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In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Wir beschreiben ein Modell des Salzsäure-induzierten akuten Atemnotsyndroms (ARDS) bei Ferkeln, die mit halogenierten Mitteln, Isofluran und Sevofluran, durch ein Gerät zur inhalationsintensiven Intensivsedierung sediert werden. Dieses Modell kann verwendet werden, um die biologischen Mechanismen halogenierter Mittel auf Lungenverletzungen und -reparaturen zu untersuchen.

Zusammenfassung

Das akute Atemnotsyndrom (ARDS) ist eine häufige Ursache für hypoxämisches Respiratorische Versagen und Tod bei kritisch kranken Patienten, und es besteht ein dringender Bedarf, wirksame Therapien zu finden. Präklinische Studien haben gezeigt, dass eingeatmete halogenierte Mittel in Tiermodellen von ARDS positive Wirkungen haben können. Die Entwicklung neuer Geräte zur Verabreichung halogenierter Wirkstoffe mit modernen Beatmungsgeräten auf Intensivstationen hat die Abgabe von halogenierten Wirkstoffen an Intensivpatienten deutlich vereinfacht. Da frühere experimentelle und klinische Forschungen potenzielle Vorteile von halogenierten flüchtigen Stoffen wie Sevofluran oder Isofluran für Lungenalveolarepithelverletzungen und -entzündungen, zwei pathophysiologische Meilensteine diffuser alveolarer Schäden während ARDS, nahelegten, entwarfen wir ein Tiermodell, um die Mechanismen der Auswirkungen halogenierter Mittel auf Lungenverletzungen und -reparaturen zu verstehen. Nach Vollnarkose, Trachealintubation und Einleitung der mechanischen Beatmung wurde ARDS bei Ferkeln durch intratracheale Instillation von Salzsäure induziert. Dann wurden die Ferkel mit inhalativem Sevofluran oder Isofluran unter Verwendung eines Intensivgeräts sediert, und die Tiere wurden während eines Zeitraums von 4 Stunden mit lungenschützender mechanischer Beatmung beatmet. Während des Studienzeitraums wurden Blut- und Alveolarproben gesammelt, um die arterielle Sauerstoffversorgung, die Durchlässigkeit der Alveolar-Kapillarmembran, die Alveolarflüssigkeitsclearance und die Lungenentzündung zu bewerten. Mechanische Beatmungsparameter wurden während des gesamten Experiments ebenfalls erfasst. Obwohl dieses Modell eine deutliche Abnahme der arteriellen Oxygenierung mit veränderter alveolär-kapillarer Permeabilität induzierte, ist es reproduzierbar und zeichnet sich durch einen schnellen Beginn, eine gute Stabilität im Laufe der Zeit und keine tödlichen Komplikationen aus.

Wir haben ein Ferkelmodell der sauren Aspiration entwickelt, das die meisten physiologischen, biologischen und pathologischen Merkmale des klinischen ARDS reproduziert, und es wird hilfreich sein, unser Verständnis der potenziellen lungenschützenden Wirkungen von halogenierten Wirkstoffen zu vertiefen, die durch Geräte zur inhalativen ICU-Sedierung abgegeben werden.

Einleitung

Akutes Atemnotsyndrom (ARDS) ist eine häufige Ursache für hypoxämisches respiratorisches Versagen und Tod bei kritisch kranken Patienten1. Es ist sowohl durch diffuse alveoläre epitheliale als auch durch endotheliale Verletzungen gekennzeichnet, was zu erhöhter Permeabilität und Lungenödem, veränderter alveolärer Flüssigkeitsclearance (AFC) und verschlechterter Atemnot führt2. Die Resorption von Alveolarödemen und die Erholung von ARDS erfordern einen epithelialen Flüssigkeitstransport durch die Alveolen, um intakt zu bleiben, was darauf hindeutet, dass eine Therapie, die die AFC verbessert, nützlich sein könnte3,4. Obwohl sich die lungenschützende Beatmung und eine restriktive Strategie für die intravenöse Flüssigkeitstherapie als vorteilhaft erwiesenhaben,um die Ergebnisse2,5zu verbessern, sind sie immer noch mit einer hohen Mortalität und Morbidität verbunden6. Daher ist es dringend notwendig, wirksame Therapien für das Syndrom zu entwickeln und die genauen Mechanismen, durch die solche Therapien funktionieren könnten, besser zu verstehen.

Halogenierte Anästhetika wie Isofluran oder Sevofluran wurden häufig zur Vollnarkose im Operationssaal eingesetzt. Sevofluran ist mit einer verminderten Entzündung in der Lunge von Patienten verbunden, die sich einer Thoraxoperation unterziehen, und mit einer Abnahme postoperativer Lungenkomplikationen wie ARDS7. Ähnliche Ergebnisse wurden in einer Meta-Analyse von Patienten nach Herzoperationen gefunden8. Halogenierte flüchtige Stoffe haben auch eine bronchodilatatorische Wirkung9,10 und vielleicht einige Eigenschaften, die mehrere Organe schützen, wie das Herz8,11 und die Nieren12,13,14. In jüngster Zeit wächst das Interesse an der klinischen Anwendung von Inhalationsanästhetika als Beruhigungsmittel auf der Intensivstation (ICU). Sowohl Tier- als auch Humanstudien unterstützen die schützende Wirkung der Vorbehandlung mit halogenierten Wirkstoffen vor längerer Ischämie der Leber15, desGehirns 16oder des Herzens11. Halogenierte Wirkstoffe haben auch potenzielle pharmakokinetische und pharmakodynamische Vorteile gegenüber anderen intravenösen Wirkstoffen für die Sedierung von kritisch kranken Patienten, einschließlich eines schnellen Wirkungseintritts und eines schnellen Offsets aufgrund einer geringen Akkumulation im Gewebe. Inhalative halogenierte Mittel verringern die Intubationszeiten im Vergleich zur intravenösen Sedierung bei Patienten, die sich einer Herzoperation unterziehen17. Mehrere Studien unterstützen die Sicherheit und Wirksamkeit halogenierter Wirkstoffe bei der Sedierung von Intensivpatienten18,19,20. In experimentellen Modellen von ARDS verbessert inhalatives Sevofluran den Gasaustausch21,22, reduziert alveoläre Ödeme21,22und schwächt sowohl pulmonale als auch systemische Entzündungenab 23. Isofluran verbessert auch die Lungenreparatur nach einer Verletzung, indem es die Integrität der Alveolar-Kapillar-Schranke aufrechterhält, möglicherweise durch Modulation der Expression eines wichtigen Tight-Junction-Proteins24,25,26. Darüber hinaus hatten Mausmakrophagen, die mit Isofluran kultiviert und behandelt wurden, bessere phagozytische Wirkungen auf Neutrophile als Makrophagen, die nicht mit Isofluran behandelt wurden27.

Die genauen biologischen Wege und Mechanismen, die für die lungenschützenden Eigenschaften flüchtiger Anästhetika verantwortlich sind, sind jedoch bis heute weitgehend unbekannt und erfordern weitere Untersuchungen18. Zusätzliche Studien sind auch gerechtfertigt, um die genauen Auswirkungen von Sevofluran auf Lungenverletzungen zu untersuchen und zu überprüfen, ob experimentelle Beweise auf Patienten übertragen werden können. Die erste randomisierte Kontrollstudie unseres Teams ergab, dass die Verabreichung von inhalativem Sevofluran bei Patienten mit ARDS mit einer Verbesserung der Sauerstoffversorgung und einer Abnahme der Spiegel sowohl proinflammatorischer Zytokine als auch lungenepithelialer Verletzungsmarker verbunden war, wie durch Plasma und alveoläre lösliche Rezeptoren für fortgeschrittene Glykationsendprodukte (sRAGE) beurteilt28 . Da sRAGE heute als Marker für alveoläre Typ-1-Zellverletzungen und als Schlüsselmediator der alveolären Entzündung angesehen wird, könnten diese Ergebnisse auf einige positive Wirkungen von Sevofluran auf die lungenale alveoläre Epithelverletzunghindeuten 21,29,30.

Die Verwendung von halogenierten Mitteln für die inhalative Intensivsedierung erfordert seit langem den Einsatz von Anästhesiebeatmungsgeräten und Gasverdampfern im Operationssaal auf der Intensivstation. Seitdem wurden anästhetische Reflektoren, die für den Einsatz mit modernen Intensivbeatmungsgeräten geeignet sind, für den spezifischen Einsatz auf der Intensivstation31entwickelt. Diese Geräte verfügen über modifizierte Wärme- und Feuchtigkeitsaustauschfilter, die zwischen dem Y-Stück des Atmungskreislaufs und dem Endotrachealtubus eingesetzt werden. Sie ermöglichen die Verabreichung von halogenierten Mitteln, wobei Isofluran und Sevofluran am häufigsten verwendet werden, und bestehen aus einem porösen Polypropylen-Verdampferstab, in den ein flüssiges Mittel freigesetzt wird, das von einer speziellen Spritzenpumpe abgegeben wird. Das halogenierte Mittel wird während der Exspiration von einem in der Vorrichtung enthaltenen reflektierenden Medium absorbiert und bei der nächsten Inspiration freigesetzt, wodurch eine Rezirkulation von etwa 90% des abgelaufenen Halogenierungsmittels31,32ermöglicht wird. Vor kurzem wurde eine miniaturisierte Version des Geräts mit einem instrumentellen Totraum von 50 ml entwickelt, wodurch es noch besser für den Einsatz während der ultraprotektiven Beatmung bei ARDS-Patienten geeignet ist, mit Tidalvolumina, die bis zu 200 mlbetragen können 31. Ein solches miniaturisiertes Gerät wurde noch nie in einem experimentellen Ferkelmodell von ARDS untersucht.

Da frühere Forschungen die vielversprechenden Rollen halogenierter flüchtiger Stoffe bei Lungenalveolarentzündungen und -verletzungen während ards unterstützen, haben wir ein experimentelles Tiermodell entwickelt, um ein translationales Verständnis der Mechanismen der Wirkungen halogenierter Mittel auf Lungenverletzungen und -reparaturen zu erreichen33,34,35. In dieser Studie entwickelten wir ein Modell von Salzsäure (HCl)-induziertem ARDS bei Ferkeln, bei denen die inhalationssedierte Sedierung mit der miniaturisierten Version des Anästhesiekonservierungsgeräts, einem Intensivgerät, durchgeführt werden kann. Dieses große Tiermodell von ARDS könnte verwendet werden, um unser Verständnis der potenziellen lungenschützenden Wirkungen von inhalativen halogenierten Wirkstoffen zu verbessern.

Protokoll

Das Studienprotokoll wurde von der Tierethikkommission des französischen Ministère de l'Education Nationale, de l'Enseignement Supérieur et de la Recherche (Zulassungsnummer 01505.03) genehmigt, bevor es bei preclinicaltrials.eu registriert wurde (Präklinische Registerkennung PCTE0000129). Alle Eingriffe wurden im Centre International de Chirurgie Endoscopique, Université Clermont Auvergne,Clermont-Ferrand, Frankreich, in Übereinstimmung mit den Richtlinien von Animal Research: Reporting In Vivo Experiments (ARRIVE)36durchgeführt.

1. Tierpräparation und Anästhesie

  1. Ferkel-Modus
    1. Stellen Sie sicher, dass das Versuchsprotokoll mit den Richtlinien für Tierversuche übereinstimmt, einschließlich der 3R-Prinzipien (Ersatz, Reduktion und Verfeinerung) und nationalen/internationalen Vorschriften.
    2. Holen Sie vor Beginn des Protokolls Genehmigungen der Ethikkommission für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren an der zuständigen Einrichtung ein.
    3. Verwenden Sie ein männliches weißes Landrassenferkel (2–4 Monate alt; mit einem Gewicht von 10–15 kg).
    4. Das Ferkel nach der Prämedikation mit intramuskulärem Azaperon (beschrieben in 1.2.2) in Rückenlage bringen.
  2. Anästhesie-Induktion
    1. Beschränken Sie die Tiere darauf, Futter für die Nacht zu haben, während Sie freien Zugang zu Wasser haben.
    2. Verabreichen Sie dem Ferkel eine anxiolytische Prämedikation mit intramuskulärem Azaperon (2 mg.kg-1) hinter dem Ohr.
    3. Üben Sie einen Fingerdruck auf die Weichteile der Ohrmuschelbasis des Ferkels aus, um die mediale und laterale Ohrvene zu identifizieren.
    4. Führen Sie einen peripheren intravenösen 22 G-Katheter in die mediale oder laterale Ohrvene des Ferkels ein. Mit dem Katheter in einem flachen Winkel von 45° durch die Haut ziehen und vorrücken, bis Blut durch den Katheter austritt.
    5. Induzieren Sie eine Vollnarkose mit intravenösem Propofol (3 mg.kg-1) und Sufentanil (0,3 μ g.kg-1)37. Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie durch mangelnde Reaktion auf den Pedalreflex.
  3. Tracheale Intubation38,39
    1. Bereiten Sie das Laryngoskop mit einer geraden Miller Laryngoskopklinge der Größe 4 vor.
    2. Geben Sie das Laryngoskop in die Pharynxhöhle und drücken Sie die Zunge mit der Laryngoskopklinge, wodurch die Epiglottis sichtbar wird.
    3. Visualisieren Sie die Kehlkopföffnung des Ferkels vor der Orotrachealintubation.
    4. Setzen Sie einen mit 6 mm Innendurchmesser gefüllten Endotrachealtubus ein.
    5. Aufblasen der Endotrachealtubemanschette, um einen Manschettendruck um 20–30 cmH2O zu erreichen.
    6. Befestigen Sie den Endotrachealtubus mit Mikroporen-OPERATIONSBAND an der Nase des Ferkels.
    7. Schließen Sie das Beatmungsgerät an und leiten Sie die mechanische Beatmung gemäß den in Abschnitt 3 beschriebenen Einstellungen ein.
  4. Sedierungspflege
    1. Aufrechterhaltung der Anästhesie mit kontinuierlicher intravenöser Infusion von Propofol (5 mg.kg-1 .h-1) vor einer säureinduzierten Lungenverletzung. Die Infusion von Propofol wird gestoppt, wenn halogenierte Mittel begonnen werden.
    2. Fügen Sie eine kontinuierliche intravenöse Infusion von Remifentanil (10–20 μ g.kg−1 0,h−1 = 0,15–0,33 μ g.kg−1 min−1) zur Schmerzbehandlung hinzu.
    3. Fügen Sie eine kontinuierliche intravenöse Infusion von Cisatracurium (0,2 mg.kg-1 h-1) für eine neuromuskuläre Blockade hinzu.
    4. Halten Sie die Körpertemperatur des Ferkels mit warmen Decken bei ca. 38 °C.
    5. Überwachen Sie die Elektrokardiogrammaktivität, die periphere Sauerstoffsättigung (SpO2)und den arteriellen Druck kontinuierlich mit einem externen Monitor.
  5. Chirurgie
    1. Führen Sie einen zentralvenösen Zugang mit einer chirurgischen Exposition der rechten vena interna jugularis und der Seldinger-Methode ein, um einen 3-Lumen-Katheter (7 Französisch, 16 cm) einzuführen.
      1. Machen Sie einen kutanen Mittellinienschnitt am ventralen Aspekt des Halses, 2 cm lateral von der Luftröhre entfernt. Verwenden Sie eine chirurgische Pinzette, um das Gewebe zu sezieren.
      2. Lokalisieren Sie die Vena jugularis interna (ca. 1–2 cm tief, lateral zur Arteria carotis interna) und führen Sie mit der Nadel (18 G, 6,35 cm) eine Punktion mit kraniokaraudaler Richtungsorientierung durch.
      3. Führen Sie mit der Hand den "J"-Führungsdraht (0,81 mm Durchmesser, 60 cm) durch die Nadel ein. Entfernen Sie vorsichtig die Nadel und führen Sie schnell einen Venenkatheter mit drei Linien in die innere Jugularvene entlang des "J" -Führungsdrahtes ein. Entfernen Sie den "J" -Führungsdraht, während Sie den Venenkatheter an Ort und Stelle halten.
      4. Aspirieren Sie Blut durch jede Linie des Venenkatheters, um die Luft aus den verschiedenen Linien zu entfernen, und spülen Sie mit 5 ml Kochsalzlösung (0,9% NaCl), um die drei Linien zu spülen.
      5. Nähen Sie die Haut mit einem nicht resorbierbaren 3.0-Nahtfaden nach dem kontinuierlichen Lembert-Muster und fixieren Sie den Katheter mit einem einzigen Stich und drei Knoten an jeder seitlichen Perforation des zentralen Venenkatheters an der Haut.
    2. Führen Sie eine arterielle Linie durch chirurgische Exposition der rechten Oberschenkelarterie ein und verwenden Sie die Seldinger-Methode, um den Thermodilutionskatheter (3–5 Französisch, 20 cm) einzuführen.
      1. Setzen Sie das rechte Vorderbein des Ferkels in Verlängerung.
      2. Machen Sie einen Hautschnitt an der rechten Leistengegend des Ferkels. Verwenden Sie eine chirurgische Pinzette, um das subkutane und muskuläre Gewebe zu sezieren.
      3. Lokalisieren Sie die rechte Oberschenkelarterie, indem Sie den Femurpuls (ca. 3–4 cm tief) abtasten und mit der Nadel (19 G, 54 mm) eine Punktion mit caudokranieller Richtungsorientierung durchführen.
      4. Führen Sie den "J"-Führungsdraht durch die Nadel ein. Entfernen Sie vorsichtig die Nadel und führen Sie schnell einen arteriellen Katheter in die Oberschenkelarterie entlang des Führungsdrahtes ein. Entfernen Sie den Führungsdraht, während Sie den Katheter an Ort und Stelle halten.
      5. Entfernen Sie die Luft aus dem arteriellen Katheter und spülen Sie mit Kochsalzlösung, um die Leitung zu spülen.
      6. Nähen Sie die Haut mit einem nicht resorbierbaren 3.0-Nahtfaden nach dem kontinuierlichen Lembert-Muster und fixieren Sie den Katheter mit einem einzigen Stich und drei Knoten an jeder seitlichen Perforation des arteriellen Katheters an der Haut.
      7. Stecken Sie den Katheter auf einen arteriellen Leitungsschlauch, um die Entnahme von seriellen Blutproben und eine kontinuierliche hämodynamische Überwachung (arterieller Druck, Herzindex und extravaskuläres Lungenwasser, indiziert nach Körpergewicht) mit einem Pulskontur-Herzzeitvolumenmonitorgerät zu ermöglichen.

2. Säureinduzierte akute Lungenschädigung

VORSICHT: Verwenden Sie während dieses Schritts Handschuhe und Brille, um das Risiko eines Kontakts der Säure mit der Haut oder den Augen zu vermeiden.)

  1. Machen Sie 100 ml HCl bei 0,05 M und pH 1,4.
  2. Messen Sie anhand der anatomischen Landmarke des letzten Abschnitts des Brustbeins den Abstand zwischen der Spitze des Endotrachealtubus und der Carina des Ferkels.
  3. Markieren Sie diesen Abstand mit einem schwarzen Stift auf einem Ch14-Saugkatheter.
  4. Führen Sie den Saugkatheter durch das Endotrachealrohr bis zur schwarzen Landmarke ein.
  5. 4 mL.kg-1 (Körpergewicht) Säure vorsichtig über 3 min durch den Saugkatheter einträufeln.
  6. Entfernen Sie den Saugkatheter.

3. Mechanische Belüftung

  1. Verwenden Sie eine volumengesteuerte Beatmung an einem Intensivbeatmungsgerät.
  2. Verwenden Sie ein Tidalvolumen von 6 mL.kg-1,einen positiven endexspiratorischen Druck (PEEP) von 5cmH2O und eine inspirierte Sauerstofffraktion (FiO2) von 40%.
  3. Stellen Sie die Atemfrequenz ein, um das endtidale Kohlendioxid zwischen 35 und 45 mmHg zu halten.
    ANMERKUNG: Basierend auf früheren Studien37,40,41gilt eine Lungenverletzung als erwiesen, wenn das Verhältnis von arterieller Sauerstoffspannung (PaO2)zu FiO 2 etwa 1 h nach Atstillation der Atemwege HCl auf25 % gegenüber dem Ausgangswert abnimmt.

4. Halogenierte Anästhetika

HINWEIS: Beginnen Sie mit der Sedierung mit halogenierten Anästhetika (Sevofluran oder Isofluran), sobald eine säureinduzierte Lungenverletzung erreicht ist. Die intravenöse Sedierung mit Propofol sollte dann unterbrochen werden.

  1. Befüllen der Spritze (Abbildung 1A): Befestigen Sie den vom Hersteller bereitgestellten Fülladapter an der 250-ml-Flasche des Halogenierungsmittels und eine 60-ml-Spritze am Fülladapter. Drehen Sie die Flasche auf den Kopf und füllen Sie die Spritze, indem Sie den Kolben drücken und ziehen. Drehen Sie die Flasche aufrecht und entfernen Sie die Spritze.
  2. Aufräumen (Abbildung 1B)
    1. Stellen Sie den Aktivkohlefilter, der zur Entfernung von halogenierten Kohlenwasserstoffanästhesiegasen verwendet wird, in der Nähe des Ventilators auf.
    2. Entfernen Sie die Schutzkappe vom Aktivkohlefilter.
    3. Schließen Sie den Aktivkohlefilter mit einem Flexrohr an das Exspirationsventil des Ventilators an.
  3. Verwenden Sie die Anästhesiekonservierungsvorrichtung (Gerät zur inhalationsintensiven Sedierung) (Abbildung 1C) wie unten beschrieben.
    1. Schließen Sie die Ionomermembran-Trocknerleitung an den Gasprobenahmeanschluss der Anästhesiekonservierungsvorrichtung an.
    2. Verbinden Sie eine Seite der Gasprobenahmeleitung mit der Ionomermembran-Trocknerleitung.
    3. Schließen Sie die andere Seite der Gasprobenahmeleitung an den Gasanalysator an.
    4. Führen Sie die Anästhesiekonservierungsvorrichtung zwischen das Y-Stück des Atmungskreislaufs und den Endotrachealtubus ein.
    5. Stellen Sie sicher, dass die Anästhesiekonservierungsvorrichtung die schwarze Seite nach oben hat und zum Ferkel hin nach unten geneigt ist.
  4. Geben Sie eine inhalative Sedierung durch die anästhetische Konservierungsvorrichtung ab (Abbildung 2).
    1. Legen Sie die spezifische Spritze in die Spritzenpumpe.
    2. Schließen Sie die Anästhesiemittelleitung an die Spritze an.
    3. Grundierung der Wirkstofflinie mit einem Bolus von 1,5 ml des halogenierten Mittels.
    4. Passen Sie die anfängliche Pumprate in mL.h-1 (anfängliche Spritzenpumprateneinstellungen von Isofluran und Sevofluran sind 3 bzw. 5 ml/h) an die angestrebte abgelaufene Sevofluranfraktion (FEsevo) oder den abgelaufenen Isofluranfraktionswert (FEiso) an, wie auf dem Gasanalysator angezeigt.
    5. Stellen Sie sicher, dass der Gasanalysator einen FEsevo %–FEiso % oder einen gleichwertigen minimalen Alveolarkonzentrationswert größer als Null anzeigt. Falls erforderlich, geben Sie einen zusätzlichen Bolus von 0,3 ml des halogenierten Mittels.
    6. Anpassung der Spritzenpumprate, die erforderlich ist, um eine bestimmte Konzentration in Abhängigkeit vom Minutenvolumen und der Angestrebten Konzentration zu erreichen, wobei Raten von 2–7 mL.h-1 und 4–10 mL.h-1 im Allgemeinen mit abgelaufenen Fraktionen von 0,2 %–0,7 % bzw. 0,5 %–1,4 % für Isofluran42 bzw. Sevofluran28,43, assoziiert sind.
    7. Während des Experiments wird die Verabreichung der halogenierten Mittel mit FEsevo und FEiso Targets von 0,8–1,1 bzw. 0,5–0,8 fortgesetzt.

5. Messungen

  1. Überwachung
    1. Erfassen Sie verschiedene Parameter, die vom externen Monitor gemessen werden: Herzfrequenz, Blutdruck und periphere Sauerstoffsättigung.
    2. Zeichnen Sie die vom Beatmungsgerät gemessenen Parameter auf: Tidalvolumen, Atemfrequenz, eingestelltes PEEP, Auto-PEEP (durch Anwenden eines exspiratorischen Haltemanövers von 5 s auf das Beatmungsgerät), Nachgiebigkeit des Atmungssystems, Atemwegswiderstand, inspiratorischer Plateaudruck (durch Anwendung eines inspiratorischen Haltemanövers von 2 s auf das Beatmungsgerät), Spitzeninspiratordruck und Fahrdruck.
    3. Berechnen Sie die funktionelle Restkapazität der Lunge mit der Nitrogen Wash In/Wash Out-Methode, wenn sie in das Beatmungsgerät integriert ist.
    4. Verwenden Sie den wärmen Indikator, der zuvor in die Oberschenkelarterie eingeführt wurde, um das extravaskuläre Wasservolumen der Lunge, den Herzindex und den systemischen Gefäßwiderstand zu messen.
  2. Unverdünnte Lungenödem-Flüssigkeitsprobenahme zur Messung der Netto-AFC-Rate.
    1. Führen Sie einen weichen 14 Fr Saugkatheter in eine verkeilte Position im distalen Bronchus durch den Endotrachealtubus ein.
    2. Proben Sie Ödemflüssigkeit durch sanfte Absaugung in eine Saugfalle.
    3. Zentrifugieren Sie alle Proben bei 240 x g bei 4 °C für 10 min in einer gekühlten Zentrifuge.
    4. Sammle die Überstände.
      HINWEIS: Die Gesamtproteinkonzentration in unverdünnter Lungenödemflüssigkeit wird mit einer kolorimetrischen Methode gemessen. Da die Clearance-Rate von Ödemflüssigkeit aus dem Alveolarraum viel schneller ist als die Rate der Proteinentfernung, wurde die Netto-AFC-Rate als Prozent AFC = 100 × [1 - (Anfangsödemprotein/Endödem-Gesamtprotein)] berechnet und danach als %/h37angegeben. Unverdünnte Lungenödemflüssigkeitsproben werden von den Tieren zu Studienbeginn und 4 h später entnommen, wie zuvor beschrieben34,44,45,46,47,48,49.
  3. Mini bronchoalveoläre Lavage-Probenahme.
    1. Führen Sie einen weichen 14 Fr Saugkatheter in eine verkeilte Position in einem distalen Bronchus durch den Endotrachealtubus ein.
    2. Geben Sie 50 ml einer 0,9% igen Natriumchloridlösung in den Saugkatheter ein.
    3. Nehmen Sie die Flüssigkeit umgehend in eine Saugfalle.
    4. Sammle die mini bronchoalveoläre Lavage.
      HINWEIS: Die Gesamtproteinkonzentration in Mini-BAL wird mit einer kolorimetrischen Methode gemessen, und beispielsweise werden die Spiegel proinflammatoratorischer Zytokine wie TNF-α, IL-6, IL-1β und IL-18 mit einer Multiplex-Immunoassay-Methode gemessen. Die Proben werden 4 h nach der säureinduzierten Lungenverletzung entnommen.
  4. Blutgasanalyse
    1. Sammeln Sie arterielle Blutgase durch die arterielle Linie in einer 3 ml BD Preset Spritze mit BD Luer-Lok Spitze zu Studienbeginn. Messen Sie sofort PaO2/ FiO2, PaCO2, pH, Serumlaktat und Serumkreatinin mit einem Point-of-Care-Blutgasanalysator.
    2. Wiederholen Sie diesen Schritt jede Stunde für 4 h nach dem Einträufeln der Säure.
  5. Lungenprobenahme
    1. Opfern Sie das Ferkel mit einer intravenösen Injektion von Pentobarbital (150 mg.kg-1) am Ende des Experiments (4 h nach säureinduzierter Lungenverletzung).
    2. Sezieren und entfernen Sie die gesamte Lunge. Fix mit Alkohol acetifiziertes Formalin.
    3. In Paraffin einbetten und mit einer Dicke von 10 μm in Scheiben schneiden.
    4. Färben Sie mit Hämatoxylin und Eosin.
      HINWEIS: Der histologische Nachweis einer Lungenschädigung kann mit einem standardisierten histologischen Verletzungswert50beurteilt werden.

Ergebnisse

Für dieses Experiment wurden 25 Ferkel anästhesiert und in zwei Gruppen eingeteilt: 12 Ferkel in der unbehandelten Gruppe (SHAM-Gruppe) und 13 Ferkel in der säureverletzten Gruppe (HCl-Gruppe). Kein Ferkel starb vor dem Ende des Experiments. Eine Zwei-Wege-Varianzanalyse mit wiederholten Messungen (RM-ANOVA) zeigte eine signifikante Zeit nach Gruppeninteraktion (P < 10−4) mit einer schädlichen Wirkung von HCl-induziertem ARDS auf PaO2/FiO2 im Vergleich zuScheintierenohne ARDS (

Diskussion

Dieser Artikel beschreibt ein reproduzierbares experimentelles Modell von ARDS, das durch die intratracheale Instillation von HCl in Ferkeln induziert wird, um die lungenschützenden Wirkungen von halogenierten flüchtigen Stoffen wie Sevofluran oder Isofluran zu untersuchen, die mit einem anästhetischen konservierenden Gerät abgegeben werden.

Das primäre Ziel dieser Studie war es, ein experimentelles Modell von ARDS zu entwickeln, in dem flüchtige Wirkstoffe durch ein anästhetisches kons...

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts preiszugeben.

Danksagungen

Die Autoren danken den Mitarbeitern des GreD, der Université Clermont Auvergne und des Centre International de Chirurgie Endoscopique (alle in Clermont-Ferrand, Frankreich).

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
Tracheal intubation
Endotracheal tube 6-mmCovidien18860
Animal preparation
Central venous catheter 3-lumens catheter (7 French - 16 cm)ArrowCV-12703
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO catheter (3-5 French - 20 cm)Getinge Pulsion Medical Systemcatheter
Warm blankets WarmTouch5300MedTronic5300
Monitoring
External monitor IntelliVue MP40PhillipsMNT 142
Point-of-care blood gas analyzer Epoc® Blood Analysis SystemSiemens20093
Pulse contour cardiac output monitor PiCCO Device PulsioFlex MonitorGetinge Pulsion Medical SystemPulsioFlex
Mechanical ventilation
Ventilator Engström CarestationGeneral ElectricsEngström
Halogenated anesthetics
Anaconda SyringeSedanaMedical26022
Anesthetic conserving device AnaConDa-SSedanaMedical26050
Charcoal filter FlurAbsorbSedanaMedical26096
Filling AdaptatersSedanaMedical26042
Ionomer membrane dryer line NafionSedanaMedical26053
Products
PropofolMylan66617123
IsofluraneVirbacQN01AB06
PentobarbitalPanPharma68942457
SevofluraneAbbvieN01AB08
SufentanilMylan62404996

Referenzen

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