي، التي تم الكشف عنها بواسطة LDF16. ولذلك، يمكن استخدام LDF على نطاق واسع في تقييم نموذج تجريبي، ميكروبيولوجية والحرائك الدوائية.

Protocol

بروتوكولات الحيوانية التي تنطوي على الحيوانات التجريبية يتبع المبادئ التوجيهية التي وضعتها بالمعاهد الوطنية للصحة (NIH) ووافق رعاية الحيوان واستخدام اللجنة للعاصمة الطبية جامعة.

واستخدمت إجراءات إدخال علوم وقياس فرنك بلجيكي النخاع الشوكي باستخدام الليزر دوبلر المعدات المبينة أدناه في دراسة منشورة1.

1-التحضير لعملية جراحية

  1. تحضير الصوديوم بينتوباربيتال الحل 3% (w/v) في المحلول الملحي وتول في الجرعة من 35 مغ/كغ.
    تنبيه: بينتوباربيتال الصوديوم مادة خاضعة للرقابة. وينبغي الاحتفاظ بسجلات تفصيلية وحلول تخزينها في مكان أمن ومؤمن.
  2. تعقيم المعدات وإعداد منطقة الجراحة.
    1. تنظيف معدات الجراحة باتباع الخطوات التالية: 75% إيثانول التنظيف، ثم اﻷوتوكﻻف في 121 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة، ثم تجف في فرن 60 درجة مئوية بين عشية وضحاها. تعقيم المنطقة الجراحة مع الكحول 75%.

2-إعداد الفئران لجراحة

  1. تخدير الفئران مع حقن داخل الصوديوم بينتوباربيتال (35 مغ/كغ). وينبغي أن تتخذ الإجراء بأكمله 30-40 دقيقة بما في ذلك الجراحة وقياسات فرنك بلجيكي، وخياطة الجروح.
  2. حلق المنطقة الظهرية من الفئران من أسفل الظهر إلى الرقبة. ينبغي أن يكون قص الشعر قصيراً بقدر الإمكان. وضع الفأر على 40 درجة مئوية تدفئة وسادة للحفاظ على درجة حرارة جسم ثابتة.

3-الاستئصال والارتجاج في الحبل الشوكي

ملاحظة: لإجراء الاستئصال فقط لمجموعة الشام، اتبع الخطوات 3.1 إلى 3.6.

  1. موقف الجانب الظهرية الحيوان أعلى. تعقيم الجزء حلق مع اليود تليها 75 ٪ من الكحول باستخدام كرات القطن المعقمة. جعل شق جلد (4 سم) بدون مشرط أكثر من موقع الصفيحة تغطي الفقرات الصدرية T7 إلى T11.
  2. قص العضلات المرفقة على كلا الجانبين من T8 إلى T10 لفضح العمليات الشائكة وعن المفاصل.
  3. استخدام المبضع جعل شقوق قطع الوصلات بين T10 و T11. كذلك كشف التقاطع طريق بعناية قبل تشريح طبقة العضلات بعيداً لكشف العظام.
  4. استخدام المقص لمسح كذلك العضلات بعيداً عن الصفيحة في وحول بيديكلي مع القصاصات الصغيرة. سيؤدي هذا إلى فتح مساحة صغيرة بين الفقرات في T10 و T11 (الشكل 1A). ببطء وكياسة ملقط مرقئ واحد بإدراج هذه الفجوة وكسر بيديكلي (الشكل 1B). تأكد من هو دائماً في وضع انحناء الملقط جانبياً، بعيداً عن الحبل. كرر على الجانب الآخر.
  5. تعرض الحبل الشوكي (الشكل 1) ورفع بعناية وقطع الصفيحة. يجب التأكد من عدم ترك أي أجزاء العظام الحرة أو خشنة.
  6. كرر هذه العملية لإزالة المزيد عن T9 و T8.
  7. نقل الحيوانات إلى الجدول معدات المسبار واستخدام زوج الملقط أدسون المرفقة بالجدول لاستقرار العمود الفقري للحيوان لقط في هذه العملية الشائكة T7 و T11، ثم ضبط الملقط تقويم العمود الفقري (الشكل 1).
  8. وضع الحيوان تحت المسبار وتهدف قضيب الإضراب إلى مركز الحبل الشوكي المكشوفة وخفض القضيب إلى داخل 3-5 مم سطح الحبل الشوكي.
  9. تعيين معلمات أثر مثل هذه القوة أثر (160 دينار كويتي) والوقت يسكن (1 ثانية)
    1. الحث الخيال بواسطة النقر فوق الزر "بدء التجربة" في واجهة البرنامج، ثم انقر فوق "نعم" على الواجهة التالية لبدء تشغيل التأثير تلقائياً. وبعد الأثر، سوف عرض البيانات الفعلية من أثر إلى جانب تعيين معلمات البرنامج، التحقق من صحة البيانات للتأكد من أنه قريب من نقطة الإعداد (الشكل 1E).
      ملاحظة: علامة نموذجية لنجاح التجربة كانت فترة قصيرة الذيل غير الطوعي حركة الأرجوحة واطرافهم بعد الأثر. يمكن أيضا القيام بالمحفزات إلى الذيل للتحقق من انعكاس أطرافهم. التقييم الحركي مثل ال باسو، وبيتي، وبريسناهان (BBB) مقياس الحركي22،23 غير الضرورية لتحديد مدى فعالية الضرر المتعمد.

4-ليزر دوبلر المسح الضوئي

  1. انظر الجدول للمواد للحصول على التفاصيل من الماسح الضوئي دوبلر الليزر المستخدمة في هذه الدراسة. لفحص الحبل الشوكي المكشوفة، ضع الجانب الظهرية الفئران على خلفية سوداء، غير العاكسة.
  2. إعداد مسح معلمات: فتح برنامج المسح الضوئي، انقر فوق "إجراء" إدخال واجهة المستخدم الرسومية القياس، وانقر فوق الزر "إعداد الماسح الضوئي" فتح واجهة إعداد الماسح الضوئي. لمسح المناطق الصغيرة مثل هذه التجربة، حدد "عالية الدقة" تحت "تفحص حجم وخيارات عرض" وضع مسح ما يرام مع دقة أعلى (256 × 256 نقطة تغطي 4 × 10 سم2) (الشكل 2 أ). انقر على الخيار "مسح الصور" للتحقق من حدود المسح الضوئي (الشكل 2).
  3. انقر على الخيار "المسافة والفيديو" للتحقق من صورة الفيديو الحية. ضع الماسح الضوئي 10-13 سم فوق نافذة العمليات الجراحية ونقل الخلفية مع الحيوان إلى مركز الحبل الشوكي المكشوفة في إطار المسح الضوئي (الشكل 2).
  4. استخدم وظيفة "السيارات البعيدة" غرامة ضبط ارتفاع المسح الضوئي، وملاحظة ارتفاع المسح ينبغي أن تظل متسقة عبر كافة القياسات في التجربة رقم 2.
  5. استخدام غطاء نونريفليكتيفي مع نافذة لفضح فقط المجال الجراحية للتقليل من الخلفية وعلامة الاتجاه للحيوان.
  6. انقر فوق "كرر المسح الضوئي"، وتعيين عدد الأشعة (نستخدم 8 فحص التكرار في هذه الحالة) ثم انقر فوق "موافق" لفتح واجهة المسح تكرار. انقر فوق الزر "ابدأ" لبدء المسح الضوئي، والعملية برمتها سوف يستغرق حوالي 3-4 دقيقة (الشكل 2D).

5-ليزر دوبلر الرصد

  1. قمنا باستخدام جهاز الماسح ضوئي مع نهاية الإبرة كليلة VP3 تسليم التحقيق إلى رصد فرنك بلجيكي، وهكذا2 على مر الزمن. إرفاق المسبار "دوبلر الليزر" عمودي على أداة ستيريوتاكسيك لإعداد معدات الرصد.
  2. وضعت الفئران في الجهة الظهرية جهاز ستيريوتاكسيك، وتكمن وراء هذا الحيوان مع قطعة صغيرة من الستايروفوم عند الضرورة إلى مستوى الحبل الشوكي المكشوفة.
  3. خفض المسبار إلى الحبل الشوكي لرصد فرنك بلجيكي.
    ملاحظة: الخطوة 5.3 حاسمة بالنسبة لإمكانية تكرار نتائج القياس قراءات بيانات حساسة للضغوط التي مورست للتحقيق، ومن ثم الحذر مطلوب إلى لا أكثر-أو وكيل-position التحقيق.
    1. دراسة الشق وإزالة أي سائل مفرط أو الدم باستخدام وسادة القطن معقمة.
    2. استخدام المحور الجهاز على X و Y لتحديد مكان المسبار إلى روسترال إلى نقطة المركز للحبل الشوكي عرضه 2 مم أو الآفة نقطة وتجنب الوريد المركزي.
    3. استخدام المحور Z لانخفاض ببطء التحقيق إلى مستوى مجرد لمس سطح الحبل الشوكي. التحقيق ينبغي فقط لمس سطح الحبل الشوكي بل حتى لا تفقد السماح لأي ضوء ساطع للهروب من جانب جهة الاتصال.
  4. تسجيل بيانات
    1. فتح برنامج اقتناء البيانات، انقر فوق الزر "تجربة جديدة" فتح واجهة برنامج الإعداد. تحت خيار "الجنرال" التحقق من تكوين النظام وانقر فوق "التالي" (الشكل 3 ألف)، وفي "إعداد العرض" حدد القناة لفرنك بلجيكي، وهكذا2 وانقر فوق "التالي" (الشكل 3).
    2. إدخال معلومات الملف، وانقر فوق "التالي" (الشكل 3) لإدخال واجهة تسجيل البيانات، انقر فوق الزر المثلث الأخضر لبدء تسجيل بيانات من المسبار (3D الشكل).
    3. بمجرد الإشارة مستقرة، سجل البيانات لمدة دقيقة على التوالي 8. ثم رفع التحقيق وإزالة الحيوان من جهاز ستيريوتاكسيك بخياطة الشق ووضع الحيوان في الرعاية اللاحقة للعمليات الجراحية.

6-خياطة الجروح والرعاية ما بعد التشغيل

  1. خياطة الشق: إدراج إبرة خياطة العضلات في كلا الجانبين من الشق. سحب الخيط من خلال سحب الأنسجة معا، وبذلك تغطي الحبل الشوكي المكشوفة في موقع عن إزالتها. استخدام حامل الإبرة، سحب الخيط بأكمله من خلال النموذج ثلاثة ساحة عقده وتقليم الخيط كالقرب من عقده قدر الإمكان.
  2. خياطة الجلد مع عقده مساحة 3-4 بنفس الطريقة كخياطة الشق، ثم تقليم سم المواضيع تقريبا 1 من العقد.
  3. مكان الفئران على جانبها في قفصة، تجنب الاتصال بين موقع الجراحة وأسفل القفص. وينبغي أن توضع الأقفاص على التدفئة منصات.
  4. مراقبة الحيوان حتى أنه يستيقظ من التخدير لضمان لا نزيف ما بعد الجراحة، وخياطة الجروح لا تزال مغلقة.
  5. تحت الجلد حقن "البنزيل بنسلين الصوديوم" في الفئران لمدة 3 أيام بعد الجراحة، 120 ملغ/كغ يوميا. إينترابيريتونيلي حقن البوبرينورفين (0.05 مغ/كغ) مباشرة بعد الجراحة والجراحة بعد كل 6 ساعات لمدة يوم واحد.
  6. للتأكد من أن الحيوانات على الحصول على الغذاء والمياه الكافية، تناسب زجاجات المياه مع التدفق الموسع ونضع الطعام قريبة من الحيوان في القفص.
    ملاحظة: أجرينا مقياس تصنيف BBB تقييم الدالة اللكتات الحركي لإصابة الحيوان 24 ساعة بعد استبعاد الحيوانات ذات درجة BBB أعلاه 0، وبالتالي ضمان أن الحيوان كان مشلولا بالضرر المتعمد.
  7. ما بعد الجراحة، وتوفير دليل فارغ من المثانة عن طريق تطبيق الضغط برفق على البطن مرتين يوميا، إذا لزم الأمر.

النتائج

واستخدمت لدبي لقياس فرنك بلجيكي في الحبل الشوكي، الذي كان كمياً على المحور روسترال والذيلية للحبل الشوكي عن طريق استخراج الملامح الخطي (الشكل 4). الشكل 5A و 5B الشكل تمثل تصوير الحبل الشوكي من مجموعة الشام ومجموعة علوم والتم?...

Discussion

ينبغي أن يلاحظ بعض التفاصيل عند تنفيذ هذا البروتوكول. أولاً، عملية التخدير والجراحة ينبغي أن تنفذ بسرعة وأناقة قدر الإمكان للتقليل من الإجهاد أدخلت للحيوان. للحد من الاضطرابات إلى النتائج، إبقاء الحيوان في دولة سلمية ومستقرة نسبيا. وثانيا، ينبغي إيلاء مزيد من الاهتمام للنزيف أثناء أخذ ا?...

Disclosures

الكتاب ليس لها علاقة بالكشف عن.

Acknowledgements

المؤلفين قد لا شكر وتقدير.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Laser Doppler Line ScannerMoor InstrumentsmoorLDLS2
Laser Doppler MonitorMoor InstrumentsmoorVMS-LDF
Probe for MonitorMoor InstrumentsVP3Blunt needle end delivery probe
ImpactorPrecision Systems and InstrumentationIH-0400
Phenobarbital sodiumSigma-AldrichP3761
BuprenorphineSigma-AldrichB-908
SyringeBecton Dickinson Medica (s) Pte.Ltd300841
Surgical suture needles with threadShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., Ltd18T0329 (batch number) /4-0
ScalpelOperation instrument factory of Shanghai Medical Instrument Co., Ltd.J11030 4#
Scalpel bladeOperation instrument factory of Shanghai Medical Instrument Co., Ltd.J12130 20#
Ophthalmic forcepsOperation instrument factory of Shanghai Medical Instrument Co., Ltd.JD1040
Hemostatic forcepsOperation instrument factory of Shanghai Medical Instrument Co., Ltd.J31050
Benzyl penicillin sodiumNorth China Pharmaceutical Co., LtdF6072116 (batch number)
75% alcoholDezhou Anjie Gaoke disinfection products Co., Ltd150421R (batch number)
IodineShandong Lierkang Medical Technology Co., Ltd20170102 (batch number)
RatLaboratory Animal Center, The Academy of Millitery Medical SciencesSprague-Dawly (rat strain)

References

  1. Jing, Y. L., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Meliorating microcirculatory with melatonin in rat model of spinal cord injury using laser Doppler flowmetry. Neuroreport. 27 (17), 1248-1255 (2016).
  2. Jing, Y. L., Bai, F., Chen, H., Dong, H. Melatonin prevents blood vessel loss and neurological impairment induced by spinal cord injury in rats. J Spinal Cord Med. , 1-8 (2016).
  3. Han, S., et al. Rescuing vasculature with intravenous angiopoietin-1 and alpha v beta 3 integrin peptide is protective after spinal cord injury. Brain. 133 (Pt 4), 1026-1042 (2010).
  4. Gerzanich, V., et al. De novo expression of Trpm4 initiates secondary hemorrhage in spinal cord injury. Nat Med. 15 (2), 185-191 (2009).
  5. Phillips, J. P., Cibert-Goton, V., Langford, R. M., Shortland, P. J. Perfusion assessment in rat spinal cord tissue using photoplethysmography and laser Doppler flux measurements. Journal of Biomedical Optics. 18 (3), 037005 (2013).
  6. Garcia-Lopez, P., Martinez-Cruz, A., Guizar-Sahagun, G., Castaneda-Hernandez, G. Acute spinal cord injury changes the disposition of some, but not all drugs given intravenously. Spinal Cord. 45 (9), 603-608 (2007).
  7. Brown, A., Nabel, A., Oh, W., Etlinger, J. D., Zeman, R. J. Perfusion imaging of spinal cord contusion: injury-induced blockade and partial reversal by β2-agonist treatment in rats. Journal of Neurosurgery-Spine. 20 (2), 164-171 (2014).
  8. Olive, J. L., McCully, K. K., Dudley, G. A. Blood flow response in individuals with incomplete spinal cord injuries. Spinal Cord. 40 (12), 639-645 (2002).
  9. Yamada, T., et al. Spinal cord blood flow and pathophysiological changes after transient spinal cord ischemia in cats. Neurosurgery. 42 (3), 626-634 (1998).
  10. Gordeeva, A. E., et al. Vascular Pathology of Ischemia/Reperfusion Injury of Rat Small Intestine. Cells Tissues Organs. , (2017).
  11. Liu, M., et al. Insulin treatment restores islet microvascular vasomotion function in diabetic mice. J Diabetes. , (2016).
  12. Drain, L. . The laser Doppler technique. , (1980).
  13. Rajan, V., Varghese, B., van Leeuwen, T. G., Steenbergen, W. Review of methodological developments in laser Doppler flowmetry. Lasers Med Sci. 24 (2), 269-283 (2009).
  14. Dohare, P., et al. The neuroprotective properties of the superoxide dismutase mimetic tempol correlate with its ability to reduce pathological glutamate release in a rodent model of stroke. Free Radic Biol Med. 77, 168-182 (2014).
  15. Bai, H. Y., et al. Pre-treatment with LCZ696, an orally active angiotensin receptor neprilysin inhibitor, prevents ischemic brain damage. Eur J Pharmacol. 762, 293-298 (2015).
  16. Vertiz-Hernandez, A., et al. L-arginine reverses alterations in drug disposition induced by spinal cord injury by increasing hepatic blood flow. J Neurotrauma. 24 (12), 1855-1862 (2007).
  17. Garcia-Lopez, P., Martinez-Cruz, A., Guizar-Sahagun, G., Castaneda-Hernandez, G. Acute spinal cord injury changes the disposition of some, but not all drugs given intravenously. Spinal Cord. 45 (9), 603-608 (2007).
  18. Li, Z., et al. Post pressure response of skin blood flowmotions in anesthetized rats with spinal cord injury. Microvasc Res. 78 (1), 20-24 (2009).
  19. Boyle, N. H., et al. Scanning laser Doppler is a useful technique to assess foot cutaneous perfusion during femoral artery cannulation. Critical Care. 3 (4), 95-100 (1999).
  20. Emmanuel, A. V., Chung, E. A. L., Kamm, M. A., Middleton, F. Relationship between gut-specific autonomic testing and bowel dysfunction in spinal cord injury patients. Spinal Cord. 47 (8), 623-627 (2009).
  21. Sheu, J. J., et al. Combination of cilostazol and clopidogrel attenuates rat critical limb ischemia. J Transl Med. 10, 164 (2012).
  22. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. Graded histological and locomotor outcomes after spinal cord contusion using the NYU weight-drop device versus transection. Experimental Neurology. 139 (2), 244-256 (1996).
  23. Basso, D. M., Beattie, M. S., Bresnahan, J. C. A Sensitive and Reliable Locomotor Rating-Scale for Open-Field Testing in Rats. Journal of Neurotrauma. 12 (1), 1-21 (1995).
  24. Oberg, P. A. Tissue motion--a disturbance in the laser-Doppler blood flow signal?. Technol Health Care. 7 (2-3), 185-192 (1999).
  25. Tenland, T., Salerud, E. G., Nilsson, G. E., Oberg, P. A. Spatial and temporal variations in human skin blood flow. Int J Microcirc Clin Exp. 2 (2), 81-90 (1983).
  26. Kernick, D. P., Tooke, J. E., Shore, A. C. The biological zero signal in laser Doppler fluximetry - origins and practical implications. Pflugers Arch. 437 (4), 624-631 (1999).
  27. Rudolph, A. M., Heymann, M. A. The circulation of the fetus in utero. Methods for studying distribution of blood flow, cardiac output and organ blood flow. Circ Res. 21 (2), 163-184 (1967).
  28. Dubory, A., et al. Contrast Enhanced Ultrasound Imaging for Assessment of Spinal Cord Blood Flow in Experimental Spinal Cord Injury. Jove-Journal of Visualized Experiments. (99), e52536 (2015).
  29. Kuliga, K. Z., et al. Dynamics of Microvascular Blood Flow and Oxygenation Measured Simultaneously in Human Skin. Microcirculation. 21 (6), 562-573 (2014).
  30. Li, Z. Y., et al. Post pressure response of skin blood flowmotions in anesthetized rats with spinal cord injury. Microvascular Research. 78 (1), 20-24 (2009).
  31. Muck-Weymann, M. E., et al. Respiratory-dependent laser-Doppler flux motion in different skin areas and its meaning to autonomic nervous control of the vessels of the skin. Microvasc Res. 52 (1), 69-78 (1996).
  32. Stefanovska, A., Bracic, M., Kvernmo, H. D. Wavelet analysis of oscillations in the peripheral blood circulation measured by laser Doppler technique. Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 46 (10), 1230-1239 (1999).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

135

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved