Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

نحن نصف نموذجا لمتلازمة الضائقة التنفسية الحادة الناجمة عن حمض الهيدروكلوريك (ARDS) في الخنازير التي تتلقى التخدير بعوامل الهالوجينات ، isoflurane و sevoflurane ، من خلال جهاز يستخدم لاستنشاق التخدير في العناية المركزة. ويمكن استخدام هذا النموذج للتحقيق في الآليات البيولوجية للعوامل الهالوجينية على إصابات الرئة وإصلاحها.

Abstract

متلازمة الضائقة التنفسية الحادة (ARDS) هو سبب شائع لفشل الجهاز التنفسي نقص الأكز الدم والموت في المرضى الذين يعانون من أمراض خطيرة، وهناك حاجة ملحة لإيجاد علاجات فعالة. وقد أظهرت الدراسات قبل السريرية أن العوامل الهالوجينية المستنشقة قد يكون لها آثار مفيدة في النماذج الحيوانية من ARDS. أدى تطوير أجهزة جديدة لإدارة العوامل الهالوجينية باستخدام أجهزة التنفس الصناعي الحديثة لوحدة العناية المركزة (ICU) إلى تبسيط توزيع العوامل الهالوجينية بشكل كبير على مرضى وحدة العناية المركزة. لأن البحوث التجريبية والسريرية السابقة تشير إلى الفوائد المحتملة من المواد المتطايرة الهالوجينية، مثل سيفوفلوران أو ايسوفلوران، للإصابة الظهارية الحويصلات الرئوية والالتهاب، وهما معلمان باثوفيولوجيان لتلف الحويصلات المنتشرة خلال ARDS، صممنا نموذجا حيوانيا لفهم آليات آثار العوامل الهالوجينية على إصابات الرئة وإصلاحها. بعد التخدير العام ، والتنبيب القصبي ، وبدء التهوية الميكانيكية ، تم تحريض ARDS في الخنازير الصغيرة عن طريق غرس حمض الهيدروكلوريك داخل التراكشي. ثم تم تخدير الخنازير باستنشاق سيفوفلوران أو ايسوففلوران باستخدام جهاز من نوع وحدة العناية المركزة، وتم تهوية الحيوانات بتهوية ميكانيكية واقية من الرئة خلال فترة 4 ساعة. خلال فترة الدراسة ، تم جمع عينات الدم والضرع للدم لتقييم الأوكسجين الشرياني ، و نفاذية الغشاء الحويصلات الشعرية ، وإزالة السوائل الحويصلات ، والتهاب الرئة. كما تم جمع معلمات التهوية الميكانيكية طوال التجربة. على الرغم من أن هذا النموذج تسبب في انخفاض ملحوظ في الأوكسجين الشرياني مع نفاذية الشعيرات الدموية الحويصلة المتغيرة ، إلا أنه قابل للاستنساخ ويتميز ببداية سريعة واستقرار جيد بمرور الوقت ، ولا مضاعفات قاتلة.

لقد طورنا نموذج خنزير صغير من الطموح الحمضي الذي يستنسخ معظم السمات الفسيولوجية والبيولوجية والمرضية ل ARDS السريرية ، وسيكون من المفيد تعزيز فهمنا للآثار المحتملة لحماية الرئة للعوامل المهلجنة التي يتم تسليمها من خلال الأجهزة المستخدمة لتخدير وحدة العناية المركزة المستنشقة.

Introduction

متلازمة الضائقة التنفسية الحادة (ARDS) هو سبب شائع لفشل الجهاز التنفسي نقص الأكزيمي والوفاة في المرضى الذين يعانون من أمراض خطيرة1. ويتميز كل من الإصابات الظهارية الحوفية المنتشرة والظهارية, مما يؤدي إلى زيادة نفاذية وذمة رئوية, تغيير إزالة السوائل السنفية (AFC), وتفاقم الضائقة التنفسية2. يتطلب ارتشاف وذمة الحويصلات الهوائية والتعافي من ARDS نقل السوائل الظهارية عبر الحويصلات الهوائية للبقاء سليما ، مما يشير إلى أن العلاج الذي يحسن الاتحاد الآسيوي لكرة القدم يمكن أن يكون مفيدا3و4. على الرغم من أن التهوية الواقية من الرئة واستراتيجية تقييدية لعلاج السوائل الوريدية أثبتت فائدتها في تحسين النتائج2،5، إلا أنها لا تزال مرتبطة بارتفاع معدل الوفيات والمراضة6. لذلك، هناك حاجة ملحة لتطوير علاجات فعالة للمتلازمة وفهم أفضل للآليات الدقيقة التي يمكن أن تعمل من خلالها هذه العلاجات.

وقد استخدمت على نطاق واسع التخدير المهلجنة، مثل ايزوفلوران أو سيفوفلوران، للتخدير العام في غرفة العمليات. ويرتبط سيفوفلوران مع انخفاض التهاب في رئتي المرضى الذين يخضعون لجراحة الصدر ومع انخفاض في مضاعفات الرئة بعد العملية الجراحية, مثل ARDS7. وقد تم العثور على نتائج مماثلة في التحليل التلوي للمرضى بعد جراحة القلب8. كما أن المواد المتطايرة المهلجنة لها تأثير قصبي9و10 وربما بعض الخصائص التي تحمي العديد من الأعضاء مثل القلب8و11 والكلى12و13و14. في الآونة الأخيرة ، كان هناك اهتمام متزايد بالاستخدام السريري للالتخدير المستنشق كمهدئات في وحدة العناية المركزة (ICU). كل من الدراسات الحيوانية والبشرية دعم الآثار الوقائية من المعالجة المسبقة مع عوامل الهالوجينات قبل نقص التروية لفترات طويلة من الكبد15, الدماغ16, أو القلب11. العوامل الهالوجينية لديها أيضا مزايا الدوائية والأدوية المحتملة على غيرها من العوامل الوريدية لتخدير المرضى الذين يعانون من أمراض خطيرة، بما في ذلك بداية سريعة للعمل وتعويض سريع بسبب تراكم القليل في الأنسجة. العوامل المهلجنة المستنشقة تقلل من أوقات التنبيب بالمقارنة مع التخدير الوريدي في المرضى الذين يخضعون لجراحة القلب17. تدعم العديد من الدراسات سلامة وفعالية العوامل المهلجنة في التخدير لمرضى وحدة العناية المركزة18و19و20. في نماذج تجريبية من ARDS، استنشاقه sevoflurane يحسن تبادل الغاز21،22، يقلل من وذمة الحويصلاتالدموية 21،22، وينخفف من كل من الالتهاب الرئوي والجهازي23. Isoflurane أيضا تحسين إصلاح الرئة بعد الاصابة من خلال الحفاظ على سلامة الحاجز السنفية الشعرية، وربما عن طريق تحوير التعبير عن بروتين تقاطع ضيق الرئيسية24،25،26. بالإضافة إلى ذلك ، كان الضامة الماوس التي تم استزراعها وعلاجها مع isoflurane آثار فاجوجية أفضل على العدلات من الضامة التي لم تعالج مع isoflurane27.

ومع ذلك ، فإن المسارات والآليات البيولوجية الدقيقة التي تمثل خصائص واقية من الرئة من التخدير المتطاير لا تزال غير معروفة إلى حد كبير حتى الآن ، مما يتطلب المزيد من التحقيق18. هناك ما يبرر إجراء دراسات إضافية للتحقيق في الآثار الدقيقة للسيفوفلوران على إصابة الرئة والتحقق مما إذا كان يمكن ترجمة الأدلة التجريبية إلى المرضى. وجدت أول تجربة مراقبة عشوائية من فريقنا أن إدارة السيتوفلوران المستنشق في المرضى الذين يعانون من ARDS ارتبطت بتحسين الأكسجين وانخفاض مستويات كل من السيتوكينات المؤيدة للالتهابات وعلامات الإصابة الظهارية للرئة ، كما تم تقييمها من قبل مستقبلات البلازما والذوبان في الحويصلات للمنتجات النهائية المتقدمة للجليس (sRAGE)28 . كما يعتبر الآن sRAGE كعلامة على إصابة الخلية من النوع 1 الحويصلات ووسيط رئيسي لالتهاب الحويصلات، وهذه النتائج يمكن أن تشير إلى بعض الآثار المفيدة للsevoflurane على الرئة إصابة الظهارية الحويصلات21،29،30.

لطالما تطلب استخدام العوامل الهالوجينية لتخدير وحدة العناية المركزة المستنشقة نشر أجهزة التهوية في غرفة العمليات وأجهزة تبخير الغاز في وحدة العناية المركزة. ومنذ ذلك الحين، تم تطوير عاكسات مخدرة مناسبة للاستخدام مع أجهزة التنفس الصناعي الحديثة للعناية الحرجة للاستخدام المحدد في وحدة العناية المركزة31. تتميز هذه الأجهزة بالحرارة المعدلة والرطوبة التي تتبادل المرشحات التي يتم إدخالها بين Y-piece من الدائرة التنفسية وأنبوب القصبة الهوائية. أنها تسمح لإدارة العوامل الهالوجينية، مع isoflurane وsevoflurane كونها الأكثر استخداما، وأنها تتكون من قضيب المبخر البولي بروبلين مسامية، والتي يتم تحريرها عامل سائل، تسليمها عن طريق مضخة حقنة محددة. يتم امتصاص العامل المهلجن أثناء انتهاء الصلاحية بواسطة وسيط عاكس موجود في الجهاز ويتم إصداره خلال الإلهام التالي ، مما يسمح بإعادة تدوير ما يقرب من 90٪ من العامل المهلجن المنتهي الصلاحية31،32. في الآونة الأخيرة، تم تطوير نسخة مصغرة من الجهاز مع مساحة ميتة مفيدة من 50 مل، مما يجعلها أكثر ملاءمة للاستخدام أثناء التهوية فائقة الحماية في المرضى ARDS، مع أحجام المد والجزر التي يمكن أن تكون منخفضة مثل 200 مل31. لم تتم دراسة مثل هذا الجهاز المصغر في نموذج خنزير صغير تجريبي من ARDS.

لأن البحوث السابقة تدعم الأدوار الواعدة من المواد المتطايرة الهالوجينية في التهاب الرئة الحويصلات والإصابة خلال ARDS، صممنا نموذجا حيوانيا تجريبيا لتحقيق فهم تحويلي لآليات آثار العوامل المهلجنة على إصابة الرئة وإصلاح33،34،35. في هذه الدراسة، طورنا نموذجا لحمض الهيدروكلوريك (HCl) الناجم عن ARDS في الخنازير الصغيرة التي يمكن فيها توصيل التخدير المستنشق باستخدام النسخة المصغرة من جهاز حفظ التخدير، وهو جهاز من نوع وحدة العناية المركزة. يمكن استخدام هذا النموذج الحيواني الكبير من ARDS لتعزيز فهمنا للآثار الوقائية المحتملة للرئة للعوامل الهالوجينية المستنشقة.

Protocol

تمت الموافقة على بروتوكول الدراسة من قبل لجنة أخلاقيات الحيوان التابعة للمعهد الوطني الفرنسي للتعليم، دي Enseignement Supérieur et la Recherche (رقم الموافقة 01505.03) قبل تسجيله في preclinicaltrials.eu(معرف السجل قبل السريري PCTE0000129). تم تنفيذ جميع الإجراءات في المركز الدولي للمناظير Chirurgie، جامعة كليرمون Auvergne، كليرمون فيران، فرنسا، وفقا للبحوث الحيوانية: الإبلاغ في تجارب فيفو (وصول) المبادئ التوجيهية36.

1. إعداد الحيوانات والتخدير

  1. وضع الخنزير الصغير
    1. ضمان أن يكون البروتوكول التجريبي متسقا مع المبادئ التوجيهية للتجارب على الحيوانات، بما في ذلك مبادئ 3R (الاستبدال والاختزال والصقل) واللوائح الوطنية/الدولية.
    2. الحصول على موافقات من لجنة الأخلاقيات لرعاية واستخدام الحيوانات التجريبية في المؤسسة المعنية قبل بدء البروتوكول.
    3. استخدم خنزير لاندراز أبيض ذكر (عمره 2-4 أشهر؛ يزن 10-15 كجم).
    4. ضع الخنزير الصغير في وضع السطخ بعد التطبيب المسبق باستخدام azaperone العضلي (الموصوف في 1.2.2).
  2. تحريض التخدير
    1. تقييد الحيوانات من الحصول على الطعام لليلة واحدة مع السماح بحرية الوصول إلى المياه.
    2. إدارة قبل التطبيب المأزج للخنزير الصغير باستخدام azaperone العضلي (2 mg.kg-1)خلف الأذن.
    3. ضع ضغط إصبع على الأنسجة الرخوة للقاعدة الشرجية للخنزير الصغير لتحديد الوريد الواسطي والظري.
    4. أدخل قسطرة محيطية عن طريق الوريد 22 G في الوريد الوتوسطي أو الجانبي للخنزير الصغير. اتبع القسطرة بزاوية ضحلة 45 درجة عبر الجلد وتقدم حتى يظهر الدم من خلال القسطرة.
    5. حث التخدير العام مع البروبوفول الوريدي (3 mg.kg-1)وسوفنتانيل (0.3 ميكرو g.kg-1)37. تحقق من عمق التخدير بسبب عدم الاستجابة لرد الفعل دواسة.
  3. التنبيب القصبي38،39
    1. إعداد منظار الحنجرة باستخدام حجم 4 شفرة منظار ميلر مستقيم.
    2. تمرير منظار الحنجرة في تجويف البلعوم والاكتئاب اللسان مع شفرة الحنجرة، مما يجعل epiglottis مرئية.
    3. تصور افتتاح الحنجرة من الخنزير الصغير قبل التنبيب orotracheal.
    4. أدخل أنبوبا داخليا مقيد بالأصفاد بقطر 6 مم.
    5. تضخيم الكفة أنبوب القصبة الهوائية للوصول إلى ضغط الكفة حول 20-30 سمH2O.
    6. إصلاح أنبوب القصبة الهوائية إلى أنف الخنزير الصغير مع الشريط الجراحي micropore.
    7. الاتصال بجهاز التنفس الصناعي وبدء التهوية الميكانيكية بعد الإعدادات الموضحة في القسم 3.
  4. صيانة التخدير
    1. الحفاظ على التخدير مع التسريب الوريدي المستمر من البروبفول (5 mg.kg-1.h-1)قبل إصابة الرئة الناجمة عن الحمض. سيتم إيقاف ضخ البروبفول عندما يتم بدء تشغيل العوامل الهالوجينية.
    2. أضف ضخا وريديا مستمرا من الريميفنتانيل (10-20 ميكرو g.kg−1.h−1 = 0.15-0.33μ g.kg−1.min−1)لإدارة الألم.
    3. إضافة التسريب الوريدي المستمر من cisatracurium (0.2 mg.kg-1.h-1)لحصار العصبية والعضلية.
    4. الحفاظ على درجة حرارة الجسم من الخنزير الصغير في حوالي 38 درجة مئوية باستخدام البطانيات الدافئة.
    5. مراقبة نشاط تخطيط القلب، وتشبع الأكسجين المحيطي (SpO2)،وضغط الشرايين باستمرار باستخدام جهاز عرض خارجي.
  5. جراحة
    1. أدخل الوصول الوريدي المركزي باستخدام التعرض الجراحي للوريد الوداجي الداخلي الأيمن وطريقة Seldinger لإدخال قسطرة ثلاثية التجويف (7 فرنسية، 16 سم).
      1. جعل شق خط الوسط الجلدي على الجانب البطني من الرقبة، 2 سم الجانبي من القصبة الهوائية. استخدام ملقط الجراحية لتشريح الأنسجة.
      2. ترجمة الوريد الوداجي الداخلي (حوالي 1-2 سم عميق، الجانبية إلى الشريان السباتي الداخلي)، وباستخدام الإبرة (18 G، 6.35 سم)، وجعل ثقب مع اتجاه الجمجمة.
      3. مع اليد، أدخل "J" الدليل (0.81 مم قطرها، 60 سم) من خلال الإبرة. قم بإزالة الإبرة برفق وأدخل بسرعة قسطرة وريدية بثلاثة خطوط في الوريد الوداجي الداخلي على طول السلك الإرشادي "J". إزالة "J" الدليل مع الحفاظ على القسطرة الوريدية في مكان.
      4. يستنشق الدم عبر كل خط من القسطرة الوريدية لإزالة الهواء من الخطوط المختلفة وتدفق مع 5 مل من محلول ملحي (0.9٪ NaCl) لشطف الخطوط الثلاثة.
      5. خياطة الجلد مع خيط خياطة 3.0 غير قابل للامتصاص بعد نمط ليمبرت المستمر وإصلاح القسطرة على الجلد مع غرزة واحدة وعقدة ثلاثية على كل ثقب الجانبي للقسطرة الوريدية المركزية.
    2. أدخل خطا شريانيا عبر التعرض الجراحي للشريان الفخذي الأيمن واستخدم طريقة Seldinger لإدخال قسطرة الترموديلوتيون (3-5 فرنسية، 20 سم).
      1. ضع الأطراف الأمامية اليمنى للخنزير الصغير في التمديد.
      2. إجراء شق جلدي على منطقة الفخذ الأيمن من الخنزير الصغير. استخدام ملقط الجراحية لتشريح الأنسجة تحت الجلد والعضلات.
      3. ترجمة الشريان الفخذي الأيمن عن طريق جس نبض الفخذ (حوالي 3-4 سم عميق) و, باستخدام الإبرة (19 G, 54 مم), جعل ثقب مع اتجاه caudocranial.
      4. أدخل سلك الإرشاد "J" من خلال الإبرة. قم بإزالة الإبرة برفق وأدخل قسطرة شريانية بسرعة في الشريان الفخذي على طول السلك الإرشادي. قم بإزالة السلك الإرشادي مع الحفاظ على القسطرة في مكانها.
      5. إزالة الهواء من القسطرة الشريانية وتدفق مع محلول ملحي لشطف الخط.
      6. خياطة الجلد مع خيط خياطة 3.0 غير قابل للامتصاص بعد نمط ليمبرت المستمر وإصلاح القسطرة على الجلد مع غرزة واحدة وعقدة ثلاثية على كل ثقب الجانبي للقسطرة الشريانية.
      7. قم بتوصيل القسطرة على أنابيب خط شرياني للسماح باسترداد عينات الدم التسلسلية والرصد الديناميكي الدموي المستمر (ضغط الشرايين ومؤشر القلب ومياه الرئة خارج الأوعية الدموية ، كما هو مفهرس لوزن الجسم) باستخدام جهاز مراقبة إخراج القلب كفاف النبض.

2. إصابة الرئة الحادة الناجمة عن الحمض

تنبيه: استخدم القفازات والنظارات خلال هذه الخطوة لتجنب أي خطر ملامسة الحمض للجلد أو العينين)

  1. جعل 100 مل من HCl في 0.05 M وhh 1.4.
  2. باستخدام المعلم التشريحي للجزء الأخير من القص ، قم بقياس المسافة بين طرف أنبوب القصبة الهوائية وكارينا الخنزير الصغير.
  3. ضع علامة على هذه المسافة بقلم أسود على قسطرة شفط Ch14.
  4. أدخل قسطرة الشفط عبر أنبوب القصبة الهوائية حتى المعلم الأسود.
  5. غرس بلطف 4 mL.kg-1 (وزن الجسم) من حمض من خلال قسطرة الشفط لأكثر من 3 دقائق.
  6. إزالة قسطرة الشفط.

3. التهوية الميكانيكية

  1. استخدم التهوية التي يتم التحكم فيها بحجم الصوت على جهاز التنفس الصناعي للعناية المركزة.
  2. استخدام حجم المد والجزر من 6 mL.kg-1، وضغط نهاية منتهية الصلاحية إيجابية (PEEP) من 5 سمH2O ، وجزء الأكسجين مستوحاة (FiO2)من 40 ٪.
  3. ضبط معدل التنفس للحفاظ على ثاني أكسيد الكربون المد والجزر بين 35 و 45 ملم زئبق.
    ملاحظة: استنادا إلى الدراسات السابقة37,40,41, ويعتبر إصابة الرئة المنشأة عندما التوتر الأكسجين الشرياني (PaO2)-إلى-FiO2 نسبة تنخفض إلى 25٪ من خط الأساس, تقريبا 1 ح بعد غرس HCl مجرى الهواء.

4. التخدير المهلجن

ملاحظة: ابدأ التخدير باستخدام التخدير المهلجن (sevoflurane أو isoflurane) بمجرد تحقيق إصابة الرئة الناجمة عن الحمض. ثم ينبغي مقاطعة التخدير الوريدي باستخدام البروبفول.

  1. تعبئة المحقنة (الشكل 1A): قم بتوصيل محول التعبئة الذي توفره الشركة المصنعة بزجاجة 250 مل من العامل المهلجن وحقنة 60 مل إلى محول التعبئة. بدوره زجاجة رأسا على عقب وملء الحقنة عن طريق دفع وسحب المكبس. بدوره زجاجة تستقيم وإزالة الحقنة.
  2. الزبالة (الشكل 1B)
    1. ضع فلتر الفحم، المستخدم لإزالة الغازات الهيدروكربونية المهلجنة، بالقرب من جهاز التنفس الصناعي.
    2. قم بإزالة الغطاء الواقي من فلتر الفحم.
    3. قم بتوصيل فلتر الفحم بالصمام الزفيري لجهاز التنفس الصناعي بواسطة أنبوب مرن.
  3. استخدم جهاز حفظ التخدير (الجهاز المستخدم في تخدير وحدة العناية المركزة المستنشق)(الشكل 1C)كما هو موضح أدناه.
    1. قم بتوصيل خط مجفف الأغشية الأيونومير بمنفذ أخذ عينات الغاز لجهاز حفظ التخدير.
    2. قم بتوصيل جانب واحد من خط أخذ عينات الغاز بخط مجفف الأغشية الأيونومي.
    3. قم بتوصيل الجانب الآخر من خط أخذ عينات الغاز بمصفل الغاز.
    4. أدخل جهاز حفظ التخدير بين قطعة Y من الدائرة التنفسية وأنبوب القصبة الهوائية.
    5. تأكد من أن جهاز حفظ التخدير لديه الجانب الأسود لأعلى ويتم منحدر لأسفل نحو الخنزير الصغير.
  4. تقديم التخدير المستنشق من خلال جهاز حفظ التخدير(الشكل 2).
    1. ضع الحقنة المحددة في مضخة الحقنة.
    2. ربط خط عامل مخدر إلى الحقنة.
    3. رئيس خط وكيل مع بولوس من 1.5 مل من عامل الهالوجينات.
    4. تكييف معدل المضخة الأولي في mL.h-1 (إعدادات معدل مضخة حقنة الأولية من isoflurane وsevoflurane هي 3 و 5 مل / ساعة، على التوالي) إلى كسر sevoflurane منتهية الصلاحية المستهدفة (FEsevo) أو كسر isoflurane منتهية الصلاحية (FEISO) قيمة، كما هو معروض على محلل الغاز.
    5. تأكد من أن محلل الغاز يعرض FEsevo ٪-FEiso ٪ أو ما يعادل الحد الأدنى من قيمة تركيز الحويصلات الشمسية أكبر من الصفر. إذا لزم الأمر، وإعطاء bolus إضافية من 0.3 مل من عامل الهالوجينات.
    6. تكييف معدل مضخة الحقنة اللازمة للوصول إلى تركيز معين اعتمادا على حجم الدقيقة والتركيز المستهدف، مع معدلات 2-7 مل.ح-1 و 4-10 مل.ح-1 يجري، بشكل عام، المرتبطة كسور منتهية الصلاحية من 0.2٪-0.7٪ و 0.5٪-1.4٪ لisoflurane42 و sevoflurane28،43، على التوالي.
    7. خلال التجربة، استمر في إدارة العوامل الهالوجينية مع أهداف FEsevo و FEiso من 0.8-1.1 و 0.5-0.8 على التوالي.

5. القياسات

  1. رصد
    1. جمع المعلمات المختلفة كما تقاس من قبل مراقبة الخارجية: معدل ضربات القلب، وضغط الدم، وتشبع الأكسجين المحيطي.
    2. معلمات قياسية كما تقاس بالتنفس الصناعي: حجم المد والجزر، ومعدل التنفس، مجموعة PEEP، السيارات PEEP (عن طريق تطبيق مناورة عقد منتهية الصلاحية من 5 ق على جهاز التنفس الصناعي)، والامتثال للجهاز التنفسي، ومقاومة مجرى الهواء، وضغط الهضبة inspiratory (من خلال تطبيق مناورة عقد inspiratory من 2 ق على جهاز التنفس الصناعي)، ذروة الضغط الملهم، وضغط القيادة.
    3. حساب قدرة الرئة الوظيفية المتبقية باستخدام طريقة غسل النيتروجين في / غسل بها إذا متكاملة في جهاز التنفس الصناعي.
    4. استخدم المؤشر الحراري الذي تم إدخاله سابقا في الشريان الفخذي لقياس حجم المياه خارج الأوعية الدموية للرئتين ومؤشر القلب ومقاومة الأوعية الدموية الجهازية.
  2. أخذ عينات سائل الوذمة الرئوية غير المخففة لقياس صافي معدل الاتحاد الآسيوي لكرة القدم.
    1. أدخل قسطرة شفط ناعمة 14 Fr في وضعية مثبتة في القصبات الهوائية البعيدة من خلال أنبوب القصبة الهوائية.
    2. عينة السائل وذمة في فخ الشفط عن طريق تطبيق شفط لطيف.
    3. أجهزة الطرد المركزي جميع العينات في 240 x ز في 4 درجة مئوية لمدة 10 دقيقة في جهاز طرد مركزي المبردة.
    4. جمع الحشرات الخارقة.
      ملاحظة: يتم قياس تركيز البروتين الكلي في سائل الوذمة الرئوية غير المخفف بطريقة قياس الألوان. لأن معدل إزالة سائل الوذمة من الفضاء الحويصلات الشمسية أسرع بكثير من معدل إزالة البروتين ، تم حساب صافي معدل الاتحاد الآسيوي لكرة القدم كنسبة مئوية من الاتحاد الآسيوي = 100 × [1 - (بروتين الوذمة الأولي / البروتين الكلي للوذمة النهائية)] وبعد ذلك تم الإبلاغ عنه على أنه ٪/ ساعة37. يتم جمع عينات سائل الوذمة الرئوية غير المخففة من الحيوانات عند خط الأساس و4 ساعات في وقت لاحق ، كما سبق وصفها34،44،45،46،47،48،49.
  3. مصغرة القصبات الهوائية lavage أخذ العينات.
    1. أدخل قسطرة شفط ناعمة 14 Fr في وضعية مثبتة في القصبات الهوائية البعيدة من خلال أنبوب القصبة الهوائية.
    2. غرس 50 مل من محلول كلوريد الصوديوم 0.9٪ في قسطرة الشفط.
    3. عينة السائل على الفور في فخ الشفط.
    4. جمع الحمم القصبية القصبية المصغرة.
      ملاحظة: يتم قياس إجمالي تركيز البروتين في BAL المصغرة بطريقة قياس الألوان، وعلى سبيل المثال، يتم قياس مستويات السيتوكينات proinflammatory، مثل TNF-α، IL-6، IL-1β، وIL-18، باستخدام طريقة المناعي متعددة. يتم جمع العينات 4 ساعة بعد إصابة الرئة الناجمة عن الحمض.
  4. تحليل غاز الدم
    1. جمع غازات الدم الشريانية من خلال خط الشريان في حقنة مسبقة مسبقا BD 3 مل مع طرف BD Luer-لوك عند خط الأساس. قياس فورا باو2/ فيو2، باكو2، درجة الحموضة ، لاكتات المصل ، والكرياتينين المصل باستخدام محلل غاز الدم نقطة الرعاية.
    2. كرر هذه الخطوة كل ساعة لمدة 4 ساعة بعد غرس الحمض.
  5. أخذ عينات الرئة
    1. التضحية الخنزير الصغير مع حقن الوريد من بنتوباربيتال (150 mg.kg-1)في نهاية التجربة (4 ح بعد إصابة الرئة الناجمة عن حمض).
    2. تشريح وإزالة الرئتين بأكملها. إصلاح مع الكحول خلات الفورماتين.
    3. تضمين في البارافين وشريحة في سمك 10 ميكرومتر.
    4. وصمة عار مع الهيماتوكسيلين واليوزين.
      ملاحظة: يمكن تقييم الأدلة النسيجية لإصابة الرئة باستخدام درجة إصابة الأنسجة الموحدة50.

النتائج

لهذه التجربة، تم تخدير 25 خنزيرا صغيرة وتقسيمها إلى مجموعتين: 12 خنزيرا في المجموعة غير المعالجة (مجموعة SHAM) و13 خنزيرا في المجموعة المصابة بالأحماض (مجموعة HCl). لم يمت أي خنزير صغير قبل نهاية التجربة. وأشار تحليل ثنائي الاتجاه للمقاييس المتكررة للتباين (RM-ANOVA) إلى وقت كبير حسب تفاعل المجموعة (P <...

Discussion

تصف هذه المقالة نموذجا تجريبيا قابلا للاستنساخ من ARDS الناجم عن غرس HCl داخل التراكشي في الخنازير للتحقيق في الآثار الوقائية للرئة من المواد المتطايرة المهلجنة ، مثل sevoflurane أو isoflurane ، التي يتم تسليمها باستخدام جهاز حفظ مخدر.

كان الهدف الأساسي من هذه الدراسة هو تطوير نموذج تجر?...

Disclosures

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

Acknowledgements

ويود المؤلفان أن يشكرا الموظفين من هيئة GreD وجامعة كليرمون أوفيرني والمركز الدولي للمنظار (وكلها في كليرمون فيران، فرنسا).

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mmCovidien18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm)ArrowCV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm)Getinge Pulsion Medical Systemcatheter
Warm blankets WarmTouch5300MedTronic5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40PhillipsMNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis SystemSiemens20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex MonitorGetinge Pulsion Medical SystemPulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström CarestationGeneral ElectricsEngström
Halogenated anesthetics
Anaconda SyringeSedanaMedical26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-SSedanaMedical26050
Charcoal filter FlurAbsorbSedanaMedical26096
Filling AdaptatersSedanaMedical26042
Ionomer membrane dryer line NafionSedanaMedical26053
Products
PropofolMylan66617123
IsofluraneVirbacQN01AB06
PentobarbitalPanPharma68942457
SevofluraneAbbvieN01AB08
SufentanilMylan62404996

References

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31 (2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213 (2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373 (2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208 (2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857 (2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412 (2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227 (2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919 (2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610 (2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59 (2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503 (2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218 (2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18 (2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. . Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554 (2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

163 ARDS

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved