JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

رسم خرائط الدوائر بمساعدة Channelrhodopsin (CRACM) هو تقنية دقيقة لرسم الخرائط الوظيفية للإسقاطات العصبية بعيدة المدى بين مجموعات الخلايا العصبية المحددة تشريحياو/ أو وراثيا. هنا ، ونحن نصف كيفية استخدام CRACM لرسم خريطة وصلات جذع الدماغ السمعية ، بما في ذلك استخدام أوبسين أحمر التحول ، ChrimsonR.

Abstract

عند التحقيق في الدوائر العصبية ، فإن القيد القياسي لنهج المشبك في المختبر هو أن المحاور من مصادر متعددة غالبًا ما تكون مختلطة ، مما يجعل من الصعب عزل المدخلات من المصادر الفردية مع التحفيز الكهربائي. ومع ذلك، باستخدام channelrhodopsin بمساعدة رسم خرائط الدائرة (CRACM)، يمكن الآن التغلب على هذا القيد. هنا، نبلغ عن طريقة لاستخدام CRACM لرسم خريطة المدخلات التصاعدية من نواة جذع الدماغ السمعي السفلي والمدخلات الجماعية إلى فئة محددة من الخلايا العصبية في الكوليكولوس السفلي (IC)، نواة الدماغ المتوسط للنظام السمعي. في IC ، تكون المحاور المحورية المحلية والمندوبية والصاعدة والتنازلية متشابكة بشكل كبير وبالتالي لا يمكن تمييزها مع التحفيز الكهربائي. عن طريق حقن بناء الفيروسية لدفع التعبير عن channelrhodopsin في نواة presynaptic، تليها تسجيل المشبك التصحيح لتوصيف وجود وعلم وظائف الأعضاء من المدخلات متشابك عبر channelrhodopsin، والإسقاطات من مصدر معين يمكن تعيين إلى مجموعة محددة من الخلايا العصبية IC مع دقة نوع الخلية محددة. نظهر أن هذا النهج يعمل مع كل من كرونوس، قناة زرقاء تنشيط الضوء، وChrimsonR، قناة حمراء تحول. على النقيض من التقارير السابقة من الدماغ الأمامي، نجد أن يتم الاتجار بقوة ChrimsonR أسفل محاور عصبية الخلايا العصبية الرئيسية نواة القوقعة الظهرية، مشيرا إلى أن ChrimsonR قد تكون أداة مفيدة لتجارب CRACM في جذع الدماغ. يتضمن البروتوكول المعروض هنا وصفًا تفصيليًا لجراحة حقن الفيروسات داخل الجمجمة ، بما في ذلك إحداثيات stereotaxic لاستهداف الحقن إلى نواة القوقعة الهروية وIC للفئران ، وكيفية الجمع بين تسجيل المشبك المشبك في الخلايا الكاملة مع تنشيط channelrhodopsin للتحقيق في التوقعات بعيدة المدى للخلايا العصبية IC. على الرغم من أن هذا البروتوكول مصمم خصيصًا لتوصيف المدخلات السمعية للIC ، إلا أنه يمكن تكييفه بسهولة للتحقيق في الإسقاطات الأخرى طويلة المدى في جذع الدماغ السمعي وما بعده.

Introduction

اتصالات متشابك ة حاسمة لوظيفة الدائرة العصبية، ولكن طوبولوجيا دقيقة وعلم وظائف الأعضاء من نقاط الاشتباك العصبي داخل الدوائر العصبية غالبا ما يكون من الصعب التحقيق تجريبيا. وذلك لأن التحفيز الكهربائي ، الأداة التقليدية للفيزيولوجيا الكهربائية الخلوية ، ينشط بشكل عشوائي محاور عصبية بالقرب من موقع التحفيز ، وفي معظم مناطق الدماغ ، تتشابك المحاور من مصادر مختلفة (محلية ، تصاعدية ، و / أو تنازلية). ومع ذلك ، باستخدام channelrhodopsin بمساعدة رسم خرائط الدوائر (CRACM)1،2، يمكن الآن التغلب على هذا القيد3. Channelrhodopsin (ChR2) هو ضوء تنشيط, قناة أيون انتقائية الميشن وجدت أصلا في الأخضر الغا Chlamydomonas reinhardtii. يمكن تنشيط ChR2 بواسطة الضوء الأزرق من الطول الموجي حول 450-490 نانومتر، وإزالة الاستقطاب الخلية من خلال تدفق التكيّف. تم وصف ChR2 لأول مرة وأعرب عنها في البويضات Xenopus من قبل ناجيل وزملاؤه4. بعد ذلك بوقت قصير، أعرب بويدن وزملاؤه5 ChR2 في الخلايا العصبية الثديية وأظهرت أنها يمكن أن تستخدم نبضات الضوء للسيطرة بشكل موثوق على spiking على مقياس زمني ميلي ثانية، مما أدى إلى إمكانات العمل ~ 10 مللي بعد تفعيل ChR2 مع الضوء الأزرق. تم العثور على قنوات البوجينية مع حركية أسرع في الآونة الأخيرة (على سبيل المثال ، Chronos6).

النهج الأساسي لتجربة CRACM هو نقل مجموعة من الخلايا العصبية presynaptic المفترضة مع فيروس الأدينو المرتبطة بالمؤتلف (rAAV) الذي يحمل المعلومات الوراثية لقناة rhorhodopsin. Transfection من الخلايا العصبية مع rAAV يؤدي إلى التعبير عن channelrhodopsin المشفرة. عادة، يتم وضع علامة channelrhodopsin مع بروتين الفلورسنت مثل GFP (البروتين الفلورسنت الأخضر) أو tdTomato (بروتين الفلورسنت الأحمر)، بحيث يمكن بسهولة أن يتم تأكيد transfection من الخلايا العصبية في المنطقة المستهدفة مع التصوير الفلوري. لأن rAAVs غير المسببة للأمراض، لديها إمكانات التهابية منخفضة وطويلة الأمد التعبير الجيني7،8، أصبحت تقنية قياسية لتسليم channelrhodopsins إلى الخلايا العصبية. إذا، بعد نقل السكان presynaptic المفترضة من الخلايا العصبية، وتفعيل channelrhodopsin من خلال ومضات الضوء يثير الإمكانات أو التيارات postynaptic في الخلايا العصبية المستهدفة، وهذا هو دليل على اتصال محور عصبي من النواة المنقولة إلى الخلية المسجلة. لأن محاور عصبية مقطوعة في تجارب شريحة الدماغ يمكن أن تكون مدفوعة لإطلاق الناقل العصبي من خلال تنشيط channelrhodopsin, يمكن التعرف على النوى التي تقع خارج شريحة حادة ولكن إرسال محاور عصبية في منطقة الدماغ postynaptic مع CRACM. قوة هذه التقنية هو أن الاتصال وعلم وظائف الأعضاء من المدخلات متشابك المدى الطويل المحدد يمكن التحقيق مباشرة.

بالإضافة إلى channelrhodopsins التي هي منفعل من الضوء الأزرق، وقد حددت المحققين مؤخرا العديد من channelrhodopsins الأحمر تحول9،10، بما في ذلك Chrimson وأسرع ChrimsonR التناظرية، وكلاهما متحمس مع الضوء الأحمر من ~ 660 نانومتر6. الأوبسينات الحمراء المتحولة هي ذات فائدة لأن الضوء الأحمر يخترق الأنسجة أفضل من الضوء الأزرق ، والضوء الأحمر قد يكون له سمية سيتانية أقل من الضوء الأزرق10،11،12. قناة حمراء تحول أيضا فتح إمكانية تجارب CRACM اللون المزدوج، حيث يمكن اختبار التقارب بين محاور عصبية من نوى مختلفة على نفس الخلايا العصبية في تجربة واحدة6،13،14. ومع ذلك ، فإن opsins الحالية ذات التحول الأحمر غالبًا ما تعرض تنشيطًا متقاطعًا غير مرغوب فيه مع الضوء الأزرق15،16،17، مما يجعل تجربتين لونيتين صعبتين. وبالإضافة إلى ذلك، أشارت بعض التقارير إلى أن ChrimsonR يخضع للاتجار المحوري محدودة، والتي يمكن أن تجعل من الصعب استخدام ChrimsonR لتجارب CRACM16،17.

تقريبا جميع التوقعات التصاعدية من نواة جذع الدماغ السمعي السفلي تتلاقى في الكوليكولوس السفلي (IC)، محور منتصف الدماغ للمسار السمعي المركزي. وهذا يشمل الإسقاطات من نواة القوقعة (CN)18،19، معظم مجمع القلة العليا (SOC)20، والظهرية (DNLL) والبطنية (VNLL) نواة lemniscus الجانبية21. بالإضافة إلى ذلك، إسقاط تنازلي كبير من القشرة السمعية ينتهي في IC18،19،21،22،والخلايا العصبية IC أنفسهم متشابكة على نطاق واسع داخل الفصوص المحلية ومضادة للIC23. وقد جعل اختلاط المحاور من مصادر عديدة من الصعب التحقيق الدوائر IC باستخدام التحفيز الكهربائي24. ونتيجة لذلك، على الرغم من الخلايا العصبية في IC أداء حسابات هامة لتوطين الصوت وتحديد الكلام والاتصالات الأخرى الأصوات25،26، وتنظيم الدوائر العصبية في IC غير معروف إلى حد كبير. لقد حددنا مؤخرًا الخلايا العصبية VIP كأول فئة عصبية يمكن تحديدها جزيئيًا في IC27. الخلايا العصبية VIP هي الخلايا العصبية ستيلاتي الجلوتامات التي مشروع إلى العديد من الأهداف بعيدة المدى, بما في ذلك المهاد السمعيو وcolliculus متفوقة. ونحن الآن قادرون على تحديد مصادر ووظيفة المدخلات المحلية وطويلة المدى للخلايا العصبية VIP وتحديد كيفية هذه الاتصالات الدائرة تسهم في معالجة الصوت.

البروتوكول المعروض هنا مصمم للتحقيق في المدخلات متشابك للخلايا العصبية VIP في IC من الفئران، وتحديدا من IC المعضدة وDCN(الشكل 1). يمكن تكييف البروتوكول بسهولة مع مصادر مختلفة من المدخلات، نوع الخلايا العصبية المختلفة أو منطقة الدماغ مختلفة تماما. نظهر أيضا أن ChrimsonR هو قناة فعالة حمراء تحول rhodopsin لرسم خرائط الدوائر طويلة المدى في جذع الدماغ السمعي. ومع ذلك، نحن نثبت أن يتم تنشيط ChrimsonR بقوة من الضوء الأزرق، حتى في كثافة منخفضة، وبالتالي، للجمع بين ChrimsonR مع كرونوس في تجارب CRACM لونين، يجب استخدام ضوابط دقيقة لمنع التنشيط المتبادل من ChrimsonR.

Protocol

الحصول على موافقة لجنة رعاية الحيوانات المؤسسية المحلية واستخدامها والالتزام بإرشادات المعاهد القومية للصحة لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية. تمت الموافقة على جميع الإجراءات في هذا البروتوكول من قبل جامعة ميشيغان IACUC وكانت وفقا للمبادئ التوجيهية المعاهد القومية للصحة لرعاية واستخدام الحيوانات المختبرية.

1. الاستعدادات لعملية جراحية

  1. إجراء العمليات الجراحية في ظروف معقمة. الأوتوكلاف/ تعقيم جميع أدوات ومواد الجراحة قبل الجراحة. ارتداء ثوب الجراحة وقناع للجراحة.
  2. قم بتعقيم منطقة الجراحة (رش ومسح أسفل مع الإيثانول 70٪)، ووضع الستائر منشفة معقمة لتغطية منطقة الجراحة.
  3. إعداد قفص الانتعاش. إزالة الفراش قفص للحد من خطر الاختناق. ضع وسادة تدفئة تحت القفص توفير مصدر للغذاء والماء.
  4. سحب الشعيرات الدموية الزجاجية لحقن النانو على سحب ماصة. الحرارة الشديدة لخيوط التدفئة أثناء عملية السحب سوف تعقم الشعيرات الدموية الزجاجية. قطع أو كسر تلميح للحصول على فتحة ما يقرب من 5 ميكرون في القطر.
  5. شطب ة الطرف الشعري إلى زاوية 30 درجة تقريبا لتحسين تغلغل الأنسجة والحد من انسداد. ردم الشعيرات الدموية مع الزيوت المعدنية وإدراجها في حاقن نانولتر.
  6. الحصول على aliquot من channelrhodopsin المطلوب ترميز rAAV وتمييع إلى titer المطلوب باستخدام برنامج تلفزيوني معقم.
    ملاحظة: لقد وجدنا أن النمط المصلي 1 rAAVs تعمل بشكل جيد لtransfection من نواة جذع الدماغ السمعية. على وجه التحديد، rAAV1.Syn.Chronos-GFP.WPRE.bGH (الأزرق الضوء تنشيط channelrhodopsin) وrAAV1.Syn.ChrimsonR-tdTomato.WPRE.bGH (أحمر تحول channelrhodopsin)، والتي تتوفر من مستودعات متاحة للجمهور والنوى ناقلات، تسفر باستمرار مستويات التعبير العالية وجيدة على المدى الطويل الاتجار المحوري channelrhodopsins اللازمة للتجارب CRACM.
  7. اتبع تعليمات حاقن لملء الشعيرات الدموية الأمامية مع 1-3 ميكرولتر من rAAV في PBS المعقم.

2- الجراحة

  1. وضع الحيوان في غرفة التعريفي والحث على التخدير مع 3٪ isoflurane في الأكسجين تسليمها عن طريق مبخر isoflurane معايرة. مراقبة الماوس حتى يصبح التنفس عميقة وبطيئة وقرصة إصبع القدم منعكس غائبة، حوالي 3-5 دقيقة.
  2. نقل الحيوان إلى إطار stereotaxic. تأمين رأس الحيوان عن طريق وضع فمه على شريط الحنك مع قناع تخدير الغاز ووضع قضبان الأذن غير المبوّجة في كل من قنوات الأذن.
  3. إدراج مسبار درجة حرارة المستقيم والتبديل على وحدة تحكم درجة الحرارة المثلية.
  4. تطبيق مرهم العيون لمنع العيون من الجفاف.
  5. إدارة مسكن وقائي (على سبيل المثال، حقن تحت الجلد من 5 ملغ / كغ carprofen).
  6. ضبط isoflurane إلى 1-2.5٪، وفقا لعمق الدولة الهريسة. مراقبة درجة الحرارة والتنفس ولون الأغشية المخاطية على الأقل كل 15 دقيقة أثناء العملية.
  7. فروة الرأس الحلاق مع المقصات الكهربائية. يعد فروة الرأس ببالتناوب مع ثلاث مسحات من اليود البوفيدون و الإيثانول بنسبة 70٪.
  8. إجراء شق في فروة الرأس على طول خط الوسط بدءا من بين الأذنين والوردي المستمر إلى العينين، وتعريض اللامدا وخيوط البريجة. دفع الجلد إلى الجانب وإزالة periosteum من العظام المكشوفة إذا لزم الأمر.
  9. وضع علامة على خياطة لامدا مع علامة جراحية معقمة، ووضع غيض من حاقن نانو بحيث يتم لمس فقط لامدا، وصفر إحداثيات micromanipulator. استخدام تلميح نانوحافيووور وmicromanipulator لقياس الفرق في الارتفاع بين الغرز اللامدا وbregma. ضبط ارتفاع شريط الحنك لتحقيق لامبدا وbregma إلى داخل ± 100 ميكرومتر الفرق الارتفاع.
  10. قم بمخطط موقع الحقن باستخدام طرف النانو حاقن ونظام إحداثيات الميكروين وضع علامة على الموقع بعلامة جراحية معقمة. لحقن IC أو DCN من الفئران P21-P30، استخدم إحداثيات نسبة إلى خياطة لامدا، كما هو موضح في الجدول 1. لاحظ أن عمق Z في إحداثياتنا يقاس من سطح الجمجمة في لامدا.
  11. استخدام الحفر micromotor مع العقيمة 0.5 مم حفر لإجراء عملية فجريق فوق موقع الحقن.
  12. لضمان نقل واسع من الخلايا العصبية في النواة المستهدفة، وجعل الحقن في أعماق مختلفة في الأنسجة(الجدول 1،Z إحداثيات)، و، في حالة مناطق الدماغ أكبر مثل IC، وجعل الحقن على مدى اثنين أو أكثر من الاختراقات في إحداثيات X و Y مختلفة(الجدول 1،الحق IC الاختراق 1 والحق IC الاختراق 2).
  13. إجراء الحقن. بالنسبة لحقن IC، إيداع 20 مليون لتر من الفيروس على فترات 250 ميكرومتر على طول محور Z (عمق الحقن) بين 2,250 ميكرومتر وعمق 1750 ميكرومتر. بالنسبة لحقن DCN، إيداع 20 مليون لتر من الفيروس على عمق 4750 ميكرومتر و 4550 ميكرومتر، على التوالي.
  14. بعد الحقن في كل تنسيق Z، انتظر 2-3 دقائق قبل نقل حاقن إلى تنسيق Z التالي. وهذا سيتيح الوقت للفيروس لنشر بعيدا عن موقع الحقن، والحد من احتمال أن الفيروس سيتم امتص حتى حقن المسالك عندما يتم إعادة وضع حاقن نانو.
  15. بعد الحقن الأخير في الاختراق، انتظر 3-5 دقائق قبل سحب حاقن النانو من الدماغ.
  16. عندما تتم إزالة حاقن النانو من الدماغ بين الاختراقات وبين الحيوانات، إخراج حجم صغير من الفيروس من تلميح للتأكد من أن تلميح لم انسداد.
  17. بعد الحقن، استخدم PBS المعقم لمبلل حواف فروة الرأس ثم حرك الجلد برفق مرة أخرى نحو خط الوسط. أغلق الجرح بغرز بسيطة مقطوعة باستخدام 6-0 (0.7 متري) خيوط النايلون.
  18. تطبيق 0.5-1 مل من 2٪ هلام الليدوكائين على الجرح.
  19. إزالة قضبان الأذن ومسبار درجة الحرارة، إيقاف isoflurane، وإزالة الماوس من شريط الحنك ونقله إلى قفص الانتعاش.
  20. مراقبة الاسترداد عن كثب. بمجرد أن يكون الحيوان مستيقظًا تمامًا ، يتحرك ، ولا تظهر عليه أي علامات على الألم أو الضيق ، قم بنقله مرة أخرى إلى قفصه وإعادة القفص إلى vivarium.
  21. إذا كان سيتم إجراء العمليات الجراحية على الحيوانات متعددة في يوم واحد، واستخدام معقم عنبر ة ساخنة لتعقيم أدوات الجراحة وحفر بور قبل الجراحة القادمة.

3. المتابعة الجراحية

  1. تحقق من الحيوانات يوميًا بحثًا عن إغلاق الجروح أو العدوى أو علامات الألم أو الضيق على مدى الأيام العشرة القادمة ، مع الالتزام بإرشادات رعاية الحيوانات الخاصة بالمؤسسة.
  2. انتظر 3-4 أسابيع قبل استخدام الحيوانات في التجارب للسماح بالتعبير الأمثل عن channelrhodopsins.

4. إعداد شريحة الدماغ وتأكيد هدف الحقن

  1. بالنسبة لـ CRACM ، استخدم شرائح الدماغ المعدة بشكل حاد من الحيوانات المنقولة في تجارب الفيزيولوجيا الكهربية القياسية ، الموصوفة هنا لفترة وجيزة فقط (انظر Goyer et al. 2019 للحصول على وصف أكثر تفصيلاً27).
  2. إعداد السائل النخاعي الاصطناعي (ACSF) التي تحتوي على (في mM): 125 NaCl، 12.5 D-الجلوكوز، 25 NaHCO3،3 KCl، 1.25 NaH2PO4،1.5 CaCl2،1 MgSO4. فقاعة ACSF إلى درجة الحموضة من 7.4 مع 5٪ CO2 في 95٪ O2.
  3. تنفيذ جميع الخطوات التالية، بما في ذلك في الفيزيولوجيا الكهربائية في المختبر، في الظلام القريب أو الضوء الأحمر للحد من تنشيط channelrhodopsins.
  4. عميق يهوّر فأرة مع isoflurane وقطع رأسه بسرعة. تشريح الدماغ بسرعة في ~ 34 درجة مئوية ACSF.
  5. قطع شرائح الإكليل (200-250 ميكرومتر) التي تحتوي على IC في ~ 34 درجة مئوية ACSF مع microtome تهتز واحتضان شرائح في 34 درجة مئوية لمدة 30 دقيقة في غرفة عقد مليئة ACSF فقاعة مع 5٪ CO2 في 95٪ O2. بعد الاحتضان، قم بتخزين الشرائح في درجة حرارة الغرفة حتى يتم استخدامها للتسجيلات.
  6. إذا لم يكن هدف الحقن هو IC ، قم بقص شرائح إكليلية إضافية من منطقة الدماغ المحقونة وتحقق من تحويل النواة المستهدفة تحت مجهر فلوري. إذا لم يكن هناك تحويل في النواة المستهدفة أو تحويل إضافية في مناطق مختلفة من الدماغ، لا تستمر مع التجربة.

5. في تسجيل المختبر وتجربة CRACM

ملاحظة: لتوفير التحفيز البصري من كرونوس وChrimsonR، ونحن نستخدم المصابيح إلى جانب منفذ epifluorescence من المجهر. ومع ذلك، يمكن استخدام الليزر بدلاً من المصابيح. إذا كنت تستخدم الليزر، فاحصل على موافقة مسبقة من مسؤولي السلامة المؤسسية واتبع الإرشادات المناسبة للاستخدام الآمن للليزر.

  1. سحب الأقطاب الكهربائية من الزجاج borosilicate إلى مقاومة من 3.5-4.5 MΟ. يجب أن يحتوي المحلول الداخلي للقطب الكهربائي (في mM): 115 K-gluconate, 7.73 KCl, 0.5 EGTA, 10 HEPES, 10 Na2 phosphocreate, 4 MgATP, 0.3 NaGTP, تكملها 0.1% بيوسيتين (ث/v), درجة الحموضة المعدلة إلى 7.3 مع كوه وosmolality إلى 290 mOsm/kg مع السكروز.
  2. لإجراء التسجيلات، استخدم طرق المشبك التصحيح القياسية. ضع الشريحة في غرفة تسجيل تحت مجهر ثابت منتصب في مرحلة ثابتة ودائماً ما تُسجّل مع ACSF عند حوالي 2 مل/دقيقة. إجراء التسجيلات بالقرب من درجة الحرارة الفسيولوجية (~ 34-36 درجة مئوية).
  3. تصحيح الخلايا العصبية تحت السيطرة البصرية باستخدام مكبر الصوت المشبك التصحيح مناسبة. صحيح لمقاومة سلسلة، ومكثفات ماصة والسائل ة تقاطع المحتملة.
  4. خلال تسجيلات الخلية بأكملها، قم بتنشيط Chronos عن طريق توصيل نبضات قصيرة (1-5 مللي ثانية) من ضوء 470 نانومتر أو ChrimsonR بواسطة نبضات قصيرة من ضوء 580 نانومتر من خلال مصابيح المصابيح المتاحة تجاريًا. تحديد عتبة تنشيط opsin واستخدام بروتوكول التحفيز الحد الأدنى للحصول على إمكانات postynaptic. بشكل عام، استخدم أقصر مدة تحفيز التي تثير PSP، وتعيين الطاقة البصرية إلى 120٪ من طاقة العتبة المطلوبة لاستخلاص PSPs.
  5. للتأكد من أن التغييرات المسجلة في الأغشية المحتملة هي في الواقع مدخلات متشابكة إلى الخلايا العصبية ، يمكن غسل الخصوم القياسية لمستقبلات postynaptic المثيرة / المثبطة أثناء التجربة. للتحقيق في مساهمات مستقبلات مختلفة لPSP (على سبيل المثال NMDA مقابل مستقبلات AMPA) ، يمكن غسل مضادات مستقبلات مناسبة. لكل خصم مستقبلات, يجب عكس آثار المخدرات بعد الانغسل.
  6. استخدام الكمون، والتوتر، والموثوقية من PSPs للتأكد من أن المدخلات متشابك تنشيط الضوء تنشأ من التنشيط المباشر، البصرية من نقاط الاشتباك العصبي على الخلايا العصبية المسجلة، بدلا من تفعيل channelrhodopsin التعبير عن نقاط الاشتباك العصبي على التدخل الخلايا العصبية التي تتشابك على الخلايا العصبية المسجلة. بشكل عام، زمن وصول منخفض (<2 مللي ثانية)، وحالة منخفضة من التوتر (<1 مللي ثانية الانحراف المعياري في الكمون)، وموثوقية عالية (>50%) تشير إلى اتصال متشابك مباشر من channelrhodopsin التعبير عن الخلايا العصبية presynaptic إلى الخلايا العصبية المسجلة.

النتائج

عبرنا فئران VIP-IRES-Cre(Viptm1 (cre)Zjh/J) وAi14 Cre-reporter الفئران (B6). Cg-Gt (ROSA)26Sortm14 (CAG-tdTomato)Hze/J) لتوليد نسل F1 الذي تعبر فيه الخلايا العصبية VIP عن tdTomato البروتين الفلوري. تم استخدام نسل F1 من أي من الجنسين، الذين تتراوح أعمارهم بين يوم ما بعد الولادة (P) 21 إلى P70. وقد استخدم ما ...

Discussion

لقد وجدنا أن CRACM هو تقنية قوية لتحديد ووصف المدخلات متشابك المدى الطويل إلى الخلايا العصبية في IC الماوس. بعد البروتوكول المفصل هنا ، حققنا نقل قوي للخلايا العصبية في DCN و IC بالإضافة إلى الاتجار المحوري الموثوق به من Chronos و ChrimsonR إلى المحطات المتشابكة في IC. بالإضافة إلى ذلك ، أثبتنا أن هذه الت?...

Disclosures

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

Acknowledgements

تم دعم هذا العمل من قبل زمالة دويتشه فورشونججماينشافت للأبحاث (GO 3060/1-1، رقم المشروع 401540516، إلى DG) والمعاهد الوطنية للصحة منحة R56 DC016880 (MTR).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
AAV1.Syn.ChrimsonR-tdTomato.WPRE.bGHAddgene59171-AAV1
AAV1.Syn.Chronos-GFP.WPRE.bGHAddgene59170-AAV1
Ai14 reporter mice (B6.Cg-Gt(ROSA)26Sortm14(CAG-tdTomato)Hze/J)Jackson Laboratorystock #007914
Amber (590nm) LUXEON Rebel LEDLuxeon Star LEDsSP-01-A8
Blue (470nm) LUXEON Rebel LEDLuxeon Star LEDsSP-01-B4
Carproject (carprofen)Henry Schein Animal Health59149
Drummond glas capillariesDrummond Scientific Company3-000-203-G/X
Drummond Nanoject 3Drummond Scientific Company3-300-207
Electrode bevelerSutter InstrumentFG-BV10-D
Ethilon 6-0 (0.8 metric) nylon suturesEthiconlocal pharmacy
Fixed stage microscopeanyn/a
Gas anesthesia head holderDavid Kopf Instruments933-B
General surgery toolsFine Science ToolsN/A
Golden A5 pet clipperOster078005-010-003
Heating padCustom buildN/A
Hooded induction chamber w/ vacuum systemPatterson Scientific78917760
Hot bead sterilizer Steri 250InotechIS-250
Iodine solution 10%MedChoicelocal pharmacy
Isoflurane vaporizerPatterson Scientific07-8703592
Lidocain topical jelly 2%Akornlocal pharmacy
Micro motor drill 1050Henry Schein Animal Health7094351
Micro motor drill bits 0.5 mmFine Science Tools19007-05
Motorized MicromanipulatorSutter InstrumentMP-285/R
Ophthalmic ointment Artificial TearsAkornlocal pharmacy
P-1000 electrode pullerSutter InstrumentP-1000
Patch clamp amplifier incl data acquisition softwareanyn/a
Portable anethesia machinePatterson Scientific07-8914724
Small animal steroetaxic frameDavid Kopf Instruments930-B
Standard chemicalslocal vendorsN/A
standard imaging solutions
Sterile towel drapesDynarex4410
Surgical markerFine Science Tools18000-30
Temperature controllerCustom buildN/A
Vibratomeanyn/a
VIP-IRES-Cre mice (Viptm1(cre)Zjh/J)Jackson Laboratorystock #010908
Water bathanyn/a

References

  1. Petreanu, L., Huber, D., Sobczyk, A., Svoboda, K. Channelrhodopsin-2-assisted circuit mapping of long-range callosal projections. Nature Neuroscience. 10, 663-668 (2007).
  2. Atasoy, D., Aponte, Y., Su, H. H., Sternson, S. M. A FLEX Switch Targets Channelrhodopsin-2 to Multiple Cell Types for Imaging and Long-Range Circuit Mapping. Journal of Neuroscience. 28, 7025-7030 (2008).
  3. Deisseroth, K. Optogenetics. Nature Methods. 8, 26-29 (2011).
  4. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100, 13940-13945 (2003).
  5. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale genetically targeted optical control of neural activity. Nature Neuroscience. 8, 1263-1268 (2005).
  6. Klapoetke, N. C., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature Methods. 11, 338-346 (2014).
  7. Flotte, T. R. Gene Therapy Progress and Prospects: Recombinant adeno-associated virus (rAAV) vectors. Gene Therapy. 11, 805-810 (2004).
  8. Aponte-Ubillus, J. J., et al. Molecular design for recombinant adeno-associated virus (rAAV) vector production. Applied Microbiology and Biotechnology. 102, 1045-1054 (2018).
  9. Kim, C. K., et al. Simultaneous fast measurement of circuit dynamics at multiple sites across the mammalian brain. Nature Methods. 13, 325-328 (2016).
  10. Lin, J. Y., Knutsen, P. M., Muller, A., Kleinfeld, D., Tsien, R. Y. ReaChR: a red-shifted variant of channelrhodopsin enables deep transcranial optogenetic excitation. Nature Neuroscience. 16, 1499-1508 (2013).
  11. Mager, T., et al. High frequency neural spiking and auditory signaling by ultrafast red-shifted optogenetics. Nature Communications. 9, (2018).
  12. Oda, K., et al. Crystal structure of the red light-activated channelrhodopsin Chrimson. Nature Communications. 9, (2018).
  13. Hooks, B. M. Dual-Channel Photostimulation for Independent Excitation of Two Populations. Current Protocols in Neuroscience. 85, e52 (2018).
  14. Schild, L. C., Glauser, D. A. Dual Color Neural Activation and Behavior Control with Chrimson and CoChR in Caenorhabditis elegans. Genetics. 200, 1029-1034 (2015).
  15. Rost, B. R., Schneider-Warme, F., Schmitz, D., Hegemann, P. Optogenetic Tools for Subcellular Applications in Neuroscience. Neuron. 96, 572-603 (2017).
  16. Maimon, B. E., Sparks, K., Srinivasan, S., Zorzos, A. N., Herr, H. M. Spectrally distinct channelrhodopsins for two-colour optogenetic peripheral nerve stimulation. Nature Biomedical Engineering. 2, 485 (2018).
  17. Asrican, B., et al. Next-generation transgenic mice for optogenetic analysis of neural circuits. Frontiers in Neural Circuits. 7, (2013).
  18. Oliver, D. L. Dorsal cochlear nucleus projections to the inferior colliculus in the cat: A light and electron microscopic study. Journal of Comparative Neurology. 224, 155-172 (1984).
  19. Oliver, D. L. Projections to the inferior colliculus from the anteroventral cochlear nucleus in the cat: Possible substrates for binaural interaction. Journal of Comparative Neurology. 264, 24-46 (1987).
  20. Glendenning, K. K., Masterton, R. B. Acoustic chiasm: efferent projections of the lateral superior olive. Journal of Neuroscience. 3, 1521-1537 (1983).
  21. Adams, J. C. Ascending projections to the inferior colliculus. Journal of Comparative Neurology. 183, (1979).
  22. Winer, J. A., Larue, D. T., Diehl, J. J., Hefti, B. J. Auditory cortical projections to the cat inferior colliculus. Journal of Comparative Neurology. 400, 147-174 (1998).
  23. Saldaña, E., Merchań, M. A. Intrinsic and commissural connections of the rat inferior colliculus. Journal of Comparative Neurology. 319, 417-437 (1992).
  24. Sivaramakrishnan, S., Sanchez, J. T., Grimsley, C. A. High concentrations of divalent cations isolate monosynaptic inputs from local circuits in the auditory midbrain. Frontiers in Neural Circuits. 7, (2013).
  25. Felix, R. A., Gourévitch, B., Portfors, C. V. Subcortical pathways: Towards a better understanding of auditory disorders. Hearing Research. 362, 48-60 (2018).
  26. Winer, J. A., Schreiner, C., Winer, J. A., Schreiner, C., et al. . The inferior colliculus: with 168 illustrations. , (2005).
  27. Goyer, D., et al. A novel class of inferior colliculus principal neurons labeled in vasoactive intestinal peptide-Cre mice. eLife. 8, e43770 (2019).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

156 Channelrhodopsin optogenetics ChrimsonR colliculus

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved