JoVE Logo
АВТОРЫ
СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

Войдите в систему

Для просмотра этого контента требуется подписка на Jove Войдите в систему или начните бесплатную пробную версию.

В этой статье

  • Резюме
  • Аннотация
  • Введение
  • протокол
  • Результаты
  • Обсуждение
  • Раскрытие информации
  • Благодарности
  • Материалы
  • Ссылки
  • Перепечатки и разрешения

Резюме

Описана модель вызванного соляной кислотой острого респираторного дистресс-синдрома (ОРДС) у поросят, получающих сидацию галогенированными агентами, изофлураном и севофлураном, через устройство, используемое для ингаляционной усвоения интенсивной терапии. Эта модель может быть использована для исследования биологических механизмов галогенированных агентов при повреждении и восстановлении легких.

Аннотация

Острый респираторный дистресс-синдром (ОРДС) является распространенной причиной гипоксемической дыхательной недостаточности и смерти у тяжелобольных пациентов, и существует острая необходимость в поиске эффективных методов лечения. Доклинические исследования показали, что ингаляционные галогенированные агенты могут оказывать благотворное влияние на животные модели ОРДС. Разработка новых устройств для введения галогенированных агентов с использованием современных аппаратов ИВЛ для отделений интенсивной терапии (ОИТ) значительно упростила выдачу галогенированных агентов пациентам ОИТ. Поскольку предыдущие экспериментальные и клинические исследования предполагали потенциальную пользу галогенированных летучих веществ, таких как севофлуран или изофлуран, для повреждения и воспаления альвеолярных эпителий легких, двух патофизиологических ориентиров диффузного альвеолярного повреждения во время ОРДС, мы разработали животную модель, чтобы понять механизмы воздействия галогенированных агентов на повреждение и восстановление легких. После общей анестезии, интубации трахеи и начала искусственной вентиляции легких ОРДС индуцировали у поросят путем внутритрахеальной инстилляции соляной кислоты. Затем поросят усыпляли ингаляционным севофлураном или изофлураном с помощью устройства типа ОИТ, а животных вентилировали с помощью защитной легкой механической вентиляции в течение 4-х ч. В течение периода исследования были собраны образцы крови и альвеолярных артерий для оценки артериальной оксигенации, проницаемости альвеолярно-капиллярной мембраны, клиренса альвеолярной жидкости и воспаления легких. Параметры механической вентиляции также собирались на протяжении всего эксперимента. Хотя эта модель индуцировала заметное снижение артериальной оксигенации с измененной альвеолярно-капиллярной проницаемостью, она воспроизводима и характеризуется быстрым началом, хорошей стабильностью с течением времени и отсутствием смертельных осложнений.

Мы разработали модель кислотной аспирации поросят, которая воспроизводит большинство физиологических, биологических и патологических особенностей клинического ОРДС, и это будет полезно для дальнейшего понимания потенциальных защитных эффектов галогенированных агентов, доставляемых через устройства, используемые для ингаляционной сакации ОИТ.

Введение

Острый респираторный дистресс-синдром (ОРДС) является частой причиной гипоксемической дыхательной недостаточности и смерти у тяжелобольныхпациентов1. Характеризуется как диффузными альвеолярными эпителиальными, так и эндотелиальными повреждениями, приводящими к повышенной проницаемости и отеку легких, изменению клиренса альвеолярной жидкости (АФК) и ухудшению дыхательной недостаточности2. Резорбция альвеолярного отека и восстановление после ОРДС требуют переноса эпителиальной жидкости через альвеолы, чтобы оставаться неповрежденной, что говорит о том, что терапия, улучшая АФК, может быть полезна3,4. Хотя вентиляция легких и ограничительная стратегия внутривенной жидкостной терапии оказались полезными для улучшения исходов2,5,они по-прежнему связаны с высокой смертностью и заболеваемостью6. Поэтому существует острая необходимость в разработке эффективных методов лечения синдрома и в лучшем понимании точных механизмов, с помощью которых такие методы лечения могут работать.

Галогенированные анестетики, такие как изофлуран или севофлуран, широко используются для общей анестезии в операционной. Севофлуран связан с уменьшением воспаления в легких пациентов, перенесших торакальное хирургическое вмешательство, и с уменьшением послеоперационных легочных осложнений, таких как ОРДС7. Аналогичные результаты были обнаружены при мета-анализе пациентов после кардиохирургии8. Галогенированные летучие вещества также обладают бронходилататорным эффектом9,10 и, возможно, некоторыми свойствами, которые защищают несколько органов, таких как сердце8,11 и почки12,13,14. В последнее время растет интерес к клиническому использованию ингаляционных анестетиков в качестве седативных средств в отделении интенсивной терапии (ОИТ). Исследования на животных и людях подтверждают защитные эффекты предварительной обработки галогенированными агентами перед длительной ишемией печени15,мозга16или сердца11. Галогенированные агенты также обладают потенциальными фармакокинетическими и фармакодинамическими преимуществами по сравнению с другими внутривенными агентами для усвоения тяжелобольных пациентов, включая быстрое начало действия и быструю компенсацию из-за небольшого накопления в тканях. Ингаляционные галогенированные средства уменьшают время интубации по сравнению с внутривенной седализацией у пациентов, перенесших кардиохирургию17. Несколько исследований подтверждают безопасность и эффективность галогенированных средств при купации пациентов ОИТ18,19,20. В экспериментальных моделях ОРДС ингаляционный севофлуран улучшает газообмен21,22,уменьшает альвеолярный отек21,22и смягчает как легочное, так и системное воспаление23. Изофлуран также смягчает восстановление легких после травмы, поддерживая целостность альвеолярно-капиллярного барьера, возможно, модулируя экспрессию ключевого белка плотного соединения24,25,26. Кроме того, мышиные макрофаги, которые культивировали и лечили изофлураном, имели лучшее фагоцитарные эффекты на нейтрофилы, чем макрофаги, которые не лечились изофлураном27.

Однако точные биологические пути и механизмы, учитывающие легочные защитные свойства летучих анестетиков, остаются в значительной степени неизвестными на сегодняшний день, требуя дальнейшего изучения18. Дополнительные исследования также необходимы для изучения точного влияния севофлурана на повреждение легких и проверки того, могут ли экспериментальные данные быть переведены пациентам. Первое рандомизированное контрольное исследование от нашей команды показало, что введение ингаляционного севофлурана пациентам с ОРДС было связано с улучшением оксигенации и снижением уровня как провоспалительных цитокинов, так и маркеров повреждения эпителия легких, оцениваемых плазменными и альвеолярными растворимыми рецепторами для конечных продуктов прогрессирования гликирования (sRAGE)28 . Поскольку sRAGE в настоящее время рассматривается как маркер повреждения клеток альвеолярного типа 1 и ключевой медиатор альвеолярного воспаления, эти результаты могут свидетельствовать о некоторых полезных эффектах севофлурана на повреждение альвеолярного эпителия легких21,29,30.

Использование галогенированных агентов для ингаляционной сакации оит уже давно требует развертывания в отделении интенсивной терапии анестезии в операционной и испарителей газа. С тех пор анестетики-отражатели, подходящие для использования с современными аппаратами ИВЛ интенсивной терапии, были разработаны для специального использования в отделении интенсивной терапии31. Эти устройства оснащены модифицированными тепло- и влагообменными фильтрами, вставленными между Y-частью дыхательного контура и эндотрахеальной трубкой. Они позволяют ввести галогенированные агенты, наиболее часто используемыми изофлураном и севофлураном, и они состоят из пористого полипропиленового испарителя, в который высвобождается жидкий агент, доставляемый специфическим шприцевым насосом. Галогенированный агент поглощается во время истечения срока годности отражающей средой, содержащейся в устройстве, и высвобождается при следующем вдохе, что позволяет рециркуляцию приблизительно 90% просроченного галогенированного агента31,32. Недавно была разработана миниатюрная версия устройства с инструментальным мертвым пространством 50 мл, что делает его еще более подходящим для использования во время ультразащитной вентиляции у пациентов с ОРДС, с приливными объемами, которые могут составлять всего 200 мл31. Такое миниатюрное устройство никогда не изучалось в экспериментальной модели поросенка ОРДС.

Поскольку предыдущие исследования подтверждают многообещающую роль галогенированных летучих веществ в альвеолярном воспалении и повреждении легких во время ОРДС, мы разработали экспериментальную модель на животных для достижения трансляционного понимания механизмов воздействия галогенированных агентов на повреждение легких и восстановление33,34,35. В этом исследовании мы разработали модель ОРДС, индуцированного соляной кислотой (HCl), у поросят, у которых ингаляционная зедания может быть доставлена с использованием миниатюрной версии устройства сохранения анестетика, устройства типа ICU. Эта большая животная модель ОРДС может быть использована для дальнейшего понимания потенциальных защитных эффектов легких ингаляционных галогенированных агентов.

протокол

Протокол исследования был одобрен Комитетом по этике животных Министерства национального образования Франции, высшего образования и исследований (номер одобрения 01505.03) перед регистрацией в preclinicaltrials.eu(доклинический регистрационный идентификатор PCTE0000129). Все процедуры были выполнены в Международном центре хирургии эндоскопии, Университет Клермон Овернь,Клермон-Ферран, Франция, в соответствии с руководящими принципами Исследования на животных: отчетность экспериментов in vivo (ARRIVE)36.

1. Подготовка и анестезия животных

  1. Режим поросенка
    1. Обеспечить, чтобы экспериментальный протокол соответствовал руководящим принципам для экспериментов на животных, включая принципы 3R (замена, сокращение и уточнение) и национальные/международные правила.
    2. Получить одобрение от комитета по этике по уходу и использованию подопытных животных в соответствующем учреждении до начала протокола.
    3. Используйте самца белого поросенка ландраса (2–4 месяца; вес 10–15 кг).
    4. Поместите поросенка в положение лежа на спине после премедикации с помощью внутримышечного азаперона (описано в 1.2.2).
  2. Индукция анестезии
    1. Ограничьте животных от еды на ночь, разрешив свободный доступ к воде.
    2. Вводят анксиолитическую премедикацию поросенку с помощью внутримышечного азаперона (2 mg.kg-1)за ухом.
    3. Нанесите пальцевое давление на мягкие ткани ушного основания поросенка для выявления медиаальной и латеральной ушной вен.
    4. Вводят периферический внутривенный катетер 22 Г в медиальную или латеральную ушную вену поросенка. Затем следует с катетером под неглубоким углом 45° через кожу и продвигается, пока кровь не появится через катетер.
    5. Вызывают общую анестезию внутривенным введением пропофола (3mg.kg-1)и суфентанила (0,3 мкм g.kg-1)37. Проверьте глубину анестезии по отсутствию реакции на педальный рефлекс.
  3. Интубация трахеи38,39
    1. Подготовьте ларингоскоп с помощью 4-го размера прямого лезвия ларингоскопа Миллера.
    2. Пройдите ларингоскопом в глотковую полость и прижмите язык лопаткой ларингоскопа, сделав надгортанник видимым.
    3. Визуализируйте отверстие гортани поросенка перед оротрахеальной интубацией.
    4. Вставьте эндотрахеальную трубку с манжетами внутреннего диаметра 6 мм.
    5. Надувают манжету эндотрахеальной трубки, чтобы достичь давления манжеты около 20–30 смН2О.
    6. Закрепите эндотрахеальную трубку на носу поросенка с помощью микропорной хирургической ленты.
    7. Подключитесь к вентилятору и запустите механическую вентиляцию в соответствии с настройками, описанными в разделе 3.
  4. Обслуживание сикации
    1. Поддерживать анестезию с непрерывной внутривенной инфузией пропофола (5 mg.kg-1ч-1)перед кислотно-индуцированным повреждением легких. Инфузия пропофола будет прекращена при начале работы галогенированных агентов.
    2. Добавляют непрерывную внутривенную инфузию ремифентанила (10–20 мк g.kg−1,ч−1 = 0,15–0,33 мкм g.kg−1мин−1)для лечения боли.
    3. Добавляют непрерывную внутривенную инфузию цизатракурия (0,2 mg.kg-1,ч-1)для нервно-мышечной блокады.
    4. Поддерживайте температуру тела поросенка примерно на уровне 38 °C с помощью теплых одеял.
    5. Мониторинг активности электрокардиограммы, насыщения периферическим кислородом (SpO2)и артериального давления непрерывно осуществляется с помощью внешнего монитора.
  5. Хирургия
    1. Вставить центральный венозный доступ с помощью хирургического воздействия правой внутренней яремной вены и метода Зельдингера для введения 3-люменного катетера (7 французских, 16 см).
      1. Сделать кожный разрез средней линии на вентральном аспекте шеи, в 2 см латерально от трахеи. Используйте хирургические щипцы для рассечения тканей.
      2. Локализовать внутреннюю яремную вену (примерно 1–2 см глубиной, латерально к внутренней сонной артерии) и, используя иглу (18 г, 6,35 см), сделать пункцию с краниокаудальным направлением ориентации.
      3. Рукой вставьте направляющую проволоку «J» (диаметр 0,81 мм, 60 см) через иглу. Аккуратно извлеките иглу и быстро вставьте венозный катетер с тремя линиями во внутреннюю яремную вену вдоль направляющей проволоки «J». Снимите направляющую проволоку «J», сохраняя венозный катетер на месте.
      4. Аспирировать кровь через каждую линию венозного катетера для удаления воздуха из разных линий и промыть 5 мл физиологического раствора (0,9% NaCl) для промывания трех линий.
      5. Зашить кожу нерассасывающейся шовной нитью 3.0 по непрерывному рисунку Лемберта и зафиксировать катетер к коже одним швом и тройными узлами на каждой боковой перфорации центрального венозного катетера.
    2. Вставить артериальную линию путем хирургического воздействия на правую бедренную артерию и использовать метод Селдингера для введения терморазводного катетера (3–5 французских, 20 см).
      1. Поместите правую правую передисок поросенка в расширение.
      2. Сделайте кожный разрез на правом паховом участке поросенка. Используйте хирургические щипцы для рассечения подкожной и мышечной клетчатки.
      3. Локализовать правую бедренную артерию путем пальпации бедренного пульса (примерно 3–4 см глубиной) и, используя иглу (19 G, 54 мм), сделать пункцию с ориентацией каудокраниального направления.
      4. Вставьте направляющую проволоку "J" через иглу. Аккуратно извлеките иглу и быстро вставьте артериальный катетер в бедренную артерию вверх по направляющей проволоке. Снимите направляющую проволоку, сохраняя катетер на месте.
      5. Удалите воздух из артериального катетера и промойте физиологическим раствором, чтобы промыть линию.
      6. Зашить кожу нерассасывающейся шовной нитью 3.0 по непрерывному рисунку Лемберта и закрепить катетер к коже одним швом и тройными узлами на каждой боковой перфорации артериального катетера.
      7. Подключите катетер к трубке артериальной линии, чтобы обеспечить получение серийных образцов крови и непрерывный гемодинамический мониторинг (артериальное давление, сердечный индекс и внесосудистая легочная вода, индексируемая по массе тела) с помощью прибора для мониторинга контура пульса сердечного выброса.

2. Кислотно-индуцированное острое повреждение легких

ВНИМАНИЕ: Используйте перчатки и очки во время этого шага, чтобы избежать любого риска контакта кислоты с кожей или глазами)

  1. Внесите 100 мл HCl при 0,05 М и рН 1,4.
  2. Используя анатомический ориентир последнего сегмента грудины, измерьте расстояние между кончиком эндотрахеальной трубки и килем поросенка.
  3. Отметьте это расстояние черной ручкой на всасываемом катетере Ch14.
  4. Вставьте всасывающий катетер через эндотрахеальную трубку до черного ориентира.
  5. Осторожно закапывают 4 mL.kg-1 (массы тела) кислоты через всасывающий катетер в течение более 3 мин.
  6. Снимите всасывающий катетер.

3. Механическая вентиляция

  1. Используйте объемную вентиляцию на вентиляторе интенсивной терапии.
  2. Используйте приливный объем 6 mL.kg-1,положительное давление на конец выдоха (PEEP) 5 смН2O и фракцию вдыхаемого кислорода (FiO2)40%.
  3. Отрегулируйте частоту дыхания, чтобы поддерживать конечный прилив углекислый газ между 35 и 45 мм рт.ст.
    ПРИМЕЧАНИЕ: На основании предыдущих исследований37,40,41,повреждение легких считается установленным, когда артериальное напряжение кислорода (PaO2)к FiO2 снижается до 25% от исходного уровня, примерно через 1 ч после инстилляции HCl в дыхательных путях.

4. Галогенированные анестетики

ПРИМЕЧАНИЕ: Начните сидацию с использованием галогенированных анестетиков (севофлуран или изофлуран) после достижения кислотно-индуцированного повреждения легких. Затем внутривенная сакация с использованием пропофола должна быть прервана.

  1. Заполнение шприца(рисунок 1А):Прикрепите адаптер для наполнения, предоставленный производителем, к бутылке галогенированного агента объемом 250 мл и шприц объемом 60 мл к адаптеру наполнения. Переверните бутылку вверх дном и наполните шприц, толкая и вытягивая поршень. Поверните флакон вертикально и снимите шприц.
  2. Падальщик(рисунок 1B)
    1. Поместите угольный фильтр, используемый для удаления галогенированных углеводородных анестезирующие газы, рядом с вентилятором.
    2. Снимите защитный колпачок с угольного фильтра.
    3. Подключите угольный фильтр к клапану выдоха вентилятора с помощью гибкой трубки.
  3. Используйте анестезирующее консервирующее устройство (устройство, используемое для ингаляционной сакации ОИТ)(рисунок 1С),как описано ниже.
    1. Подключите линию иономеритной мембранной сушилки к порту для отбора проб газа устройства для сохранения анестетика.
    2. Подключите одну сторону линии отбора проб газа к линии осушителя иономерольной мембраны.
    3. Подключите другую сторону линии отбора проб газа к газоанализатору.
    4. Вставьте обезболивающее устройство между Y-частью дыхательного контура и эндотрахеальной трубкой.
    5. Убедитесь, что анестезирующее консервирующее устройство имеет черную сторону вверх и наклонено вниз к поросенку.
  4. Доставить ингаляционную ксацию через обезболивающее устройство(рисунок 2).
    1. Поместите специальный шприц в шприцевой насос.
    2. Подключите линию анестетика к шприцев.
    3. Загрунтуют агентную линию болюсом 1,5 мл галогенированного агента.
    4. Адаптировать начальную скорость насоса в мл.ч-1 (начальные настройки скорости шприцевого насоса изофлурана и севофлурана составляют 3 и 5 мл/ч соответственно) к целевой фракции севофлурана с истекшим сроком годности (FEsevo) или значению просроченной изофлурановой фракции (FEiso), отображаемой на газоанализаторе.
    5. Убедитесь, что газоанализатор отображает FEsevo %–FEiso % или эквивалентное минимальное значение альвеолярной концентрации, превышающее ноль. При необходимости дают дополнительный болюс в 0,3 мл галогенированного агента.
    6. Адаптировать скорость шприцевого насоса, необходимую для достижения определенной концентрации в зависимости от минутного объема и целевой концентрации, при этом скорости2–7 мл.ч-1 и 4–10 мл.ч-1, как правило, связаны с просроченными фракциями 0,2%–0,7% и 0,5%–1,4% для изофлурана42 и севофлурана28,43соответственно.
    7. В ходе эксперимента продолжают введение галогенированных агентов с FEsevo и FEiso мишенями 0,8–1,1 и 0,5–0,8 соответственно.

5. Измерения

  1. Контроль
    1. Соберите различные параметры, измеряемые внешним монитором: частота сердечных сокращений, артериальное давление и насыщение периферическим кислородом.
    2. Регистрируемые параметры, измеренные вентилятором: приливный объем, частота дыхания, набор PEEP, авто-PEEP (путем применения маневра удержания выдоха 5 с на вентиляторе), соответствие дыхательной системы, сопротивление дыхательных путей, давление плато вдоха (путем применения инспираторного удерживающего маневра 2 с на вентиляторе), пиковое давление вдоха и давление вождения.
    3. Рассчитайте функциональную остаточную емкость легких с использованием метода Азотной промывки/промывки, если она интегрирована в вентилятор.
    4. Используйте тепловой индикатор, ранее вставленный в бедренную артерию, для измерения объема внесосудистой воды легких, сердечного индекса и системного сосудистого сопротивления.
  2. Отбор проб жидкости для неразбавленный отек легких для измерения чистой скорости АФК.
    1. Вставьте мягкий всасывающий катетер 14 Fr в клиновидное положение в дистальном бронхе через эндотрахеальную трубку.
    2. Пробуйте отековую жидкость в всасывающую ловушку, применяя мягкое всасывание.
    3. Центрифугировать все образцы при 240 х г при 4 °C в течение 10 мин в охлажденном центрифуге.
    4. Соберите супернатанты.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Общую концентрацию белка в неразбавленном отековым жидкости легких измеряют колориметрическим методом. Поскольку скорость клиренса отековой жидкости из альвеолярного пространства намного быстрее, чем скорость удаления белка, чистая скорость AFC была рассчитана как процент AFC = 100 × [1 - (исходный белок отека / конечный общий белок отека)] и впоследствии была сообщена как %/ч37. Образцы жидкости для неразбавленный отек легких собирают у животных на исходном уровне и через 4 ч, как описаноранее 34,44,45,46,47,48,49.
  3. Отбор проб мини-бронхоальвеолярного лаважа.
    1. Вставьте мягкий всасывающий катетер 14 Fr в клиновидное положение в дистальном бронхе через эндотрахеальную трубку.
    2. Закапывают 50 мл 0,9% раствора натрия хлорида в всасывающий катетер.
    3. Быстро отбирайте пробы жидкости в всасывающий ловушек.
    4. Соберите мини-бронхоальвеолярный лаваж.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Общую концентрацию белка в mini BAL измеряют колориметрическим методом и, например, уровни провоспалительных цитокинов, таких как TNF-α, IL-6, IL-1β и IL-18, измеряют с использованием метода мультиплексного иммуноанализа. Образцы собираются через 4 ч после кислотно-индуцированного повреждения легких.
  4. Анализ газов крови
    1. Соберите газы артериальной крови через артериальную линию в шприц 3 мл BD Preset с наконечником BD Luer-Lok на исходном уровне. Немедленно измерьте PaO2/ FiO2,PaCO2,pH, лактат сыворотки и креатинин сыворотки с помощью анализатора газов крови в месте оказания медицинской помощи.
    2. Повторяйте этот шаг каждый час в течение 4 ч после закапывания кислоты.
  5. Отбор проб легких
    1. Приносят в жертву поросенку внутривенную инъекцию пентобарбитала (150mg.kg-1)в конце эксперимента (через 4 ч после кислотно-индуцированного повреждения легких).
    2. Рассекните и удалите все легкие. Фиксировать с алкоголем ацетифицированный формалин.
    3. Вставить в парафин и нарезать толщиной 10 мкм.
    4. Окрашивание гематоксилином и эозином.
      ПРИМЕЧАНИЕ: Гистологические доказательства повреждения легких могут быть оценены с использованием стандартизированного балла гистологического повреждения50.

Результаты

Для этого эксперимента 25 поросят были обезболены и разделены на две группы: 12 поросят в необработанную группу (группа SHAM) и 13 поросят в группе с кислотным травмой (группа HCl). Ни один поросенок не умер до конца эксперимента. Двусторонний анализ дисперсии с повторными измерениями (RM-ANOVA) пок...

Обсуждение

В этой статье описывается воспроизводимая экспериментальная модель ОРДС, индуцированная интратрахеальной инстилляцией HCl у поросят, для исследования защитных эффектов легких галогенированных летучих веществ, таких как севофлуран или изофлуран, доставляемых с использованием анесте?...

Раскрытие информации

Авторам нечего раскрывать.

Благодарности

Авторы хотели бы поблагодарить сотрудников GreD, Университета Клермон-Оверни и Международного центра эндоскопии хирургии (все в Клермон-Ферране, Франция).

Материалы

NameCompanyCatalog NumberComments
Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mmCovidien18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm)ArrowCV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm)Getinge Pulsion Medical Systemcatheter
Warm blankets WarmTouch5300MedTronic5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40PhillipsMNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis SystemSiemens20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex MonitorGetinge Pulsion Medical SystemPulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström CarestationGeneral ElectricsEngström
Halogenated anesthetics
Anaconda SyringeSedanaMedical26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-SSedanaMedical26050
Charcoal filter FlurAbsorbSedanaMedical26096
Filling AdaptatersSedanaMedical26042
Ionomer membrane dryer line NafionSedanaMedical26053
Products
PropofolMylan66617123
IsofluraneVirbacQN01AB06
CisatracuriumMylan69252651
PentobarbitalPanPharma68942457
SevofluraneAbbvieN01AB08
SufentanilMylan62404996

Ссылки

  1. ARDS Definition Task Force et al. Acute respiratory distress syndrome: the Berlin Definition. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 307 (23), 2526-2533 (2012).
  2. Thompson, B. T., Chambers, R. C., Liu, K. D. Acute Respiratory Distress Syndrome. The New England Journal of Medicine. 377 (6), 562-572 (2017).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  4. McAuley, D. F., Frank, J. A., Fang, X., Matthay, M. A. Clinically relevant concentrations of beta2-adrenergic agonists stimulate maximal cyclic adenosine monophosphate-dependent airspace fluid clearance and decrease pulmonary edema in experimental acid-induced lung injury. Critical Care Medicine. 32 (7), 1470-1476 (2004).
  5. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  6. Bellani, G., et al. Epidemiology, patterns of care, and mortality for patients with acute respiratory distress syndrome in intensive care units in 50 countries. JAMA: The Journal of the American Medical Association. 315 (8), 788-800 (2016).
  7. De Conno, E., et al. Anesthetic-induced improvement of the inflammatory response to one-lung ventilation. Anesthesiology. 110 (6), 1316-1326 (2009).
  8. Uhlig, C., et al. Effects of volatile anesthetics on mortality and postoperative pulmonary and other complications in patients undergoing surgery: A systematic review and meta-analysis. Anesthesiology: The Journal of the American Society of Anesthesiologists. 124 (6), 1230-1245 (2016).
  9. Campagna, J. A., Miller, K. W., Forman, S. A. Mechanisms of actions of inhaled anesthetics. The New England Journal of Medicine. 348 (21), 2110-2124 (2003).
  10. Dikmen, Y., Eminoglu, E., Salihoglu, Z., Demiroluk, S. Pulmonary mechanics during isoflurane, sevoflurane and desflurane anaesthesia. Anaesthesia. 58 (8), 745-748 (2003).
  11. Hert, S. G. D., et al. Choice of primary anesthetic regimen can influence intensive care unit length of stay after coronary surgery with cardiopulmonary bypass. Anesthesiology. 101 (1), 9-20 (2004).
  12. Hashiguchi, H., et al. Isoflurane protects renal function against ischemia and reperfusion through inhibition of protein kinases, JNK and ERK. Anesthesia and Analgesia. , 1584-1589 (2005).
  13. Fukazawa, K., Lee, H. T. Volatile anesthetics and AKI: risks, mechanisms, and a potential therapeutic window. Journal of the American Society of Nephrology: JASN. 25 (5), 884-892 (2014).
  14. Obal, D., Rascher, K., Favoccia, C., Dettwiler, S., Schlack, W. Post-conditioning by a short administration of desflurane reduced renal reperfusion injury after differing of ischaemia times in rats. British Journal of Anaesthesia. 97 (6), 783-791 (2006).
  15. Lv, X., et al. Isoflurane preconditioning at clinically relevant doses induce protective effects of heme oxygenase-1 on hepatic ischemia reperfusion in rats. BMC Gastroenterology. 11, 31 (2011).
  16. Sakai, H., et al. Isoflurane provides long-term protection against focal cerebral ischemia in the rat. Anesthesiology. 106 (1), 92-99 (2007).
  17. Jerath, A., et al. Volatile-based short-term sedation in cardiac surgical patients: a prospective randomized controlled trial. Critical Care Medicine. 43 (5), 1062-1069 (2015).
  18. Jerath, A., Parotto, M., Wasowicz, M., Ferguson, N. D. Volatile Anesthetics. Is a New Player Emerging in Critical Care Sedation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 193 (11), 1202-1212 (2016).
  19. Perbet, S., et al. A pharmacokinetic study of 48-hour sevoflurane inhalation using a disposable delivery system (AnaConDa®) in ICU patients. Minerva Anestesiologica. 80 (6), 655-665 (2014).
  20. Mesnil, M., et al. Long-term sedation in intensive care unit: a randomized comparison between inhaled sevoflurane and intravenous propofol or midazolam. Intensive Care Medicine. 37 (6), 933-941 (2011).
  21. Schläpfer, M., et al. Sevoflurane reduces severity of acute lung injury possibly by impairing formation of alveolar oedema. Clinical and Experimental Immunology. 168 (1), 125-134 (2012).
  22. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung Injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  23. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  24. Englert, J. A., et al. Isoflurane Ameliorates Acute Lung Injury by Preserving Epithelial Tight Junction Integrity. Anesthesiology. 123 (2), 377-388 (2015).
  25. Li, Q. F., Zhu, Y. S., Jiang, H., Xu, H., Sun, Y. Isoflurane preconditioning ameliorates endotoxin-induced acute lung injury and mortality in rats. Anesthesia and Analgesia. 109 (5), 1591-1597 (2009).
  26. Reutershan, J., Chang, D., Hayes, J. K., Ley, K. Role of a reduction of cytokine levels in isoflurane-mediated protection from endotoxin-induced lung Injury. Anesthesiology. 105 (6), 1280-1281 (2006).
  27. Du, X., et al. Isoflurane promotes phagocytosis of apoptotic neutrophils through AMPK-mediated ADAM17/Mer signaling. PloS One. 12 (7), 0180213 (2017).
  28. Jabaudon, M., et al. Sevoflurane for Sedation in Acute Respiratory Distress Syndrome. A Randomized Controlled Pilot Study. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 195 (6), 792-800 (2017).
  29. Yue, T., et al. Postconditioning with a volatile anaesthetic in alveolar epithelial cells in vitro. The European Respiratory Journal: Official Journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 31 (1), 118-125 (2008).
  30. Blondonnet, R., Constantin, J. M., Sapin, V., Jabaudon, M. A pathophysiologic approach to biomarkers in acute respiratory distress syndrome. Disease Markers. 2016, 3501373 (2016).
  31. Farrell, R., Oomen, G., Carey, P. A technical review of the history, development and performance of the anaesthetic conserving device "AnaConDa" for delivering volatile anaesthetic in intensive and post-operative critical care. Journal of Clinical Monitoring and Computing. 32 (4), 595-604 (2018).
  32. Sturesson, L. W., Bodelsson, M., Jonson, B., Malmkvist, G. Anaesthetic conserving device AnaConDa: dead space effect and significance for lung protective ventilation. British Journal of Anaesthesia. 113 (3), 508-514 (2014).
  33. Blondonnet, R., et al. RAGE inhibition reduces acute lung injury in mice. Scientific Reports. 7 (1), 7208 (2017).
  34. Jabaudon, M., et al. Soluble receptor for advanced glycation end-products predicts impaired alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 192 (2), 191-199 (2015).
  35. Jabaudon, M., et al. Soluble forms and ligands of the receptor for advanced glycation end-products in patients with acute respiratory distress syndrome: An observational prospective study. PloS One. 10 (8), 0135857 (2015).
  36. Kilkenny, C., Browne, W. J., Cuthill, I. C., Emerson, M., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: The ARRIVE guidelines for reporting animal research. PLoS Biology. 8, 1000412 (2010).
  37. Audard, J., et al. Inhibition of the receptor for advanced glycation end-products in acute respiratory distress syndrome: A randomised laboratory trial in piglets. Scientific Reports. 9 (1), 9227 (2019).
  38. Wu, C. W., et al. Intra-operative neural monitoring of thyroid surgery in a porcine model. Journal of Visualized Experiments. (144), e57919 (2019).
  39. Russ, M., et al. Lavage-induced surfactant depletion in pigs as a model of the acute respiratory distress syndrome (ARDS). Journal of visualized experiments. (115), e53610 (2016).
  40. Marumo, C. K., et al. Hemodynamic effects of PEEP in a porcine model of HCl-induced mild acute lung injury. Acta Anaesthesiologica Scandinavica. 53 (2), 190-202 (2009).
  41. Ambrosio, A. M., et al. Effects of positive end-expiratory pressure titration and recruitment maneuver on lung inflammation and hyperinflation in experimental acid aspiration-induced lung injury. Anesthesiology. 117 (6), 1322-1334 (2012).
  42. Sackey, P. V., Martling, C. R., Granath, F., Radell, P. J. Prolonged isoflurane sedation of intensive care unit patients with the Anesthetic Conserving Device. Critical Care Medicine. 32 (11), 2241-2246 (2004).
  43. Blanchard, F., et al. Minimal alveolar concentration for deep sedation (MAC-DS) in intensive care unit patients sedated with sevoflurane: A physiological study. Anaesthesia, Critical Care & Pain. , (2020).
  44. Verghese, G. M., Ware, L. B., Matthay, B. A., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport and the resolution of clinically severe hydrostatic pulmonary edema. Journal of Applied Physiology. 87 (4), 1301-1312 (1999).
  45. Sakuma, T., et al. Alveolar fluid clearance in the resected human lung. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 150 (2), 305-310 (1994).
  46. Matthay, M. A., Wiener-Kronish, J. P. Intact epithelial barrier function is critical for the resolution of alveolar edema in humans. The American Review of Respiratory Disease. 142 (6), 1250-1257 (1990).
  47. Ware, L. B., Matthay, M. A. Alveolar fluid clearance is impaired in the majority of patients with acute lung injury and the acute respiratory distress syndrome. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 163 (6), 1376-1383 (2001).
  48. Ware, L. B., Golden, J. A., Finkbeiner, W. E., Matthay, M. A. Alveolar epithelial fluid transport capacity in reperfusion lung injury after lung transplantation. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 159 (3), 980-988 (1999).
  49. Constantin, J. M., et al. Response to recruitment maneuver influences net alveolar fluid clearance in acute respiratory distress syndrome. Anesthesiology. 106 (5), 944-951 (2007).
  50. Kemming, G. I., et al. Effects of perfluorohexan vapor on gas exchange, respiratory mechanics, and lung histology in pigs with lung injury after endotoxin infusion. Anesthesiology. 103 (3), 585-594 (2005).
  51. Matute-Bello, G., et al. An official American Thoracic Society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 44 (5), 725-738 (2011).
  52. Chiew, Y. S., et al. Physiological relevance and performance of a minimal lung model: an experimental study in healthy and acute respiratory distress syndrome model piglets. BMC Pulmonary Medicine. 12, 59 (2012).
  53. Hochhausen, N., et al. Optimizing PEEP by Electrical Impedance Tomography in a Porcine Animal Model of ARDS. Respiratory Care. 62 (3), 340-349 (2017).
  54. Fu, H., Sun, M., Miao, C. Effects of different concentrations of isoflurane pretreatment on respiratory mechanics, oxygenation and hemodynamics in LPS-induced acute respiratory distress syndrome model of juvenile piglets. Experimental Lung Research. 41 (8), 415-421 (2015).
  55. Yehya, N. Lessons learned in acute respiratory distress syndrome from the animal laboratory. Annals of Translational Medicine. 7 (19), 503 (2019).
  56. Hochhausen, N., et al. Comparison of two experimental ARDS models in pigs using electrical impedance tomography. PloS One. 14 (11), 0225218 (2019).
  57. Shaver, C. M., et al. Cell-free hemoglobin: a novel mediator of acute lung injury. American Journal of Physiology. Lung Cellular and Molecular Physiology. 310 (6), 532-541 (2016).
  58. Matthay, M. A., et al. Acute respiratory distress syndrome. Nature Reviews. Disease Primers. 5 (1), 18 (2019).
  59. Martin, T. R., Matute-Bello, G. Experimental models and emerging hypotheses for acute lung injury. Critical Care Clinics. 27 (3), 735-752 (2011).
  60. Light, R. W., Gary Lee, Y. C. . Textbook of Pleural Diseases Second Edition. , (2008).
  61. Laferriere-Langlois, P., d'Arogon, F., Manzanares, W. Halogenated volatile anesthetics in the intensive care unit: current knowledge on an upcoming practice. Minerva Anestesiologica. 83 (7), 737-748 (2017).
  62. Devlin, J. W., et al. Clinical Practice Guidelines for the Prevention and Management of Pain, Agitation/Sedation, Delirium, Immobility, and Sleep Disruption in Adult Patients in the ICU. Critical Care Medicine. 46 (9), 825-873 (2018).
  63. DAS-Taskforce 2015 et al. Evidence and consensus based guideline for the management of delirium, analgesia, and sedation in intensive care medicine. Revision 2015 (DAS-Guildeline 2015) - short version. German Medical Science: GMS e-journal. 13, (2015).
  64. O'Gara, B., Talmor, D. Lung protective properties of the volatile anesthetics. Intensive Care Medicine. 42 (9), 1487-1489 (2016).
  65. Murthy, S., Gomersall, C. D., Fowler, R. A. Care for critically ill patients with COVID-19. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  66. Liao, X., Wang, B., Kang, Y. Novel coronavirus infection during the 2019-2020 epidemic: preparing intensive care units-the experience in Sichuan Province, China. Intensive Care Medicine. 46 (2), 357-360 (2020).
  67. Grasselli, G., Pesenti, A., Cecconi, M. Critical care utilization for the COVID-19 outbreak in Lombardy, Italy: Early experience and forecast during an emergency response. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  68. Arentz, M., et al. Characteristics and outcomes of 21 critically ill patients with COVID-19 in Washington State. JAMA: The Journal of the American Medical Association. , (2020).
  69. Xu, Z., et al. Pathological findings of COVID-19 associated with acute respiratory distress syndrome. The Lancet. Respiratory Medicine. 8 (4), 420-422 (2020).
  70. Ferrando, C., et al. but not propofol, reduces the lung inflammatory response and improves oxygenation in an acute respiratory distress syndrome model: a randomised laboratory study. European Journal of Anaesthesiology. 30 (8), 455-463 (2013).
  71. Voigtsberger, S., et al. Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury. Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).
  72. Suter, D., et al. The immunomodulatory effect of sevoflurane in endotoxin-injured alveolar epithelial cells. Anesthesia and Analgesia. 104 (3), 638-645 (2007).
  73. Steurer, M., et al. The volatile anaesthetic sevoflurane attenuates lipopolysaccharide-induced injury in alveolar macrophages. Clinical and Experimental Immunology. 155 (2), 224-230 (2009).
  74. Blondonnet, R., et al. In vitro method to control concentrations of halogenated gases in cultured alveolar epithelial cells. Journal of Visualized Experiments. (144), e58554 (2018).
  75. Gargiulo, S., et al. Mice anesthesia, analgesia, and care, Part I: Anesthetic considerations in preclinical research. ILAR Journal / National Research Council, Institute of Laboratory Animal Resources. 53 (1), 55-69 (2012).

Перепечатки и разрешения

Запросить разрешение на использование текста или рисунков этого JoVE статьи

Запросить разрешение

Смотреть дополнительные статьи

163

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Конфиденциальность

Условия эксплуатации

Политика

СВЯЖИТЕСЬ С НАМИ

РЕКОМЕНДОВАТЬ БИБЛИОТЕКЕ

НОВОСТИ JoVE

Исследования

Образование

АВТОРЫ

Библиотекарь

О JoVE

Авторские права © 2025 MyJoVE Corporation. Все права защищены