JoVE Logo
Yazarlar
Bize Ulaşın

Oturum Aç

Bu içeriği görüntülemek için JoVE aboneliği gereklidir. Oturum açın veya ücretsiz deneme sürümünü başlatın.

Bu Makalede

  • Özet
  • Özet
  • Giriş
  • Protokol
  • Sonuçlar
  • Tartışmalar
  • Açıklamalar
  • Teşekkürler
  • Malzemeler
  • Referanslar
  • Yeniden Basımlar ve İzinler

Özet

Bu protokolde, otolog tam kandan cisterna magna'ya çift enjeksiyon la standart laştırılmış subaraknoid kanama (SAH) fare modeli tanımlanmıştır. Çift enjeksiyon prosedürünün yüksek standardizasyon derecesi mortalite ile ilgili göreceli güvenlik ile SAH bir orta-akut modeli temsil eder.

Özet

İnmeler arasında, serebral arteriyel anevrizma rüptürüne ardışık subaraknoid kanama (SAH) %5-9'u temsil eder, ancak total inmeye bağlı mortalitenin yaklaşık %30'undan sorumludur ve nörolojik sonuç açısından önemli bir morbidite vardır. Gecikmiş serebral vazospazm (CVS) en sık gecikmiş serebral iskemi ile ilişkili olarak ortaya çıkabilir. SAH'ın farklı hayvan modelleri artık her biri farklı avantajlar ve dezavantajlar sergileyen sarnıç magna sına endovasküler perforasyon ve doğrudan kan enjeksiyonu da dahil olmak üzere kullanılmaktadır. Bu makalede, sisterna magna içine otolog tam kan belirlenen hacimleri çift doğrudan enjeksiyon ile SAH standartlaştırılmış bir fare modeli sunulmaktadır. Kısaca, fareler tartıldı ve daha sonra isofluran inhalasyon tarafından anestezi edildi. Daha sonra, hayvan 37 °C'lik rektal sıcaklığı koruyan ısıtılmış bir battaniyenin üzerine yaslanmış bir konuma yerleştirildi ve yaklaşık 30°'lik servikal bükümile stereotaktik bir çerçeve içinde konumlandırıldı. Bir kez yerine, aynı yaş ve cinsiyet (C57Bl/6J) başka bir farenin karotis arter alınan homolog arter kanı ile dolu uzun bir cam mikropipet ucu bir mikromanipülatör ile atlanto-oksipital membran ile temas dik açıyla konumlandırılmış. Daha sonra 60 μL kan sarnıç magna enjekte edildi ve ardından hayvanın 30° aşağı doğru 2 dakika eğik bir şekilde eğik bir şekilde yatırıldı. Cisterna magna'ya 30°L kan nakli ilkinden 24 saat sonra yapıldı. Her hayvanın bireysel takibi günlük olarak yapılır (ağırlık ve esenliğin dikkatli bir şekilde değerlendirilmesi). Bu prosedür kan öngörülebilir ve yüksek oranda tekrarlanabilir dağılım sağlar, büyük olasılıkla bir yapay serebral spinal sıvı eşdeğer enjeksiyon ile taklit edilebilir intrakranial basınç yüksekliği eşlik (BOS), ve düşük mortalite indükleyen SAH hafif modeli akut temsil eder.

Giriş

Subaraknoid kanama (SAH) tüm inme olgularının %5'ini oluşturur ve yılda 100.000 hastabaşına 7.2 ila 9 hasta insidansı ile nispeten yaygın bir patoloji oluşturur ve çalışmaya bağlı olarak %20-60 oranında mortalite oranı1,2,3. Akut fazda mortalite kanama, rekanama, serebral vazospazm (CVS) ve/veya tıbbi komplikasyonların şiddetine bağlanabilir4. Hayatta kalanlarda, erken beyin hasarı (EBI) kanama nın parenkimal uzantısı ve intrakraniyal basınçan ani artış ile ilişkilidir, hangi primer serebral iskemi neden olabilir5 ve vakaların yaklaşık% 10-15 acil ölüm6. SAH'ın ilk "akut" evresinden sonra prognoz, serebral bilgisayarlı tomografi ile hastaların yaklaşık %40'ında ve manyetik rezonans görüntüleme (MRG) 77,8'densonra hastaların yaklaşık %40'ında saptanan "sekonder" veya gecikmiş serebral iskeminin (DCI) oluşumuna bağlıdır. SAH hastalarının çoğunda anevrizma rüptüründen 4 ila 21 gün sonra meydana gelen CVS'ye ek olarak, DCI9 mikrotromboz oluşumuna sekonder multifaktöriyel diffüz beyin lezyonları, azaltılmış serebral perfüzyon, nöroinflamasyon ve kortikal yayılan depresyon (CSD)10,11,12,13. Bu SAH kurtulanların% 30 etkiler ve görsel bellek de dahil olmak üzere bilişsel fonksiyonları etkiler, sözel bellek, tepki süresi, ve yürütme, visuospatial ve dil fonksiyonları14 günlük yaşamı bozan15. SAH hastalarında CVS ve/veya kötü bilişsel sonuçları önlemek için mevcut standart tedaviler Nimodipine olarak Ca2 + kanal inhibitörleri kullanılarak Ca2 + sinyal ve vazokonstriksiyon tıkanıklığı dayanmaktadır. Ancak vazokonstriksiyonu hedefleyen daha yeni klinik çalışmalarda hastanın nörolojik sonucu ile CVS16'nınönlenmesi arasında ayrışma saptandı ve SAH-uzun vadeli sonuçlara bağlı daha karmaşık patofizyolojik mekanizmalar ortaya çıktı. Bu nedenle, SAH'ye eşlik eden patolojik olayların sayısının ve orijinal terapötik müdahaleleri test etmek için geçerli ve standartlaştırılmış hayvan modellerinin geliştirilmesinin daha iyi anlaşılması için tıbbi bir ihtiyaç vardır.

İntrakranial anevrizmanın daha çok insanlarda SAH'dan sorumlu olması klinik öncesi hayvan modellerinde taklit etmek zordur. Şu anda, anevrizma rüptürü ve SAH durum geçici orta serebral arter perforasyonu tarafından test edilebilir (endovasküler delinme modeli) farelerde CVS ve sensitivomotor disfonksiyonlar sorumlu17,18. Kanama başlangıcı üzerinde olası bir kontrol olmaması ve bu modelde kan difüzyonu nedeniyle, kemirgenlerde endovasküler rüptür olmaksızın SAH modelleri üretmek için başka yöntemler geliştirilmiştir. Daha doğrusu, onlar magna sarnıç19 veya prechiasmatic sarnıç içine tek bir çift enjeksiyon veya prechiasmatic sarnıç içine tek bir çift enjeksiyon yoluyla subaraknoid uzaya arteriyel kan doğrudan uygulanması oluşur20. Endovasküler rüptürü olmayan bu fare modellerinin en büyük avantajı, cerrahi işlemde ve enjekte edilen kan örneğinin kalitesi ve miktarında tekrarlanabilir bir şekilde ustalaşma imkanıdır. Özellikle endovasküler perforasyon ile model üzerinde bu modelin bir diğer avantajı hayvanın genel refahıkorunmasıdır. Nitekim olarak, Bu ameliyat daha az invaziv ve teknik olarak daha az bir karotis duvar rüptürü oluşturmak için gerekli daha zor. Bu son modelde, hayvan entübe ve mekanik havalandırılmalıdır, bir monofilament dış karotis arter eklenir iken, ve internal karotis arter içine gelişmiş. Bu muhtemelen tel yolu tarafından damar tıkanıklığı nedeniyle geçici iskemi yol açar. Sonuç olarak, cerrahi ile ilişkili ko-morbidite (moribund durum, önemli ağrı ve ölüm) endovasküler perforasyon modeli ile karşılaştırıldığında çift enjeksiyon modelinde daha az önemlidir. Daha tutarlı bir SAH olmasının yanı sıra, çift direkt enjeksiyon yöntemi araştırma ve test (anestezi altında azaltılmış zaman, cerrahi doku bozulması ve sıkıntı ağrı) hayvan refahı ile uyumludur ve protokol çalışması ve personel eğitimi için kullanılan hayvanların en az toplam sayıda yol açar.

Ayrıca, bu transgenik fareler için aynı protokolün uygulanmasına olanak sağlar, SAH optimize patolojik anlayış ve potansiyel terapötik bileşiklerin karşılaştırmalı test imkanı yol. Burada, 6-8 haftalık erkek C57Bl/6J farelerde sarnıc magna içine otolog arteriyel kan çift ardışık enjeksiyon uyal bir subaraknoid kanama (SAH) standart bir fare modeli salıyoruz. Bu modelin en büyük avantajı endovasküler perforasyon modeli ile karşılaştırıldığında kanama hacminin kontrolü, ve intrakraniyal basınç ciddi bir artış olmadan kanama olayının takviye21. Son zamanlarda, sarnıç magna içine kan çift doğrudan enjeksiyon iyi farelerde deneysel ve fizyopatolojik konularda tarif edilmiştir. Nitekim, son zamanlarda büyük serebral arterlerin CVS gösterdi (basilar (BA), orta (MCA) ve anterior (ACA) serebral arterler), serebrovasküler fibrin birikimi ve hücre apoptoz gün 3 (D3) için 10 (D10), paravasküler serebrospinal sıvı dolaşım kusurları farelerde değiştirilmiş sensitivomotor ve bilişsel fonksiyonlar eşliğinde, 10 gün sonra-SAH2AH. Böylece, bu model hakim yapar, doğrulanmış ve kısa vadeli ve uzun süreli olaylar için karakterize post-SAH. Yeni hedeflerin prospektif belirlenmesi ve SAH ile ilişkili komplikasyonlara karşı güçlü ve etkili tedavi stratejileri üzerine çalışmalar için ideal olmalıdır.

Protokol

Tüm prosedürler, Fransız Etik Komitesi ve 2010/63/AB Avrupa Parlamentosu Direktifi ve Bilimsel Amaçlariçin Kullanılan Hayvanları Koruma Konseyi yönergeleri uyarınca H. Castel gözetiminde gerçekleştirilmiştir. Bu proje yerel CENOMEXA ve hayvan araştırma ve test ulusal etik komiteleri tarafından onaylanmıştır. Erkek C57Bl/6J Rj fareler (Janvier), 8-12 haftalık, kontrollü standart çevre koşulları altında barındırıldı: 22 °C ± 1 °C, 12 saat/12 saat ışık/karanlık döngüsü, ve su ve gıda mevcut reklam libitum.

1. SAH cerrahisinin kurulumu ve enjeksiyon aparatı

  1. Ameliyat başlamadan önce, bir micropipeette puller kullanarak cam kılcal yeterli sayıda çekin. Enjeksiyon pipeti 0,86 mm iç çapı ve 1,5 mm dış çapı göstermelidir.
  2. Sahte durum için yapay beyin omurilik sıvısı (aCSF) hazırlayın.
    1. 119 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1 mM NaH2PO4, 1,3 mM MgCl2, 10 mM glukoz, 26,2 mM NaHCO3 H2O, pH 7.4 ile bir çözelti hazırlayın.
    2. Gaz aCSF ile 95% O2 ve 5% CO2 15 dakika için, ve sonra 2.5 mM CaCl2ekleyin.
    3. Oksijenli aCSF'yi 0,22 m filtre cihazıyla sterilize edin. aCSF çözeltisi 4 °C'de 3-4 hafta stabil olabilir. Kontaminasyon (çözelti bulutlu hale geliyorsa) veya bir mevduat oluşumu ortaya çıktıysa, atın ve taze aCSF yapın.
  3. Homolog fare donöründen kan toplanması
    1. Trakea boyunca karotis arter izole ve karotis arter delinmesi ile kan maksimum miktarda toplamak.
    2. Uygulamada fareyi bir anestezi odasına yerleştirin ve hayvan bilincini kaybedene kadar odayı %5 izofluran ile yükleyin.
    3. Cerrahi deneysel prosedürün ayarını sağlamak için iki arka ekstremiteden birini kenetleyerek reflekslerin eksikliğini kontrol edin.
    4. 26 G iğne (heparin sodyum) kullanarak heparin çözeltisi ile 1 mL şırınga katlayın. Bu sonraki adımlar sırasında kan pıhtılaşmasını önleyecektir.
    5. Dorsal dekübitusa yerleştirilen hayvanı bacakları ayrı, burnu ise anestezi maskesine (anestezi bakımı %2-2,5 izofluran ile) yerleştirin.
    6. Omohyoid kas uzunlamasına keserek trakea boyunca karotis arter izole. Arter izole edildikten sonra, mikrodissecting kanca ve forceps yardımıyla kalbe doğru iğne takın ve karotis arter delinmesi yoluyla kan maksimum toplamak (60 μL SAH fare başına gereklidir).
    7. Servikal çıkığı kullanarak kan alındıktan hemen sonra anestezili donör fareyi kurban edin.

2. Hayvan (8-10 haftalık C57BL/6J erkek fareler) hazırlanması

  1. Her fareyi tam olarak elektronik bir denge kullanarak tartın. Mevcut çalışmada, fareler ameliyattan hemen önce 20 ila 25 gram aralığında vücut ağırlığı olurdu.
  2. Daha önce açıklandığı gibi (bkz. 1.3.2 ve 1.3.3) farelerin anestezisini ameliyat etmek için teşvik edin.
  3. Uygun bir elektrikli makas ile boyun ve kulaklar arasındaki boşluğu tıraş.
  4. Ventral dekübitusta konumlandırılmış hayvanı bacakları ayrı ve burnu bir anestezi maskesine (anestezi bakımı 2 ve %2,5 izofluranile) stereotaktik bir çerçeveye yerleştirin.
  5. Farenin uyuduğunu ve kafasının düzgün bir şekilde tıkanıp tıkandığını kontrol edin.
  6. Subkutan olarak 100 μL buprenorfin (0.1 mg/kg) alt sırtta 26 G iğne ile enjekte, uyanış sonrası ağrı önlemek için.
  7. Koruyucu sıvı jel kullanarak kuru gözleri önleyin ve otomatik düzenlenmiş elektrikli battaniye kullanarak 37 °C'lik bir intrarektal sıcaklığı koruyun.
  8. Bir antiseptik çözelti (povison-iyot veya klorheksidin steril pamuk yol kullanarak) ile posterior boyun traş alanı tedavi.
  9. Hazırlanan deri/deri altı dokusuna dokunan tüm aletleri önceden sterilize edin (200 °C'ye 2 saat ısıtın) ve aseptik olarak tevkolun.

3. SAH indüksiyonu

  1. İlk gün (D-1)
    1. Arka boyunda ince makas ile 1 cm'lik bir kesi kesin, ardından sarnıç magna erişmek için orta hat boyunca kasların ayrılması.
    2. Boş cam pipetin ucunu ince makasla kesin. Daha sonra, esnek silikon konektöre bağlı bir şırıngaya uyum sağlar.
    3. Hassas bir mikropipet kullanarak 0,5 mL'lik bir tüpe 60 μL kan veya aCSF (sırasıyla SAH veya sahte durum için) aktarın.
    4. SAH durumu için 60 μL veya sahte durum için 60 μL aCSF kan cam pipet içine suck.
    5. Enjeksiyon için pipeti stereotaktik çerçeveye bir halka veya mavi raptiye kullanarak takın ve pipet ucunu sarnıç magna ile arayüzdeki membrana yavaşça getirin.
    6. Pipet ucunu stereotaktik çerçevenin mikro manipülatörü kullanarak, pipet ucunu atlanto-oksipital membrandan sarnıc magna'ya yavaşça yerleştirin.
    7. Daha önce kan veya aCSF ile doldurulmuş pipeti basınç indüksiyonuna hazır şırıngaya bağlayın.
    8. Akut intrakraniyal basıncı önlemek için pistonu 10 μL/dk civarında düşük bir hızda bastırarak enjekte edin.
    9. Enjeksiyon sırasında solunum hızını ve rektal sıcaklığı yakından takip edin.
    10. Enjeksiyonun sonunda, mikro manipülatör aracılığıyla pipeti dikkatlice çıkarın ve geri çekilme sırasında sızıntı olmadığından görsel olarak emin olun.
    11. Emilebilir bir hemostat kullanarak hemostaz elde ve örgülü olmayan emdirilebilir dikiş iplik ile iki dikiş çalıştırın.
    12. Ameliyattan hemen sonra fareyi reddet dekübitine yerleştirin ve iyileşme süresince açık bir kutuda bir sağkalım battaniyesi ile kapatın.
  2. İndüksiyonun ikinci günü (D0)
    1. 24 saat sonra anestezi yitirin (bkz. 1.3.2 ve 1.3.3). Subkutan olarak tekrar buprenorfin 100 μL enjekte (0.1 mg/kg) ve koruyucu sıvı jel kullanarak kuru gözleri önlemek (bkz. adım 2.7 ve 2.8).
    2. Hayvanı bir gün önce olduğu gibi stereotaktik çerçeveye töyorum.
    3. Dikkatle mikroscissors ile dikişleri çıkarın.
    4. Atlanto-oksipital membranı önceden olduğu gibi hazırlayın ve boynun tıraşlı bölgesine steril bir pamuk çubukla antiseptik preparat uygulayın.
    5. Düşük oranda 30 μL kan veya aCSF enjekte edin (bkz. 3.1.2 ila 3.1.8. adımlar). Solunum hızını ve rektal sıcaklığı izleyin.
    6. Enjeksiyon sonunda, dikkatle pipet çıkarmak ve çekilme sırasında kan sızıntısı yokluğunu kontrol edin.
    7. Hemostaz elde ve örgülü emilebilir dikiş iplik ile iki dikiş çalıştırın.

4. Ameliyat sonrası takip ve deney sonu

  1. Ameliyattan hemen sonra, kurtarma sırasında sırtında bir sağkalım battaniyesi ile fareyi reddedici dekübite yerleştirin.
  2. Kurban edilinceye kadar her farenin günlük davranışını dikkatlice tartacak ve gözlemleyin (örn. ameliyat sonrası D7).
  3. İnsancıl uç noktalar arasında, önemli bir kilo kaybı (>15% ağırlık) klasik fark edilir. Bir "kambur geri" duruş, yavaş hareketler, prostration, ağrı ve / veya önemli agresif davranış anormal vokalizasyonda da hayvan acı önemli belirtileri vardır. Bu belirtilerden herhangi biri veya bir dizi işaret ortaya çıkarsa, hayvanın izlenmesi göründükten sonraki saatlerde takviye edilir. Eğer hayvanın refahı 48 saat içinde kötüleşir sayılsa ya da iyileşmezse, dayanılmaz bir acı seviyesine ulaşıldığı ve ötenazi nin yapıldığı düşünülecektir.
  4. Seçim sırasında, decapitation tarafından anestezi fareler kurban, ve daha fazla analiz için beyin hasat.
  5. Isofluran anestezisi (%5) sonrası ötanazi (decapitation) yapın.

Sonuçlar

Deneysel zaman çizelgesi, prosedür, takip ve mortalite
Şekil 1A ve Şekil 1B, SAH model protokolünü çift intrasisternal kan enjeksiyonu ile özetler. Kısaca, SAH indüksiyonunun ilk gününde (D-1), homolog bir fareden çekilen 60 μL kan veya 60 μL yapay beyin omurilik sıvısı (aCSF) sırasıyla SAH veya şam koşullarında sarnıç magna içine enjekte edildi. Ertesi gün (D0), homolog bir fareden çekilen 30 μL kan veya 30 μL a...

Tartışmalar

SAH alanında araştırma yoğunluğu ve son yirmi yıl içinde artan endovasküler ve farmakolojik tedavi seçenekleri gibi terapötik stratejilerin geliştirilmesine rağmen, mortalite hastaneye giriş ilk haftasında yüksek kalır ve aşağıdaki 6 ay içinde yaklaşık% 50 ulaşır24,25. Sarnıç magna içine homolog arteriyel kan günlük çift enjeksiyon ile bu akım preklinik modeli geçerliliği ve düşük mortalite oranı ile ilişkisi...

Açıklamalar

Yazarların açıklayacak bir şeyi yok.

Teşekkürler

Biz primacen platformu (Normandie Rouen Üniversitesi, Fransa) görüntüleme ekipmanları ve Bay Arnaud Arabo, Bayan Julie Maucotel ve Bayan Martine Dubois, hayvan konut ve bakım için teşekkür ederiz. Bayan Celeste Nicola'ya protokolün videoya kayd1sına sesini ödünç ettiği için teşekkür ederiz. Bu çalışma Seinari Normandiya olgunlaşma programı, Fondation AVC tarafından FRM, Normandie Rouen Üniversitesi ve Inserm himayesinde desteklenmiştir. Normandiya Bölgesi ve Avrupa Birliği (3R projesi). Avrupa, Avrupa Bölgesel Kalkınma Fonu (ERDF) ile Normandiya'ya katılıyor.

Malzemeler

NameCompanyCatalog NumberComments
absorbable hemostatEthiconSurgicel
absorbable suturing threadEthiconVicryl 5.0
auto-regulated electric blanketHarvard Apparatus50-7087-F
bluetack for capillary fixationUHUPatafix
electronic balanceDenver InstrumentMXX-2001
glass capillariesHarvard ApparatusGC150F-15inner diameter 0.86 mm
outer diameter 1.5 mm
isoflurane vaporizerPhymepV100
micropipette pullerSutter Instrument CompanyP-97
needle 26 GBD microbalance300300
non absorbable suturing threadPeters surgicalFilapeau 4.0
stereotaxic frameDavid Kopf instrumentsModel 902
surgical equipmentKent scientificclamp, microscissors, thin scissors
syringe 20 mL TERUMOThermofisher11866071

Referanslar

  1. Rincon, F., Rossenwasser, R. H., Dumont, A. The epidemiology of admissions of nontraumatic subarachnoid hemorrhage in the United States. Neurosurgery. 73 (2), 212-222 (2013).
  2. Sandvei, M. S., et al. Incidence and mortality of aneurysmal subarachnoid hemorrhage in two Norwegian cohorts, 1984-2007. Neurology. 77 (20), 1833-1839 (2011).
  3. van Gijn, J., Kerr, R. S., Rinkel, G. J. Subarachnoid haemorrhage. Lancet. 369 (9558), 306-318 (2007).
  4. Solenski, N. J., et al. Medical complications of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a report of the multicenter, cooperative aneurysm study. Participants of the Multicenter Cooperative Aneurysm Study. Critical Care Medicine. 23 (6), 1007-1017 (1995).
  5. Cahill, J., Calvert, J. W., Zhang, J. H. Mechanisms of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 26 (11), 1341-1353 (2006).
  6. Huang, J., van Gelder, J. M. The probability of sudden death from rupture of intracranial aneurysms: a meta-analysis. Neurosurgery. 51 (5), 1101-1107 (2002).
  7. Rabinstein, A. A. Secondary brain injury after aneurysmal subarachnoid haemorrhage: more than vasospasm. Lancet Neurology. 10 (7), 593-595 (2011).
  8. Kivisaari, R. P., et al. MR Imaging After Aneurysmal Subarachnoid Hemorrhage and Surgery: A Long-term Follow-up Study. American Journal of Neuroradiology. 22 (6), 1143-1148 (2001).
  9. Mayberg, M. R., et al. Guidelines for the management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. A statement for healthcare professionals from a special writing group of the Stroke Council, American Heart Association. Stroke. 25 (11), 2315-2328 (1994).
  10. Dankbaar, J. W., et al. Relationship between vasospasm, cerebral perfusion, and delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neuroradiology. 51 (12), 813-819 (2009).
  11. Sehba, F. A., Hou, J., Pluta, R. M., Zhang, J. H. The importance of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Progress in Neurobiology. 97 (1), 14-37 (2012).
  12. Miller, B. A., Turan, N., et al. Inflammation, vasospasm, and brain injury after subarachnoid hemorrhage. BioMed Res Int. 2014, 384342 (2014).
  13. Dreier, J. P., et al. Delayed ischaemic neurological deficits after subarachnoid haemorrhage are associated with clusters of spreading depolarizations. Brain. 129, 3224-3237 (2006).
  14. Mayer, S., et al. Global and domain-specific cognitive impairment and outcome after subarachnoid hemorrhage. Neurology. 59 (11), 1750-1758 (2002).
  15. Al-Khindi, T., Macdonald, R. L., Schweizer, T. A. Cognitive and functional outcome after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Stroke. 41 (8), 519-536 (2010).
  16. Macdonald, R. L., et al. Randomized trial of clazosentan in patients with aneurysmal subarachnoid hemorrhage undergoing endovascular coiling. Stroke. 43 (6), 1463-1469 (2012).
  17. Parra, A., et al. Mouse model of subarachnoid hemorrhage associated cerebral vasospasm: methodological analysis. Neurological Research. 24 (5), 510-516 (2002).
  18. Schuller, K., Buhler, D., Plesnila, N. A murine model of subarachnoid hemorrhage. Journal of Visualized Experiments. (81), e50845 (2013).
  19. Lin, C. L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 123 (1), 89-97 (2003).
  20. Sabri, M., et al. Anterior circulation mouse model of subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1295, 179-185 (2009).
  21. Leclerc, J. L., et al. A Comparison of Pathophysiology in Humans and Rodent Models of Subarachnoid Hemorrhage. Frontiers in Molecular Neuroscience. 11, 71 (2018).
  22. El Amki, M., et al. Long-Lasting Cerebral Vasospasm, Microthrombosis, Apoptosis and Paravascular Alterations Associated with Neurological Deficits in a Mouse Model of Subarachnoid Hemorrhage. Molecular Neurobiology. 55 (4), 2763-2779 (2018).
  23. Clavier, T., et al. Association between vasoactive peptide urotensin II in plasma and cerebral vasospasm after aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a potential therapeutic target. Journal of Neurosurgery. , 1-11 (2018).
  24. Kundra, S., Mahendru, V., Gupta, V., Choudhary, A. K. Principles of neuroanesthesia in aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Journal of Anaesthesiology Clinical Pharmacology. 30 (3), 328-337 (2014).
  25. Schertz, M., et al. Incidence and Mortality of Spontaneous Subarachnoid Hemorrhage in Martinique. PLOS ONE. 11 (5), 0155945 (2016).
  26. Lin, C. -. L., et al. A murine model of subarachnoid hemorrhage-induced cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 123 (1), 89-97 (2003).
  27. Prunell, G. F., Mathiesen, T., Diemer, N. H., Svendgaard, N. -. A. Experimental subarachnoid hemorrhage: subarachnoid blood volume, mortality rate, neuronal death, cerebral blood flow, and perfusion pressure in three different rat models. Neurosurgery. 52 (1), 165-176 (2003).
  28. Turowski, B., et al. New angiographic measurement tool for analysis of small cerebral vessels: application to a subarachnoid haemorrhage model in the rat. Neuroradiology. 49 (2), 129-137 (2007).
  29. Boyko, M., et al. The neuro-behavioral profile in rats after subarachnoid hemorrhage. Brain Research. 1491, 109-116 (2013).
  30. Muñoz-Sánchez, M. &. #. 1. 9. 3. ;., et al. Urotensinergic system genes in experimental subarachnoid hemorrhage. Medicina Intensiva (English Edition). 41 (8), 468-474 (2017).
  31. Delgado, T., Brismar, J., Svendgaard, N. A. Subarachnoid haemorrhage in the rat: angiography and fluorescence microscopy of the major cerebral arteries. Stroke. 16 (4), 595-602 (1985).
  32. Solomon, R. A., Antunes, J. L., Chen, R., Bland, L., Chien, S. Decrease in cerebral blood flow in rats after experimental subarachnoid hemorrhage: a new animal model. Stroke. 16 (1), 58-64 (1985).
  33. Ram, Z., Sahar, A., Hadani, M. Vasospasm due to massive subarachnoid haemorrhage-a rat model. Acta Neurochirurgica. 110 (3-4), 181-184 (1991).
  34. Glenn, T. C., et al. Subarachnoid hemorrhage induces dynamic changes in regional cerebral metabolism in rats. Journal of Neurotrauma. 19 (4), 449-466 (2002).
  35. Gules, I., Satoh, M., Clower, B. R., Nanda, A., Zhang, J. H. Comparison of three rat models of cerebral vasospasm. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 283 (6), 2551-2559 (2002).
  36. Sabri, M., et al. Mechanisms of microthrombi formation after experimental subarachnoid hemorrhage. Neuroscience. 224, 26-37 (2012).
  37. Jeon, H., Ai, J., Sabri, M., Tariq, A., Macdonald, R. Learning deficits after experimental subarachnoid hemorrhage in rats. Neuroscience. 169 (4), 1805-1814 (2010).
  38. Silasi, G., Colbourne, F. Long-term assessment of motor and cognitive behaviours in the intraluminal perforation model of subarachnoid hemorrhage in rats. Behavioural Brain Researchearch. 198 (2), 380-387 (2009).
  39. Bederson, J. B., Germano, I. M., Guarino, L. Cortical blood flow and cerebral perfusion pressure in a new noncraniotomy model of subarachnoid hemorrhage in the rat. Stroke. 26 (6), 1086-1092 (1995).
  40. Bederson, J. B., et al. Acute vasoconstriction after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 42 (2), 352-362 (1998).
  41. Park, I. -. S., et al. Subarachnoid hemorrhage model in the rat: modification of the endovascular filament model. Journal of Neuroscience Methods. 172 (2), 195-200 (2008).
  42. Vanden Bergh, W., et al. Magnetic resonance imaging in experimental subarachnoid haemorrhage. Acta Neurochirurgica. 147 (9), 977-983 (2005).
  43. Peng, J., et al. LRP1 activation attenuates white matter injury by modulating microglial polarization through Shc1/PI3K/Akt pathway after subarachnoid hemorrhage in rats. Redox Biology. 21, 101121 (2019).
  44. Okada, T., et al. Selective Toll-Like Receptor 4 Antagonists Prevent Acute Blood-Brain Barrier Disruption After Subarachnoid Hemorrhage in Mice. Molecular Neurobiology. 56 (2), 976-985 (2019).
  45. Tiebosch, I. A., et al. Progression of brain lesions in relation to hyperperfusion from subacute to chronic stages after experimental subarachnoid hemorrhage: a multiparametric MRI study. Cerebrovascular Diseases. 36 (3), 167-172 (2013).
  46. Weidauer, S., Vatter, H., Dettmann, E., Seifert, V., Zanella, F. E. Assessment of vasospasm in experimental subarachnoid hemorrhage in rats by selective biplane digital subtraction angiography. Neuroradiology. 48 (3), 176-181 (2006).
  47. Lee, J. Y., Huang, D. L., Keep, R., Sagher, O. Characterization of an improved double hemorrhage rat model for the study of delayed cerebral vasospasm. Journal of Neuroscience Methods. 168 (2), 358-366 (2008).
  48. Cai, J., et al. A novel intravital method to evaluate cerebral vasospasm in rat models of subarachnoid hemorrhage: a study with synchrotron radiation angiography. PloS one. 7 (3), 33366 (2012).
  49. Piepgras, A., Thome, C., Schmiedek, P. Characterization of an anterior circulation rat subarachnoid hemorrhage model. Stroke. 26 (12), 2347-2352 (1995).
  50. Rosenberg, G. A., Mun-Bryce, S., Wesley, M., Kornfeld, M. Collagenase-induced intracerebral hemorrhage in rats. Stroke. 21 (5), 801-807 (1990).
  51. Raslan, F., et al. A modified double injection model of cisterna magna for the study of delayed cerebral vasospasm following subarachnoid hemorrhage in rats. Experimental & Translational Stroke Medicine. 4 (1), 23 (2012).
  52. Cai, J., et al. A novel intravital method to evaluate cerebral vasospasm in rat models of subarachnoid hemorrhage: a study with synchrotron radiation angiography. PLoS One. 7 (3), 33366 (2012).
  53. Lee, J. Y., Sagher, O., Keep, R., Hua, Y., Xi, G. Comparison of experimental rat models of early brain injury after subarachnoid hemorrhage. Neurosurgery. 65 (2), 331-343 (2009).
  54. Guresir, E., et al. The effect of common carotid artery occlusion on delayed brain tissue damage in the rat double subarachnoid hemorrhage model. Acta Neurochir (Wien). 154 (1), 11-19 (2012).
  55. Vatter, H., et al. Time course in the development of cerebral vasospasm after experimental subarachnoid hemorrhage: clinical and neuroradiological assessment of the rat double hemorrhage model. Neurosurgery. 58 (6), 1190-1197 (2006).
  56. Leonardo, C. C., Robbins, S., Doré, S. Translating basic science research to clinical application: models and strategies for intracerebral hemorrhage. Frontiers in Neurology. 3, 85 (2012).
  57. Feiler, S., Friedrich, B., Schöller, K., Thal, S. C., Plesnila, N. Standardized induction of subarachnoid hemorrhage in mice by intracranial pressure monitoring. Journal of Neuroscience Methods. 190 (2), 164-170 (2010).
  58. Westermaier, T., Jauss, A., Eriskat, J., Kunze, E., Roosen, K. Acute vasoconstriction: decrease and recovery of cerebral blood flow after various intensities of experimental subarachnoid hemorrhage in rats. Journal of Neurosurgery. 110 (5), 996-1002 (2009).
  59. van Lieshout, J. H., et al. An introduction to the pathophysiology of aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Neurosurgical Review. 41 (4), 917-930 (2018).
  60. Conzen, C., et al. The Acute Phase of Experimental Subarachnoid Hemorrhage: Intracranial Pressure Dynamics and Their Effect on Cerebral Blood Flow and Autoregulation. Translational Stroke Research. 10 (5), 566-582 (2019).
  61. Connolly, E. S., et al. Guidelines for the management of aneurysmal subarachnoid hemorrhage: a guideline for healthcare professionals from the American Heart Association/american Stroke Association. Stroke. 43 (6), 1711-1737 (2012).

Yeniden Basımlar ve İzinler

Bu JoVE makalesinin metnini veya resimlerini yeniden kullanma izni talebi

Izin talebi

Daha Fazla Makale Keşfet

N robilimSay 162Subaraknoid kanamasarn magnafarevazospazmhayvan modelisensitivo motor testikan

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Gizlilik

Kullanım Şartları

İlkeler

Bize Ulaşın

KÜTÜPHANEYE TAVSİYE ET

JoVE HABER BÜLTENLERİ

Araştırma

Eğitim

Yazarlar

Kütüphaneciler

JoVE Hakkında

Telif Hakkı © 2020 MyJove Corporation. Tüm hakları saklıdır