JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

في السياق السريري، سيخضع المرضى الذين يعانون من سرطان البنكرياس الموضعي لاستئصال البنكرياس يليه العلاج المساعد. يهدف هذا البروتوكول المبلغ عنه هنا إلى إنشاء طريقة آمنة وفعالة لنمذجة هذا السيناريو السريري في الفئران العارية ، من خلال زرع العظام لسرطان البنكرياس يليه استئصال البنكرياس واستئصال الطحال.

Abstract

هناك نقص في نماذج الحيوانات مرضية لدراسة العلاج المساعد و / أو neoadjuvant في المرضى الذين يجري النظر لعملية جراحية لسرطان البنكرياس (PC). لمعالجة هذا النقص، ونحن نصف نموذج الماوس التي تنطوي على زرع العظام من جهاز الكمبيوتر تليها استئصال البنكرياس البعيدة واستئصال الطحال. وقد ثبت أن النموذج آمن ومرن بشكل مناسب لدراسة مختلف النهج العلاجية في البيئات المساعد و المساعد الجديد.

في هذا النموذج, يتم إنشاء ورم البنكرياس لأول مرة عن طريق زرع خليط من خلايا سرطان البنكرياس البشري (لوسيفيراز الموسومة AsPC-1) وسرطان الإنسان المرتبطة خلايا البنكرياس ستيلاتي في البنكرياس البعيدة من الفئران العارية بالب / ج اللاهية. بعد ثلاثة أسابيع ، يتم استئصال السرطان عن طريق إعادة استئصال البطن ، واستئصال البنكرياس البعيدة واستئصال الطحال. في هذا النموذج، يمكن استخدام التصوير الإضاءة الحيوية لمتابعة التقدم المحرز في تطور السرطان وآثار استئصال / العلاجات. بعد استئصال, يمكن إعطاء العلاج المساعد. بدلا من ذلك، يمكن إعطاء العلاج النيواديفانت قبل استئصال.

يتم تقديم بيانات تمثيلية من 45 فأرا. خضعت جميع الفئران لاستئصال البنكرياس /استئصال الطحال بنجاح دون أي مشاكل في الهموستاسي. تم تحقيق هامش البنكرياس القريب الكلي أكبر من 5 مم في 43 (96٪) في 100000000000000000000000000000000000000000000000000000000000000 فئران. وكان معدل النجاح التقني لاستئصال البنكرياس 100٪، مع 0٪ من الوفيات المبكرة والمراضة. لم يمت أي من الحيوانات خلال الأسبوع التالي لاستئصالها.

باختصار، نحن نصف تقنية قوية وقابلة للاستنساخ لنموذج استئصال جراحي لسرطان البنكرياس في الفئران الذي يحاكي السيناريو السريري. قد يكون النموذج مفيدا لاختبار كل من العلاجات المساعد والعلاج المساعد الجديد.

Introduction

ويرتبط سرطان الغدة القنوات البنكرياسية (سرطان البنكرياس [PC]) مع سوء التكهن1. يبقى الاستئصال الجراحي العلاج العلاجي الوحيد المحتمل للكمبيوتر الشخصي وينبغي النظر فيه للمرضى الذين يعانون من مرض المرحلة المبكرة. لسوء الحظ ، حتى مع استئصال R0 (أي هوامش استئصال خالية من الورم) ، فإن معدل التكرار (المحلي أو من مرض النقيلي غير المكتشف) مرتفع2،3. لذلك ، يشار إلى العلاج المساعد الجهازي في جميع المرضى تقريبا الذين يخضعون لاستئصال4. وعلاوة على ذلك، في حين يوصى الآن العلاج neoadjuvant فقط للسرطانات الحدية resectable، مؤشراتها آخذة في التوسع بحيث استخدامه الروتيني هو محور الكثير من البحوث السريرية5،6،7،8. من أجل تطوير نهج علاجية جديدة للكمبيوتر تنطوي على استئصال، وهذه النهج تحتاج إلى تقييم لأول مرة في النماذج ما قبل السريرية التي تلخص بدقة البيئات السريرية.

وقد استخدمت نماذج الماوس Orthotopic من جهاز الكمبيوتر في كثير من الأحيان في الماضي لاختبار العلاجات الدوائية9،10. تم إنتاج العديد من هذه عن طريق حقن الخلايا السرطانية وحدها في البنكرياس الماوس، مما أدى إلى الأورام التي تفتقر إلى ستروما البارزة التي هي سمة من سمات جهاز الكمبيوتر. في الآونة الأخيرة، نماذج تقويم العظام المشاركة في الحقن، مثل تلك التي قمنا بتطويرها لأول مرة عن طريق حقن خليط من جهاز الكمبيوتر البشري والخلايا النجمية البنكرياس الإنسان (PSCs، المنتجين الرئيسيين للستروما الكولاجين في PC)، قد حان للاستخدام المنتظم11،12. الأورام التي تنتجها مثل هذه الحقن المشترك للسرطان والخلايا السترومية تظهر (1) كل من عناصر السرطان وعنصر سترومال مميزة (desmoplastic) من جهاز الكمبيوتر، و (2) تعزيز انتشار الخلايا السرطانية والانبثاث11. وهكذا، فإن هذا النموذج يشبه إلى حد كبير الكمبيوتر البشري. في حين تم وصف عدد من النماذج استئصالي من جهاز الكمبيوتر التقويمي13,14,15,16, لا شيء قد عكست الحقائق السريرية لاستئصال البنكرياس في البشر دقيقة مثل هذا النموذج, وبالتالي كانت دون المستوى الأمثل لاختبار العلاجات المساعد أو neoadjuvant.

وكانت أهداف نموذج الماوس المقدمة هي توضيح كيفية: (1) زرع سرطان البنكرياس التقويمي بنجاح مع تقليل الانتشار البريتوني غير المقصود و(2) في وقت لاحق استئصال السرطان تماما. تسلط الورقة الضوء على النصائح والمزالق المحتملة لهذه التقنية.

Protocol

وقد وافقت لجنة رعاية الحيوان والأخلاق في جامعة نيو ساوث ويلز (17/109A) على جميع الإجراءات. واستخدمت أنثى الفئران العارية Balb/c، التي تتراوح أعمارهم بين 8 و 10 أسابيع وتزن 16-19 غرام، لهذا البروتوكول. تم إيواء الفئران في أقفاص معزولة صغيرة وتغذية المواد الغذائية المتاحة تجاريا بيليه والمياه الإعلانية libitum.

1. زرع سرطان البنكرياس العظام

  1. إعداد الخلايا لزرع. أولا، حساب عدد الخلايا المطلوبة لهذا الإجراء (1 × 106 خلايا AsPC-1 الموسومة باللوسيفيراز و1 × 106 خلايا برج البنكرياس البشرية المرتبطة بالسرطان [CAhPSCs] مطلوبة لكل حيوان).
    1. حافظ على هذه الخلايا في حاضنة CO2 التي يتم التحكم فيها بدرجة حرارة رطبة واجر اختبار الميكوبلازما الروتيني. الثقافة المتوسطة المستخدمة ل ASPC-1 و CAhPSCs هي RPMI 1640 (مع 300 ملغم / لتر L-الجلوتامين، 20٪ v/v مصل الأبقار الجنيني، 1٪ v/v البنسلين / الستربتوميسين) وIMDM (مع 4 MM L-glutamine، 10٪ v/v مصل الأبقار الجنيني، 1٪ v/v البنسلين / الستربتومايسين).
    2. استخدام تقنيات ثقافة الخلية القياسية لمحاولة إدخال الخلايا في تعليق الخلية. تحييد التريبسين باستخدام وسيط الثقافة الكاملة المعنية في وحدة تخزين ضعف حجم الحل التريبسين المستخدمة.
    3. اغسل هذه الخلايا مرتين باستخدام محلول ملحي عازل للفوسفات (PBS) وأعيد إنفاقه في خليط يحتوي على 1 × 106 خلايا AsPC-1 و1 × 106 CAhPSCs في تعليق خلية 50 ميكرولتر.
    4. الحفاظ على هذا التعليق على الجليد حتى الاستخدام.
  2. إعداد خزانة السلامة الحيوية من الدرجة الثانية لهذا الإجراء. استخدام حصيرة التدفئة مضافا إليها ستارة بلاستيكية معقمة. للتكبير أثناء العملية، استخدم زوجا من اللؤم الجراحي من 2.5x إلى 3.5x.
  3. إعداد مسحات سلسلة محفظة عن طريق قطع حفرة، 1 سم في القطر، في مسحة شاش. تأمين هذه الحفرة مع خياطة سلسلة محفظة. يمكن استخدام أي خياطة مضفرة دقيقة لهذا (على سبيل المثال، 5/0 خياطة حمض البولي جليكوليك). يوصى بمواد خياطة مضفرة لأنها تسمح للعقدة الفضفاضة بالبقاء في مكانها بعد التشديد. ويتضح هذا في الشكل 1a.
  4. تخدير الماوس مع 80 ملغم/كغ من الكيتامين و 10 ملغم/كغ من الإكسيلازين عن طريق الحقن داخل الصفاق.
  5. إعطاء 5 ملغم/كغ انروفلوكساسين مضاد حيوي وقائي, 2.5 ملغم/كغ فونيكسين مسكن و1 مل من 0.9٪ ملحي تحت الجلد.
  6. مرة واحدة تخدير، ضع الماوس على الحقل العقيم في موقف سوبين وتطبيق بوفيدوني اليود تليها الإيثانول 70٪ لإعداد الجلد.
  7. إجراء شق طولي في الجلد من الربع الجمجمة اليسرى من البطن، ومن ثم أدخل البطن عن طريق قطع طبقة العضلات بين ملقط.
  8. تحميل حقنة الأنسولين 29 G مع 50 ميكرولتر من تعليق الخلية-وهذا يعادل 1 × 106 CAhPSCs و 1 × 106 لوسيفيراز الموسومة AsPC-1 الخلايا لكل حقن. قم بتركيبه على جهاز الحقن. يتم شرح تصميم ووظيفة هذا الجهاز الحقن بالتفصيل في الشكل 1ب وأسطورته.
  9. ضع مسحة سلسلة المحفظة على شق استئصال البطن ثم قم بتهيئة ذيل الطحال والبنكرياس من خلال فتح هذه المسحة. تشديد سلسلة محفظة لتطويق بلطف الجسم من البنكرياس, تعريض ذيل البنكرياس للحقن. من المهم أن تكون ضيقا بما فيه الكفاية بحيث يتصل الشاش محيط البنكرياس بينما في الوقت نفسه لا يضيقه.
  10. باستخدام زوج من ملقط، فهم ذيل البنكرياس ووضع بلطف التوتر الجانبي على ذلك. ثقب السطح الصفاق البطني مع الإبرة في زاوية ضحلة ومن ثم حقن تعليق الخلية في البنكرياس بطريقة بطيئة وتسيطر عليها (أكثر من 10−15 ق) مع جهاز الحقن.
  11. أثناء عملية الحقن، لاحظ بعناية للتسرب — سواء حول موقع الحقن (من الجزر) وعلى الجانب الآخر من فصوص البنكرياس (في حالة اختراق من خلال وعبر). إذا حدث تسرب مرئي، أوقف الحقن ولاحظ حجم التسرب عن طريق التحقق من حجم الحقن المتبقي في الحقنة. إذا كان التسرب هو من حجم صغير (<10 ميكرولتر)، ومن ثم امتصاص أي تسرب مع الشاش وإعادة وضع الإبرة في فصوص البنكرياس مختلفة لإكمال الحقن.
  12. استبدال الطحال والبنكرياس وإغلاق جدار البطن مع 5/0 خياطة حمض البوليجليكوليك بطريقة مستمرة. أغلق الجلد بمقاطع.
  13. رصد الماوس في قفص دافئ حتى تعافى من التخدير. مرة واحدة مستيقظا والتنبيه، ونقل الماوس مرة أخرى إلى قفصه.

2. جراحة استئصال السرطان: استئصال المعدة البعيدة واستئصال الطحال

  1. يمكن أن يختلف توقيت استئصال الأسنان فيما يتعلق بالزرع وفقا للبروتوكول التجريبي. بشكل عام، تسمح للأورام تنمو على الأقل لمدة 3 أسابيع قبل استئصال، ولكن تحسين هذا تجريبيا لخط الخلية السرطانية المزروعة خاصة.
  2. في اليوم السابق لجراحة الاستئصال، قم بإجراء التصوير بالإضاءة الحيوية على الحيوانات لتأكيد وجود ورم أولي موضعي. لاحظ أن دراسة التصوير هذه تستخدم ببساطة لاستبعاد الفئران المصابة بمرض واضح خارج البنكرياس من استئصالها. ولا ينبغي استخدام الحجم أو التدفق المشع كعتبات لتحديد الأهلية لاستئصال النبتة.
    1. وزن الفئران وحقن مع D-لوسيفيرين intraperitoneally (150 ملغ / كغ).
    2. تحديد توقيت خطوة التصوير فيما يتعلق حقن لوسيفيرين لكل تجربة من خلال أداء منحنى الحركية لوسيفيرين. الفترة الزمنية التي يكون فيها التدفق المشع أعلى من 90٪ من الحد الأقصى يمثل الوقت الأمثل للتصوير الإضاءة الحيوية (في هذه التجربة، 18 إلى 26 دقيقة بعد الحقن)
    3. حث التخدير والحفاظ على استخدام ايزوفلوران (4٪ و 3٪ مع الأكسجين، على التوالي) وإجراء التصوير باستخدام جهاز التصوير الإنارة الحيوية (على سبيل المثال، IVIS Lumina II). استخدم إعدادات التعريض الضوئي التلقائي و binning (ومع ذلك ، يمكن تحسين هذا للتدفق المشع المتوقع).
  3. إعداد خزانة السلامة الحيوية من الفئة الثانية للإجراءات. استخدام حصيرة التدفئة مضافا إليها ستارة بلاستيكية معقمة. للتكبير أثناء التشريح، استخدم زوجا من اللؤم الجراحي من 2.5x إلى 3.5x.
  4. تخدير الماوس مع 80 ملغم/كغ من الكيتامين و 10 ملغم/كغ من الإكسيلازين عن طريق الحقن داخل الصفاق.
  5. إعطاء 5 ملغم/كغ انروفلوكساسين مضاد حيوي وقائي, 2.5 ملغم/كغ فونيكسين مسكن و1 مل من 0.9٪ ملحي تحت الجلد.
  6. ضع الماوس على الحقل العقيم في وضعية السطخة وطبق povidone-iodine متبوعا بالإيثانول بنسبة 70٪ لإعداد البشرة.
  7. إجراء شق طولي في الجلد من الربع الجمجمة اليسرى من البطن، ويفضل من خلال موقع شق السابقة.
  8. تشريح الجلد بصراحة قبالة جدار البطن العضلي الكامنة، ومن ثم وضع المتراجع Alm الذاتي الاحتفاظ لعقد الجرح الجلد مفتوحة.
  9. انسي الطبقة العضلية بين ملقط فقط إلى جانب واحد من خط خياطة العملية السابقة، ومن ثم تمديد شق لاستئصال خط خياطة السابقة بأكملها.
  10. إضفاء الطابع الخارجي على الطحال والبنكرياس البعيدة وسحبه بشكل الجمجمة. في الجانب caudal من البنكرياس، يمكن العثور على القولون المرفقة الالتصاقات السينمائية. إذا تم العثور على هذا، تشريح بصراحة القولون قبالة.
  11. تمرير بعناية زوج من الظهر ملقط إلى الجسم من البنكرياس والأوعية الجنبية وفتح هذه المساحة. هذا يحرر جزء من البنكرياس للربط اللاحقة.
  12. Ligate الجسم من البنكرياس قريبة من الورم مع مقطع ربط التيتانيوم، ومن ثم تحويل البنكرياس distal لهذا مع الكي. طريقة بديلة للسيطرة على جذع البنكرياس هو ligate في الاستمرارية مع 5/0 خياطة حمض البوليجليكوليك قبل الشفط.
  13. تراجع البنكرياس caudally وكى الأوعية المعدة بين القطب الجمجمة من الطحال والمعدة.
  14. إزالة العينة وتأكيد haemostasis.
  15. أغلق جدار البطن مع خياطة حمض البوليجليكوليك 5/0 بطريقة مستمرة. أغلق الجلد بمقاطع.

3. إدارة ما بعد الجراحة

  1. في فترة ما بعد التخدير مباشرة (لكلا الإجراءين أعلاه) ، راقب الماوس في قفص دافئ حتى يتعافى من التخدير. مرة واحدة مستيقظا والتنبيه، ونقل الماوس مرة أخرى إلى قفصه. في فترة ما بعد الجراحة ، راقب الحيوانات بحثا عن الألم وعلامات الضيق. إدارة 0.05 ملغم/ كغ البوبرينورفين عن طريق الحقن تحت الجلد ومراقبة الحيوانات عن كثب لمدة 12 ساعة.
  2. بعد ذلك، مراقبة الفئران يوميا للوزن وتناول الطعام والنشاط. فحص مواقع شق وبالبات لحجم الورم. إزالة قصاصات الجلد في اليوم السابع بعد الجراحة.
  3. قتل الفأرة إذا تم الوصول إلى نقاط النهاية الإنسانية. وتشمل هذه النقاط النهائية الإنسانية: فقدان وزن الجسم >20٪، وملامح الضيق غير قابل للعلاج (بما في ذلك الموقف حدب، وعدم وجود حركة أو الاستمالة) وحجم الورم أكبر من 1 سم3 كما يقدر من قبل الجس الخارجي.

النتائج

خضع 59 فأرا متتاليا لعملية زرع. وحدث تسرب إجمالي في ثمانية (14 في المائة) من النسبة المئوية للتسرب في 10 حالات (14 في المائة) من إجمالي التسربات فئران. وتقدر درجة التسرب في وقت الحقن كما هو موضح أعلاه في قسم البروتوكول. بعد ثلاثة أسابيع للسماح لهذه الأورام المزروعة بالنمو، تم إجراء التصوير قبل ال...

Discussion

نموذج الماوس التقويمي استئصال سرطان البنكرياس مهم لأنه يسمح لاختبار العلاجات المساعد وneadjuvant. وهذا مهم بشكل خاص في سرطان البنكرياس حيث الجراحة لا تزال العلاج الأكثر فعالية ولكن يرتبط مع ارتفاع خطر تكرار. تصف هذه الورقة طريقة من شأنها أن تنتج بشكل موثوق سرطان البنكرياس الذي يحتمل أن يكون ق?...

Disclosures

وليس لدى أصحاب البلاغ ما يكشفون عنه فيما يتعلق بهذا المشروع.

Acknowledgements

وقد تلقى المؤلفون الدعم من مؤسسة أفنر لسرطان البنكرياس.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
Animals, Materials and Equipment for Implantation Procedure
AsPC-1 human pancreatic cancer cell line, luciferase tagged (luc+ gene from Promega PGL3 Basic plasmid)American Type Culture Collection, Manassas, VA, USAsupplied by Professor Takashi Murakami, Saitama Medical University, Saitama, Japan
Autoclip wound clips, 9 mmBecton Dickson Pty Ltd, North Ryde, NSW, Australia500346
Basic Dressing PackMultigate Medical Products Pty Ltd, Villawood, NSW, Australia
Cancer associated human pancreatic stellate cellsPancreatic Research Group cell bankIn house cell bank
Cryogenic tubes, 1.0 mLThermo Fisher Scientific Australia Pty Ltd, Scoresby, VIC, Australia366656
Disposable stainless-steel scalpel blade with handle, size 15Livingstone International, Mascot, NSW,SCP15
Foetal bovine serum (FBS)Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia16000044
Gilles fine tooth forceps 12 cmGeneric stainless steel microsurgical instrument set
Heated mats to maintain body temperature during surgery and postoperative recoveryGeneric
Homozygous athymic nude mice: Strain BALB/c-Fox1nu/Ausb, femaleAustralian Bioresources, Moss Vale, NSW, Australia
Iscove's modified Dulbecco's medium (IMDM) with 4mM L-glutamine and no phenol redLife Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia21056023
Jewellers forceps 11.5 cmGeneric stainless steel microsurgical instrument set
Micro needle holder (round handle) 15 cm straightGeneric stainless steel microsurgical instrument set
Micro scissors (round handle) 15 cm straightGeneric stainless steel microsurgical instrument set
Penicillin 10,000 U/mL, streptomycin 10,000 μg/mLLife Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia15140122
Polyglycolic acid suture, size USP 5/0 on 13mm half-circle round-bodied needleBraun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, AustraliaC1049407
Portable weighing scalePrecision balances, Bradford, MA, USA
Reflex clip applier and clip removerWorld Precision Instruments, Sarasota, FL, USA500345
Roswell Park Memorial Institute (RPMI) 1640 with phenol red and 300 mg/L LglutamineLife Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia11875085
Round bodied vessel dilator 15 cm, 0.1 mm tipGeneric stainless steel microsurgical instrument set
Trypsin 0.05%, EDTA 0.02%Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia25300054For pancreatic stellate cells
Trypsin 0.25%, EDTA 0.02%Life Technologies Corporation, Tullamarine, VIC, Australia25200056For ASPC-1 cells
U-100 insulin syringes, 0.5 mL with 29 G (0.33 mm) × 13 mm needleTerumo Medical Corporation, Elkton, MD, USA
Equipment for Resection Procedure
Alm self-retaining retractorGeneric stainless steel microsurgical instrument set
Autoclip wound clips 9 mmBecton Dickson Pty Ltd, North Ryde, NSW500346
Basic Dressing PackMultigate Medical Products Pty Ltd, Villawood, NSW, Australia08-559NP
Disposable stainless-steel scalpel blade with handle, size 15Livingstone International, Mascot, NSW,SCP15
Gilles fine tooth forceps 12 cmGeneric stainless steel microsurgical instrument set
Hand-held high temperature fine tip cauteryBovie Medical Corporation, Melville, NY, USAAA01
Heated mats to maintain body temperature during surgery and postoperative recoveryGeneric
IVIS Lumina II Bioluminescent Imaging DeviceCaliper Life Sciences, Hopkinton, MA, USA
Jewellers forceps 11.5 cmGeneric stainless steel microsurgical instrument set
Micro needle holder (round handle) 15 cm straightGeneric stainless steel microsurgical instrument set
Micro scissors (round handle) 15 cm straightGeneric stainless steel microsurgical instrument set
Polyglycolic acid suture, size USP 5/0 on 13mm half-circle round-bodied needleBraun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, AustraliaC1049407
Portable weighing scalePrecision balances, Bradford, MA, USA
Reflex wound clip applier and clip removerWorld Precision Instruments, Sarasota, FL, USA500345
Round bodied vessel dilator 15 cm, 0.1 mm tipGeneric stainless steel microsurgical instrument set
Titanium “Weck style” Ligaclip, smallHZMIM, Hangzhou, China
Titanium Ligaclip applier for open surgery, smallHZMIM, Hangzhou, China
Volatile anaesthetic machine, including vapouriser and induction chamberGenericGeneric vapouriser and induction chamber
Drugs for Procedures
70% w/w ethanol solutionSigma-Aldrich Pty Ltd, Castle Hill, NSW, AustraliaApplied topically as surgical skin preparation
Buprenorphine 0.3 mg/mLTroy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, AustraliaDose: 0.05 mg/kg s.c.
D-Luciferin (1 U/g)PerkinElmer, Inc., Waltham, MA, USA122799diluted in PBS to 15 mg/mL. Dose: 150 mg/kg i.p
Enrofloxacin 50 mg/mLTroy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, AustraliaDose: 5 mg/kg s.c.
Flunixin 50 mg/mLNorbrook Laboratories Australia, Tullamarine, VIC, AustraliaDose: 2.5 mg/kg s.c.
IsofluraneZoetis Australia Pty Ltd., Rhodes, NSW, AustraliaDose (vapourised with oxygen): 4% induction, 3% maintenance
Ketamine 100 mg/mLMaylab, Slacks Creek, QLD, AustraliaDose: 80 mg/kg i.p.
Povidone-Iodine 10% w/v solutionPerrigo Australia, Balcatta, WA, AustraliaRIO00802FApplied topically to the anterior abdomen as surgical skin preparation
Refresh eye ointment (liquid paraffin 42.5% w/w, soft white paraffin 57.3% w/w)Allergan Australia Pty Ltd, Gordon, NSW, AustraliaApplied to both eyes
Sodium chloride 0.9% w/vBraun Australia Pty Ltd, Bella Vista, NSW, Australia9481PDose: 900 μL s.c.
Water for injections BPPfizer Australia, Sydney, NSW, AustraliaFor dilution of drugs
Xylazine 20 mg/mLTroy Laboratories Pty Ltd, Glendenning, NSW, AustraliaDose: 10 mg/kg i.p.

References

  1. . SEER Cancer Statistics Review, 1975-2015, National Cancer Institute Available from: https://seer.cancer.gov/csr/1975_2015/ (2018)
  2. Sugiura, T., et al. Margin status, recurrence pattern, and prognosis after resection of pancreatic cancer. Surgery. 154 (5), 1078-1086 (2013).
  3. Hishinuma, S., et al. Patterns of recurrence after curative resection of pancreatic cancer, based on autopsy findings. Journal of Gastrointestinal Surgery. 10 (4), 511-518 (2006).
  4. NCCN Clinical Practice Guidelines in Oncology - Pancreatic Adenocarcinoma (Version 3.2019). National Comprehensive Cancer Network Available from: https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf (2019)
  5. Breslin, T. M., et al. Neoadjuvant chemoradiotherapy for adenocarcinoma of the pancreas: treatment variables and survival duration. Annals of Surgical Oncology. 8 (2), 123-132 (2001).
  6. Mokdad, A. A., et al. Neoadjuvant Therapy Followed by Resection Versus Upfront Resection for Resectable Pancreatic Cancer: A Propensity Score Matched Analysis. Journal of Clinical Oncology. 35 (5), 515-522 (2017).
  7. Tachezy, M., et al. Sequential neoadjuvant chemoradiotherapy (CRT) followed by curative surgery vs. primary surgery alone for resectable, non-metastasized pancreatic adenocarcinoma: NEOPA- a randomized multicenter phase III study (NCT01900327, DRKS00003893, ISRCTN82191749). BMC Cancer. 14, 411 (2014).
  8. Barbour, A. P., et al. The AGITG GAP Study: A Phase II Study of Perioperative Gemcitabine and Nab-Paclitaxel for Resectable Pancreas Cancer. Annals of Surgical Oncology. , (2020).
  9. Fu, X., Guadagni, F., Hoffman, R. M. A metastatic nude-mouse model of human pancreatic cancer constructed orthotopically with histologically intact patient specimens. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 89 (12), 5645-5649 (1992).
  10. Marincola, F., Taylor-Edwards, C., Drucker, B., Holder, W. D. Orthotopic and heterotopic xenotransplantation of human pancreatic cancer in nude mice. Current Surgery. 44 (4), 294-297 (1987).
  11. Vonlaufen, A., et al. Pancreatic stellate cells: partners in crime with pancreatic cancer cells. Cancer Research. 68 (7), 2085-2093 (2008).
  12. Xu, Z., et al. Role of pancreatic stellate cells in pancreatic cancer metastasis. American Journal of Pathology. 177 (5), 2585-2596 (2010).
  13. Tepel, J., et al. Adjuvant treatment of pancreatic carcinoma in a clinically adapted mouse resection model. Pancreatology. 6 (3), 240-247 (2006).
  14. Torgenson, M. J., et al. Natural history of pancreatic cancer recurrence following "curative" resection in athymic mice. Journal Surgical Research. 149 (1), 57-61 (2008).
  15. Metildi, C. A., et al. Fluorescence-guided surgery allows for more complete resection of pancreatic cancer, resulting in longer disease-free survival compared with standard surgery in orthotopic mouse models. Journal of the American College of Surgeons. 215 (1), 126-135 (2012).
  16. Ni, X., Yang, J., Li, M. Imaging-guided curative surgical resection of pancreatic cancer in a xenograft mouse model. Cancer Letters. 324 (2), 179-185 (2012).
  17. Hiroshima, Y., et al. Hand-held high-resolution fluorescence imaging system for fluorescence-guided surgery of patient and cell-line pancreatic tumors growing orthotopically in nude mice. Journal of Surgical Research. 187 (2), 510-517 (2014).
  18. Hiroshima, Y., et al. Metastatic recurrence in a pancreatic cancer patient derived orthotopic xenograft (PDOX) nude mouse model is inhibited by neoadjuvant chemotherapy in combination with fluorescence-guided surgery with an anti-CA 19-9-conjugated fluorophore. PLoS One. 9 (12), 114310 (2014).
  19. Hiroshima, Y., et al. Fluorescence-guided surgery in combination with UVC irradiation cures metastatic human pancreatic cancer in orthotopic mouse models. PLoS One. 9 (6), 99977 (2014).
  20. Metildi, C. A., et al. Ratiometric activatable cell-penetrating peptides label pancreatic cancer, enabling fluorescence-guided surgery, which reduces metastases and recurrence in orthotopic mouse models. Annals of Surgical Oncology. 22 (6), 2082-2087 (2015).
  21. Metildi, C. A., et al. Fluorescence-guided surgery with a fluorophore-conjugated antibody to carcinoembryonic antigen (CEA), that highlights the tumor, improves surgical resection and increases survival in orthotopic mouse models of human pancreatic cancer. Annals of Surgical Oncology. 21 (4), 1405-1411 (2014).
  22. NCCN Guidelines: Pancreatic Adenocarcinoma. National Comprehensive Cancer Network Available from: https://www.nccn.org/professionals/physician_gls/pdf/pancreatic.pdf (2019)
  23. Maithel, S. K., Allen, P. J., Jarnagin, W. R. . Blumgart's Surgery of the Liver, Biliary Tract and Pancreas, 2-Volume Set (Sixth Edition). , 1007-1023 (2017).
  24. Egberts, J. H., et al. Dexamethasone reduces tumor recurrence and metastasis after pancreatic tumor resection in SCID mice. Cancer Biology & Therapy. 7 (7), 1044-1050 (2008).
  25. Xu, Z. H., et al. Targeting the HGF/c-MET pathway in advanced pancreatic cancer: a key element of treatment that limits primary tumor growth and eliminates metastasis. British Journal of Cancer. , (2020).
  26. Pothula, S. P., et al. Targeting the HGF/c-MET pathway: stromal remodelling in pancreatic cancer. Oncotarget. 8 (44), 76722-76739 (2017).
  27. Pothula, S. P., et al. Hepatocyte growth factor inhibition: a novel therapeutic approach in pancreatic cancer. British Journal of Cancer. 114 (3), 269-280 (2016).
  28. Giri, B., et al. An Immunocompetent Model of Pancreatic Cancer Resection and Recurrence. Journal of Gastrointestinal Surgery. , (2020).
  29. Allen, V. B., Gurusamy, K. S., Takwoingi, Y., Kalia, A., Davidson, B. R. Diagnostic accuracy of laparoscopy following computed tomography (CT) scanning for assessing the resectability with curative intent in pancreatic and periampullary cancer. Cochrane Database of Systematic Reviews. (11), 009323 (2013).
  30. Vaillant, F., Lindeman, G. J., Visvader, J. E. Jekyll or Hyde: does Matrigel provide a more or less physiological environment in mammary repopulating assays. Breast Cancer Research. 13 (3), 108 (2011).
  31. Jesnowski, R., et al. Immortalization of pancreatic stellate cells as an in vitro model of pancreatic fibrosis: deactivation is induced by matrigel and N-acetylcysteine. Laboratory Investigation. 85 (10), 1276-1291 (2005).
  32. Phillips, P. A., et al. Cell migration: a novel aspect of pancreatic stellate cell biology. Gut. 52 (5), 677-682 (2003).
  33. Boj, S. F., et al. Organoid models of human and mouse ductal pancreatic cancer. Cell. 160 (1-2), 324-338 (2015).
  34. Egberts, J. H., et al. Superiority of extended neoadjuvant chemotherapy with gemcitabine in pancreatic cancer: a comparative analysis in a clinically adapted orthotopic xenotransplantation model in SCID beige mice. Cancer Biology & Therapy. 6 (8), 1227-1232 (2007).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

163PDACNeoadjuvant

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved