JoVE Logo
Authors
Contact Us

Sign In

A subscription to JoVE is required to view this content. Sign in or start your free trial.

In This Article

  • Summary
  • Abstract
  • Introduction
  • Protocol
  • النتائج
  • Discussion
  • Disclosures
  • Acknowledgements
  • Materials
  • References
  • Reprints and Permissions

Summary

تستخدم نماذج مختلفة من انسداد الشريان الدماغي الأوسط (MCAo) في أبحاث السكتة الدماغية التجريبية. هنا ، يتم وصف نموذج السكتة الدماغية التجريبية من MCAo عابرة عبر الشريان السباتي الخارجي (ECA) ، والذي يهدف إلى تقليد السكتة الدماغية البشرية ، والتي تتم إزالة خثرة الأوعية الدماغية بسبب تحلل الجلطة العفوية أو العلاج.

Abstract

السكتة الدماغية هي السبب الثالث الأكثر شيوعا للوفيات والسبب الرئيسي للإعاقة المكتسبة للبالغين في البلدان المتقدمة. حتى الآن، تقتصر الخيارات العلاجية على نسبة صغيرة من مرضى السكتة الدماغية في غضون الساعات الأولى بعد السكتة الدماغية. ويجري التحقيق على نطاق واسع في استراتيجيات علاجية جديدة، ولا سيما لإطالة فترة الوقت العلاجي. وتشمل هذه التحقيقات الحالية دراسة المسارات المرضية الهامة بعد السكتة الدماغية، مثل التهاب ما بعد السكتة الدماغية، وتولد الأوعية، واللدونة العصبية، والتجدد. 10 - على مدى العقد الماضي، تزايد القلق إزاء ضعف إمكانية استنساخ النتائج التجريبية والنتائج العلمية بين أفرقة البحث المستقلة. وللتغلب على ما يسمى "أزمة التكرار"، هناك حاجة ماسة إلى نماذج موحدة مفصلة لجميع الإجراءات. كجهد داخل اتحاد أبحاث "ضربة المناعة" (https://immunostroke.de/) ، يقترح نموذج فأر موحد لانسداد الشريان الدماغي الأوسط العابر (MCAo). يسمح هذا النموذج بالاستعادة الكاملة لتدفق الدم عند إزالة خيوط الدم ، ومحاكاة تحلل الجلطة العلاجية أو العفوية التي تحدث في نسبة كبيرة من السكتات الدماغية البشرية. يتم عرض الإجراء الجراحي لهذا النموذج السكتة الدماغية "خيوط" وأدوات لتحليلها الوظيفي في الفيديو المصاحب.

Introduction

السكتة الدماغية هي واحدة من الأسباب الأكثر شيوعا للوفاة والعجز في جميع أنحاء العالم. على الرغم من أن هناك أساسا شكلين متميزين من السكتة الدماغية, نقص التروية والنزفية, 80-85٪ من جميع حالات السكتة الدماغية هي1الإقفارية . حاليا، يتوفر علاجان فقط للمرضى الذين يعانون من السكتة الدماغية: العلاج الدوائي باستخدام منشط بلازمينوجين الأنسجة المؤتلفة (rtPA) أو استئصال الجلطات الميكانيكية. ومع ذلك ، نظرا لتضييق الإطار الزمني العلاجي ومعايير الاستبعاد المتعددة ، يمكن لعدد مختار فقط من المرضى الاستفادة من خيارات العلاج المحددة هذه. على مدى العقدين الماضيين، ركزت أبحاث السكتة الدماغية قبل السريرية والترجمة على دراسة النهج العصبية. ومع ذلك، فإن جميع المركبات التي وصلت إلى التجارب السريرية أظهرت حتى الآن أي تحسينات للمريض2.

وبما أن النماذج المختبرية لا يمكنها إعادة إنتاج جميع تفاعلات الدماغ والآليات المرضية الفسيولوجية للسكتة الدماغية بدقة، فإن النماذج الحيوانية حاسمة لأبحاث السكتة الدماغية قبل السريرية. ومع ذلك ، فإن محاكاة جميع جوانب السكتة الدماغية البشرية في نموذج حيواني واحد غير ممكن ، حيث أن السكتة الدماغية مرض معقد للغاية وغير متجانس. لهذا السبب، تم تطوير نماذج مختلفة من السكتة الدماغية مع مرور الوقت في أنواع مختلفة. فوتوثيرومبوسيس من الشرايين الدماغية أو انسداد دائم من الشريان الدماغي الأوسط (MCA) هي نماذج شائعة الاستخدام التي تحفز الآفات الصغيرة والمحددة محليا في القشرة الجديدة3،4. وإلى جانب ذلك، فإن نموذج السكتة الدماغية الأكثر استخداما هو على الأرجح ما يسمى "نموذج خيوط"، حيث يتم تحقيق انسداد عابر من MCA. هذا النموذج يتكون من إدخال عابرة خيوط خياطة إلى أصل MCA, مما أدى إلى انخفاض مفاجئ في تدفق الدم الدماغي وانحشاء كبير لاحق من مناطق الدماغ تحت القشرية والقشرية5. على الرغم من أن معظم نماذج السكتة الدماغية تحاكي انسدادات MCA 6، فإن "نموذج خيوط" يسمح بتحديد دقيق للوقت الإقفاري. Reperfusion عن طريق إزالة خيوط يحاكي السيناريو السريري البشري لاستعادة تدفق الدم الدماغي بعد عفوية أو علاجية (rtPA أو استئصال الجلطات الميكانيكية) تحلل الجلطة. وحتى الآن، تم وصف تعديلات مختلفة لهذا "النموذج خيوط". في النهج الأكثر شيوعا، وصفت لأول مرة من قبل Longa وآخرون. في عام 19895، يتم إدخال خيوط مغلفة بالسيليكون عبر الشريان السباتي الشائع (CCA) إلى أصل MCA7. على الرغم من أنه نهج يستخدم على نطاق واسع ، إلا أن هذا النموذج لا يسمح بالاستعادة الكاملة لتدفق الدم أثناء التروية ، حيث يتم ربط CCA بشكل دائم بعد إزالة خيوط.

على مدى العقد الماضي، كان عدد متزايد من مجموعات البحث مهتمة بنمذجة السكتة الدماغية في الفئران باستخدام هذا "نموذج خيوط". ومع ذلك ، فإن التباين الكبير في هذا النموذج وعدم توحيد الإجراءات هي بعض أسباب التباين العالي وضعف استنساخ النتائج التجريبية والنتائج العلمية المبلغ عنها حتى الآن2،8. السبب المحتمل ل "أزمة النسخ المتماثل" الحالية ، في إشارة إلى انخفاض القابلية للاستنساخ بين مختبرات الأبحاث ، هو أحجام احتشاء السكتة الدماغية غير القابلة للمقارنة بين مجموعات البحث باستخدام نفس المنهجية التجريبية9. في الواقع، بعد إجراء أول دراسة تجريبية متعددة المراكز معشاة قبل السريرية10،تمكنا من تأكيد أن عدم وجود توحيد كاف لنموذج السكتة الدماغية التجريبي هذا ومعلمات النتائج اللاحقة كانت الأسباب الرئيسية لفشل الاستنساخ في الدراسات قبل السريرية بين المختبرات المستقلة11 . هذه الاختلافات الجذرية في أحجام العجش الناتجة ، على الرغم من استخدام نفس نموذج السكتة الدماغية ، تشكل بشكل مبرر ليس فقط تهديدا للبحث التأكيدي ، ولكن أيضا للتعاون العلمي بسبب عدم وجود نماذج قوية وقابلة للاستنساخ.

وفي ضوء هذه التحديات، فنحن نهدف إلى وضع ووصف مفصل للإجراءات المتعلقة بنموذج موحد عابر للماكاو على النحو المستخدم في جهود البحث التعاونية داخل اتحاد البحوث "مناعة" (https://immunostroke.de/). يهدف هذا الاتحاد إلى فهم التفاعلات بين الدماغ والمناعة الكامنة وراء المبادئ الميكانيكية لاستعادة السكتة الدماغية. بالإضافة إلى ذلك ، يتم تقديم الأساليب النسيجية والوظيفية ذات الصلة لتحليل نتائج السكتة الدماغية. وتستند جميع الأساليب على إجراءات التشغيل القياسية المعمول بها المستخدمة في جميع مختبرات البحوث التابعة لاتحاد ضربة المناعة.

Protocol

أجريت التجارب التي تم الإبلاغ عنها في هذا الفيديو وفقا للمبادئ التوجيهية الوطنية لاستخدام الحيوانات التجريبية، ووافقت اللجان الحكومية الألمانية على البروتوكولات (ريجيرونغ فون أوبربايرن، ميونيخ، ألمانيا). تم استخدام الفئران الذكور C57Bl/6J البالغ من العمر عشرة أسابيع وإيواؤها تحت درجة حرارة خاضعة للرقابة (22 ± 2 درجة مئوية) ، مع فترة دورة خفيفة داكنة مدتها 12 ساعة والوصول إلى الطعام المكريه وضوء libitum الإعلاني.

1. إعداد المواد والصكوك

  1. قم بتوصيل بطانية الحرارة للحفاظ على درجة حرارة منطقة العملية ودرجة حرارة جسم الماوس أثناء التخدير عند 37 درجة مئوية.
  2. مقص الأوتوكلاف والملقط، وإعداد محلول الإيثانول 70٪ والحفاظ على مرهم العين dexpanthenol المتاحة، عدة قطع من القطن، و5-0 المغلفة مضفر البوليستر خياطة جاهزة للاستخدام. إعداد حقنة 1 مل مع محلول ملحي 0.9٪ (بدون إبرة) للحفاظ على موقع شق الحيوان رطب. إعداد غاز التخدير (100٪ O2 + isoflurane).
  3. إعداد حامل للمسبار دوبلر الليزر عن طريق قطع غيض من طرف أنبوب 10 ميكرولتر (3-5 ملم طول).
    ملاحظة: يتم تعقيم جميع الأدوات باستخدام معقم حبة ساخنة. كما يتم تطهير الأسطح قبل وبعد الجراحة برذاذ مطهر ميكروبي. قبل الجراحة ، يتم تطهير المناطق المحيطة برأس وصدر الفئران برذاذ تطهير الجرح.

2. إعداد دوبلر الليزر

  1. حقن مسكن إلى الماوس 30 دقيقة قبل الجراحة (4 ملغ / كغ كاربروفين و 0,1 ملغ / كغ بوبرينورفين, intraperitoneally).
  2. تخدير الماوس عن طريق وضعه في غرفة التعريفي مع معدل تدفق isoflurane من 4٪ حتى وقف حركة الجسم العفوية وvibrissae.
  3. ضع الماوس في وضع عرضة في منطقة العملية مع أنفه في قناع التخدير. الحفاظ على تركيز ايزوفلوران في 4٪ لمدة دقيقة أخرى، ثم تقليله والاحتفاظ بها في 2٪.
  4. قم بتعيين لوحة التدفئة المرتبطة بالتغذية المرتدة للحفاظ على درجة حرارة جسم الماوس عند 37 درجة مئوية، وأدخل مسبار المستقيم برفق لمراقبة درجة الحرارة طوال العمليات الجراحية.
  5. تطبيق مرهم العين dexpanthenol على كلتا العينين.
  6. تطهير الجلد والشعر المحيط بالعين اليسرى والأذن مع الإيثانول 70٪.
  7. قطع فروة الرأس بين الأذن اليسرى والعين (1 سم طويلة) لفضح عظم الجمجمة.
  8. قطع وتقاعد العضلات الزمنية لتصور MCA تحت الجمجمة.
  9. إصلاح مع الغراء الجزء الخارجي من طرف عقد التحقيق دوبلر الليزر / الألياف على رأس MCA اليسار مع الغراء. ثم، الغراء الجلد لإغلاق الجرح حول حامل الطرف. تطبيق 2-3 قطرات من الغراء تصلب لتسريع العملية. تأكد من أن الليزر الألياف دوبلر ليست لصقها ويمكن إزالتها بسهولة من حامل تلميح في أي وقت.

3. نموذج MCAo عابرة (انسداد)

  1. تحويل الماوس إلى موقف سوبين. وضع خطم في مخروط التخدير وإصلاح الكفوف مع الشريط.
  2. تطهير الجلد والشعر المحيطة الصدر وجعل شق خط الوسط 2 سم طويلة في الرقبة.
  3. استخدام ملقط لسحب الجلد والغدد شبه الفكية وبصرف النظر. استخدم الواجهات للاحتفاظ بالعضلات القصية، وكشف المجال الجراحي والعثور على الشريان السباتي الأيسر الشائع (CCA). تشريح CCA خالية من النسيج الضام والأعصاب المحيطة بها (دون الإضرار العصب المبهم) وإجراء ربط عابرة قبل التشعب.
  4. تشريح الشريان السباتي الخارجي (ECA) وربط عقدة دائمة في الجزء الأكثر وضوحا البعيدة. ضع خياطة أخرى تحت اللجنة الاقتصادية لأفريقيا ، على مقربة من التشعب ، وإعداد عقدة فضفاضة لاستخدامها في وقت لاحق.
  5. تشريح الشريان السباتي الداخلي (ICA) ووضع مقطع الأوعية الدموية الدقيقة على ذلك، 5 مم على التشعب. تأكد من عدم تلف العصب المبهم.
  6. قطع ثقب صغير في اللجنة الاقتصادية لأفريقيا بين ربط ضيق وفضفاضة; كن حذرا من قطع اللجنة الاقتصادية لأفريقيا بأكملها.
  7. أدخل خيوط وتقدم نحو CCA. تشديد الربط فضفاضة في اللجنة الاقتصادية لأفريقيا حول التجويف لتأمين خيوط قريبا في هذا الموقف وتجنب النزيف عند إزالة مقطع الأوعية الدموية الدقيقة.
  8. إزالة مقطع الأوعية الدموية الدقيقة وإدراج خيوط من خلال ICA حتى يتم التوصل إلى أصل MCA عن طريق الكشف عن انخفاض حاد (>80٪) في تدفق الدم الدماغي كما يقاس دوبلر الليزر. إصلاح خيوط في هذا الموقف عن طريق تشديد عقدة حول اللجنة الاقتصادية لأفريقيا.
    ملاحظة: عندما يذهب خيوط نحو الاتجاه المناسب، فإنه يتقدم بسلاسة، وينبغي أن يلاحظ أي مقاومة.
  9. سجل قيم دوبلر بالليزر قبل وبعد إدراج خيوط.
  10. إزالة النازل ونقل العضلات القصية والغدد تحت الفكية قبل خياطة الجرح. إزالة الليزر دوبلر التحقيق، ووضع الحيوان في غرفة الانتعاش في 37 درجة مئوية لمدة 1 ساعة (حتى إزالة خيوط).

4. نموذج MCAo عابرة (Reperfusion)

  1. تخدير الماوس عن طريق وضعه في غرفة التعريفي مع معدل تدفق isoflurane من 4٪ حتى وقف حركة الجسم العفوية وvibrissae.
  2. تطبيق مرهم العين dexpanthenol على كلتا العينين.
  3. ضع الماوس في وضع عرضة في منطقة العملية مع خطمه في قناع التخدير. الحفاظ على تركيز ايزوفلوران في 4٪ لمدة دقيقة أخرى، ثم تقليله والاحتفاظ بها في 2٪. إصلاح الكفوف الحيوان مع الشريط.
  4. أدخل مسبار دوبلر الليزري في حامل المسبار.
  5. إزالة خياطة الجرح، واستخدام ملقط لسحب الجلد والغدد شبه الفكية وبصرف النظر. استخدم الواجهات لسحب عضلات الورم القصي برفق وكشف المجال الجراحي.
  6. تخفيف خياطة ECA التي تشدد خيوط، وسحب بلطف خيوط. تجنب إتلاف طلاء السيليكون المطاطي للخيوط أثناء الإزالة.
  7. ربط بإحكام خياطة اللجنة الاقتصادية لأفريقيا.
  8. تأكيد الزيادة في تدفق الدم الدماغي في جهاز دوبلر الليزر (>80٪ من القيمة الأولية قبل إعادة التروية).
  9. سجل قيم دوبلر الليزر قبل وبعد إزالة خيوط.
  10. فتح الربط عابرة قبل التشعب من CCA.
  11. إزالة النازل، ونقل العضلات القصية والغدد تحت الفكية قبل خياطة الجرح. ضع الحيوان في غرفة الإنعاش عند 37 درجة مئوية لمدة ساعة واحدة للتعافي من التخدير.
  12. بعد الشفاء، أعد الفئران إلى أقفاصها في غرفة يتم التحكم في درجة حرارتها.
  13. رعاية الحيوانات عن طريق إضافة الكريات الغذائية الرطبة وhy hydrogel في أطباق بيتري الصغيرة على أرضية القفص حتى اليوم 3 بعد الجراحة.
  14. حقن مسكن كل 12 ساعة لمدة 3 د بعد الجراحة (4 ملغم / كغ كاربروفين و 0.1 ملغ / كغ بوبرينورفين).

5. عملية الشام

  1. إجراء جميع الإجراءات كما هو موضح أعلاه، بما في ذلك ربط الشرايين وإدخال خيوط (الخطوات 1-3.7).
  2. إزالة خيوط مباشرة بعد الإدراج. ثم ضع الحيوان في غرفة الإنعاش لمدة ساعة واحدة.
  3. ضع الحيوان في منطقة العملية مرة أخرى ، وأزل الربط العابر ل CCA لضمان استعادة تدفق الدم الدماغي الكامل.
  4. خياطة الجرح، ووضع الحيوان في غرفة الانتعاش في 37 درجة مئوية لمدة 1 ساعة للتعافي من التخدير. بعد الشفاء، أعد الفئران إلى أقفاصها في غرفة يتم التحكم في درجة حرارتها.
  5. رعاية الحيوانات عن طريق إضافة الكريات الغذائية الرطبة وhy hydrogel في أطباق بيتري الصغيرة على أرضية القفص حتى اليوم 3 بعد الجراحة.
  6. حقن مسكن كل 12 ساعة لمدة 3 د بعد الجراحة (4 ملغم / كغ كاربروفين و 0.1 ملغ / كغ بوبرينورفين).

6. العصبية

  1. قم بإجراء العصبية دائما في نفس الوقت من اليوم، واستخدم الملابس الجراحية للحفاظ على "رائحة محايدة" بين الجراحين الفرديين.
  2. دع الفئران ترتاح لمدة 30 دقيقة في الغرفة مع قفص "مفتوح" قبل الاختبار.
  3. لاحظ كل بند في الجدول 1 والجدول 2 لمدة 30 s.

7. التشوه داخل القلب

  1. إعداد حقنة 20 مل تحتوي على المالحة العازلة بالفوسفات (PBS) - الهيبارين (2 U / mL) ووضعها 1 متر فوق مقاعد البدلاء لتسهيل التشوه القائم على الجاذبية. (اختياري: إجراء التشوه داخل القلب مع 4٪ بارافورمالديهايد (PFA) باستخدام حقنة 20 مل تحتوي على 4٪ PFA في PBS، pH 7.4).
  2. حقن إينتريبيريتونالي 100 ميكرولتر من الكيتامين والزيلازين (120 و 16 ملغ / كغ وزن الجسم، على التوالي). انتظر 5 دقائق وتأكد من توقف حركة الجسم العفوية وvibrissae.
  3. إصلاح الحيوان في موقف سوبين، وتطهير سطح الجسم البطن مع الإيثانول 70٪.
  4. إجراء شق بطول 3 سم في البطن. قطع الحجاب الحاجز، والأضلاع، وعظم القص لتصور القلب تماما.
  5. إجراء شق صغير في الأذين الأيمن، وإدراج قنية النتوئة في البطين الأيسر.
  6. Perfuse مع 20 مل من برنامج تلفزيوني الهيبارين.
  7. بعد التشوه، وقطع رأس الحيوان وإزالة الدماغ.
  8. تجميد الدماغ على مسحوق الجليد الجاف وتخزينها في -80 درجة مئوية حتى مزيد من الاستخدام.

8. قياس حجم العقائد

  1. للبكاء، استخدم نظام التبريد لقطع الأدمغة إلى أقسام سمكها 20 ميكرومتر كل 400 ميكرومتر. ضع المقاطع على الشرائح، وخزن الشرائح عند -80 درجة مئوية حتى الاستخدام.
  2. كريسيل البنفسجي (CV) تلطيخ
    1. إعداد محلول تلطيخ عن طريق اثارة والتدفئة (60 درجة مئوية) 0.5 غرام من خلات السيرة الذاتية في 500 مل من H2O حتى يتم حل بلورات. بعد تبريد الحل، قم بتخزينه في زجاجة داكنة. إعادة تسخين إلى 60 درجة مئوية وتصفية قبل كل استخدام.
    2. دع الشرائح تجف في درجة حرارة الغرفة لمدة 30 دقيقة. تزج بها في الإيثانول 95٪ لمدة 15 دقيقة، في الإيثانول 70٪ لمدة 1 دقيقة، ثم في الإيثانول 50٪ لمدة دقيقة واحدة.
    3. تزج الشرائح في الماء المقطر لمدة 2 دقيقة. تحديث الماء المقطر ووضع الشرائح في الماء لمدة 1 دقيقة. بعد ذلك، اغمر الشرائح في محلول التلطيخ الذي تم تسخينه مسبقا لمدة 10 دقائق عند 60 درجة مئوية. غسل الشرائح مرتين في الماء المقطر لمدة 1 دقيقة.
    4. تزج الشرائح في الإيثانول 95٪ لمدة 2 دقيقة. وضعها في الإيثانول 100٪ لمدة 5 دقائق. تحديث الإيثانول 100٪ ووضع الشرائح مرة أخرى في الإيثانول لمدة 2 دقيقة. بعد ذلك، قم بتغطية الشرائح باستخدام وسيطة متزايدة.
    5. تحليل (الشكل 4C)
      1. مسح الشرائح وتحليل وحدة التخزين غير المباشرة من قبل أسلوب سوانسون12 لتصحيح الوذمة باستخدام المعادلة التالية:
        (منطقة الإقفارية) = (منطقة الإقفارية)-((نصف الكرة الأرضية ipsilateral)-(نصف الكرة الأرضية))

النتائج

النموذج الموصوف هنا هو تعديل لنموذج السكتة الدماغية "خيوط" شائع الاستخدام ، والذي يتكون من إدخال خيوط مغلفة بالسيليكون من خلال اللجنة الاقتصادية لأفريقيا لمنع أصل MCA(الشكل 1). بعد إزالة خيوط، توقف تدفق الدم فقط في اللجنة الاقتصادية لأفريقيا بشكل دائم، مما يسمح بإعادة صياغة ...

Discussion

يصف هذا البروتوكول نموذجا تجريبيا للسكتة الدماغية يستند إلى اتفاق توافقي بين اتحاد أبحاث ألماني متعدد المراكز ("ImmunoStroke") لإنشاء نموذج موحد عابر ل MCAo. نموذج MCAo عابرة التي أنشئت من خلال إدخال خيوط مغلفة السيليكون من خلال اللجنة الاقتصادية لأفريقيا إلى أصل MCA هي واحدة من نماذج السكتة الدماغية...

Disclosures

ولا توجد مصالح متنافسة بين أصحاب البلاغ للكشف عنها.

Acknowledgements

نشكر جميع شركائنا في التعاون في اتحادات ضربة المناعة (FOR 2879 ، من الخلايا المناعية إلى استرداد السكتة الدماغية) على الاقتراحات والمناقشات. تم تمويل هذا العمل من قبل دويتشه Forschungsgemeinschaft (DFG، مؤسسة البحوث الألمانية) في إطار استراتيجية التميز الألمانية في إطار مجموعة ميونيخ لطب الأعصاب النظم (EXC 2145 SyNergy - الهوية 390857198) وبموجب المنح LI-2534/6-1، LI-2534/7-1 و LL-112/1-1.

Materials

NameCompanyCatalog NumberComments
45° rampH&S Kunststofftechnikheight: 18 cm
5/0 threatPearsalls10C103000
5 mL SyringeBraun
Acetic AcidSigma Life Science695092
Anesthesia system for isofluraneDrager
Bepanthen pomadeBayer
C57Bl/6J miceCharles River000664
ClampFST12500-12
ClipFST18055-04
Clip holderFST18057-14
CotonsNOBA Verbondmitel Danz974116
Cresyl violetSigma Life ScienceC5042-10G
CryostatThermo Scientific CryoStarNX70
Ethanol 70%CLN Chemikalien Laborbedorf521005
Ethanol 96%CLN Chemikalien Laborbedorf522078
Ethanol 99%CLN Chemikalien LaborbedorfETO-5000-99-1
FilamentsDoccol602112PK5Re
Fine 45 angled forcepsFST11251-35
Fine forcepsFST11252-23
Fine ScissorsFST14094-11
GlueOrechselnBSI-112
Hardener GlueDrechseln & MehrBSI-151
Heating blanketFHC DC Temperature Controller
IsofluraneAbbotB506
IsopentaneFluka59070
KetamineInresa Arzneimittel GmbH
Laser DopplerPerimedPF 5010 LDPM, Periflux System 5000
Laser Doppler probePerimed91-00123
Phosphate Buffered Saline pH: 7.4Apotheke Innestadt Uni MunchenP32799
Recovery chamberMediheat
Roti-Histokit mounting mediumRoth6638.1
Saline solutionBraun131321
ScalpelFeather02.001.30.011
Silicon-coated filamentsDoccol602112PK5Re
StereomicropscopeLeicaM80
Superfrost Plus SlidesThermo ScientificJ1800AMNZ
Vannas Spring ScissorsFST15000-00
XylacineAlbrecht

References

  1. Donnan, G. A., Fisher, M., Macleod, M., Davis, S. M. Stroke. Lancet. 371 (9624), 1612-1623 (2008).
  2. O'Collins, V. E., et al. 1,026 experimental treatments in acute stroke. Annals of Neurology. 59 (3), 467-477 (2006).
  3. Tureyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. Infarct volume quantification in mouse focal cerebral ischemia: a comparison of triphenyltetrazolium chloride and cresyl violet staining techniques. Journal of Neuroscience Methods. 139 (2), 203-207 (2004).
  4. Zhang, Z., et al. A new rat model of thrombotic focal cerebral ischemia. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 17 (2), 123-135 (1997).
  5. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  6. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: size, mechanism, and purpose. NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).
  7. Engel, O., Kolodziej, S., Dirnagl, U., Prinz, V. Modeling stroke in mice - middle cerebral artery occlusion with the filament model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (47), e2423 (2011).
  8. Dirnagl, U., et al. A concerted appeal for international cooperation in preclinical stroke research. Stroke. 44 (6), 1754-1760 (2013).
  9. McNutt, M. Journals unite for reproducibility. Science. 346 (6210), 679 (2014).
  10. Llovera, G., et al. Results of a preclinical randomized controlled multicenter trial (pRCT): Anti-CD49d treatment for acute brain ischemia. Science Translational Medicine. 7 (299), (2015).
  11. Llovera, G., Liesz, A. The next step in translational research: lessons learned from the first preclinical randomized controlled trial. Journal of Neurochemistry. 139, 271-279 (2016).
  12. Swanson, G. M., Satariano, E. R., Satariano, W. A., Threatt, B. A. Racial differences in the early detection of breast cancer in metropolitan Detroit, 1978 to 1987. Cancer. 66 (6), 1297-1301 (1990).
  13. Lourbopoulos, A., et al. Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 37 (6), 2084-2097 (2017).
  14. Clark, W. M., Lessov, N. S., Dixon, M. P., Eckenstein, F. Monofilament intraluminal middle cerebral artery occlusion in the mouse. Neurological Research. 19 (6), 641-648 (1997).
  15. Jackman, K., Kunz, A., Iadecola, C. Modeling focal cerebral ischemia in vivo. Methods in Molecular Biology. 793, 195-209 (2011).
  16. Kitano, H., Kirsch, J. R., Hurn, P. D., Murphy, S. J. Inhalational anesthetics as neuroprotectants or chemical preconditioning agents in ischemic brain. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 27 (6), 1108-1128 (2007).
  17. Rousselet, E., Kriz, J., Seidah, N. G. Mouse model of intraluminal MCAO: cerebral infarct evaluation by cresyl violet staining. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (69), e4038 (2012).
  18. Rha, J. H., Saver, J. L. The impact of recanalization on ischemic stroke outcome: a meta-analysis. Stroke. 38 (3), 967-973 (2007).
  19. Liu, J., et al. Transient filament occlusion of the middle cerebral artery in rats: does the reperfusion method matter 24 hours after perfusion. BMC Neuroscience. 13, 154 (2012).
  20. Sommer, C. J. Ischemic stroke: experimental models and reality. Acta Neuropathologica. 133 (2), 245-261 (2017).
  21. Jones, B. J., Roberts, D. J. A rotarod suitable for quantitative measurements of motor incoordination in naive mice. Naunyn-Schmiedebergs Archiv für Experimentelle Pathologie und Pharmakologie. 259 (2), 211 (1968).
  22. Bouet, V., et al. The adhesive removal test: a sensitive method to assess sensorimotor deficits in mice. Nature Protocols. 4 (10), 1560-1564 (2009).
  23. Zhang, L., et al. A test for detecting long-term sensorimotor dysfunction in the mouse after focal cerebral ischemia. Journal of Neuroscience Methods. 117 (2), 207-214 (2002).
  24. Schallert, T., Fleming, S. M., Leasure, J. L., Tillerson, J. L., Bland, S. T. CNS plasticity and assessment of forelimb sensorimotor outcome in unilateral rat models of stroke, cortical ablation, parkinsonism and spinal cord injury. Neuropharmacology. 39 (5), 777-787 (2000).
  25. Roth, S., Yang, J., Cramer, J., Malik, R., Liesz, A. Detection of cytokine-induced sickness behavior after ischemic stroke by an optimized behavioral assessment battery. Brain, Behavior, and Immunity. 91, 668-672 (2021).

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Explore More Articles

171

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacy

Terms of Use

Policies

Contact Us

Recommend to library

JoVE NEWSLETTERS

Research

Education

Authors

Librarians

ABOUT JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved