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In questo articolo

  • Riepilogo
  • Abstract
  • Introduzione
  • Protocollo
  • Risultati
  • Discussione
  • Divulgazioni
  • Riconoscimenti
  • Materiali
  • Riferimenti
  • Ristampe e Autorizzazioni

Riepilogo

Descriviamo un modello di sindrome da distress respiratorio acuto indotto da acido cloridrico (ARDS) in suinetti sottoposti a sedazione con agenti alogenati, isoflurano e sevoflurano, attraverso un dispositivo utilizzato per la sedazione in terapia intensiva inalatoria. Questo modello può essere utilizzato per studiare i meccanismi biologici degli agenti alogenati sulle lesioni polmonari e sulla riparazione.

Abstract

La sindrome da distress respiratorio acuto (ARDS) è una causa comune di insufficienza respiratoria ipossiemica e morte nei pazienti critici e vi è un urgente bisogno di trovare terapie efficaci. Studi preclinici hanno dimostrato che gli agenti alogenati per via inalatoria possono avere effetti benefici in modelli animali di ARDS. Lo sviluppo di nuovi dispositivi per somministrare agenti alogenati utilizzando moderni ventilatori per unità di terapia intensiva (ICU) ha notevolmente semplificato l'erogazione di agenti alogenati ai pazienti in terapia intensiva. Poiché precedenti ricerche sperimentali e cliniche suggerivano potenziali benefici di sostanze volatili alogenate, come il sevoflurano o l'isoflurano, per lesioni epiteliali alveolari polmonari e infiammazione, due punti di riferimento fisiopatologico del danno alveolare diffuso durante l'ARDS, abbiamo progettato un modello animale per comprendere i meccanismi degli effetti degli agenti alogenati sulla lesione polmonare e sulla riparazione. Dopo l'anestesia generale, l'intubazione tracheale e l'inizio della ventilazione meccanica, l'ARDS è stata indotta nei suinetti attraverso l'instillazione intratracheale di acido cloridrico. Quindi, i suinetti sono stati sedati con sevoflurano o isoflurano inalatori utilizzando un dispositivo di tipo ICU e gli animali sono stati ventilati con ventilazione meccanica protettiva polmonare durante un periodo di 4 ore. Durante il periodo di studio, sono stati raccolti campioni di sangue e alveolari per valutare l'ossigenazione arteriosa, la permeabilità della membrana alveolare-capillare, la clearance del liquido alveolare e l'infiammazione polmonare. Durante l'esperimento sono stati raccolti anche i parametri di ventilazione meccanica. Sebbene questo modello abbia indotto una marcata diminuzione dell'ossigenazione arteriosa con alterata permeabilità alveolare-capillare, è riproducibile ed è caratterizzato da una rapida insorgenza, una buona stabilità nel tempo e nessuna complicanza fatale.

Abbiamo sviluppato un modello di suinetto di aspirazione acida che riproduce la maggior parte delle caratteristiche fisiologiche, biologiche e patologiche dell'ARDS clinico e sarà utile approfondire la nostra comprensione dei potenziali effetti protettivi polmonari degli agenti alogenati somministrati attraverso dispositivi utilizzati per la sedazione in terapia intensiva per via inalatoria.

Introduzione

La sindrome da distress respiratorio acuto (ARDS) è una causa comune di insufficienza respiratoria ipossiemica e morte nei pazienti critici1. È caratterizzato da lesioni epiteliali ed endoteliali alveolari diffuse, che portano ad un aumento della permeabilità e dell'edema polmonare, alterata clearance del liquido alveolare (AFC) e peggioramento del distress respiratorio2. Il riassorbimento dell'edema alveolare e il recupero dall'ARDS richiedono il trasporto del liquido epiteliale attraverso gli alveoli per rimanere intatti, il che suggerisce che una terapia che migliora l'AFC potrebbe essere utile3,4. Sebbene la ventilazione protettiva polmonare e una strategia restrittiva per la fluidoterapia endovenosa si siano dimostrate utili nel migliorare i risultati2,5, sono ancora associati ad alta mortalità e morbilità6. Pertanto, vi è un urgente bisogno di sviluppare terapie efficaci per la sindrome e di comprendere meglio i meccanismi precisi attraverso i quali tali terapie potrebbero funzionare.

Gli anestetici alogenati, come l'isoflurano o il sevoflurano, sono stati ampiamente utilizzati per l'anestesia generale in sala operatoria. Il sevoflurano è associato a una diminuzione dell'infiammazione nei polmoni dei pazienti sottoposti a chirurgia toracica e ad una diminuzione delle complicanze polmonari postoperatorie, come l'ARDS7. Risultati simili sono stati trovati in una meta-analisi di pazienti dopo cardiochirurgia8. I volatili alogenati hanno anche un effetto broncodilatatore9,10 e forse alcune proprietà che proteggono diversi organi, come il cuore8,11 e i reni12,13,14. Recentemente, c'è stato un crescente interesse per l'uso clinico di anestetici per via inalatoria come sedativi nell'unità di terapia intensiva (ICU). Sia gli studi sugli animali che sull'uomo supportano gli effetti protettivi del pretrattamento con agenti alogenati prima dell'ischemia prolungata del fegato15,del cervello16o del cuore11. Gli agenti alogenati presentano anche potenziali vantaggi farmacocinetici e farmacodinamici rispetto ad altri agenti per via endovenosa per la sedazione di pazienti critici, tra cui una rapida insorgenza d'azione e un rapido offset dovuto al piccolo accumulo nei tessuti. Gli agenti alogenati per via inalatoria riducono i tempi di intubazione rispetto alla sedazione endovenosa nei pazienti sottoposti a cardiochirurgia17. Diversi studi supportano la sicurezza e l'efficacia degli agenti alogenati nella sedazione dei pazienti in terapia intensiva18,19,20. Nei modelli sperimentali di ARDS, il sevoflurano per via inalatoria migliora lo scambio gassoso21,22,riduce l'edema alveolare21,22,e attenua l'infiammazione sia polmonare che sistemica23. L'isoflurano migliora anche la riparazione polmonare dopo l'infortunio mantenendo l'integrità della barriera alveolare-capillare, possibilmente modulando l'espressione di una proteina chiave a giunzione stretta24,25,26. Inoltre, i macrofagi di topo che sono stati coltivati e trattati con isoflurano hanno avuto effetti fagocitici migliori sui neutrofili rispetto ai macrofagi che non sono stati trattati con isoflurano27.

Tuttavia, le precise vie e meccanismi biologici che rappresentano le proprietà protettive polmonari degli anestetici volatili rimangono in gran parte sconosciuti fino ad oggi, richiedendo ulteriori indagini18. Ulteriori studi sono inoltre giustificati per indagare gli effetti precisi del sevoflurano sulla lesione polmonare e per verificare se le prove sperimentali possono essere tradotte nei pazienti. Il primo studio di controllo randomizzato del nostro team ha rilevato che la somministrazione di sevoflurano per via inalatoria in pazienti con ARDS era associata a un miglioramento dell'ossigenazione e a una diminuzione dei livelli sia di citochine pro-infiammatorie che di marcatori di danno epiteliale polmonare, come valutato dai recettori solubili plasmatici e alveolari per i prodotti finali di glicazione avanzata (sRAGE)28 . Poiché sRAGE è ora considerato un marker di danno cellulare alveolare di tipo 1 e un mediatore chiave dell'infiammazione alveolare, questi risultati potrebbero suggerire alcuni effetti benefici del sevoflurano sulla lesione epiteliale alveolare polmonare21,29,30.

L'uso di agenti alogenati per la sedazione in terapia intensiva per via inalatoria ha richiesto a lungo l'impiego di ventilatori per anestesia in sala operatoria e vaporizzatori a gas in terapia intensiva. Da allora, i riflettori anestetici adatti all'uso con i moderni ventilatori per terapia intensiva sono stati sviluppati per un uso specifico nella terapia intensiva31. Questi dispositivi sono dotati di filtri modificati per lo scambio di calore e umidità inseriti tra il pezzo Y del circuito respiratorio e il tubo endotracheale. Consentono la somministrazione di agenti alogenati, con isoflurano e sevoflurano che sono i più frequentemente utilizzati, e sono costituiti da un'asta di evaporazione porosa in polipropilene, in cui viene rilasciato un agente liquido, erogato da una specifica pompa a siringa. L'agente alogenato viene assorbito durante la scadenza da un mezzo riflettente contenuto nel dispositivo e viene rilasciato durante l'ispirazione successiva, consentendo il ricircolo di circa il 90% dell'agente alogenato scaduto31,32. Recentemente, è stata sviluppata una versione miniaturizzata del dispositivo con uno spazio morto strumentale di 50 ml, rendendolo ancora più adatto per l'uso durante la ventilazione ultraprotettiva nei pazienti con ARDS, con volumi di marea che potrebbero essere fino a 200 mL31. Un tale dispositivo miniaturizzato non è mai stato studiato in un modello sperimentale di maialino di ARDS.

Poiché ricerche precedenti supportano i ruoli promettenti dei volatili alogenati nell'infiammazione alveolare polmonare e nelle lesioni durante l'ARDS, abbiamo progettato un modello animale sperimentale per ottenere una comprensione traslazionale dei meccanismi degli effetti degli agenti alogenati sulla lesione polmonare e sulla riparazione33,34,35. In questo studio, abbiamo sviluppato un modello di ARDS indotto da acido cloridrico (HCl) in suinetti in cui la sedazione inalatoria può essere somministrata utilizzando la versione miniaturizzata del dispositivo di conservazione degli anestetici, un dispositivo di tipo ICU. Questo grande modello animale di ARDS potrebbe essere utilizzato per approfondire la nostra comprensione dei potenziali effetti protettivi polmonari degli agenti alogenati inalati.

Protocollo

Il protocollo di studio è stato approvato dal Comitato etico animale del Ministère de l'Education Nationale francese, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche (numero di approvazione 01505.03) prima di essere registrato presso preclinicaltrials.eu (Identificatore del registro pre-clinico PCTE0000129). Tutte le procedure sono state eseguite presso il Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne, Clermont-Ferrand, Francia, in conformità con le linee guida Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE)36.

1. Preparazione animale e anestesia

  1. Modalità maialino
    1. Assicurarsi che il protocollo sperimentale sia coerente con le linee guida per gli esperimenti sugli animali, compresi i principi 3R (sostituzione, riduzione e perfezionamento) e le normative nazionali / internazionali.
    2. Ottenere le approvazioni del comitato etico per la cura e l'uso di animali da esperimento presso l'istituzione competente prima di iniziare il protocollo.
    3. Utilizzare un maialino Landrace bianco maschio (2-4 mesi; peso 10-15 kg).
    4. Posizionare il suinetto in posizione supina dopo la premedicazione con azaperone intramuscolare (descritto al punto 1.2.2).
  2. Induzione dell'anestesia
    1. Limitare gli animali dall'avere cibo per la notte consentendo al contempo il libero accesso all'acqua.
    2. Somministrare la premedicazione ansiolitica al maialino usando azaperone intramuscolare (2 mg.kg-1) dietro l'orecchio.
    3. Applicare una pressione del dito sui tessuti molli della base auricolare del maialino per identificare la vena auricolare mediale e laterale.
    4. Inserire un catetere periferico per via endovenosa da 22 G nella vena auricolare mediale o laterale del maialino. Seguire con il catetere con un angolo superficiale di 45 ° attraverso la pelle e avanzare fino a quando il sangue appare attraverso il catetere.
    5. Indurre l'anestesia generale con propofol per via endovenosa (3 mg.kg-1) e sufentanil (0,3 μ g.kg-1)37. Controllare la profondità dell'anestesia per mancanza di risposta al riflesso del pedale.
  3. Intubazione tracheale38,39
    1. Preparare il laringoscopio utilizzando una lama per laringoscopio Miller dritta di taglia 4.
    2. Passare il laringoscopio nella cavità faringea e premere la lingua con la lama del laringoscopio, rendendo visibile l'epiglottide.
    3. Visualizza l'apertura della laringe del maialino prima dell'intubazione orotracheale.
    4. Inserire un tubo endotracheale con polsino di diametro interno di 6 mm.
    5. Gonfiare il bracciale del tubo endotracheale per raggiungere una pressione del bracciale intorno a 20-30 cmH2O.
    6. Fissare il tubo endotracheale al naso del maialino con nastro chirurgico a micropori.
    7. Collegare al ventilatore e avviare la ventilazione meccanica seguendo le impostazioni descritte nella sezione 3.
  4. Manutenzione della sedazione
    1. Mantenere l'anestesia con infusione endovenosa continua di propofol (5 mg.kg-1.h-1) prima di lesioni polmonari indotte da acido. L'infusione di propofol sarà interrotta quando vengono avviati agenti alogenati.
    2. Aggiungere un'infusione endovenosa continua di remifentanil (10-20 μ g.kg−1.h−1 = 0.15–0.33 μ g.kg−1.min−1) per la gestione del dolore.
    3. Aggiungere infusione endovenosa continua di cisatracurio (0,2 mg.kg-1.h-1) per un blocco neuromuscolare.
    4. Mantenere la temperatura corporea del maialino a circa 38 °C utilizzando coperte calde.
    5. Monitorare l'attività dell'elettrocardiogramma, la saturazione periferica di ossigeno (SpO2)e la pressione arteriosa in modo continuo utilizzando un monitor esterno.
  5. Chirurgia
    1. Inserire l'accesso venoso centrale utilizzando un'esposizione chirurgica della vena giugulare interna destra e il metodo Seldinger per inserire un catetere da 3 lumen (7 francesi, 16 cm).
      1. Fai un'incisione cutanea della linea mediana sull'aspetto ventrale del collo, a 2 cm lateralmente dalla trachea. Utilizzare pinzetto chirurgico per sezionare i tessuti.
      2. Localizzare la vena giugulare interna (circa 1-2 cm di profondità, laterale all'arteria carotide interna) e, utilizzando l'ago (18 G, 6,35 cm), effettuare una puntura con orientamento in direzione craniocaudale.
      3. Con la mano, inserire il filo guida "J" (0,81 mm di diametro, 60 cm) attraverso l'ago. Rimuovere delicatamente l'ago e inserire rapidamente un catetere venoso con tre linee nella vena giugulare interna lungo il filo guida "J". Rimuovere il filo guida "J" mantenendo il catetere venoso in posizione.
      4. Aspirare il sangue attraverso ogni linea del catetere venoso per rimuovere l'aria dalle diverse linee e lavare con 5 ml di soluzione salina (0,9% NaCl) per risciacquare le tre linee.
      5. Suturare la pelle con un filo di sutura 3.0 non assorbibile seguendo il modello continuo di Lembert e fissare il catetere alla pelle con un singolo punto e tripli nodi su ogni perforazione laterale del catetere venoso centrale.
    2. Inserire una linea arteriosa attraverso l'esposizione chirurgica dell'arteria femorale destra e utilizzare il metodo Seldinger per inserire il catetere di termodiluizione (3-5 francese, 20 cm).
      1. Posizionare l'archetto anteriore destro del maialino in estensione.
      2. Fai un'incisione cutanea sulla zona inguinale destra del maialino. Utilizzare pinzetto chirurgico per sezionare i tessuti sottocutanei e muscolari.
      3. Localizzare l'arteria femorale destra palpando l'impulso femorale (circa 3-4 cm di profondità) e, utilizzando l'ago (19 G, 54 mm), effettuare una puntura con orientamento caudocranica.
      4. Inserire il filo guida "J" attraverso l'ago. Rimuovere delicatamente l'ago e inserire rapidamente un catetere arterioso nell'arteria femorale lungo il filo guida. Rimuovere il filo guida mantenendo il catetere in posizione.
      5. Rimuovere l'aria dal catetere arterioso e lavare con soluzione salina per risciacquare la linea.
      6. Suturare la pelle con un filo di sutura 3.0 non assorbibile seguendo il modello continuo di Lembert e fissare il catetere alla pelle con un singolo punto e tripli nodi su ogni perforazione laterale del catetere arterioso.
      7. Collegare il catetere a un tubo della linea arteriosa per consentire il recupero di campioni di sangue seriali e il monitoraggio emodinamico continuo (pressione arteriosa, indice cardiaco e acqua polmonare extravascolare, indicizzata al peso corporeo) con un dispositivo di monitoraggio della gittata cardiaca a contorno di impulsi.

2. Danno polmonare acuto indotto da acido

ATTENZIONE: Utilizzare guanti e occhiali durante questa fase per evitare qualsiasi rischio di contatto dell'acido con la pelle o gli occhi)

  1. Produrre 100 mL di HCl a 0,05 M e pH 1,4.
  2. Utilizzando il punto di riferimento anatomico dell'ultimo segmento dello sterno, misurare la distanza tra la punta del tubo endotracheale e la carina del maialino.
  3. Segna questa distanza con una penna nera su un catetere di aspirazione Ch14.
  4. Inserire il catetere di aspirazione attraverso il tubo endotracheale fino al punto di riferimento nero.
  5. Instillare delicatamente 4 mL.kg-1 (peso corporeo) di acido attraverso il catetere di aspirazione per oltre 3 minuti.
  6. Rimuovere il catetere di aspirazione.

3. Ventilazione meccanica

  1. Utilizzare la ventilazione a volume controllato su un ventilatore per terapia intensiva.
  2. Utilizzare un volume di marea di 6 mL.kg-1,una pressione positiva di fine espirazione (PEEP) di 5 cmH2O e una frazione di ossigeno inspirato (FiO2)del 40%.
  3. Regolare la frequenza respiratoria per mantenere l'anidride carbonica di fine marea tra 35 e 45 mmHg.
    NOTA: Sulla base di studi precedenti37,40, 41,lalesionepolmonare è considerata accertata quando la tensione arteriosa dell'ossigeno (PaO2)rispetto al FiO2 diminuisce al 25% rispetto al basale, circa 1 ora dopo l'instillazione di HCl nelle vie aeree.

4. Anestetici alogenati

NOTA: Iniziare la sedazione utilizzando anestetici alogenati (sevoflurano o isoflurano) una volta raggiunta la lesione polmonare indotta dall'acido. La sedazione endovenosa con propofol deve quindi essere interrotta.

  1. Riempimento della siringa (Figura 1A): Collegare l'adattatore di riempimento fornito dal produttore al flacone da 250 ml dell'agente alogenato e una siringa da 60 mL all'adattatore di riempimento. Capovolgere il flacone e riempire la siringa spingendo e tirando lo stantuffo. Girare il flacone in posizione verticale e rimuovere la siringa.
  2. Scavenging (Figura 1B)
    1. Posizionare il filtro a carbone, utilizzato per rimuovere i gas anestetici idrocarburici alogenati, vicino al ventilatore.
    2. Rimuovere il cappuccio protettivo dal filtro a carbone.
    3. Collegare il filtro a carbone alla valvola espiratoria del ventilatore con un tubo flessibile.
  3. Utilizzare il dispositivo di conservazione dell'anestetico (dispositivo utilizzato per la sedazione in terapia intensiva per via inalatoria) (Figura 1C) come descritto di seguito.
    1. Collegare la linea dell'essiccatore a membrana ionomerica alla porta di campionamento del gas del dispositivo di conservazione degli anestetici.
    2. Collegare un lato della linea di campionamento del gas alla linea dell'essiccatore a membrana ionomerica.
    3. Collegare l'altro lato della linea di campionamento del gas all'analizzatore di gas.
    4. Inserire il dispositivo di conservazione anestetico tra il pezzo Y del circuito respiratorio e il tubo endotracheale.
    5. Assicurarsi che il dispositivo di conservazione dell'anestetico abbia il lato nero verso l'alto e sia inclinato verso il maialino.
  4. Ingrogare la sedazione per via inalatoria attraverso il dispositivo di conservazione dell'anestetico (Figura 2).
    1. Posizionare la siringa specifica nella pompa della siringa.
    2. Collegare la linea dell'agente anestetico alla siringa.
    3. Innescare la linea dell'agente con un bolo di 1,5 ml dell'agente alogenato.
    4. Adattare la velocità iniziale della pompa in mL.h-1 (le impostazioni iniziali della velocità della pompa della siringa di isoflurano e sevoflurano sono rispettivamente 3 e 5 mL/h) alla frazione di sevo espira e scaduta (FEsevo) o al valore della frazione isoflurano scaduta (FEiso), come visualizzato sull'analizzatore di gas.
    5. Assicurarsi che l'analizzatore di gas visualizzi unvaloredi concentrazione alveolare minima F E sevo %–FEo equivalente pari a zero. Se necessario, somoziona un bolo supplementare di 0,3 ml dell'agente alogenato.
    6. Adattare la velocità della pompa della siringa necessaria per raggiungere una certa concentrazione a seconda del volume minuto e della concentrazione mirata, con velocità di 2-7 ml.h-1 e 4-10 ml.h-1 essendo, in generale, associate a frazioni scadute dello 0,2%-0,7% e dello 0,5% -1,4% rispettivamente per l'isoflurano42 e il sevoflurano28,43.
    7. Durante l'esperimento, continuare la somministrazione degli agenti alogenati con bersagli iso FEsevo e FErispettivamente di 0,8-1,1 e 0,5-0,8.

5. Misurazioni

  1. Monitoraggio
    1. Raccogliere diversi parametri misurati dal monitor esterno: frequenza cardiaca, pressione sanguigna e saturazione di ossigeno periferico.
    2. Registrare i parametri misurati dal ventilatore: volume di marea, frequenza respiratoria, PEEP impostato, auto-PEEP (applicando una manovra di tenuta espiratoria di 5 s sul ventilatore), conformità del sistema respiratorio, resistenza delle vie aeree, pressione di plateau inspiratoria (applicando una manovra di tenuta inspiratoria di 2 s sul ventilatore), pressione inspiratoria di picco e pressione di guida.
    3. Calcolare la capacità residua funzionale polmonare utilizzando il metodo Nitrogen Wash In/Wash Out se integrato nel ventilatore.
    4. Utilizzare l'indicatore termico precedentemente inserito nell'arteria femorale per misurare il volume d'acqua extravascolare dei polmoni, l'indice cardiaco e la resistenza vascolare sistemica.
  2. Campionamento del liquido edema polmonare non diluito per misurare il tasso netto di AFC.
    1. Inserire un catetere di aspirazione morbido 14 Fr in una posizione incuneata nel bronco distale attraverso il tubo endotracheale.
    2. Campione di liquido edema in una trappola di aspirazione applicando un'aspirazione delicata.
    3. Centrifugare tutti i campioni a 240 x g a 4 °C per 10 minuti in una centrifuga refrigerata.
    4. Raccogli i supernatanti.
      NOTA: La concentrazione totale di proteine nel liquido edema polmonare non diluito viene misurata con un metodo colorimetrico. Poiché il tasso di clearance del liquido edema dallo spazio alveolare è molto più veloce del tasso di rimozione delle proteine, il tasso netto di AFC è stato calcolato come Percentuale AFC = 100 × [1 - (proteina edema iniziale/proteina totale dell'edema finale)] e successivamente è stato riportato come %/h37. I campioni di liquido edema polmonare non diluito vengono raccolti dagli animali al basale e 4 ore dopo, come precedentemente descritto34,44,45,46,47,48,49.
  3. Mini campionamento di lavaggio broncoalveolare.
    1. Inserire un catetere di aspirazione morbido 14 Fr in una posizione incuneata in un bronco distale attraverso il tubo endotracheale.
    2. Instillare 50 ml di una soluzione di cloruro di sodio allo 0,9% nel catetere di aspirazione.
    3. Campionare prontamente il fluido in una trappola di aspirazione.
    4. Raccogli il mini lavaggio broncoalveolare.
      NOTA: La concentrazione totale di proteine in mini BAL viene misurata con un metodo colorimetrico e, ad esempio, i livelli di citochine proinfiammatorie, come TNF-α, IL-6, IL-1β e IL-18, sono misurati utilizzando un metodo di dosaggio immunologico multiplex. I campioni vengono raccolti 4 ore dopo la lesione polmonare indotta dall'acido.
  4. Analisi dei gas del sangue
    1. Raccogliere i gas del sangue arterioso attraverso la linea arteriosa in una siringa preimpostata BD da 3 ml con punta BD Luer-Lok al basale. Misurare immediatamente PaO2/ FiO2, PaCO2, pH, lattato sierico e creatinina sierica utilizzando un analizzatore di gas ematici point-of-care.
    2. Ripetere questo passaggio ogni ora per 4 ore dopo l'instillazione acida.
  5. Campionamento polmonare
    1. Sacrificare il maialino con un'iniezione endovenosa di pentobarbital (150 mg.kg-1) alla fine dell'esperimento (4 ore dopo la lesione polmonare indotta dall'acido).
    2. Sezionare e rimuovere tutti i polmoni. Fissare con formalina acetificata alcolica.
    3. Incorporare la paraffina e affettare a uno spessore di 10 μm.
    4. Macchiare con ematossilina ed eosina.
      NOTA: L'evidenza istologica della lesione polmonare può essere valutata utilizzando un punteggio standardizzatodi lesione istologica 50.

Risultati

Per questo esperimento, 25 suinetti sono stati anestetizzati e divisi in due gruppi: 12 suinetti nel gruppo non trattato (gruppo SHAM) e 13 suinetti nel gruppo acido-leso (gruppo HCl). Nessun maialino è morto prima della fine dell'esperimento. Un'analisi bidirezionale a misure ripetute di varianza (RM-ANOVA) ha indicato un tempo significativo per interazione di gruppo (P < 10−4) con un effetto dannoso dell'ARDS indotta da HCl su PaO2/ FiO2, rispetto agli animali finti senza ARDS (

Discussione

Questo articolo descrive un modello sperimentale riproducibile di ARDS indotto dall'instillazione intratracheale di HCl nei suinetti per studiare gli effetti protettivi polmonari di sostanze volatili alogenate, come il sevoflurano o l'isoflurano, somministrate utilizzando un dispositivo di conservazione anestetica.

L'obiettivo principale di questo studio era quello di sviluppare un modello sperimentale di ARDS in cui gli agenti volatili potessero essere somministrati da un dispositivo di conse...

Divulgazioni

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Riconoscimenti

Gli autori desiderano ringraziare lo staff del GreD, dell'Université Clermont Auvergne e del Centre International de Chirurgie Endoscopique (tutti a Clermont-Ferrand, Francia).

Materiali

NameCompanyCatalog NumberComments
Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mmCovidien18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm)ArrowCV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm)Getinge Pulsion Medical Systemcatheter
Warm blankets WarmTouch5300MedTronic5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40PhillipsMNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis SystemSiemens20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex MonitorGetinge Pulsion Medical SystemPulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström CarestationGeneral ElectricsEngström
Halogenated anesthetics
Anaconda SyringeSedanaMedical26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-SSedanaMedical26050
Charcoal filter FlurAbsorbSedanaMedical26096
Filling AdaptatersSedanaMedical26042
Ionomer membrane dryer line NafionSedanaMedical26053
Products
PropofolMylan66617123
IsofluraneVirbacQN01AB06
CisatracuriumMylan69252651
PentobarbitalPanPharma68942457
SevofluraneAbbvieN01AB08
SufentanilMylan62404996

Riferimenti

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