JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

يوضح هذا المقال نموذجا لدراسة إعادة عرض القلب بعد إصابة التبريد عضلة القلب في الفئران.

Abstract

استخدام النماذج الحيوانية أمر ضروري لوضع استراتيجيات علاجية جديدة لمتلازمة الشريان التاجي الحاد ومضاعفاتها. في هذه المقالة، نقوم بإظهار نموذج احتشاء إصابة التبريد المورين الذي يولد أحجام احتشاء دقيقة مع استنساخ عالية وقابلية النسخ المتماثلة. باختصار ، بعد التنبيب واستئصال السترة للحيواني ، يتم رفع القلب من الصدر. يتم تطبيق التحقيق من نظام تسليم النيتروجين السائل المحمولة على جدار عضلة القلب للحث على الإصابة بالتبريد. يمكن رصد ضعف وظيفة البطين والتوصيل الكهربائي مع تخطيط صدى القلب أو رسم الخرائط البصرية. تتميز إعادة عرض عضلة القلب عبر الجدارية للمنطقة المنكشّبة بترسب الكولاجين وفقدان خلايا القلب. بالمقارنة مع نماذج أخرى (على سبيل المثال، LAD-ligation)، يستخدم هذا النموذج نظام تسليم النيتروجين السائل المحمولة لتوليد أحجام احتشاء أكثر اتساقا.

Introduction

متلازمة الشريان التاجي الحاد (ACS) هي الأسباب الرئيسية للوفاة في العالم الغربي1،2. انسداد حاد في الشرايين التاجية يؤدي إلى تنشيط تتالي الإقفارية ونخر أنسجة القلب المتضررة3. يتم استبدال عضلة القلب التالفة تدريجيا من قبل الأنسجة ندبة غير الانكسي، والتي تتجلى سريريا كفشل القلب4،5. على الرغم من التقدم الأخير في علاج ACS، وانتشار ACS وفشل القلب المرتبطة ACS آخذ في الارتفاع، والخيارات العلاجية محدودة6،7. ولذلك، فإن تطوير النماذج الحيوانية لدراسة ACS ومضاعفاتها هي ذات أهمية هائلة.

حتى الآن، النموذج الحيواني الأكثر استخداما لدراسة ACS وإعادة عرض عضلة القلب الناجمة عن ACS هو ربط الشريان التاجي تنازلي اليسار (LAD). ربط الفتى يؤدي إلى نقص تروية حاد من عضلة القلب، على غرار أنسجة عضلة القلب البشرية خلال ACS.  ومع ذلك، لا تزال أحجام احتشاء غير متناسقة كعب أخيل من ربط LAD. التباين الجراحي والتباين التشريحي للLAD يؤدي إلى أحجام احتشاء غير متناسقة وتعوق استنساخ وقابلية تكرار هذا الإجراء8،9،10. وبالإضافة إلى ذلك، فإن ربط الفتى لديه معدل وفيات عالية داخل الجراحة وبعدها. على الرغم من المساعي الأخيرة لتحسين استنساخ والحد من الوفيات11،12، لا تزال هناك حاجة إلى أعداد كبيرة من الحيوانات لتقييم العلاجات المضادة لإعادة تشكيل بشكل صحيح.

وقد تم اقتراح نماذج بديلة من ACS ودراستها على مدى السنوات الأخيرة، بما في ذلك الترددات الراديوية13،الحرارية14 أو الإصابات المبردة15،16،17،18. الطرق الحالية للإصابة بالتبريد تطبيق قضيب معدني قبل تبريده في النيتروجين السائل لإتلاف أنسجة القلب في الموضوع15،16. ومع ذلك، يجب تكرار هذا الإجراء عدة مرات لإنشاء حجم احتشاء كافية. بسبب الموصلية العالية والقدرة الحرارية المنخفضة للقضيب مقارنة مع الأنسجة، ويسخن التحقيق بسرعة، ويتم تبريد الأنسجة (وبالتالي احتشاء) غير متجانسة. للتغلب على هذه القيود، ونحن نصف هنا نموذج cryoinfarction باستخدام نظام تسليم النيتروجين السائل باليد. هذا النموذج هو استنساخ، وسهلة الأداء ويمكن تأسيسها بسرعة وموثوق بها. يتم إنشاء آفة احتشاء عبر جدارية قابلة للاستنساخ مستقلة عن التشريح التاجي، مما يؤدي في نهاية المطاف إلى فشل القلب. هذه الطريقة مناسبة بشكل خاص لدراسة عملية إعادة عرض لتقييم الاستراتيجيات الدوائية العلاجية الجديدة والاستراتيجيات القائمة على هندسة الأنسجة.

Protocol

وتلقت الحيوانات رعاية إنسانية امتثالا لدليل مبادئ الحيوانات المختبرية، الذي أعده معهد الموارد الحيوانية المختبرية، ونشرته المعاهد الوطنية للصحة. تمت الموافقة على جميع البروتوكولات الحيوانية من قبل السلطة المحلية المسؤولة (جامعة كاليفورنيا سان فرانسيسكو (UCSF) المؤسسية لرعاية الحيوانات واستخدامها.

1- رعاية الحيوانات

  1. الحصول على الفئران في سن 14 أسبوعا وزنها حوالي 27 غرام (على سبيل المثال، من معهد الحيوانات المختبرية).
    ملاحظة: يتم استخدام الفئران BALB/c لهذه المقالة.
  2. إبقاء الفئران تحت الظروف التقليدية في خزانات التهوية، وإطعامهم الفئران القياسية تشاو والمياه الأوتوكلاف الإعلان libitum.

2. إعداد الماوس

  1. استخدام غرفة التعريفي لالتخدير الماوس مع isoflurane (3.5٪).
  2. إزالة الشعر فوق الصدر والرقبة باستخدام الانتهازي الشعر.
  3. ضع الماوس في وضع السوبين على وسادة ساخنة وحافظ على التخدير مع قناع الوجه الذي يغطي الفم والأنف للماوس.
  4. تحقق من عمق كاف من التخدير عن طريق قرصة القدمين الخلفيتين والذيل للتحقق من عدم وجود ردود الفعل.
  5. حقن البوبرينورفين تحت الجلد (0.03 ملغ / كغ) للتسكين.
  6. نشر الأطراف الخلفية والصدارة وإصلاح موقفهم باستخدام الشريط.
  7. مع اليود البوفيدون، تطهير المنطقة حلق، تليها تنقية مع 80٪ الإيثانول. كرر هذه الخطوة مرتين.
  8. استخدام مقص صغير لجعل شق الجلد خط الوسط من الثلث السفلي من القص إلى الذقن.
  9. استخدام ملقط منحني وفصل بعناية العضلات حول الرقبة لفضح القصبة الهوائية.
  10. استخدام مقص صغير لإجراء استئصال القصبة الهوائية بين الحلقتين الغضروف الثاني والثالث.
  11. تعيين جهاز التنفس الصناعي إلى تردد التهوية من 110/min مع حجم المد والجزر من 0.5 مل.
  12. إزالة قناع الوجه وإدراج قنية بلاستيكية (20 G)، متصلة بجهاز التنفس الصناعي، في القصبة الهوائية. تهوية الحيوان.
    ملاحظة: تأكد من عدم إدراج قنية التهوية عميقة جداً عن طريق تأكيد تهوية الرئة الثنائية.
  13. استخدام الكي لفصل العضلات الصدرية اليمنى من أصله القصبين الأضلاع الثالثة والسابعة.
  14. استخدام مقص الربيع زاوية جانبية لقطع الأضلاع الرابعة إلى السادسة أقرب ما يمكن إلى القص.
  15. الكي الشريان الثديي، إذا كان النزيف مرئيا.
  16. انخفاض isoflurane إلى 2.5٪.
  17. تشريح النسيج الضام الكامنة للحصول على رؤية واضحة في تجويف الصدر.
  18. استخدام ملقط حادة لفتح التامور وفضح القلب.
  19. استخدام مسحب غولدشتاين مصغرة لنشر الأضلاع والحفاظ على تجويف الصدر مفتوحة.
  20. رفع القلب من تجويف الصدر مع قضيب حادة.
  21. تقليل التوتر من الجرار للحد من فتح الصدر والحفاظ على القلب من السقوط مرة أخرى.
  22. Precool المسبار الجليدي (قطر 3 مم) لمدة 10 ق.
  23. تطبيق cryoprobe على جدار البطين الأيسر الأمامي وتجميد لمدة 10 ق لتوليد احتشاء إصابة البرد البطيني الأيسر.
    ملاحظة: يمكن تطبيق المسبار الجليدي على جدران القلب المختلفة اعتمادا على السؤال العلمي والحاجة.
  24. ري المسبار بالتبريد مع ارتفاع درجة حرارة الغرفة المالحة لفصل التحقيق من الجدار البطيني الأيسر.
  25. استخدم الجرار لتكبير فتحة الصدر.
  26. إعادة القلب بلطف إلى تجويف الصدر مع قضيب حادة.
  27. قم بإزالة الجرار وقم بتوصيل الاستئصال ببعقدة واحدة باستخدام خياطة 6-0.
  28. أغلق تجويف الصدر باستخدام 6-0 تشغيل خياطة. استخدم حقنة سعة 10 مل لإخلاء أي هواء متبقمن الصدر قبل ربط العقدة.
  29. تكييف الجلد على حافة caudal وخياطة إلى نقطة فتح القصبة الهوائية مع خياطة تشغيل (5-0).
  30. تعيين isoflurane إلى 1.5٪ والانتظار حتى يكسب الحيوان التنفس التلقائي.
  31. إزالة قسطرة القصبة الهوائية وإعادة تطبيق قناع الوجه على فم الحيوان والأنف للحفاظ على التخدير.
  32. إغلاق شق القصبة الهوائية مع واحد 8-0 خياطه.
  33. إعادة وضع عضلات الرقبة البطنية مرة أخرى إلى وضعها لتغطية القصبة الهوائية.
  34. أكملي خياطة الجلد.
  35. إضافة metamizole إلى مياه الشرب (50 ملغ ميتاميزول لكل 100 مل) لمسكن الألم لمدة 3 أيام ورصد الحيوان يوميا.
    ملاحظة: فترة المراقبة لهذا النموذج هو 8 أسابيع. تأكد من اتباع إرشادات مؤسستك فيما يتعلق بنظام التسكين.

النتائج

نموذج احتشاء الإصابة بالتبريد هو مناسبة لدراسة ACS ومضاعفاتها. وينظر إلى انخفاض معدلات الوفيات والشفاء الفعال بعد الجراحة في هذا النموذج. تؤدي الإصابة بالتبريد الناتجة عن تلف عضلة القلب إلى انخفاض وظيفة القلب، وفك الارتباط الكهربائي، وإعادة عرض جدارية.

يمكن استخدام تخطيط ص...

Discussion

توضح هذه المقالة نموذج إصابة بالتبريد الماوس للتحقيق ACS والخيارات الدوائية والعلاجية ذات الصلة.

الخطوة الأكثر أهمية هي تطبيق مسبار التبريد على أنسجة القلب. يجب مراقبة مدة الاتصال بإحكام من أجل الحصول على حجم الاحتشاء الأمثل وضمان النتائج القابلة للاستنساخ. التبريد لفترات ...

Disclosures

وليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

نشكر كريستيان بارمان على مساعدتها التقنية. وقد تم دعم D.W. من قبل مؤسسة ماكس كادي. تلقت شركة T.D. منحاً من مؤسسة "إلس كرونر" (2012_EKES.04) وشركة "فورشونججيميناشافت" الألمانية (DE2133/2-1_). تلقى س. س. منحابحثية من شركة فورشونغجيمينشافت الألمانية( DFG؛ SCHR992/3- 1, SCHR992/4-1).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
10 ml SyringeThermo Scientific03-377-23
5-0 prolene sutureEthiconEH7229H
6-0 prolene sutureEthicon8706H
8-0 Ethilon sutureEthicon2808G
Absorption SpearsFine Science Tools18105-01
BALB/cThe Jackson LaboratoryStock number 000651
Bepanthen Eye and Nose ointmentBayer1578675Eye ointment
Betadine SolutionBetadine Purdue PharmaNDC:67618-152
Blunt ForcepsFine Science Tools18025-10
BuprenexReckitt BenckiserNDC Codes: 12496-0757-1, 12496-0757-5Buprenorphine
Cryoprobe 3mmBrymill Cryogenic SystemsCry-AC-3 B-800
Ethanol 70%Th. Geyer2270
Forceps curvedS&T00284
Forceps fineFine Science Tools11251-20
Forceps standardFine Science Tools11023-10
Gross Anatomy ProbeFine Science Tools10088-15
Hair clipperWAHL8786-451A ARCO SE
High temperature cautery kitBovie18010-00
ISOFLURANEHenry Schein Animal Health029405
IV Catheter 20GB. Braun603028
Mini-Goldstein RetractorFine Science Tools17002-02
NaCl 0.9%B.BraunPZN 06063042          Art. Nr.: 3570160saline
Needle holderFine Science Tools12075-14
Needle Holder, CurvedHarvard Apparatus72-0146
NovaminsulfonRatiopharmPZN 03530402Metamizole
Operating Board Braintree Scientific39OP
Replaceable Fine TipBovieH101
ScissorsFine Science Tools14028-10
Small Animal VentilatorKent ScientificRV-01
Spring Scissors - Angled to SideFine Science Tools15006-09
Surgical microscopeLeica M651
Transpore Surgical Tape3M1527-1
Vannas Spring ScissorsFine Science Tools15400-12
Vaporizer Kent ScientificVetFlo-1205S

References

  1. Writing Group. Heart Disease and Stroke Statistics-2016 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 133 (4), 38-360 (2016).
  2. de Alencar Neto, J. N. Morphine, Oxygen, Nitrates, and Mortality Reducing Pharmacological Treatment for Acute Coronary Syndrome: An Evidence-based Review. Cureus. 10 (1), 2114 (2018).
  3. Detry, J. M. The pathophysiology of myocardial ischaemia. European Heart Journal. 17, 48-52 (1996).
  4. Ertl, G., Frantz, S. Healing after myocardial infarction. Cardiovascular Research. 66 (1), 22-32 (2005).
  5. Jugdutt, B. I. Ventricular remodeling after infarction and the extracellular collagen matrix: when is enough enough. Circulation. 108 (11), 1395-1403 (2003).
  6. Velagaleti, R. S., Vasan, R. S. Heart failure in the twenty-first century: is it a coronary artery disease or hypertension problem. Cardiology Clinics. 25 (4), 487-495 (2007).
  7. Benjamin, E. J., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2017 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 135 (10), 146-603 (2017).
  8. Morrissey, P. J., et al. A novel method of standardized myocardial infarction in aged rabbits. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 312 (5), 959-967 (2017).
  9. Degabriele, N. M., et al. Critical appraisal of the mouse model of myocardial infarction. Experimental Physiology. 89 (4), 497-505 (2004).
  10. Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Fish, K., Hajjar, R. J. Variability in coronary artery anatomy affects consistency of cardiac damage after myocardial infarction in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 313 (2), 275-282 (2017).
  11. Reichert, K., et al. Murine Left Anterior Descending (LAD) Coronary Artery Ligation: An Improved and Simplified Model for Myocardial Infarction. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (122), e55353 (2017).
  12. Kim, S. C., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. Journal of Visualized Experiments : JoVE. (65), e3896 (2012).
  13. Antonio, E. L., et al. Left ventricle radio-frequency ablation in the rat: a new model of heart failure due to myocardial infarction homogeneous in size and low in mortality. J Card Fail. 15 (6), 540-548 (2009).
  14. Ovsepyan, A. A., et al. Modeling myocardial infarction in mice: methodology, monitoring, pathomorphology. Acta Naturae. 3 (1), 107-115 (2011).
  15. Ciulla, M. M., et al. Left ventricular remodeling after experimental myocardial cryoinjury in rats. Journal of Surgical Research. 116 (1), 91-97 (2004).
  16. Grisel, P., et al. The MRL mouse repairs both cryogenic and ischemic myocardial infarcts with scar. Cardiovascular Pathology. 17 (1), 14-22 (2008).
  17. Duerr, G. D., et al. Comparison of myocardial remodeling between cryoinfarction and reperfused infarction in mice. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 961298 (2011).
  18. Ma, N., et al. Intramyocardial delivery of human CD133+ cells in a SCID mouse cryoinjury model: Bone marrow vs. cord blood-derived cells. Cardiovascular Research. 71 (1), 158-169 (2006).
  19. Takagawa, J., et al. Myocardial infarct size measurement in the mouse chronic infarction model: comparison of area- and length-based approaches. Journal of Applied Physiology (1985). 102 (6), 2104-2111 (2007).
  20. van den Bos, E. J., Mees, B. M., de Waard, M. C., de Crom, R., Duncker, D. J. A novel model of cryoinjury-induced myocardial infarction in the mouse: a comparison with coronary artery ligation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 289 (3), 1291-1300 (2005).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

151

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved