Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تصف هذه الورقة طرق إعداد الأنسجة ، وتلطيخ ، وتحليل براعم طعم الفطريات والحواف والحنك الكاملة والناعمة التي تنتج باستمرار براعم الذوق الكاملة وال سليمة (بما في ذلك الألياف العصبية التي ت الداخلي لهم) والحفاظ على العلاقات بين الهياكل داخل براعم الذوق والبابيات المحيطة بها.

Abstract

براعم الذوق هي مجموعات من الخلايا تحويل الذوق المتخصصة للكشف عن مجموعات فرعية من المحفزات الكيميائية في تجويف الفم. هذه الخلايا المحولة تتواصل مع الألياف العصبية التي تحمل هذه المعلومات إلى الدماغ. ولأن خلايا تحويل الطعم تموت باستمرار ويتم استبدالها طوال مرحلة البلوغ، فإن بيئة برعم الذوق معقدة وديناميكية على حد سواء، وتتطلب تحليلات مفصلة لأنواع خلاياها ومواقعها وأي علاقات جسدية بينها. وقد تم الحد من التحليلات التفصيلية من خلال عدم التجانس والكثافة في أنسجة اللسان التي خفضت بشكل كبير نفاذية الأجسام المضادة. تتطلب هذه العقبات بروتوكولات تقسيم تؤدي إلى تقسيم براعم الذوق عبر المقاطع بحيث يتم تقريب القياسات فقط، وفقدان علاقات الخلية. للتغلب على هذه التحديات ، تتضمن الطرق الموصوفة هنا جمع وتصوير وتحليل براعم الذوق الكاملة وال اربوريس المحطة الفردية من ثلاث مناطق طعم: الحليمة الفطرية ، الحليمة المحيطة ، والحنك. جمع براعم الذوق كله يقلل من التحيز والتباين التقني ويمكن استخدامها للإبلاغ عن الأرقام المطلقة للميزات بما في ذلك حجم الذوق برعم، مجموع الذوق برعم الداخلية، نقل عدد الخلايا، ومورفولوجيا من أربور المحطة الطرفية الفردية. لإثبات مزايا هذه الطريقة ، توفر هذه الورقة مقارنات بين برعم الذوق وأحجام الداخليا بين براعم الذوق الفطرية والحواف باستخدام علامة عامة لبراعم الذوق وتسمية لجميع ألياف الذوق. كما يتم توفير سير عمل لاستخدام الوسم الوراثي للخلايا المتناثرة للخلايا العصبية المذاق (مع مجموعات فرعية تحمل علامات من خلايا تحويل الذوق). هذا سير العمل يحلل هياكل الفردية المشتلات الذوق العصب ، وأرقام نوع الخلية ، والعلاقات المادية بين الخلايا باستخدام برنامج تحليل الصور. معا، توفر هذه سير العمل نهجا جديدا لإعداد الأنسجة وتحليل كل من براعم الذوق كله ومورفولوجيا كاملة من أربور الداخلية الخاصة بهم.

Introduction

براعم الذوق هي مجموعات من 50-100 الخلايا الظهارية المتخصصة التي تربط مجموعات فرعية من المحفزات الكيميائية الذوق موجودة في تجويف الفم. ويعتقد عموما خلايا تحويل الذوق إلى وجود أنواع1،2، 3،4،5،6،7،8،9، في البداية على أساس معايير المجهر الإلكتروني التي كانت مرتبطة في وقت لاحق مع علامات الجزيئية. النوع الثاني الخلايا التعبير عن فوسفوليباز C-بيتا 2 (PLCβ2)2 و العابرة مستقبلات قناة cation المحتملة, subfamily M عضو 51 وتشمل الخلايا التي تنقل الحلو, مريرة, وumami1,10. الخلايا من النوع الثالث تعبر عن أنهيدراز الكربوني 4 (Car4)11 والبروتين المرتبط بالسيبتوسوم 258 وتدل على الخلايا التي تستجيب في المقام الأول للذوق الحامض11. الخلايا التي تحول الملوحة لم تكن واضحة كما رسمتبوضوح 12,13,14, ولكن يمكن أن تشمل يحتمل أن النوع الأول, نوع الثاني والنوع الثالث خلايا15,16,17,18,19. بيئة الذوق برعم معقدة وديناميكية، بالنظر إلى أن الخلايا تحويل الذوق تتحول باستمرار على مدى مرحلة البلوغ ويتم استبدالها من قبل السلف القاعدية3،20،21. هذه الخلايا تحويل الذوق الاتصال الألياف العصبية أحادية القطب الزائفة من العقدة geniculate وال بتروسال، والتي تمر معلومات الذوق إلى جذع الدماغ. وقد صنفت هذه الخلايا العصبية في المقام الأول على أساس نوع من المعلومات طعم أنها تحمل22,23 لأن المعلومات حول مورفولوجيا كانت بعيدة المنال حتى وقت قريب24. النوع الثاني الخلايا التواصل مع الألياف العصبية عن طريق البروتين معامل الكالسيوم 1 قنوات أيون25، في حين أن الخلايا من النوع الثالث التواصل عبر نقاط الاشتباك العصبي الكلاسيكية8،26. مزيد من التوصيف لخلايا برعم الذوق بما في ذلك نقل أنواع الخلايا الأنساب، والعوامل التي تؤثر على تمايزها، وهياكل ربط أربور كلها مجالات التحقيق النشط.

وقد أعاقت العديد من التحديات التقنية دراسات الذوق. الأنسجة غير المتجانسة والكثيفة التي تشكل اللسان تقلل بشكل كبير من نفاذية الأجسام المضادة للكيمياء المناعية27،28،29. وقد استلزمت هذه العقبات تقسيم البروتوكولات التي تؤدي إلى تقسيم براعم الذوق عبر الأقسام بحيث يتم تقريب القياسات إما على أساس الأقسام التمثيلية أو تلخيصها عبر الأقسام. سابقا، تم استخدام المقاطع رفيعة تمثيلية لتقريب كل من قيم وحدة التخزين وتعول الخلايا المحولة30. يسمح القسم التسلسلي الأكثر سمكا بتصوير جميع أقسام برعم الذوق وتجميع القياسات من كل قسم31. قطع مثل هذه المقاطع سميكة واختيار براعم الذوق كله فقط التحيزات أخذ العينات نحو أصغر براعم الذوق32،33،34. وقد استندت تقديرات الأعصاب الداخلية من براعم الذوق المقطعية على تحليلات أرقام بكسل13،35، إذا تم قياسها كميا في جميع36،37،38. تتجاهل هذه القياسات تماما بنية وعدد أربور الأعصاب الفردية ، لأن الأشجار تنقسم (وعادة ما تكون سيئة التسمية). وأخيرا، على الرغم من تقشير بعيدا الظهارة لا تسمح براعم الذوق بأكملها لتكون ملطخة39،40، فإنه يزيل أيضا الألياف العصبية الذوق برعم ويمكن أن تعطل العلاقات الطبيعية بين الخلايا. لذلك ، كانت التحقيقات في العلاقات الهيكلية داخل براعم الذوق محدودة بسبب هذا الاضطراب الناجم عن نهج التلطيخ.

جمع كامل الهيكل يلغي الحاجة إلى أقسام تمثيلية ويسمح بتحديد قياسات القيمة المطلقة للأحجام، عدد الخلايا، ومورفولوجيا الهيكل41. كما أن هذا النهج يزيد من الدقة ويحد من التحيز ويقلل من التباين التقني. هذا العنصر الأخير مهم لأن براعم الذوق تظهر تباينا بيولوجيا كبيرا داخل34و42 وعبر المناطق43و44، وتسمح تحليلات برعم الذوق الكامل بمقارنة أرقام الخلايا المطلقة بين التحكم والظروف التجريبية. وعلاوة على ذلك، فإن القدرة على جمع براعم الذوق سليمة يسمح تحليل العلاقات الفيزيائية بين مختلف الخلايا المحولة والألياف العصبية المرتبطة بها. لأن خلايا تحويل الذوق قد تتواصل مع بعضها البعض45 والتواصل مع الألياف العصبية46, هذه العلاقات مهمة للوظيفة العادية. وبالتالي، قد لا تكون ظروف فقدان الوظيفة بسبب فقدان الخلايا، ولكن بدلا من ذلك إلى تغييرات في علاقات الخلية. تقدم هنا طريقة لجمع براعم الذوق كله لتحقيق فوائد القياسات المطلقة لتحليل حجم التكرير لكل من براعم الذوق وداخلياتها، وأعداد خلايا الذوق والأشكال، وتسهيل تحليلات العلاقات بين الخلايا العابرة ومورفولوجيا الأعصاب. كما يتم تقديم اثنين من سير العمل المصب من هذه الطريقة الجديدة جبل كامل لإعداد الأنسجة: 1) لتحليل حجم برعم الذوق والا الداخلي الكلي و 2) لوضع العلامات الوراثية متناثرة الخلية من الخلايا العصبية الذوق (مع مجموعات فرعية من الخلايا تحويل الذوق المسمى) والتحليلات اللاحقة من مورفولوجيا المشتل الأعصاب الذوق، أعداد أنواع خلايا التذوق وأشكالها، واستخدام برامج تحليل الصور لتحليل العلاقات الفيزيائية بين الخلايا المحولة وتلك بين التحويل الخلايا و أربور الأعصاب. معا، توفر هذه مسارات العمل نهجا جديدا لإعداد الأنسجة وتحليلات براعم الذوق كله ومورفولوجيا كاملة من أربور الداخلية الخاصة بهم.

Protocol

ملاحظة: تم رعاية جميع الحيوانات وفقا للمبادئ التوجيهية التي وضعتها سياسة خدمة الصحة العامة الأمريكية بشأن الرعاية الإنسانية واستخدام المختبر ودليل المعاهد القومية للصحة لرعاية واستخدام المختبر. Phox2b-Cre الفئران (MMRRC سلالة 034613-UCD، NP91Gsat/Mmcd) أو TrkBكريتر الفئران (Ntrk2tm3.1 (cre/ERT2)Ddg) ولدت مع الفئران مراسل tdTomato (Ai14). ولدتأدفلينرير47 مع Phox2b-flpo48 وAi65. لحقن 5-إيثينيل-2′-deoxyuridine (EdU) , تم إعداد EdU وتحسب الجرعات وفقا لبيريامارتينيز وآخرون.

1. إعداد المواد

  1. إعداد الحلول
    1. حل 5.244 غرام من فوسفات الصوديوم أحادية الباسيك و 23.004 غرام من فوسفات الصوديوم ديباسيك في الماء المقطر المزدوج (ddH2O) على لوحة اثارة. ضبط درجة الحموضة إلى 7.4، وبذلك إجمالي حجم للحصول على 1 لتر من 0.2 متر الصوديوم الفوسفات العازلة (PB).
    2. حل paraformaldehyde في ddH2O في غطاء الدخان عن طريق التدفئة أثناء التحريك على لوحة ضجة حتى يصل الحل إلى 90 درجة مئوية. إضافة 4 M NaOH حل دروبيا لتصفية paraformaldehyde، وتصفية الحل باستخدام فراغ قارورة Erlenmeyer ومرشح السيراميك مع ورقة التصفية. إضافة حجم يساوي 0.2 M PB، وضبط درجة الحموضة إلى 7.4 للحصول على 4٪ PFA في 0.1 M PB.

2. إعداد الأنسجة

  1. جمع الأنسجة
    1. الفئران التضحية باستخدام جرعة زائدة مخدر مع محلول العمل التي تحتوي على 10 مل من المالحة المعقمة و 0.25 مل من محلول الأسهم التي تحتوي على 5 غرام من 2،2،2-tribromoethanol و 5 مل من الكحول tert-أميل. Perfuse عبر القلب مع 4٪ PFA في 0.1 M PB؛ إزالة الألسنة والحنك.
    2. عزل براعم الذوق circumvallate باستخدام قطع التاجية التي تفصل بين اللسان الخلفي، وراء سماحة بين النجوم. قطع براعم الذوق مع شفرة حلاقة. ثم يقسم اللسان الأمامي عند خط الوسط. بعد الإصلاح بين عشية وضحاها في 4 درجة مئوية مع 4٪ PFA في 0.1 M PB.
    3. Cryoprotect الأنسجة في 30٪ السكروز بين عشية وضحاها في 4 درجة مئوية.
      ملاحظة: يمكن تجميد الأنسجة في درجة حرارة القطع الأمثل (OCT) مركب باستخدام 2-ميثيلبوتان مبردة في كوب على الجليد الجاف وتخزينها في -80 درجة مئوية إذا كان الإجراء يجب أن تتوقف هنا.
  2. براعم الذوق الفطرية
    1. البرد 2-ميثيلبوتان في كوب على الجليد الجاف استعدادا للخطوة 2.2.8.
    2. تذوب وتشطف اللسان في 0.1 M PB. ضع نصف اللسان الأمامي الذي يحتوي على الحليمة الفطرية على شريحة زجاجية تحت مجهر تشريح.
    3. استخدام ملقط حادة النهاية ومقص تشريح لإزالة العضلات. استخدم ملقط حاد النهاية لإبقاء الأنسجة مفتوحة مع انحناء الظهارة اللغوية ، وضمان اتجاه مسطح عن طريق الحفاظ على شفرات مقص التشريح الخشن الموازي للظهارة.
    4. تجاهل البطينية غير الكيراتينية ظهارة اللسان لأنه لا يحتوي على براعم الذوق.
    5. استخدام مقص تشريح غرامة لتشريح أقرب إلى الجانب السفلي من الظهارة الكيراتينية.
      ملاحظة: من المهم تشريح قريبة من الظهارة بحيث تكون العضلات المتبقية من سمك موحد، والسطح على نحو سلس لضمان اختراق الأجسام المضادة موحدة. ستكون نتيجة سمك العضلات المتبقية غير الموحدة متفاوتة في الكريوستات ، مع التعرض للظهارة في المناطق ذات العضلات الأقل وطبقة أكثر سمكا من العضلات للمناطق الأخرى ، مما يعوق اختراق الأجسام المضادة.
    6. استخدام ملقط حادة انتهت لوضع قطعة من الظهارة في قالب الأنسجة (الجانب العضلي إلى أسفل)، وضمان أنه يضع شقة. بمجرد أن يصبح النسيج مسطحا ، أضف قطرة من OCT إلى الأنسجة.
      ملاحظة: نظرا لأن طرف اللسان منحني، قد يكون من الضروري إجراء قطع في الظهارة حيث يتم منحني بحيث يمكن جعل الأنسجة لوضع شقة.
    7. ضع قالب الأنسجة على قاعدة معدنية (تم تبريده سابقا في الثلج الجاف) تحت نطاق التشريح. الاستمرار في الاستفادة من الأنسجة طفيفة مع ملقط حتى أكتوبر قد جمدت لضمان تجميد الأنسجة مسطحة قدر الإمكان.
    8. مرة واحدة وقد جمدت أكتوبر، إضافة بسرعة أكتوبر إضافية، ووضع القالب في كوب من 2-ميثيل بوتان (تبريده في الجليد الجاف) حتى المجمدة.
    9. تقسيم نظام المعلومات التجارية Cryostat
      ملاحظة: يستخدم cryostat لإزالة الأنسجة تحت الجلد المتبقية، والتي قد تمنع اختراق الأجسام المضادة(الشكل 1).
      1. جبل قوالب أكتوبر على cryostat، وقطع أقسام 20 ميكرومتر. جمع كل قسم، وعرضه تحت المجهر الخفيف لتقييم قربها من قاعدة الظهارة (الشكل 1E - H).
      2. بعد حلق الأنسجة من الجانب السفلي من الظهارة ، قم بإذابة الظهارة وشطفها مرتين في 0.1 M PB على شاكر.
  3. براعم الذوق المحيطة
    1. باستخدام قطع تاجي مع شفرة حلاقة، افصل الحليمة المحيطة عن اللسان الأمامي. استخدام اثنين من قطع parasagittal مع نفس شفرة الحلاقة لإزالة الأنسجة الجانبية إلى الحليمة تحت نطاق تشريح. ضع الحليمة في قالب نسيج باستخدام ملقط بحيث تواجه حافة واحدة من الحليمة المحيطة أسفل قالب الأنسجة.
      ملاحظة: يمكن تجميد الأنسجة في أكتوبر باستخدام 2-ميثيلبوتان مبردة في كوب على الجليد الجاف وتخزينها في -80 درجة مئوية إذا كان الإجراء يجب أن يتوقف هنا.
    2. قطع الأنسجة إلى أقسام عائمة 90 ميكرومتر على cryostat.
  4. براعم الذوق على الحنك
    1. قطع الأمامية الحنك الصلب إلى تقاطع الحنك لينة ويصعب (الشكل 2). استخدم مقصا لفصل الحنك الرخو عن الأنسجة الأساسية، مع التأكد من قطع أي شظايا عظمية متبقية. إزالة العضلات إضافية والأنسجة الضامة.
      ملاحظة: بمجرد إزالتها، فإن جميع الأنسجة المتبقية تتكون من الغدد والأنسجة الضامة الفضفاضة، والتي يتم الالتزام بها بخفة إلى الجانب السفلي من الحنك.
    2. عقد الحنك مع ملقط حادة النهاية، وإزالة الغدد المتبقية والأنسجة الضامة فضفاضة عن طريق كشط بلطف لهم مع شفرة حلاقة.
      ملاحظة: يمكن تجميد الأنسجة في أكتوبر باستخدام 2-ميثيلبوتان مبردة في كوب على الجليد الجاف وتخزينها في -80 درجة مئوية إذا كان الإجراء يجب أن يتوقف هنا.

3. الكيمياء المناعية تلطيخ

  1. غسل الأنسجة مع 0.1 M PB, 3 × 15 دقيقة. ضع الأنسجة في أنابيب 1 مل مع حل الحجب (3٪ مصل حمار، 0.5٪ غير أيونية السطحي (انظر جدول المواد)، 0.1 M PB) في 4 درجة مئوية بين عشية وضحاها.
  2. إزالة الحل حجب، واحتضان الأنسجة في الأجسام المضادة الأولية (أرنب المضادة PCLβ2) في حل الأجسام المضادة (0.1 M PB، 0.5٪ غير الأيونية السطحي) لمدة 5 أيام في 4 درجة مئوية.
  3. يغسل مع 0.1 M PB، 4 × 15 دقيقة كل غسل، واحتضان في حمار الثانوية المضادة للأرنب 488 الأجسام المضادة (1:500) في حل الأجسام المضادة لمدة 2 أيام في 4 درجة مئوية.
  4. يغسل مع 0.1 M PB، 4 × 15 دقيقة كل غسل، وكتلة مع مصل أرنب طبيعي 5٪ في حل الأجسام المضادة.
  5. غسل مع 0.1 M PB، 4 × 15 دقيقة. احتضان مع حمار المضادة للأرانب حجب الأجسام المضادة (20 ميكروغرام / مل) في حل الأجسام المضادة لمدة 2 أيام في 4 درجة مئوية.
  6. غسل مع 0.1 M PB، 4 × 15 دقيقة كل غسل، ومن ثم احتضان مع الأجسام المضادة الأولية dsRed (أرنب) المقترنة تسمية الفلورسنت (وفقا لتعليمات الشركة المصنعة) في حل الأجسام المضادة لمدة 5 أيام في 4 درجة مئوية.
  7. غسل مع 0.1 M PB، 4 × 15 دقيقة كل غسل، ومن ثم احتضان مع الأجسام المضادة الأولية (الماعز المضادة Car4 (1:500)) في حل الأجسام المضادة لمدة 5 أيام في 4 درجة مئوية.
  8. يغسل مع 0.1 M PB، 4 × 15 دقيقة كل غسل. احتضان مع حمار ثانوي المضادة للماعز 647 الأجسام المضادة (1:500) في حل الأجسام المضادة لمدة 2 أيام في 4 °C.
  9. غسل مع 0.1 M PB, 4 × 15 دقيقة كل غسل, وجبل (الجانب الظهاري حتى) في وسائل الإعلام تصاعد مائي, ووضع غطاء على قسم الأنسجة.
    ملاحظة: إذا كان استخدام الأجسام المضادة من أنواع مختلفة، كما هو الحال مع الكيراتين-8 و dsRed فقط، إضافة جميع الأجسام المضادة الأولية إلى حل الأجسام المضادة في الخطوة 3.2 وجميع الأجسام المضادة الثانوية في الخطوة 3.3 قبل الشروع في الخطوة 3.9.

4. التصوير الكونفوجال وdeonvolution

  1. التقاط الصور confocal باستخدام المجهر confocal مع هدف 60x (الفتحة العددية = 1.40) ، 4 مللي ثانية / بكسل ، والتكبير من 3 ، كالمان من 2 ، وحجم 1024 × 1024. حدد حجم خطوة 0.47 مم على طول المحور z. لالتقاط ال داخل الحليمة، استخدم تكبير 2.5 إذا كان مجال الرؤية مع التكبير من 3 ضيقة جدا لالتقاط كل ال داخل إلى الحليمة.
  2. لdeonvolute الصور، لاحظ أن بعض الإعدادات سوف استيراد تلقائيا مع الصورة. لذلك، ملء التفاصيل المتبقية عن طريقة، عدسة الهدف، الفتحة العددية، متوسط الغمر، عينة المتوسطة، والفلوروفوريس القبض في الصورة. ثم حدد Deconvolution ثلاثي الأبعاد.

5. تحليل الصور

  1. طعم برعم وحجم ال الداخلي
    1. استيراد مكدسات الصور غير المعقدة إلى برنامج تحليل الصور المستندة إلى بكسل (انظر جدول المواد)لتحديد حجم برعم الذوق وحجم التداعي الكلي داخل برعم الذوق.
      1. إلغاء تحديد مستوى الصوت في قائمة الكائن الرئيسي.
      2. حدد إضافة أسطح جديدة من القائمة كائن. حدد تخطي الإنشاء التلقائي، والتحرير يدويا،ثم حدد Contour.
      3. انقر على حدد ولاحظ السهم الذي يظهر ك + للمساعدة في تتبع حدود برعم الذوق. تحريك تقطيع شرائح ومخطط برعم الذوق في كل قسم البصرية. بمجرد اكتمال الملامح، انقر على إنشاء سطح.
      4. مراقبة كائن وحدة التخزين taste-bud تظهر الآن في القائمة الكائن الرئيسي. حدد حجم برعم الذوق تحت أدوات.
    2. حجم ال داخل براعم الذوق
      1. حدد رمز القلم الرصاص تحت كائن برعم الذوق، ثم حدد قناع الكل.
      2. في القائمة المنسدلة، حدد القناة الفلورية التي تتوافق مع ملصق الألياف العصبية. تحقق من إنشاء قناة مكررة.
      3. حدد تعيين voxels خارج السطح إلى:، واكتب 0 في المربع.
      4. لاحظ القناة الجديدة التي تظهر في إطار تعديل الشاشة، وهي نسخة مكررة غير معدلة من قناة الفلورسنت المحددة داخل برعم الذوق.
      5. في القائمة الكائن الرئيسي، حدد إنشاء سطح جديد. ألغ تحديد تخطي الإنشاء التلقائي، والتحرير يدويا.
      6. انقر مرتين على السهم الأزرق للمتابعة إلى الخطوة التالية.
      7. انقر على حذف، ثم انقر على السهم الأخضر المزدوج لإكمال السطح ، والذي يمثل حجم الألياف العصبية الموجودة داخل برعم الذوق. للبحث عن قيمة وحدة التخزين، حدد أدوات ضمن قائمة كائن الألياف العصبية، وحدد Volume (مستوى الصوت) من القائمة المنسدلة.
    3. حجم ال الداخلي إلى الحليمة
      1. إنشاء حجم من برعم الذوق كما هو موضح في القسم 5.1.
      2. حدد رمز القلم الرصاص تحت كائن الذوق برعم، ثم حدد قناع الكل.
      3. في القائمة المنسدلة، حدد القناة الفلورية التي تتوافق مع ملصق الألياف العصبية. تحقق من إنشاء قناة مكررة.
      4. حدد تعيين voxels داخل السطح إلى: واكتب 0 في المربع. انقر فوق موافق.
      5. إنشاء سطح بالنقر على إضافة سطح جديد. حدد مقطعا فقط منطقة الاهتمام.
      6. انقر على السهم الأزرق، وزيادة قيمة Z بحيث تبدأ منطقة الاهتمام في قاعدة برعم الذوق.
      7. انقر مرتين على السهم الأزرق للمتابعة إلى الخطوة التالية.
      8. انقر على حذف، ثم انقر على السهم الأخضر المزدوج لإكمال السطح ، والذي يمثل حجم التمين إلى الحليمة. للبحث عن قيمة وحدة التخزين، حدد أدوات ضمن قائمة كائن الألياف العصبية، وحدد Volume (مستوى الصوت) من القائمة المنسدلة.
    4. تحليل جهة اتصال الشجر الطرفي
      1. إعداد الصورة
        1. انتقل إلى القائمة تحرير وحدد اقتصاص ثلاثي الأبعاد. اقتصاص الصورة على جميع الجوانب، وإزالة الفضاء خارج برعم الذوق.
          ملاحظة: المحاصيل أقرب إلى برعم الذوق دون إزالة أي هيكل ذات الصلة أي صورة الزائدة سوف إطالة وقت المعالجة.
        2. حدد تحرير من القائمة الرئيسية، وانقر فوق تغيير نوع البيانات. حدد إلى: 32 بت تطفو من القائمة المنسدلة.
        3. حدد إضافة أسطح جديدة من القائمة كائن. انقر على تخطي إنشاء التلقائي، وتحرير يدويا،حدد كفاف،ثم اسحب موقف شريحة إلى اليمين للعثور على العدد الإجمالي للشرائح البصرية.
        4. إنشاء voxels متساوي القياس، وتأكد من أنه بدلا من voxels يجري المستطيلات (0.0691 × 0.0691 × 0.474) كما XxYxZ، على التوالي، voxels هي 0.0691 × 0.0691 × 0.0691 بتقسيم المستطيلات إلى مكعبات مع قيم متطابقة لكثافة الفلورية مثل voxel الأصلي المستطيل. حدد خصائص الصورة. ثم قسمة قيمة Z لحجم Voxel على قيمة X أو Y (= 0.474/0.0691) ثم ضرب هذه القيمة بعدد الشرائح (المقاطع البصرية) الموجودة في الخطوة السابقة.
        5. العودة إلى تحرير في القائمة الرئيسية، وحدد Resample 3D.
        6. استبدال قيمة Z (عدد الشرائح) بالقيمة المحسوبة حديثا.
      2. إنشاء أسطح أوتوماتيكية على أساس الفلورسينس
        1. انقر على إضافة سطح جديد مرة أخرى لإضافة سطح جديد، إلغاء تحديد الجزء فقط منطقة الاهتمام،وانقر على التالي.
        2. من القائمة المنسدلة قناة المصدر، حدد القناة لأحد أنواع الخلايا تحويل الذوق. إلغاء تحديد ناعم ومتابعة إلى الخطوة التالية.
        3. لا تغير أي شيء على الشاشة التالية يظهر نطاق كثافة الفلورسنت الموجودة في الصورة. انقر على السهم الأزرق في الأسفل مرة أخرى للانتقال إلى الخطوة التالية.
        4. انقر على حذف، ثم انقر على السهم الأخضر المزدوج لإكمال السطح.
        5. انتقل إلى القائمة كائن على اليد اليسرى من الشاشة حيث سطح الخلية المكتملة سوف تظهر وسوف تسمى شيئا عاما مثل سطح 2. انقر نقرا مزدوجا على اسم السطح لتسميته وفقا لما تمثله التسمية.
          ملاحظة: في هذه الحالة، يستند السطح الذي تم إنشاؤه إلى الخلية التي تحمل علامة PLCß2.
        6. إذا كانت هناك نقاط بدلا من سطح، ضمن القائمة في الزاوية اليسرى السفلى، انقر على سطح بدلا من نقطة المركز. ثم انقر فوق موافق عند المطالبة.
        7. كرر الخطوات 5.3.2.1-5.3.2.5 لعلامات الخلايا الأخرى التي يتم تحويل الطعم وعلامة الألياف العصبية.
        8. حفظ التقدم (تصديره).
        9. انقر على نوع الخلية Surface في القائمة الرئيسية. من قائمة هذا الكائن، انقر على أدوات،ثم انقر على تحويل المسافة.
        10. انتظر حتى يظهر مربع منبثق بعنوان XTDistanceTransformation. حدد خارج سطح الكائن. دون القناة الجديدة التي تظهر في القائمة تعديل العرض التي تسمى المسافة إلى اسم السطح.
        11. حدد سطح الألياف العصبية من قائمة الكائن. انقر على رمز قلم رصاص ثم قناع جميع.
        12. من القائمة المنسدلة التي تظهر، حدد المسافة القناة الجديدة إلى اسم السطح. دون القناة الجديدة التي تظهر في إطار تعديل العرض المسمى "المسافة المقنعة" إلى اسم السطح.
        13. إنشاء كائن جديد باستخدام القائمة الكائن الرئيسي. إلغاء تحديد الجزء فقط منطقة الاهتمام وانقر على السهم الأزرق. حدد المسافة المقنعة إلى قناة PLCß2 ثم قم بإلغاء تحديد ناعم.
        14. على الشاشة التالية، تحقق مما إذا كانت هناك أي مناطق حيث تكون خلايا تحويل الطعم ضمن أصغر مسافة من الألياف العصبية التي يمكن تمييزها من خلال هذا البرنامج. للقيام بذلك، تعيين حد من 0.01-0.11 ميكرومتر للتحقق من وجود أي فلورة الخلية مستقبلات هذا قريبة من الألياف العصبية.
        15. اكتب 0.01 في المربع الأخضر على الجانب الأيسر لتعيين العتبة السفلية، اضغط على Tab. ثم انقر على الزر الأحمر واكتب 0.11 لتعيين العتبة العليا. اضغط على Tab ثم انقر فوق السهم الأزرق في الأسفل للانتقال إلى الخطوة التالية.
        16. انقر على حذف ثم السهم المزدوج الأخضر لإنهاء.
        17. إعادة تسمية هذا السطح ضمن 0.01-0.11 من PLCß2 في القائمة كائن. حدد ضمن 0.01 - 0.11 من سطح PLCß2 في القائمة كائن.
        18. حدد قلم رصاص ثم انقر على قناع جميع. حدد القناة الحمراء (الألياف العصبية) من القائمة المنسدلة وانقر فوق موافق. دون القناة الجديدة التي تظهر في إطار تعديل العرض المسمى CHS2 المقنع.
        19. انقر على اسم القناة. إعادة تسمية القناة في غضون 0.01 - 0.11 من PLCß2.
          ملاحظة: هذه قناة فلورية تمثل نسخة مكررة من قناة الفلورسنت الحمراء الموجودة داخل السطح الذي تم إنشاؤه.
        20. انقر على الأبيض في منتصف محدد اللون. حدد لونا يتناقض مع ألوان البنيات.
        21. تصدير (أي حفظ) الملف في هذه المرحلة.
        22. كرر الخطوات 5.4.2.9-5.4.2.21 لعلامات الخلايا الأخرى التي يتم تحويل الطعم.
        23. تصدير (أي حفظ) الملف في هذه المرحلة.
          ملاحظة: لتحليل القرب من نوع خلية المسمى إلى آخر، ببساطة استبدال سطح الألياف العصبية في الخطوة 5.4.2.11 (والخطوات التالية) مع الكائن من الفائدة والمكونات المكافئة التي تتعلق كل الخطوات اللاحقة.

6. إعادة بناء الخلايا العصبية arbor وعدد الخلية المطلقة الكمي

  1. تعقب المشتل الطرفي وتحليله
    1. فتح ملف صورة deconvoluted في 3D ناقلات المستندة إلى برنامج تحليل الصور (انظر جدول المواد)،حدد تتبع،انقر على الخلايا العصبية،ومن ثم انقر على Dendrite.
    2. انتقل إلى قاعدة برعم الذوق في كومة الصورة. تتبع كل الألياف إلى النهاية أثناء التمرير من خلال كومة الصورة.
    3. عند نهاية الفرع، انقر بزر الماوس الأيمن على النهاية وحدد إنهاء. في نقاط الفرع، انقر بزر الماوس الأيمن وحدد عقدة Bifurcating.
      ملاحظة: هذا يتيح تتبع فرع واحد إلى النهاية ثم العودة إلى نقطة ثنائية وتعقب الفرع الآخر مع البرنامج التعرف على أن هذا التتبع لا يزال من نفس الخلايا العصبية.
    4. حفظ ملف البيانات كملف . DAT الملف، والتي يمكن فتحها بعد ذلك للتحليل في 3D ناقلات المستندة إلى برنامج تحليل الصور.

7. كمية عدد الخلايا

  1. تحديد حجم خلايا برعم الذوق المسمى في أي حزمة برامج تحليل الصور طالما علامات متميزة لأنواع الخلايا العابرة الراسية على موقف z يمكن وضعها على المستوى النووي.

النتائج

تلطيخ الظهارة اللغوية مع الأجسام المضادة لdsRed والكيراتين-8 (علامة الذوق برعم العام) وصفت كل من براعم الذوق كله وجميع التعصيب طعم برعم في Phox2b-Cre:tdTomato الفئران50،51 (الشكل 3A). أعطى التصوير هذه براعم الذوق من المسام إلى قواعدها أعلى دقة صور الطائرة س...

Discussion

تطوير نهج لجمع وصمة عار باستمرار براعم الذوق كله من ثلاث مناطق طعم تجويف الفم (شكل الفطريات، circumvallate، والحنك) يوفر تحسينات كبيرة لتحليل الخلايا تحويل الذوق، وتتبع الخلايا المدمجة حديثا، التدين، والعلاقات بين هذه الهياكل. وبالإضافة إلى ذلك، فإنه يسهل توطين علامة الخلايا العصبية الثانوية ?...

Disclosures

وليس لدى صاحبي البلاغ ما يكشفان عنه.

Acknowledgements

نشكر كافسكا كوروبارانانتها على مساهماتها في تلطيخ الأنسجة وتصوير براعم الذوق المحيطة ، وجنيفر شو لتلطيخ وتصوير التنجين إلى الحليمة ، وKaytee Horn لرعاية الحيوانات وال جينوتيبينج ، و Liqun Ma لتلطيخ الأنسجة لبراعم الذوق الحنك الرخو. تم دعم هذا المشروع من قبل R21 DC014857 وR01 DC007176 إلى R.F.K و F31 DC017660 إلى L.O.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
2,2,2-TribromoethanolACROS OrganicsAC421430100
2-MethylbutaneACROS126470025
AffiniPure Fab Fragment Donkey Anti-Rabbit IgGJackson ImmunoResearch711-007-00315.5μL/mL
Alexa Fluor® 647 AffiniPure Donkey Anti-Rat IgGJackson Immuno Research712-605-150(1:500)
AutoQuant X3 software Media Cybernetics
Blunt End ForcepsFine Science Tools FST 91100-12
Click-iT™ Plus EdU Cell Proliferation KitMolecular ProbesC10637Follow kit instructions 
CoverglassMarienfeld107242
Cytokeratin-8Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB), (RRID: AB_531826) Troma1 supernatant(1:50, store at 4°C)
Dissection Scissors (coarse)RobozRS-5619
Dissection Scissors (fine)MoriaMC19B
Donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488ThermoFisher ScientificA21206(1:500)
Donkey anti-Rabbit, Alexa Fluor® 555ThermoFisher ScientificA31572(1:500)
DyLight™ 405 AffiniPure Fab Fragment Bovine Anti-Goat IgGJackson Immuno Research805-477-008(1:500)
Fluoromount GSouthern Biotech0100-01
Glass slidesFisher Scientific (Superfrost Plus Miscroscope Slides)12-550-15
Goat anti-Car4R&D Systems AF2414(1:500)
Imaris Bitplane pixel-based image analysis software
Neurolucida 360 + ExplorerMBF Biosciences3D vector based image analysis software
Normal Donkey SerumJackson Immuno Research017-000-121
Normal Rabbit Serum Equitech-Bio, IncSR30
Olympus FV1000(multi-Argon laser with wavelengths 458, 488, 515 and additional HeNe lasers emitting 543 and 633)
ParaformaldehydeEMDPX0055-34% in 0.1M PB
Rabbit anti-dsRedLiving Colors DsRed Polyclonal Antibody; Clontech Clontech Laboratories, Inc. (632496)632496(1:500)
Rabbit anti-PLCβ2 Santa Cruz BiotechnologyCat# sc-206(1:500)
Sodium Phosphate Dibasic AnhydrousFisher ScientificBP332-500
Sodium Phosphate MonobasicFisher ScientificBP330-500
tert-Amyl alcoholAldrich Chemical Company8.06193
Tissue MoldsElectron Microscopy Sciences70180
Tissue-Tek® O.C.T. CompoundSakura4583
Triton X-100BIO-RAD#161-0407
Zenon™ Alexa Fluor™ 555 Rabbit IgG Labeling KitThermoFisher ScientificZ25305Follow kit instructions 

References

  1. Clapp, T. R., Medler, K. F., Damak, S., Margolskee, R. F., Kinnamon, S. C. Mouse taste cells with G protein-coupled taste receptors lack voltage-gated calcium channels and SNAP-25. BMC Biology. 4 (1), 7 (2006).
  2. Clapp, T. R., Yang, R., Stoick, C. L., Kinnamon, S. C., Kinnamon, J. C. Morphologic characterization of rat taste receptor cells that express components of the phospholipase C signaling pathway. The Journal of Comparative Neurology. 468 (3), 311-321 (2004).
  3. Delay, R. J., Roper, S. D., Kinnamon, J. C. Ultrastructure of mouse vallate taste buds: II. Cell types and cell lineage. The Journal of Comparative Neurology. 253 (2), 242-252 (1986).
  4. Finger, T. E. Cell types and lineages in taste buds. Chemical Senses. 30, 54-55 (2005).
  5. Kataoka, S., et al. The candidate sour taste receptor, PKD2L1, is expressed by type III taste cells in the mouse. Chemical Senses. 33 (3), 243-254 (2008).
  6. Murray, R. Fine structure of gustatory cells in rabbit taste buds. Journal of Ultrastructure Research. 27 (5-6), 444 (1969).
  7. Murray, R. G., Murray, A. Fine structure of taste buds of rabbit foliate papillae. Journal of Ultrastructure Research. 19 (3), 327-353 (1967).
  8. Yang, R., Crowley, H. H., Rock, M. E., Kinnamon, J. C. Taste cells with synapses in rat circumvallate papillae display SNAP-25-like immunoreactivity. The Journal of Comparative Neurology. 424 (2), 205-215 (2000).
  9. Yee, C. L., Yang, R., Böttger, B., Finger, T. E., Kinnamon, J. C. "Type III" cells of rat taste buds: Immunohistochemical and ultrastructural studies of neuron-specific enolase, protein gene product 9.5, and serotonin. Journal of Comparative Neurology. 440 (1), 97-108 (2001).
  10. Zhang, Y., et al. Coding of sweet, bitter, and umami tastes. Cell. 112 (3), 293-301 (2003).
  11. Chandrashekar, J., et al. The taste of carbonation. Science. 326 (5951), 443-445 (2009).
  12. Oka, Y., Butnaru, M., Von Buchholtz, L., Ryba, N. J. P., Zuker, C. S. High salt recruits aversive taste pathways. Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).
  13. Stratford, J. M., Larson, E. D., Yang, R., Salcedo, E., Finger, T. E. 5-HT3A-driven green fluorescent protein delineates gustatory fibers innervating sour-responsive taste cells: A labeled line for sour taste. Journal of Comparative Neurology. 525 (10), 2358-2375 (2017).
  14. Baumer-Harrison, C., et al. Optogenetic stimulation of type I GAD65(+) cells in taste buds activates gustatory neurons and drives appetitive licking behavior in sodium-depleted mice. The Journal of Neuroscience. 40 (41), 7795-7810 (2020).
  15. Nomura, K., Nakanishi, M., Ishidate, F., Iwata, K., Taruno, A. All-electrical Ca(2+)-independent signal transduction mediates attractive sodium taste in taste buds. Neuron. 106 (5), 816-829 (2020).
  16. Ohmoto, M., Jyotaki, M., Foskett, J. K., Matsumoto, I. Sodium-taste cells require Skn-1a for generation and share molecular features with sweet, umami, and bitter taste cells. eneuro. 7 (6), (2020).
  17. Roebber, J. K., Roper, S. D., Chaudhari, N. The role of the anion in salt (NaCl) detection by mouse taste buds. The Journal of Neuroscience. 39 (32), 6224-6232 (2019).
  18. Oka, Y., Butnaru, M., von Buchholtz, L., Ryba, N. J., Zuker, C. S. High salt recruits aversive taste pathways. Nature. 494 (7438), 472-475 (2013).
  19. Lewandowski, B. C., Sukumaran, S. K., Margolskee, R. F., Bachmanov, A. A. Amiloride-insensitive salt taste is mediated by two populations of type III taste cells with distinct transduction mechanisms. The Journal of Neuroscience. 36 (6), 1942-1953 (2016).
  20. Beidler, L. M., Smallman, R. L. Renewal of cells within taste buds. The Journal of Cell Biology. 27 (2), 263-272 (1965).
  21. Hamamichi, R., Asano-Miyoshi, M., Emori, Y. Taste bud contains both short-lived and long-lived cell populations. Neuroscience. 141 (4), 2129-2138 (2006).
  22. Yarmolinsky, D. A., Zuker, C. S., Ryba, N. J. P. Common sense about taste: from mammals to insects. Cell. 139 (2), 234-244 (2009).
  23. Spector, A. C., Travers, S. P. The representation of taste quality in the mammalian nervous system. Behavoiral and Cognitive Neuroscience Reviews. 4 (3), 143-191 (2005).
  24. Huang, T., Ohman, L. C., Clements, A. V., Whiddon, Z. D., Krimm, R. F. Variable branching characteristics of peripheral taste neurons indicates differential convergence. bioRxiv. , (2020).
  25. Taruno, A., et al. CALHM1 ion channel mediates purinergic neurotransmission of sweet, bitter and umami tastes. Nature. 495 (7440), 223-226 (2013).
  26. Kinnamon, J. C., Taylor, B. J., Delay, R. J., Roper, S. D. Ultrastructure of mouse vallate taste buds. I. Taste cells and their associated synapses. The Journal of comparative neurology. 235 (1), 48-60 (1985).
  27. Dando, R., et al. A permeability barrier surrounds taste buds in lingual epithelia. American Journal of Physiology. Cell Physiology. 308 (1), 21-32 (2015).
  28. Mistretta, C. M. Permeability of tongue epithelium and its relation to taste. American Journal of Physiology. 220 (5), 1162-1167 (1971).
  29. Michlig, S., Damak, S., Le Coutre, J. Claudin-based permeability barriers in taste buds. The Journal of Comparative Neurology. 502 (6), 1003-1011 (2007).
  30. Kinnamon, S. C., Finger, T. E. Recent advances in taste transduction and signaling. F1000Research. 8, 2117 (2019).
  31. Meng, L., Huang, T., Sun, C., Hill, D. L., Krimm, R. BDNF is required for taste axon regeneration following unilateral chorda tympani nerve section. Experimental Neurology. 293, 27-42 (2017).
  32. Meng, L., Ohman-Gault, L., Ma, L., Krimm, R. F. Taste bud-derived BDNF is required to maintain normal amounts of innervation to adult taste buds. eneuro. 2 (6), (2015).
  33. Tang, T., Rios-Pilier, J., Krimm, R. Taste bud-derived BDNF maintains innervation of a subset of TrkB-expressing gustatory nerve fibers. Molecular and Cellular Neuroscience. 82, 195-203 (2017).
  34. Zhang, G. H., Zhang, H. Y., Deng, S. P., Qin, Y. M. Regional differences in taste bud distribution and -gustducin expression patterns in the mouse fungiform papilla. Chemical Senses. 33 (4), 357-362 (2008).
  35. Huang, T., Ma, L., Krimm, R. F. Postnatal reduction of BDNF regulates the developmental remodeling of taste bud innervation. Developmental Biology. 405 (2), 225-236 (2015).
  36. Nosrat, I. V., Margolskee, R. F., Nosrat, C. A. Targeted taste cell-specific overexpression of brain-derived neurotrophic factor in adult taste buds elevates phosphorylated TrkB protein levels in taste cells, increases taste bud size, and promotes gustatory innervation. Journal of Biological Chemistry. 287 (20), 16791-16800 (2012).
  37. Liebl, D. J., Mbiene, J. -. P., Parada, L. F. NT4/5 mutant mice have deficiency in gustatory papillae and taste bud formation. Developmental Biology. 213 (2), 378-389 (1999).
  38. Kumari, A., Yokota, Y., Li, L., Bradley, R. M., Mistretta, C. M. Species generalization and differences in Hedgehog pathway regulation of fungiform and circumvallate papilla taste function and somatosensation demonstrated with sonidegib. Scientific Reports. 8 (1), (2018).
  39. Venkatesan, N., Boggs, K., Liu, H. X. Taste bud labeling in whole tongue epithelial sheet in adult mice. Tissue Engineering. Part C, Methods. 22 (4), 332-337 (2016).
  40. Meisel, C. T., Pagella, P., Porcheri, C., Mitsiadis, T. A. Three-dimensional imaging and gene expression analysis upon enzymatic isolation of the tongue epithelium. Frontiers in Physiology. 11, 825 (2020).
  41. Schmitz, C., Hof, P. R. Design-based stereology in neuroscience. Neuroscience. 130 (4), 813-831 (2005).
  42. Guagliardo, N. A., Hill, D. L. Fungiform taste bud degeneration in C57BL/6J mice following chorda-lingual nerve transection. The Journal of Comparative Neurology. 504 (2), 206-216 (2007).
  43. Ohtubo, Y., Yoshii, K. Quantitative analysis of taste bud cell numbers in fungiform and soft palate taste buds of mice. Brain Research. 1367, 13-21 (2011).
  44. Ogata, T., Ohtubo, Y. Quantitative analysis of taste bud cell numbers in the circumvallate and foliate taste buds of mice. Chemical Senses. 45 (4), 261-273 (2020).
  45. Tomchik, S. M., Berg, S., Kim, J. W., Chaudhari, N., Roper, S. D. Breadth of tuning and taste coding in mammalian taste buds. Journal of Neuroscience. 27 (40), 10840-10848 (2007).
  46. Finger, T. E. ATP signaling is crucial for communication from taste buds to gustatory nerves. Science. 310 (5753), 1495-1499 (2005).
  47. Lau, J., et al. Temporal control of gene deletion in sensory ganglia using a tamoxifen-inducible Advillin-CreERT2 recombinase mouse. Molecular Pain. 7 (1), 100 (2011).
  48. Hirsch, M. -. R., D'Autréaux, F., Dymecki, S. M., Brunet, J. -. F., Goridis, C. APhox2b::FLPotransgenic mouse line suitable for intersectional genetics. genesis. 51 (7), 506-514 (2013).
  49. Perea-Martinez, I., Nagai, T., Chaudhari, N. Functional cell types in taste buds have distinct longevities. PLoS ONE. 8 (1), 53399 (2013).
  50. Ohman-Gault, L., Huang, T., Krimm, R. The transcription factor Phox2b distinguishes between oral and non-oral sensory neurons in the geniculate ganglion. Journal of Comparative Neurology. 525 (18), 3935-3950 (2017).
  51. Dvoryanchikov, G., et al. Transcriptomes and neurotransmitter profiles of classes of gustatory and somatosensory neurons in the geniculate ganglion. Nature Communications. 8 (1), (2017).
  52. Whitehead, M. C., Ganchrow, J. R., Ganchrow, D., Yao, B. Organization of geniculate and trigeminal ganglion cells innervating single fungiform taste papillae: a study with tetramethylrhodamine dextran amine labeling. Neuroscience. 93 (3), 931-941 (1999).
  53. Suemune, S., et al. Trigeminal nerve endings of lingual mucosa and musculature of the rat. Brain Research. 586 (1), 162-165 (1992).
  54. Rutlin, M., et al. The cellular and molecular basis of direction selectivity of Aδ-LTMRs. Cell. 159 (7), 1640-1651 (2014).
  55. Abraira, V. E., Ginty, D. D. The sensory neurons of touch. Neuron. 79 (4), 618-639 (2013).
  56. Feng, P., Huang, L., Wang, H. Taste bud homeostasis in health, disease, and aging. Chemical Senses. 39 (1), 3-16 (2014).
  57. Cooper, K. W., et al. COVID-19 and the chemical senses: supporting players take center stage. Neuron. 107 (2), 219-233 (2020).
  58. Barlow, L. A. Progress and renewal in gustation: new insights into taste bud development. Development. 142 (21), 3620-3629 (2015).
  59. Roper, S. D. Taste buds as peripheral chemosensory processors. Seminars in Cell & Developmental Biology. 24 (1), 71-79 (2013).
  60. Ma, H., Yang, R., Thomas, S. M., Kinnamon, J. C. BMC. Neuroscience. 8 (1), 5 (2007).
  61. Kinnamon, J. C., Sherman, T. A., Roper, S. D. Ultrastructure of mouse vallate taste buds: III. Patterns of synaptic connectivity. The Journal of Comparative Neurology. 270 (1), 1-10 (1988).
  62. Romanov, R. A., et al. Chemical synapses without synaptic vesicles: Purinergic neurotransmission through a CALHM1 channel-mitochondrial signaling complex. Science Signaling. 11 (529), 1815 (2018).
  63. Dani, A., Huang, B., Bergan, J., Dulac, C., Zhuang, X. Superresolution imaging of chemical synapses in the brain. Neuron. 68 (5), 843-856 (2010).
  64. Vandenbeuch, A., Clapp, T. R., Kinnamon, S. C. Amiloride-sensitive channels in type I fungiform taste cells in mouse. BMC Neuroscience. 9 (1), 1 (2008).
  65. Bartel, D. L., Sullivan, S. L., Lavoie, &. #. 2. 0. 1. ;. G., Sévigny, J., Finger, T. E. Nucleoside triphosphate diphosphohydrolase-2 is the ecto-ATPase of type I cells in taste buds. The Journal of Comparative Neurology. 497 (1), 1-12 (2006).
  66. Wilson, C. E., Vandenbeuch, A., Kinnamon, S. C. Physiological and behavioral responses to optogenetic stimulation of PKD2L1+ type III taste cells. eneuro. 6 (2), (2019).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

168 afferent

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved