Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

وصفنا في هذا البروتوكول نموذج الماوس تحت العنكبوتي القياسي (SAH) عن طريق حقن مزدوج من الدم الكامل الذاتي في ماجنا سيستيرنا. تمثل درجة عالية من توحيد إجراء الحقن المزدوج نموذجًا متوسطًا إلى حادًا من SAH مع أمان نسبي فيما يتعلق بالوفيات.

Abstract

بين السكتات الدماغية، الباسور تحت العنكبوتية (SAH) متتالية لتمزق تمدد الأوعية الدموية الشرياني الدماغي يمثل 5-9٪ ولكنه مسؤول عن حوالي 30٪ من إجمالي الوفيات المرتبطة بالسكتة الدماغية مع مراضة هامة من حيث النتيجة العصبية. قد يحدث في معظم الأحيان في الدماغ تأخر vasospasm (CVS) في معظم الأحيان بالاشتراك مع الإقفار الدماغي المتأخر. نماذج حيوانية مختلفة من SAH تستخدم الآن بما في ذلك ثقب الأوعية الدموية وحقن الدم المباشر في ماغنا سيستيرنا أو حتى خزان قبلية، كل عرض مزايا وعيوب متميزة. في هذه المقالة، يتم تقديم نموذج الماوس موحدة من SAH عن طريق الحقن المباشر المزدوج من وحدات التخزين المحددة من الدم الكامل الذاتية في ماغنا cisterna. لفترة وجيزة ، تم وزن الفئران ثم تخديرها عن طريق استنشاق isoflurane. ثم وضع الحيوان في وضع متكأ على بطانية ساخنة تحافظ على درجة حرارة المستقيم من 37 درجة مئوية ووضعها في إطار مجسم مع منعطف عنق الرحم من حوالي 30 درجة. مرة واحدة في مكانها، تم وضع غيض من ميكروبيبت الزجاج ممدود مليئة الدم الشرياني المتجانس مأخوذة من الشريان السباتي من فأر آخر من نفس العمر والجنس (C57Bl/6J) وضعت في زاوية الحق في اتصال مع غشاء atlanto القذال عن طريق ميكرومانيبولاتور. ثم تم حقن 60 ميكرولتر من الدم في ماغنا سيسترنا تليها 30 درجة من الميل إلى الأسفل من الحيوان لمدة 2 دقيقة. تم ضخ الثانية من 30 ميكرولتر من الدم في ماغنا سيستيرنا 24 ح بعد أول واحد. تتم متابعة كل على حدة يوميا (تقييم دقيق للوزن والرفاه). يسمح هذا الإجراء بتوزيع الدم القابل للتنبؤ والقابل للاستنساخ للغاية ، ويصاحبه على الأرجح ارتفاع الضغط داخل الجمجمة الذي يمكن محاكاته عن طريق حقن مكافئ لسائل العمود الفقري الدماغي الاصطناعي (CSF) ، ويمثل نموذجًا حادًا إلى معتدلًا من SAH الذي يسبب انخفاض معدل الوفيات.

Introduction

يمثل البواسير تحت العنكبوتية (SAH) ما يصل إلى 5٪ من جميع حالات السكتة الدماغية ويشكل أمراضًا شائعة نسبيًا مع حدوث 7.2 إلى 9 مرضى لكل 100,000 سنويًا ، بمعدل وفيات 20٪ -60٪ اعتمادًا على الدراسة1،2،3. في المرحلة الحادة ، يعزى الوفيات إلى شدة النزيف ، rebleeding ، vasospasm الدماغي (CVS) و / أو المضاعفات الطبية4. في الناجين, إصابات الدماغ المبكرة (EBI) يرتبط مع تمديد parenchymal من نزيف وزيادة مفاجئة في الضغط داخل الجمجمة, مما قد يؤدي إلى نقص التروية الدماغية الأولية5 والموت الفوري في حوالي 10% -15% من الحالات6. بعد المرحلة الأولية "الحادة" من SAH ، يعتمد التكهن على حدوث نقص التروية الدماغية "الثانوية" أو المتأخرة (DCI) ، التي تم اكتشافها في ما يقرب من 40٪ من المرضى عن طريق التصوير المقطعي الدماغي المحسوب ، وفي ما يصل إلى 80٪ من المرضى بعد التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI)7،8. بالإضافة إلى CVS التي تحدث بين 4 إلى 21 يوما بعد تمزق تمدد الأوعية الدموية في غالبية المرضى SAH، قد ينتج DCI9 من آفات الدماغ المنتشرة متعددة العوامل الثانوية لتكوين microthrombosis، انخفاض في النزف الدماغي، وتضخم الأعصاب، والاكتئاب انتشار القشرية (CSD)10،11،12،13. وهذا يؤثر على 30٪ من الناجين SAH ويؤثر على الوظائف المعرفية بما في ذلك الذاكرة البصرية والذاكرة اللفظية، وقت رد الفعل، والتنفيذية، وظائف visuospatial واللغة14 يضعف الحياة اليومية15. تعتمد العلاجات القياسية الحالية لمنع CVS و / أو النتائج المعرفية السيئة في مرضى SAH على انسداد Ca2+ الإشارة و vasoconstriction باستخدام مثبطات قناة Ca2+ كما Nimodipine. ومع ذلك, كشفت التجارب السريرية أكثر حداثة التي تستهدف vasoconstriction تفكك بين النتائج العصبية للمريض والوقاية من CVS16, مما يشير إلى آليات أكثر تعقيدا في الفيزيولوجيا المرضية المشاركة في عواقب ساه على المدى الطويل. لذلك ، هناك حاجة طبية لمزيد من الفهم لعدد الأحداث المرضية المصاحبة لـ SAH وتطوير نماذج حيوانية صالحة وموحدة لاختبار التدخلات العلاجية الأصلية.

من المرجح أن يكون من الصعب تقليد تمزق تمدد الأوعية الدموية داخل الجمجمة المسؤول في الغالب عن SAH في البشر في نماذج الحيوانات قبل الظهر. حاليا, يمكن أن تمزق الأوعية الدموية وحالة SAH مبدئيا يمكن اختبارها عن طريق ثقب الشريان الدماغي الأوسط (نموذج ثقب endovascular) المسؤولة عن CVS والاختلالات sensitivomotomotor في الفئران17,18. بسبب عدم وجود أي سيطرة محتملة على بداية النزيف وانتشار الدم في هذا النموذج ، تم تطوير طرق أخرى في القوارض لتوليد نماذج SAH دون تمزق بطانة الرحم. أكثر تحديدا, أنها تتكون من الإدارة المباشرة للدم الشرياني في الفضاء تحت العنكبوتية من خلال حقن واحد أو مزدوج في cisterna ماغنا19 أو حقنة واحدة في خزان قبليا20. الميزة الرئيسية لهذه النماذج الماوس دون تمزق بطانة الأوعية هو إمكانية إتقان استنساخ العملية الجراحية ونوعية وكمية عينة الدم عن طريق الحقن. ميزة أخرى لهذا النموذج على النموذج عن طريق ثقب الأوعية الدموية على وجه الخصوص هو الحفاظ على الرفاه العام للحيوان. في واقع الأمر، هذه الجراحة أقل الغازية وأقل تحديا من الناحية الفنية من تلك المطلوبة لتوليد تمزق جدار السباتي. في هذا النموذج الأخير ، يجب أن يكون الحيوان منبخًا وتهوية ميكانيكيًا ، بينما يتم إدخال أحادية في الشريان السباتي الخارجي ، وتقدمه في الشريان السباتي الداخلي. وهذا يؤدي على الأرجح إلى نقص التروية عابرة بسبب عرقلة السفينة من قبل مسار الأسلاك. وبالتالي، فإن المراضة المشتركة (حالة المحتضرة والألم والوفاة الهامة) المرتبطة بالجراحة أقل أهمية في نموذج الحقن المزدوج مقارنة مع نموذج الانثقاب داخل الأوعية الدموية. بالإضافة إلى كونها SAH أكثر اتساقًا ، تتوافق طريقة الحقن المباشر المزدوج مع رعاية الحيوان في البحث والاختبار (تقليل الوقت تحت التخدير ، والألم الناتج عن اضطراب الأنسجة في الجراحة والضيق) وتؤدي إلى الحد الأدنى من إجمالي عدد الحيوانات المستخدمة في دراسة البروتوكول وتدريب الموظفين.

وعلاوة على ذلك ، فإن هذا يسمح بتنفيذ نفس البروتوكول للفئران المعدلة وراثيا ، مما يؤدي إلى فهم مرضي أفضل ل SAH وإمكانية الاختبار المقارن للمركبات العلاجية المحتملة. هنا، نقدم نموذج الماوس الموحد للبواسير تحت العنكبوتية (SAH) عن طريق حقنة متتالية مزدوجة يوميا من الدم الشرياني الذاتي في ماجنا cisterna في 6-8 أسابيع من العمر ذكور C57Bl/6J الفئران. والميزة الرئيسية لهذا النموذج هو السيطرة على حجم النزيف مقارنة مع نموذج ثقب الأوعية الدموية، وتعزيز الحدث النزيف دون زيادة جذرية من الضغط داخل الجمجمة21. في الآونة الأخيرة ، تم وصف الحقن المباشر المزدوج للدم في magna cisterna بشكل جيد على القضايا التجريبية والفيزيولوجية في الفئران. في الواقع، أظهرنا مؤخرا CVS من الشرايين الدماغية الكبيرة (باسيلار (BA)، الأوسط (MCA) والشريان الدماغي الأمامي (ACA)، ترسب الفيبرين الدماغي والخلايا المبرمج من اليوم 3 (D3) إلى 10 (D10)، عيوب الدورة الدموية للسوائل الدماغية شبه الفقارية يرافقها المستشعرين المتغير والوظائف المعرفية في الفئران، 10 أيام بعد SAH في هذا النموذج22. وبالتالي، فإنه يجعل هذا النموذج يتقن، التحقق من صحة وتميز لأحداث قصيرة الأجل وطويلة الأمد بعد SAH. وينبغي أن تكون مناسبة بشكل مثالي لتحديد الأهداف الجديدة المحتملة والدراسات على استراتيجيات علاجية فعالة وفعالة ضد المضاعفات المرتبطة SAH.

Protocol

وقد تم تنفيذ جميع الإجراءات تحت إشراف H. Castel وفقا للجنة الأخلاقية الفرنسية والمبادئ التوجيهية للبرلمان الأوروبي 2010/63/EU ومجلس حماية الحيوانات المستخدمة للأغراض العلمية. وقد وافق على هذا المشروع كل من اللجنة المحلية المعنية بأخلاقيات الحيوان واللجان الوطنية المعنية بالبحوث والاختبارات الحيوانية. ذكور C57Bl/6J Rj الفئران (Janvier), الذين تتراوح أعمارهم بين 8-12 أسابيع, وكان يسكن تحت رقابة الظروف البيئية القياسية: 22 درجة مئوية ± 1 °C, 12 ساعة/12 ساعة دورة خفيفة/الظلام, والمياه والغذاء المتاحة الإعلانية libitum.

1. إعداد جراحة SAH والتحضير للحقن

  1. قبل بداية الجراحة، سحب عدد كاف من الشعيرات الدموية الزجاجية باستخدام جرة ميكروبليت. وينبغي أن يحمل ماصة الحقن القطر الداخلي من 0.86 ملم وقطرها الخارجي من 1.5 ملم.
  2. إعداد السائل النخاعي الاصطناعي (aCSF) للحالة صوري.
    1. إعداد حل مع 119 mM NaCl, 2.5 mM KCl, 1 mM NaH2PO4, 1.3 mM MgCl2, 10 mM جلوكو, 26.2 mM NaHCO3 في H2O, pH 7.4.
    2. الغاز ACSF مع 95٪ O2 و 5٪ CO2 لمدة 15 دقيقة، ثم إضافة 2.5 mM CaCl2.
    3. تعقيم aCSF المؤكسج مع جهاز مرشح 0.22 μm. يمكن أن يكون حل ACSF مستقرًا لمدة 3-4 أسابيع عند 4 درجات مئوية. إذا ظهر التلوث (حل تصبح غائم) أو تكوين الودائع، والتخلص وجعل aCSF جديدة.
  3. جمع الدم من متبرع الماوس المتجانسة
    1. عزل الشريان السباتي على طول القصبة الهوائية وجمع أكبر قدر ممكن من الدم عن طريق ثقب الشريان السباتي.
    2. في الممارسة العملية، ضع الماوس في غرفة التخدير وتحميل الغرفة مع isoflurane 5٪ حتى يفقد الحيوان وعيه.
    3. تحقق من عدم وجود ردود الفعل عن طريق لقط واحد من اثنين من الأطراف الخلفية للسماح بإعداد الإجراء التجريبي الجراحي.
    4. معطف حقنة 1 مل مع محلول الهيبارين باستخدام إبرة 26 G (الهيبارين الصوديوم). وهذا سوف يمنع تخثر الدم خلال الخطوات التالية.
    5. تثبيت الحيوان المتمركزة في ديسوبتوس الظهري مع الساقين وبصرف النظر، والأنف في قناع التخدير (صيانة التخدير مع 2 إلى 2.5٪ isoflurane).
    6. عزل الشريان السباتي على طول القصبة الهوائية عن طريق تشريح العضلات omohyoid طوليا. مرة واحدة في الشريان معزولة، أدخل الإبرة نحو القلب بمساعدة ربطة microdissecting ملقط وجمع الحد الأقصى من الدم عن طريق ثقب الشريان السباتي (هناك حاجة إلى 60 ميكرولتر لكل ماوس SAH).
    7. التضحية بالماوس المانح المُخَدَّد مباشرة بعد جمع الدم باستخدام خلع عنق الرحم.

2. الحيوان (8-10 أسابيع من العمر C57BL/6J الفئران الذكور) إعداد

  1. وزن كل فأرة بدقة باستخدام توازن إلكتروني. في الدراسة الحالية، سيكون وزن الجسم لدى الفئران يتراوح بين 20 و25 جرامًا قبل الجراحة.
  2. كما سبق شرحه (انظر الخطوتين 1.3.2 و 1.3.3)، يحث على تخدير الفئران ليتم تشغيلها.
  3. حلق الرقبة والمسافة بين الأذنين مع مقص كهربائي مناسب.
  4. تثبيت الحيوان المتمركزة في ديسوبتوس البطني مع الساقين وبصرف النظر الأنف في قناع التخدير (صيانة التخدير مع 2 و 2.5٪ isoflurane) على إطار مجسم.
  5. تأكد من أن الماوس نائم وأن رأسه مسدود بشكل صحيح.
  6. حقن تحت الجلد 100 ميكرولتر من البوبرينورفين (0.1 ملغ / كغ) مع إبرة 26 G في أسفل الظهر, لتجنب الألم بعد الاستيقاظ.
  7. منع جفاف العين باستخدام هلام سائل واقية والحفاظ على درجة حرارة داخل المستقيم من 37 درجة مئوية باستخدام بطانية كهربائية تنظم تلقائيا.
  8. علاج منطقة الحلاقة الرقبة الخلفية مع محلول مطهر (povidone اليود أو الكلورهيكسيدين باستخدام طريق القطن العقيم).
  9. قبل تعقيم جميع الصكوك لمس الجلد المعدة / الأنسجة تحت الجلد (التدفئة إلى 200 درجة مئوية لمدة 2 ساعة) والتعامل مع aseptically.

3. SAH التعريفي

  1. في اليوم الأول (مد-1)
    1. قطع 1 سم شق مع مقص رفيع في الرقبة الخلفية، تليها فصل العضلات على طول خط الوسط للوصول إلى ماغنا سيستيرنا.
    2. قطع غيض من ماصة الزجاج فارغة مع مقص رقيقة. ثم، التكيف مع حقنة متصلة موصل سيليكون مرنة.
    3. نقل 60 ميكرولتر من الدم أو aCSF (ل SAH أو حالة صورية، على التوالي) في أنبوب 0.5 مل باستخدام ميكروبيبت دقيق.
    4. تمتص في ماصة الزجاج 60 ميكرولتر من الدم لحالة SAH أو 60 ميكرولتر من aCSF للحالة صوري.
    5. للحقن، تثبيت ماصة على إطار stereotactic باستخدام حلقة أو الأزرق تك وجلب ببطء تلميح ماصة إلى الغشاء في واجهة مع ماغنا سيستيرنا.
    6. أدخل ببطء طرف الماصات من خلال الغشاء القذالي الأتلنتو في ماغنا سيستيرنا، وذلك باستخدام جهاز تلاعب صغير للإطار المجسم.
    7. توصيل ماصة مملوءة سابقا مع الدم أو aCSF إلى حقنة جاهزة للضغط تحريض.
    8. حقن عن طريق الضغط على المكبس بمعدل منخفض حول 10 ميكرولتر / دقيقة، لتجنب الضغط داخل الجمجمة الحاد.
    9. أثناء الحقن، مراقبة عن كثب معدل الجهاز التنفسي ودرجة حرارة المستقيم.
    10. في نهاية الحقن، وخلع بعناية ماصة عن طريق المتلاعب الصغرى وضمان بصريا أنه لا يوجد تسرب أثناء الانسحاب.
    11. تحقيق hemostasis باستخدام الهيموستات امتصاص وتشغيل اثنين من الغرز مع خيط خياطة غير قابلة للامتصاص مضفر.
    12. مباشرة بعد الجراحة، عزل ووضع الماوس في تراجع decubitus وتغطيته ببطانية البقاء على قيد الحياة في صندوق مفتوح لمدة الشفاء.
  2. اليوم الثاني من الحث (D0)
    1. بعد 24 ساعة، والحث التخدير (انظر الخطوات 1.3.2 و 1.3.3). حقن تحت الجلد 100 ميكرولتر من البوبرينورفين مرة أخرى (0.1 ملغ / كغ) ومنع جفاف العين باستخدام هلام سائل واقية (انظر الخطوتين 2.7 و 2.8).
    2. تثبيت الحيوان على إطار stereotactic كما في اليوم السابق.
    3. إزالة بعناية الغرز مع microscisors.
    4. إعداد الغشاء القذالي atlanto كما كان من قبل وتطبيق إعداد مطهر على منطقة حلق الرقبة مع قضيب القطن المعقم.
    5. حقن 30 ميكرولتر من الدم أو aCSF بمعدل منخفض (انظر الخطوات 3.1.2 إلى 3.1.8). مراقبة معدل التنفس ودرجة حرارة المستقيم.
    6. في نهاية الحقن، وخلع دقيق من الماصات والسيطرة على عدم تسرب الدم أثناء الانسحاب.
    7. تحقيق hemostasis وتشغيل اثنين من الغرز مع مضفر امتصاص خياطة الموضوع.

4. متابعة بعد العملية الجراحية ونهاية التجربة

  1. مباشرة بعد الجراحة، عزل ووضع الماوس في تراجع decubitus مع بطانية البقاء على قيد الحياة على ظهرها في صندوق مفتوح أثناء الانتعاش.
  2. وزن ومراقبة بعناية يوميا سلوك كل فأر حتى التضحية (على سبيل المثال، D7 بعد الجراحة).
  3. بين نقاط النهاية الإنسانية، لوحظ فقدان الوزن كبيرة (> 15٪ من الوزن) بشكل كلاسيكي. وهناك "حدب الظهر" الموقف، والحركات البطيئة، والسجود، والغناء غير طبيعي من الأذى و / أو السلوك العدواني الكبير هي أيضا علامات هامة على معاناة الحيوانات. إذا ظهر أي من هذه العلامات أو مزيج من العلامات ، يتم تعزيز مراقبة الحيوان في غضون ساعات من ظهورها. إذا ساءت رفاهية الحيوان أو لم تتحسن في غضون 48 ساعة ، سيعتبر أنه يتم الوصول إلى مستوى من المعاناة التي لا تطاق ، ويتم تنفيذ القتل الرحيم.
  4. في الوقت الذي تختاره ، والتضحية الفئران المطهرة عن طريق قطع الرأس ، وأدمغة الحصاد لمزيد من التحليلات.
  5. إجراء القتل الرحيم (قطع الرأس) بعد التخدير isoflurane (5٪).

النتائج

الجدول الزمني التجريبي، والإجراءات، والمتابعة، ومعدل الوفيات
تلخص الشكل 1A والشكل 1B بروتوكول نموذج SAH بالحقن المزدوج للدم. باختصار، في اليوم الأول من التعريفي SAH (D-1)، تم حقن 60 ميكرولتر من الدم المسحوب من فأر متماثل أو 60 ميكرولتر من السائل النخاعي ...

Discussion

على الرغم من كثافة البحث في مجال SAH وتطوير استراتيجيات علاجية مثل خيارات العلاج داخل الأوعية الدوائية والأدوية المتزايدة على مدى السنوات العشرين الماضية، إلا أن معدل الوفيات لا يزال مرتفعاً خلال الأسبوع الأول من دخول المستشفى ويصل إلى حوالي 50% خلال الأشهر الـ6 التالية24،,

Disclosures

ليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه.

Acknowledgements

نشكر منصة بريبن (جامعة نورماندي روان، فرنسا) لمعدات التصوير والسيد أرنو أرنو أرنو، والسيدة جولي ماوكوتيل والسيدة مارتين دوبوا، على السكن الحيواني والرعاية. ونشكر السيدة سيليست نيكولا على تقديم صوتها إلى شريط الفيديو الخاص بالبروتوكول. وقد دعم هذا العمل من قبل برنامج نضوج سيناري نورماندي، مؤسسة AVC تحت رعاية FRM، جامعة نورماندي روان و Inserm. منطقة نورماندي والاتحاد الأوروبي (مشروع 3R). أوروبا تشارك في نورماندي مع صندوق التنمية الإقليمية الأوروبية (ERDF).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
absorbable hemostatEthiconSurgicel
absorbable suturing threadEthiconVicryl 5.0
auto-regulated electric blanketHarvard Apparatus50-7087-F
bluetack for capillary fixationUHUPatafix
electronic balanceDenver InstrumentMXX-2001
glass capillariesHarvard ApparatusGC150F-15inner diameter 0.86 mm
outer diameter 1.5 mm
isoflurane vaporizerPhymepV100
micropipette pullerSutter Instrument CompanyP-97
needle 26 GBD microbalance300300
non absorbable suturing threadPeters surgicalFilapeau 4.0
stereotaxic frameDavid Kopf instrumentsModel 902
surgical equipmentKent scientificclamp, microscissors, thin scissors
syringe 20 mL TERUMOThermofisher11866071

References

  1. Rincon, F., Rossenwasser, R. H., Dumont, A. The epidemiology of admissions of nontraumatic subarachnoid hemorrhage in the United States. Neurosurgery. 73 (2), 212-222 (2013).
  2. Sandvei, M. S., et al. Incidence and mortality of aneurysmal subarachnoid hemorrhage in two Norwegian cohorts, 1984-2007. Neurology. 77 (20), 1833-1839 (2011).
  3. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
  4. Solenski, N. J., et al. Medical complications of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a report of the multicenter, cooperative aneurysm study. Participants of the Multicenter Cooperative Aneurysm Study. Critical Care Medicine. 23 (6), 1007-1017 (1995).
  5. Cahill, J., Calvert, J. W., Zhang, J. H. Mechanisms of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 26 (11), 1341-1353 (2006).
  6. Huang, J., van Gelder, J. M. The probability of sudden death from rupture of intracranial aneurysms: a meta-analysis. Neurosurgery. 51 (5), 1101-1107 (2002).
  7. Rabinstein, A. A. Secondary brain injury after aneurysmal subarachnoid haemorrhage: more than vasospasm. Lancet Neurology. 10 (7), 593-595 (2011).
  8. Kivisaari, R. P., et al. MR Imaging After Aneurysmal Subarachnoid Hemorrhage and Surgery: A Long-term Follow-up Study. American Journal of Neuroradiology. 22 (6), 1143-1148 (2001).
  9. Mayberg, M. R., et al. Guidelines for the management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. A statement for healthcare professionals from a special writing group of the Stroke Council, American Heart Association. Stroke. 25 (11), 2315-2328 (1994).
  10. Dankbaar, J. W., et al. Relationship between vasospasm, cerebral perfusion, and delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neuroradiology. 51 (12), 813-819 (2009).
  11. Sehba, F. A., Hou, J., Pluta, R. M., Zhang, J. H. The importance of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Progress in Neurobiology. 97 (1), 14-37 (2012).
  12. Miller, B. A., Turan, N., et al. Inflammation, vasospasm, and brain injury after subarachnoid hemorrhage. BioMed Res Int. 2014, 384342 (2014).
  13. Dreier, J. P., et al. Delayed ischaemic neurological deficits after subarachnoid haemorrhage are associated with clusters of spreading depolarizations. Brain. 129, 3224-3237 (2006).
  14. Mayer, S., et al. Global and domain-specific cognitive impairment and outcome after subarachnoid hemorrhage. Neurology. 59 (11), 1750-1758 (2002).
  15. Al-Khindi, T., Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Cognitive and functional outcome after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Stroke. 41 (8), 519-536 (2010).
  16. Macdonald, R. L., et al. Randomized trial of clazosentan in patients with aneurysmal subarachnoid hemorrhage undergoing endovascular coiling. Stroke. 43 (6), 1463-1469 (2012).
  17. Parra, A., et al. Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis. Neurological Research. 24 (5), 510-516 (2002).
  18. Schuller, K., Buhler, D., Plesnila, N. A murine model of subarachnoid hemorrhage. Journal of Visualized Experiments. (81), e50845 (2013).
  19. Lin, C. L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 123 (1), 89-97 (2003).
  20. Sabri, M., et al. Anterior circulation mouse model of subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1295, 179-185 (2009).
  21. Leclerc, J. L., et al. A Comparison of Pathophysiology in Humans and Rodent Models of Subarachnoid Hemorrhage. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71 (2018).
  22. El Amki, M., et al. Long-Lasting Cerebral Vasospasm, Microthrombosis, Apoptosis and Paravascular Alterations Associated with Neurological Deficits in a Mouse Model of Subarachnoid Hemorrhage. Molecular Neurobiology. 55 (4), 2763-2779 (2018).
  23. Clavier, T., et al. Association between vasoactive peptide urotensin II in plasma and cerebral vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a potential therapeutic target. Journal of Neurosurgery. , 1-11 (2018).
  24. Kundra, S., Mahendru, V., Gupta, V., Choudhary, A. K. Principles of neuroanesthesia in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Journal of Anaesthesiology Clinical Pharmacology. 30 (3), 328-337 (2014).
  25. Schertz, M., et al. Incidence and Mortality of Spontaneous Subarachnoid Hemorrhage in Martinique. PLOS ONE. 11 (5), 0155945 (2016).
  26. Lin, C. -. L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 123 (1), 89-97 (2003).
  27. Prunell, G. F., Mathiesen, T., Diemer, N. H., Svendgaard, N. -. A. Experimental subarachnoid hemorrhage: subarachnoid blood volume, mortality rate, neuronal death, cerebral blood flow, and perfusion pressure in three different rat models. Neurosurgery. 52 (1), 165-176 (2003).
  28. Turowski, B., et al. New angiographic measurement tool for analysis of small cerebral vessels: application to a subarachnoid haemorrhage model in the rat. Neuroradiology. 49 (2), 129-137 (2007).
  29. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  30. Muñoz-Sánchez, M. &. #. 1. 9. 3. ;., et al. Urotensinergic system genes in experimental subarachnoid hemorrhage. Medicina Intensiva (English Edition). 41 (8), 468-474 (2017).
  31. Delgado, T., Brismar, J., Svendgaard, N. A. Subarachnoid haemorrhage in the rat: angiography and fluorescence microscopy of the major cerebral arteries. Stroke. 16 (4), 595-602 (1985).
  32. Solomon, R. A., Antunes, J. L., Chen, R., Bland, L., Chien, S. Decrease in cerebral blood flow in rats after experimental subarachnoid hemorrhage: a new animal model. Stroke. 16 (1), 58-64 (1985).
  33. Ram, Z., Sahar, A., Hadani, M. Vasospasm due to massive subarachnoid haemorrhage-a rat model. Acta Neurochirurgica. 110 (3-4), 181-184 (1991).
  34. Glenn, T. C., et al. Subarachnoid hemorrhage induces dynamic changes in regional cerebral metabolism in rats. Journal of Neurotrauma. 19 (4), 449-466 (2002).
  35. Gules, I., Satoh, M., Clower, B. R., Nanda, A., Zhang, J. H. Comparison of three rat models of cerebral vasospasm. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (6), 2551-2559 (2002).
  36. Sabri, M., et al. Mechanisms of microthrombi formation after experimental subarachnoid hemorrhage. Neuroscience. 224, 26-37 (2012).
  37. Jeon, H., Ai, J., Sabri, M., Tariq, A., Macdonald, R. Learning deficits after experimental subarachnoid hemorrhage in rats. Neuroscience. 169 (4), 1805-1814 (2010).
  38. Silasi, G., Colbourne, F. Long-term assessment of motor and cognitive behaviours in the intraluminal perforation model of subarachnoid hemorrhage in rats. Behavioural Brain Researchearch. 198 (2), 380-387 (2009).
  39. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26 (6), 1086-1092 (1995).
  40. Bederson, J. B., et al. Acute vasoconstriction after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 42 (2), 352-362 (1998).
  41. Park, I. -. S., et al. Subarachnoid hemorrhage model in the rat: modification of the endovascular filament model. Journal of Neuroscience Methods. 172 (2), 195-200 (2008).
  42. Vanden Bergh, W., et al. Magnetic resonance imaging in experimental subarachnoid haemorrhage. Acta Neurochirurgica. 147 (9), 977-983 (2005).
  43. Peng, J., et al. LRP1 activation attenuates white matter injury by modulating microglial polarization through Shc1/PI3K/Akt pathway after subarachnoid hemorrhage in rats. Redox Biology. 21, 101121 (2019).
  44. Okada, T., et al. Selective Toll-Like Receptor 4 Antagonists Prevent Acute Blood-Brain Barrier Disruption After Subarachnoid Hemorrhage in Mice. Molecular Neurobiology. 56 (2), 976-985 (2019).
  45. Tiebosch, I. A., et al. Progression of brain lesions in relation to hyperperfusion from subacute to chronic stages after experimental subarachnoid hemorrhage: a multiparametric MRI study. Cerebrovascular Diseases. 36 (3), 167-172 (2013).
  46. Weidauer, S., Vatter, H., Dettmann, E., Seifert, V., Zanella, F. E. Assessment of vasospasm in experimental subarachnoid hemorrhage in rats by selective biplane digital subtraction angiography. Neuroradiology. 48 (3), 176-181 (2006).
  47. Lee, J. Y., Huang, D. L., Keep, R., Sagher, O. Characterization of an improved double hemorrhage rat model for the study of delayed cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 168 (2), 358-366 (2008).
  48. Cai, J., et al. A novel intravital method to evaluate cerebral vasospasm in rat models of subarachnoid hemorrhage: a study with synchrotron radiation angiography. PloS one. 7 (3), 33366 (2012).
  49. Piepgras, A., Thome, C., Schmiedek, P. Characterization of an anterior circulation rat subarachnoid hemorrhage model. Stroke. 26 (12), 2347-2352 (1995).
  50. Rosenberg, G. A., Mun-Bryce, S., Wesley, M., Kornfeld, M. Collagenase-induced intracerebral hemorrhage in rats. Stroke. 21 (5), 801-807 (1990).
  51. Raslan, F., et al. A modified double injection model of cisterna magna for the study of delayed cerebral vasospasm following subarachnoid hemorrhage in rats. Experimental & Translational Stroke Medicine. 4 (1), 23 (2012).
  52. Cai, J., et al. A novel intravital method to evaluate cerebral vasospasm in rat models of subarachnoid hemorrhage: a study with synchrotron radiation angiography. PLoS One. 7 (3), 33366 (2012).
  53. Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65 (2), 331-343 (2009).
  54. Guresir, E., et al. The effect of common carotid artery occlusion on delayed brain tissue damage in the rat double subarachnoid hemorrhage model. Acta Neurochir (Wien). 154 (1), 11-19 (2012).
  55. Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58 (6), 1190-1197 (2006).
  56. Leonardo, C. C., Robbins, S., Doré, S. Translating basic science research to clinical application: models and strategies for intracerebral hemorrhage. Frontiers in Neurology. 3, 85 (2012).
  57. Feiler, S., Friedrich, B., Schöller, K., Thal, S. C., Plesnila, N. Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring. Journal of Neuroscience Methods. 190 (2), 164-170 (2010).
  58. Westermaier, T., Jauss, A., Eriskat, J., Kunze, E., Roosen, K. Acute vasoconstriction: decrease and recovery of cerebral blood flow after various intensities of experimental subarachnoid hemorrhage in rats. Journal of Neurosurgery. 110 (5), 996-1002 (2009).
  59. van Lieshout, J. H., et al. An introduction to the pathophysiology of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurosurgical Review. 41 (4), 917-930 (2018).
  60. Conzen, C., et al. The Acute Phase of Experimental Subarachnoid Hemorrhage: Intracranial Pressure Dynamics and Their Effect on Cerebral Blood Flow and Autoregulation. Translational Stroke Research. 10 (5), 566-582 (2019).
  61. Connolly, E. S., et al. Guidelines for the management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a guideline for healthcare professionals from the American Heart Association/american Stroke Association. Stroke. 43 (6), 1711-1737 (2012).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

162 subarachnoid cisterna magna vasospasm sensitivo

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved